Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pobieranie i długotrwałe utrzymywanie mrówek tnących liście (atta) w warunkach laboratoryjnych

5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64154

⸱

30 sierpnia 2022

 ,  ,  , 
1Institute of Biosciences, Department of General and Applied Biology, Laboratory of Leaf-cutting Ants, São Paulo State University, 2Institute of Psychology, Laboratory Walter Hugo Cunha, São Paulo University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisany jest protokół skutecznego zbierania i utrzymywania zdrowych kolonii mrówek Atta (Hymenoptera: Formicidae) w warunkach laboratoryjnych. Dodatkowo szczegółowo opisano różne typy i konfiguracje gniazd wraz z możliwymi procedurami eksperymentalnymi.

Streszczenie

Mrówki są jedną z najbardziej zróżnicowanych biologicznie grup zwierząt na planecie i zamieszkują różne środowiska. Utrzymanie kolonii mrówek w kontrolowanym środowisku umożliwia wzbogacenie ich biologii, co może przyczynić się do badań stosowanych. Praktyka ta jest zwykle stosowana w badaniach kontroli populacji gatunków, które powodują straty ekonomiczne, takich jak mrówki Atta. Aby wyhodować swojego mutualistycznego grzyba, te mrówki tnące liście zbierają liście i w tym celu są uważane za szkodniki rolnicze szeroko rozpowszechnione na całym kontynencie amerykańskim. Są wysoce zorganizowane społecznie i zamieszkują rozbudowane podziemne gniazda składające się z różnych komór. Ich utrzymanie w kontrolowanym środowisku zależy od codziennej rutyny kilku procedur i częstej pielęgnacji, które są opisane tutaj. Rozpoczyna się od zebrania królowych w okresie rozrodczym (tj. lotu godowego), które są następnie indywidualnie przenoszone do plastikowych pojemników. Ze względu na wysoką śmiertelność królowych, drugi zbiór można przeprowadzić około 6 miesięcy po locie godowym, kiedy to początkowe gniazda z rozwiniętym zwojem grzybów są wykopywane, ręcznie zbierane i umieszczane w plastikowych pojemnikach. W laboratorium liście są codziennie dostarczane do założonych kolonii, a odpady wyprodukowane przez mrówki są usuwane co tydzień wraz z pozostałym suchym materiałem roślinnym. W miarę wzrostu ogrodu grzybowego kolonie są przenoszone do różnych typów pojemników zgodnie z celem eksperymentalnym. Kolonie mrówek tnących liście są umieszczane w połączonych ze sobą pojemnikach, reprezentujących system organizacyjny z funkcjonalnymi komorami zbudowanymi przez te owady w naturze. Ta konfiguracja jest idealna do monitorowania takich czynników, jak ilość odpadów, stan ogrodu grzybów oraz zachowanie robotnic i królowej. Za największą zaletę utrzymywania kolonii mrówek w kontrolowanych warunkach uważa się ułatwione gromadzenie danych i bardziej szczegółowe obserwacje.

Wprowadzenie

Mrówki stanowią zróżnicowaną grupę osobników, które wywierają wpływ na większość środowisk naziemnych1. Działają jako wydajne rozpraszacze2,3,4, predators5 and ecosystem engineers6,7,8,9,10, podkreślając ich znaczenie i sukces ekologiczny w ekosystemach naturalnych. Wszystkie gatunki mrówek są klasyfikowane jako owady eusocjalne; Jednak ich organizacja społeczna różni się znacznie między różnymi grupami gatunkowymi, tj. systemy podziału pracy, grupy funkcjonalne, komunikacja między osobnikami, organizacja paszy, fundacja kolonii i proces rozmnażania11. Jako wysoce zróżnicowana grupa uciekają się do kilku zasobów pokarmowych i wyspecjalizowanych zachowań żywieniowych. W rzeczywistości rolnictwo było nie tylko ogromnym krokiem naprzód dla cywilizacji ludzkiej, ale także dla gatunków mrówek. Około 55 do 65 lat temu12, mrówki attine zaczęły hodować grzyby i włączać je do niemal wyłącznej diety. Stały się tak wyspecjalizowane, że rozwinęły ścisłe, zależne i obowiązkowe interakcje klasyfikowane jako symbioza, w której jeden osobnik nie przeżywa bez drugiego.

