Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Eksperymentalny model zawału mięśnia sercowego do badania naprawy i przebudowy serca u myszy z nokautem

1.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64143

⸱

14 lipca 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratorio de Patología Cardiovascular Experimental e Hipertensión Arterial, Instituto de Investigaciones Biomédicas, Universidad Católica Argentina-CONICET, 2Servicio de Hemodinamia y Cardiología Intervencionista, Hospital Italiano de Buenos Aires, 3Instituto de Fisiopatologia Cardiovascular, Facultad de Medicina, Universidad de Buenos Aires, 4División Cardiología, Hospital General de Agudos "Dr. Cosme Argerich,", 5Facultad de Veterinaria, Universidad de Buenos Aires

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy eksperymentalny model zawału mięśnia sercowego, procedurę echokardiografii do badania przebudowy i funkcji serca oraz procedury ilościowego oznaczania zwłóknienia i przerostu w sekcjach barwionych na czerwono i rodaminą pikrosiriusa, a także rozmiar zawału i wskaźnik ekspansji w plasterkach barwionych trichromem Massona.

Streszczenie

Choroby sercowo-naczyniowe są najczęstszą przyczyną zgonów w krajach zachodnich, a najbardziej rozpowszechnioną formą jest ostry zawał mięśnia sercowego (MI). W artykule opisano protokół badania roli galektyny 3 (Gal-3) w czasowej ewolucji gojenia i przebudowy serca w eksperymentalnym modelu zwierzęcym zawału serca.

Opisane procedury obejmują eksperymentalny model MI ze stałą ligaturą wieńcową u samców myszy C57BL/6J (kontrola) i Gal-3 z nokautem (KO), procedurę echokardiografii do badania przebudowy serca i funkcji skurczowej in vivo, histologiczną ocenę śródmiąższowego zwłóknienia mięśnia sercowego z sekcjami zabarwionymi na czerwono picrosiriusem i sprzężonymi z rodaminą lektynami do badania przerostu miocytów przez pole przekroju (MCSA), oraz ilościowe oznaczanie wielkości zawału i przebudowy serca (przerzedzenie blizny, grubość przegrody i wskaźnik ekspansji) za pomocą planimetrii w plastrach barwionych trichromem Massona i chlorkiem trifenylotetrazolu. Gal-3 Myszy KO z zawałem mięśnia sercowego wykazywały zakłóconą przebudowę serca oraz wzrost współczynnika przerzedzania blizny i wskaźnika ekspansji. Na początku zawału mięśnia sercowego czynność mięśnia sercowego i przebudowa serca były również poważnie zaburzone. Po 4 tygodniach od zawału mięśnia sercowego zaburzona została również naturalna ewolucja zwłóknienia u myszy z zawałem Gal-3 KO.

Podsumowując, eksperymentalny model MI jest odpowiednim modelem do badania czasowej ewolucji naprawy i przebudowy serca u myszy z genetyczną delecją Gal-3 i innych modeli zwierzęcych. Brak Gal-3 wpływa na dynamikę naprawy serca i zaburza ewolucję przebudowy i funkcji serca po zawale mięśnia sercowego.

Wprowadzenie

Zawał mięśnia sercowego (MI) jest najbardziej rozpowszechnioną formą choroby sercowo-naczyniowej. Po zawale mięśnia sercowego dochodzi do seryjnych zmian morfologicznych i funkcjonalnych, w tym gojenia się strefy zawału mięśnia sercowego, przebudowy komór (VR) i dysfunkcji mięśnia sercowego1. Gojenie się mięśnia sercowego jest dynamicznym i dobrze zorganizowanym procesem związanym z głębokim naciekiem zapalnym, który kończy się powstaniem blizny zwłóknieniowej2,3. Eksperymentalny model zawału mięśnia sercowego u myszy jest obecnie używany do badania przebudowy serca w warunkach patologicznych4,5, a znajomość precyzyjnego protokołu chirurgicznego jest niezbędna do opracowania powtarzalnej i skutecznej procedury indukcji trwałej ligatury wieńcowej. Metoda ta jest potrzebna do zbadania gojenia się zawału mięśnia sercowego i jego znaczenia w czasowej ewolucji przebudowy lewej komory (LVR) i dysfunkcji serca związanej z zawałem mięśnia sercowego.

Galektyny to grupa lektyn, które rozpoznają specyficzne węglowodany w wewnątrzkomórkowych ligandach, receptorach błonowych i zewnątrzkomórkowych glikoproteinach. Galektyna 3 (Gal-3) jest członkiem tej rodziny, która działa poprzez rozpoznawanie i sieciowanie N- i O-glikanów w glikokoniugatach na powierzchni komórki i jest szeroko wyrażana w układzie odpornościowym6. Wcześniejsze badania dotyczyły roli Gal-3 jako regulatora stanu zapalnego i zwłóknienia w chorobach sercowo-naczyniowych7,8,9,10,11,12. Ponieważ celowanie w czynniki regulacyjne stanu zapalnego podczas gojenia jest bardzo istotne, ponieważ stan zapalny może w szczególności wpływać na ewolucję przebudowy, naszym celem było opisanie protokołu badania czasowej ewolucji przebudowy komorowej po zawale mięśnia sercowego oraz kroków i metod określania, w jaki sposób mutacja genetyczna Gal-3 modyfikuje czasową ewolucję gojenia w MI i wpływa na przebudowę i funkcję serca u myszy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Wszystkie eksperymenty opisane w tym protokole zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Badań Uniwersytetu w Buenos Aires (CICUAL), zgodnie z Komitetem Narodowej Rady ds. Badań Naukowych (USA) ds. Aktualizacji Przewodnika dla Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych13. Do eksperymentów użyto samców, dopasowanych wiekowo myszy C57BL/6J i Gal-3 KO (8-10 tygodni) o wadze 30-35 g, co pozwala na lepszą manipulację przed operacją. Zapewnij zwierzętom dostęp do wody i pożywienia ad libitum. Myszy Gal-3 KO zostały wyhodowane na tle C57BL / 6J w tych samych obiektach zasobów biologicznych, co myszy kontrolne C57BL / 6J.

1. Obszar operacyjny i narzędzia

  1. Przed rozpoczęciem operacji należy sprawdzić, czy respirator jest podłączony do źródła zasilania i działa prawidłowo. Upewnij się, że jest wystarczająca ilość roztworu znieczulającego. Przygotuj roztwór w dniu zabiegu, obliczając liczbę zwierząt, które mają być wykorzystane.
  2. Upewnij się, że wszystkie narzędzia chirurgiczne są wysterylizowane, w tym nożyczki ze stali nierdzewnej, mikronożyczki, uchwyty na igły do dużych i małych igieł, retraktory, bardzo ostre, zakrzywione kleszcze, ząbkowane kleszcze i kleszczyki do tkanek. Oczyść obszar roboczy 70% etanolem.
  3. Upewnij się, że dostępne są małe waciki, hyzopy i gaza do natychmiastowego kauteryzacji potencjalnego krwotoku.
  4. Zachowaj gotowe, pokryte silikonem, plecione jedwabne szwy od 10-0 do 7-0 do podwiązania lewej zstępującej tętnicy wieńcowej (LDA), nylonowy szew do zamykania klatki piersiowej i lnianą nić do zamykania skóry.