Niższe mrówki hodujące grzyby zbierają i przetwarzają martwą materię organiczną, taką jak fragmenty gnijących liści, aby wyhodować swój mutualistyczny grzyb; podczas gdy mrówki o wyższym wzroście grzybów zbierają świeży materiał roślinny, tworząc jeden z najbardziej udanych symbiotycznych systemów naturalnych13. Ta wysoce wyspecjalizowana technika rolnicza pozwoliła im zająć nową niszę. Mrówki o wyższej attynie obejmują mrówki ścinające liście, monofiletyczną grupę, która wzbudza między 19 Ma (15-24 Ma) a 18 Ma (14-22 Ma)14,15,16 składająca się z czterech prawidłowych rodzajów: Atta Fabricius, Acromyrmex Mayr, Amoimyrmex Cristiano i Pseudoatta Gallardo. System rolnictwa polegający na obcinaniu liści, wykonywany przez mrówki ścinające liście, wyewoluował z pochodnych systemów rolniczych17. Większość z tych gatunków wykorzystuje wyłącznie mutualistyczny gatunek grzyba Leucoagaricus gongylophorus Singer18 (zwany również Leucocoprinus gongylophorus Heim19), co oznacza znaczące przejście ewolucyjne11. Odmiany grzybów są przenoszone pionowo, z pierwotnych gniazd na potomstwo, co sugeruje, że są rozmnażane klonalnie20.

Co ciekawe, społeczeństwa Atta rozwinęły złożoną strukturę organizacyjną o ogromnym znaczeniu w swoim środowisku i dużym zainteresowaniu myrmekologów. Ich populacja może składać się z milionów osobników, z których większość to bezpłodne robotnice, które wykazują uwydatniony polimorfizm, tj. wyraźny rozmiar i morfologię anatomiczną. Populacja jest podzielona na kasty w zależności od wieku, stanu fizjologicznego, typu morfologicznego, zachowań i wyspecjalizowanych działań w kolonii21. Pracownicy mogą być rozróżniani na ogrodników i pielęgniarki, generalistów w gnieździe, zbieraczy i kopaczy oraz obrońców lub żołnierzy21. Organizacja ta pozwala na wykonywanie zadań we współpracy i samoorganizującym się systemie, który może wytwarzać wysoce ustrukturyzowane zachowania zbiorowe, pozwalając im skutecznie reagować na zakłócenia środowiskowe22.

Rolę odnowy populacji odgrywa pojedyncza królowa (tj. monogyniczna), tak długo jak żyje, stanowiąc stałą kastę reprodukcyjną22. Wiadomo, że królowe Atta żyją ponad 20 lat, składając jaja przez całe życie23. Ponieważ królowa jest niezastąpiona, jej wytrzymałość ma kluczowe znaczenie dla przetrwania kolonii13,20,23,24. Jednak tysiące skrzydlatych reprodukcyjnych samic i samców można znaleźć w gnieździe w sezonach lęgowych, ale żadna nie pozostaje w pierwotnym gnieździe, tworząc tymczasową kastę22. W koloniach Atta sexdens produkuje się prawie 3 000 reprodukcyjnych samic i 14 000 reprodukcyjnych samców25. Występuje, gdy kolonia osiąga dojrzałość płciową, około 38 miesięcy od jej wdrożenia, i od tego czasu jest powtarzana corocznie, aż do jej wygaśnięcia23,25. Nowe kolonie Atta powstają poprzez haplometrozę, w której jedna królowa rozpoczyna nowe gniazdo.