2. Znieczulenie i intubacja

  1. Zważ myszy, aby określić dawkę znieczulenia.
  2. Podgrzej poduszkę grzewczą otoczoną styropianową podstawą do 40 °C.
  3. Znieczulenie myszy należy podać domięśniowo 0,1 ml/10 g masy ciała roztworu zawierającego ketaminę (65 mg/kg), ksylazynę (13 mg/kg) i acepromazynę (1,5 mg/kg).
  4. Po znieczuleniu myszy i przed rozpoczęciem zabiegu chirurgicznego należy sprawdzić głębokość znieczulenia, wywołując lekko bolesny bodziec, np. poprzez uciskanie stóp palcami. Jeśli zwierzę zareaguje na bodziec, dostosuj głębokość znieczulenia.
  5. Umieść mysz w odleżynie grzbietowej i przyklej jej nogi do podstawy roboczej nad poduszką grzewczą, umieszczając ją pod lornetkowym mikroskopem stereoskopowym. Przedłuż szyję za pomocą nici przytrzymującej zęby szczęki przymocowane do podstawy roboczej.
  6. Następnie, w przypadku części intubacyjnej, należy odsłonić pierścienie tchawicy przez minimalne nacięcie na szyi i przeprowadzić przez nie za pomocą cewnika dożylnego o sile 20 G podłączonego do respiratora gryzoni (objętość oddechowa: 250 ml / udar) z częstotliwością oddychania 34-38 cykli/min, jak opisano wcześniej14.
  7. Umieść zwierzę w odleżynie bocznej, aby wykonać torakotomię lewą boczną w czwartej lub piątej przestrzeni międzyżebrowej. Wykonaj nacięcie w skórze zwierzęcia; Obserwuj mięśnie poniżej i rozłóż je ostrożnie, aby oddzielić je od ściany klatki piersiowej, aby wyraźnie zobaczyć przestrzeń międzyżebrową. W tym momencie upewnij się, że zwierzę jest prawidłowo podłączone do respiratora; Następnie otwórz przestrzeń międzyżebrową, robiąc otwór za pomocą wyjątkowo ostrych kleszczy.
    UWAGA: LDA powinien być rozpoznawalny wzdłuż wolnej ściany lewej komory (LV) w przestrzeniach międzyżebrowych wymienionych powyżej.
  8. Wykonaj perikardiektomię i zidentyfikuj LDA, kontrastując tętnice wieńcowe z żyłami wieńcowymi i rozgałęzieniem LDA poniżej lewej małżowiny usznej. Następnie wykonaj ligaturę LDA za pomocą 8-0 jedwabna nić ~2 mm od krawędzi małżowiny usznej. Na koniec zamknij klatkę piersiową warstwami za pomocą jedwabnej nici 6-0 - zamknij żebra, upewniając się, że w środku nie ma odmy opłucnowej (zrób to ostrożnie, zmuszając płuca do rozszerzania się za pomocą respiratora) i zbliż się do mięśni lub zszyj je przed zamknięciem skóry.
  9. Po zamknięciu skóry powoli odłącz mysz od respiratora w brzusznym odleżynie i wyjmij rurkę dotchawiczą, gdy częstotliwość oddechów powróci. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie po znieczuleniu w cichym otoczeniu i, najlepiej, w stabilnej temperaturze pokojowej 27 °C.
  10. Poczekaj, aż zwierzęta dojdą do siebie po znieczuleniu, zaczną poruszać kończynami i przywrócona zostanie normalna częstotliwość oddychania. Następnie trzymaj je w indywidualnych klatkach do końca protokołu.
  11. Tę samą procedurę należy przeprowadzić na zwierzętach kontrolnych lub pozorowanych, ale bez podwiązania LDA.

3. Projekt badania

  1. W celu przetestowania czasowej ewolucji gojenia i przebudowy komór po zawale mięśnia sercowego, losowo podziel myszy na następujące grupy:
    1. Aby zbadać wczesną fazę przebudowy komór po 1 tygodniu ewolucji MI, przypisz myszy do następujących grup: 1) C57 Sham (1 tydzień); 2) Gal-3 KO Sham (1 tydzień); 3) C57 MI (1 tydzień); 4) Gal-3 KO MI (1 tydzień).
    2. Aby zbadać późną fazę przebudowy komór w 4 tygodniu zawału mięśnia sercowego, przypisz myszy do następujących grup: 5) C57 Sham (4 tygodnie); 6) Gal-3 KO Sham (4 tygodnie); 7) C57 MI (4 tygodnie); 8) Gal-3 KO MI (4 tygodnie).

4. Echokardiografia

UWAGA: W przypadku echokardiogram myszy, przetworniki liniowe powyżej 10 MHz muszą być używane do prawidłowej wizualizacji średnic ścianek i rozmiarów wnęk. Zabieg ten można wykonać w znieczuleniu z avertyną dootrzewnową (IP) w dawce 1,15 ml/kg lub u zwierząt przytomnych. Jednak to ostatnie może prowadzić do mylących wyników u myszy z MI z powodu stresu i niepokoju spowodowanego manipulacją.

  1. Aby znieczulić mysz, podnieś ją, przytrzymaj plecami w kierunku dłoni i odwróć, aby dotrzeć do powierzchni brzucha. W tej pozycji wstrzyknąć znieczulenie IP pod kątem 45° między zwierzęciem a igłą podskórną.
  2. Gdy mysz zostanie znieczulona, ogol jej klatkę piersiową i umieść mysz na rozgrzanej poduszce grzewczej w grzbietowej pozycji odleżynowa. Aby uzyskać przymostkowe widoki długiej i krótkiej osi, przesuń przetwornik o 90°. Po uzyskaniu prawidłowego widoku osi umieść kursor na poziomie mięśnia brodawkowatego, naciśnij trybu M 2-D, aby przechwycić obrazy i użyj oprogramowania do analizy obrazu, aby zmierzyć następujące parametry:
    1. Zmierz wymiary lewej komory, w tym grubość ścianki (LVWT), obszary lewej komory zarówno skurczu (S), jak i rozkurczu (D) oraz obszar rozkurczowy lewej komory (LVDA) i obszar skurczowy lewej komory (LVSA) w co najmniej trzech uderzeniach.
    2. Ponadto oblicz czynność komory na podstawie frakcji wyrzutowej (EF, %), frakcji skracającej (SF, %) i masy serca (załóżmy nieskorygowany sześcian) za pomocą równania (1), równania (2) i równania (3), jak opisano wcześniej15.
      SF (%) = ([LVEDD - LVESD]/LVEDD) × 100 (1)
      EF (%) = ([LVDA - LVSA]/LVDA) × 100 (2)
      Masa LV = 1.055 × ([IVST + LVEDD + PWT]3− [LVEDD]3) (3)
      Gdzie LVEDD to średnica końcowa rozkurczowa lewej komory, LVESD to średnica końcowa skurczowa lewej komory, IVST to grubość wewnątrzkomorowa, a PWT to grubość ściany tylnej.

5. Ocena histologiczna

  1. Podczas sekcji zwłok należy pobrać serce zwierzęcia, otwierając klatkę piersiową z boku na bok i przecinając wszystkie otaczające go struktury. Oczyść skrzep krwi znajdujący się w jamach, delikatnie uciskając bibułą.
  2. Zbierz i zważ serce na precyzyjnej wadze laboratoryjnej. Zanurz go w 10% formaldehydzie na co najmniej 72 godziny w temperaturze pokojowej. Serce pokrój ręcznie od wierzchołka do podstawy w poprzeczne plastry o grubości 1 mm za pomocą ostrza i przetrzyj plastry, zanurzając je w parafinie. Wykonuj seryjne cięcia na odcinkach zatopionych w parafinie o grubości 5 μm za pomocą mikrotomu.
  3. Umieść każdą sekcję między szkiełkami i wybarwij je hematoksyliną i eozyną (H&E), trichromem Massona, sprzężonymi rodaminą sekcjami lektyny lub Picrosirius red15,16.
    1. Używając odpowiedniego fotomikroskopu, wykonuj zdigitalizowane obrazy z powiększeniem 400x w celu morfometrii, zwłóknienia i kwantyfikacji MCSA. Sprawdź, czy mikroskop jest podłączony do aparatu cyfrowego i podłączony do komputera z oprogramowaniem do analizy obrazu. Dla każdej analizy morfometrycznej upewnij się, że obrazy znajdują się w tych samych obszarach, z co najmniej 10 polami o dużej mocy 400x na sekcję (przegroda, strefa zawału i strefa zdalna) i bez nakładania się pól.
      1. Aby zmierzyć MCSA, należy pamiętać o położeniu miocytów serca i liczyć tylko te miocyty, które są przekrojone poprzecznie i otoczone co najmniej trzema pobliskimi naczyniami włosowatymi.
      2. W wycinkach zabarwionych na czerwono Picrosirius zidentyfikuj obszary blizny i przegrody oraz zobrazuj kolagen śródmiąższowy w obu strefach. Prześlij obrazy do oprogramowania analitycznego i otwórz zakładkę próg, aby podświetlić wszystkie dodatnie i ujemne obszary kolagenu Aby uzyskać dane, naciśnij kartę pomiaru i zapisz wyniki. Aby obliczyć procentową zawartość kolagenu w regionie, użyj równania (4) i dodaj strefy dodatnie kolagenu i podziel je przez całkowitą tkankę, w tym obszary dodatnie kolagenu, jak opisano w innym miejscu15,16.
        Kolagen (%) = czerwony obszar Picrosirius/Całkowita powierzchnia tkanki (4)
      3. Określ ilościowo MCSA na podstawie zdigitalizowanych obrazów uzyskanych z odcinków lektyny barwionych rodaminą w próbkach zatopionych w parafinie. Aby uzyskać prawidłowy obraz, użyj oprogramowania do analizy obrazu, aby prześledzić czerwone kontury miocytów otaczających błony komórkowe. Wybierz kartę obszaru, obrysuj kontury i naciśnij funkcję karty miary. Na koniec zapisz wyniki z obszarów komórek16.

6. Ilościowe określenie wielkości zawału i planimetrii w celu oceny przebudowy serca

  1. Zmierz rozmiar zawału mięśnia sercowego, grubość ścianki oraz długość obwodów wsierdzia i nasierdzia za pomocą planimetrii na podstawie obrazów histologicznych wybarwionych trichromem skrawków Massona uzyskanych za pomocą mikroskopu świetlnego (4x) i odpowiedniego oprogramowania.
    1. W celu ilościowego określenia wielkości zawału należy określić strefę zawału (kolor niebieski) i strefę odległą (kolor czerwony). Prześledź i zmierz całkowitą długość strefy zawału i strefy odległej po stronie wsierdzia i nasierdzia. Oblicz średnią śladów wsierdzia i nasierdzia jako procent całkowitego obwodu lewej komory 17.
    2. Podobnie, zmierz grubość blizny (średnia z pięciu równoodległych pomiarów) i grubość przegrody (średnia z trzech równoodległych pomiarów) w środkowej części serca i użyj tych pomiarów do określenia stosunku grubości blizny (równanie [5]) i wskaźnika ekspansji (równanie [6]18).
      UWAGA: Wszystkie wartości można zapisać w arkuszu kalkulacyjnym.
      Stosunek grubości blizny = Grubość blizny/Grubość przegrody (5)
      Wskaźnik ekspansji = (powierzchnia jamy niskiego napięcia/całkowita powierzchnia lewej komory) × (grubość przegrody/grubość blizny) (6)
      UWAGA: Ponieważ przebudowa może zmodyfikować ekspansję, powodując niedoszacowanie lub przeszacowanie rozmiaru zawału, może być potrzebne trochę czasu na przeprowadzenie eksperymentu pilotażowego w celu zmierzenia rozmiaru zawału po 24 godzinach, a następnie eutanazji. W takim przypadku należy znieczulić zwierzę tym samym roztworem znieczulającym IP, który jest używany do zabiegu zawału mięśnia sercowego.
  2. Umieść zwierzę w odleżynie grzbietowej i zaintubuj je zgodnie z wcześniejszym opisem. Gdy zwierzę zostanie znieczulone, wykonaj głębokie nacięcie po przekątnej, które sięga skóry, mięśni i kości żebrowych od apofizy mieczykowatej do zagłębienia pachowego.
  3. Odizoluj łuk aorty, zrób mały otwór w aorcie wstępującej i wprowadź cewnik, aby przetworzyć serce błękitem Evana. Następnie ręcznie usuń poplamione serce ze zwierzęcia i odetnij je od wierzchołka do podstawy ostrym ostrzem. Umieść plastry serca w 1% chlorku trifenylotetrazolu (TTC) w izotonicznym buforze fosforanowym (pH 7,4) i inkubuj w temperaturze 37 °C przez 30 minut 4, aby potwierdzić, że zwierzęta są porównywalne pod względem wielkości zawału.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przeżywalność po MI i nekropsja
W ciągu 4 tygodni obserwacji odnotowano śmierć 17% (4/23) myszy C57 w porównaniu do 40% (8/20) myszy Gal-3 KO. Przeprowadzono nekropsję; martwe myszy Gal-3 KO wykazywały większe serca niż myszy C57 (Rysunek 1), a u 38% myszy C57 w porównaniu z 32% myszy Gal-3 KO stwierdzono makroskopowe skrzepy w klatce piersiowej bezpośrednio powiązane z pęknięciem serca. To ostatnie wykazało, że przyczyna śmierci nie była związ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Eksperymentalny model zawału serca za pomocą stałej ligatury tętnic wieńcowych służy do badania szerokiej gamy patofizjologicznych mechanizmów naprawy i przebudowy serca 5,14,17. Niniejszy artykuł podsumowuje różne metody stosowane obecnie w tym laboratorium do badania czasowej ewolucji naprawy serca i jej wpływu na przebudowę komór po zawale mięśnia sercowego14,17. Do t...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Autorzy dziękują za pomoc techniczną Any Chiaro. Prace te były wspierane przez granty Argentyńskiej Agencji Promocji Nauki i Technologii (PICT 2014-2320, 2019-02987 i PICT 2018-03267 dla VM) oraz Uniwersytetu w Buenos Aires (UBACyT 2018-382 20020170100619BA do GEG).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szew jedwabny 8-0 Myszy Ethicon
C57BL/6J ZakładZasobów Biologicznych Wydziału Weterynarii Uniwersytetu w Buenos Aires, Argentyna
Kleszcze
Respirator Hardvard 386Firma Hardvard Poduszka
grzewczautrzymuje temperaturę zwierzęcia podczas operacji
Image Pro-Plus 6.0Media CybernetykaOprogramowanie do analizy obrazu
Ketamina Holiday
Masson TrichromeBIOPUR
Picrosirius czerwonyRetraktory
  Wentylator dla gryzoni model 683  Harvard ApparatusWentylator mechaniczny
Nożyczki 
Lupa stereoskopowaArcano
Vivid 7 (General Electric Medical Systems, Horten, Norwegia)General ElectricZ tym protokołem można korzystać z dowolnego oprogramowania śledzącego
Nr WGA. RL-1022, Laboratoria wektorowe, BurlingameLaboratoria
KsylazynaPro-Ser
BIOPURwektorowe

Bibliografia

  1. Opie, L. H., Commerford, P. J., Gersh, B. J., Pfeffer, M. A. Controversies in ventricular remodelling. Lancet. 367 (9507), 356-367 (2006).
  2. Frangogiannis, N. G. The inflammatory response in myocardial injury, repair, and remodelling. Nature Reviews Cardiology. 11 (5), 255-265 (2014).
  3. Clarke, S. A., Richardson, W. J., Holmes, J. W. Modifying the mechanics of healing infarcts: Is better the enemy of good. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 93, 115-124 (2016).
  4. Cassaglia, P., et al. Genetic deletion of galectin-3 alters the temporal evolution of macrophage infiltration and healing affecting the cardiac remodeling and function after myocardial infarction in mice. American Journal of Pathology. 190 (9), 1789-1800 (2020).
  5. Seropian, I. M., et al. Galectin-1 controls cardiac inflammation and ventricular remodeling during acute myocardial infarction. American Journal of Pathology. 182 (1), 29-40 (2013).
  6. Yang, R. Y., Rabinovich, G. A., Liu, F. T. Galectins: Structure, function and therapeutic potential. Expert Reviews in Molecular Medicine. 10, (2008).
  7. Liu, Y. H., et al. N-acetyl-seryl-aspartyl-lysyl-proline prevents cardiac remodeling and dysfunction induced by galectin-3, a mammalian adhesion/growth-regulatory lectin. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 296 (2), H404-H412 (2009).
  8. Ibarrola, J., et al. Myocardial injury after ischemia/reperfusion is attenuated by pharmacological galectin-3 inhibition. Scientific Reports. 9, 9607(2019).
  9. de Boer, R. A., et al. Predictive value of plasma galectin-3 levels in heart failure with reduced and preserved ejection fraction. Annals of Medicine. 43 (1), 60-68 (2011).
  10. Li, S., Li, S., Hao, X., Zhang, Y., Deng, W. Perindopril and a galectin-3 inhibitor improve ischemic heart failure in rabbits by reducing Gal-3 expression and myocardial fibrosis. Frontiers in Physiology. 10, 267(2019).
  11. Mo, D., et al. Cardioprotective effects of galectin-3 inhibition against ischemia/reperfusion injury. European Journal of Pharmacology. 863, 172701(2019).
  12. Suthahar, N., et al. Galectin-3 activation and inhibition in heart failure and cardiovascular disease: An update. Theranostics. 8 (3), 593-609 (2018).
  13. US Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. National Academies Press. , National Research Council. Washington, DC. (2011).
  14. González, G. E., et al. Galectin-3 is essential for early wound healing and ventricular remodeling after myocardial infarction in mice. International Journal of Cardiology. 176 (3), 1423-1425 (2014).
  15. González, G. E., et al. Cardiac-deleterious role of galectin-3 in chronic angiotensin II-induced hypertension. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 311 (5), H1287-H1296 (2016).
  16. González, G. E., et al. Effect of early versus late AT-1 receptor blockade with losartan on postmyocardial infarction ventricular remodeling in rabbits. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 297 (1), H375-H386 (2009).
  17. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: A model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. 94 (94), (2014).
  18. Dai, W., Wold, L. E., Dow, J. S., Kloner, R. A. Thickening of the infarcted wall by collagen injection improves left ventricular function in rats: A novel approach to preserve cardiac function after myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 46 (4), 714-719 (2005).
  19. Jones, S. P., et al. The NHLBI-sponsored Consortium for preclinicAl assESsment of cARdioprotective therapies (CAESAR): A new paradigm for rigorous, accurate, and reproducible evaluation of putative infarct-sparing interventions in mice, rabbits, and pigs. Circulation Research. 116 (4), 572-586 (2015).
  20. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1, 71-83 (2011).
  21. Yang, X. P., et al. Echocardiographic assessment of cardiac function in conscious and anesthetized mice. American Journal of Physiology. 277 (5), H1967-H1974 (1999).
  22. Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., Castro Brás, de, E, L., Scherrer-Crosbie, M. Guidelines for measuring cardiac physiology in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), H733-H752 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przebudowa sercagalektyna 3podwi zanie t tnicy wie cowejprocedura echokardiograficznaw knienie mi nia sercowegowielko zawa uocena histologiczna
Film wkrótce dostępny
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.