Gdy warunki środowiskowe są sprzyjające, reproduktorzy opuszczają podziemne gniazdo, aby rozpocząć lot godowy. Okres jego występowania różni się w zależności od regionu, rozciągając się przez cały rok na całym terytorium Brazylii w zależności od gatunku. Wydaje się jednak, że wydarzenie to poprzedzają opady deszczu i wilgotność na wysokości26, co może być związane z ułatwieniem wykopów ze względu na wilgotność gleby22. Często na 1-5 tygodni przed lotem godowym wejścia do gniazd i kanały są poszerzane, aby ułatwić osobnikom rozrodczym odlot. Przed opuszczeniem swoich macierzystych kolonii skrzydlate samice zbierają i przechowują w jamie podpoliczkowej część mutualistycznego grzyba20,27. Wiele kopulacji jest wykonywanych w trakcie lotu i oblicza się, że jedna królowa może być zapłodniona przez trzy do ośmiu samców (tj. poliandria) u niektórych gatunków28, zapewniając zmienność genetyczną29. Następnie królowe udają się do gleby, preferując miejsca, w których nie ma lub jest mało roślinności25, gdzie usuwają skrzydła i kopią swoją pierwszą komorę lęgową. Jest to jedyny okres, w którym królowe można zobaczyć poza gniazdem. Chociaż osobniki z tymczasowej kasty były widziane w sztucznych gniazdach, nie wiadomo, czy jakakolwiek udana kopulacja (tj. lot godowy) została przeprowadzona w warunkach laboratoryjnych24.

Początkowa budowa gniazda odpowiada najważniejszemu okresowi kolonii, który może trwać od 6 h do 8 h23,25. W tym momencie królowa zamyka się w początkowej komnacie, a w ciągu kilku dni rozpoczyna się składanie jaj. Pierwsze jaja są karmione do grzybni, którą królowa zwraca przez królową, co oznacza początek ogrodu grzybowego kolonii. Pierwsze larwy pojawiają się po około 25 dniach22, a prawie pod koniec pierwszego miesiąca kolonia składa się z maty rozmnażającego się grzyba, w której zagnieżdżone są niedojrzałe (jaja, larwy i poczwarki) oraz królowej, która wychowuje swoje pierwsze potomstwo w izolacji23. Jaja są również źródłem pożywienia pierwszych larw i są często spożywane przez królową13. Dodatkowo królowa utrzymuje się dzięki rezerwom ciała tłuszczowego i katabolizującym mięśniom skrzydeł, które nie są już używane13. Początkowa kultura grzyba nie jest spożywana, ponieważ przetrwanie kolonii zależy od jej rozwoju, a w tym okresie królowa zapładnia ją płynem kałowym13. Kilka dni po wynurzeniu się pierwsze robotnice otwierają wejście do gniazda i rozpoczynają żerowanie w bezpośrednim sąsiedztwie gniazda13. Zawierają one materiał zebrany jako podłoże ogrodu grzybów, który obecnie służy jako pokarm dla robotników13,22. Przed dodaniem do kultury grzybów, materiał roślinny przynoszony przez robotnice jest krojony na drobne kawałki i zwilżany płynem kałowym13. Mrówki manipulują inokulum grzyba, aby zwiększyć i kontrolować jego wzrost, co posłuży do podziału dużych komór wykopanych w glebie, specjalizujących się w kondycjonowaniu ogrodu13,22,25.

Około 6 miesięcy po locie godowym, gniazda A. sexdens zawierają komorę grzybów i kilka kanałów. Wielka specjalizacja w budowie gniazd mrówek wycinających liście działa jako mechanizm obronny przed naturalnymi wrogami i niekorzystnymi czynnikami środowiskowymi22. Wiadomo, że mrówki ścinające liście rozdrabniają ogród grzybów i przenoszą go do komór o dużej wilgotności, gdy komory zaczynają wysychać13. Tak więc, pomimo tego, że wykopanie gniazda wiąże się ze znacznymi kosztami energii, zainwestowana energia jest odwracana na korzyść samej kolonii22. Z kilkoma wyjątkami, gatunki Atta tworzą również wyspecjalizowane komory na odpady kolonii, wykonane głównie z zubożonego substratu grzyba i ciał martwych mrówek, izolując je od reszty gniazda i ustanawiając ważną strategię odporności społecznej30. Ponadto wyraźna grupa pracowników bezpośrednio manipuluje odpadami, aby uniknąć zanieczyszczenia innych osób. Robotnice nieustannie żerują, aby pielęgnować grzyba, który jest głównym zasobem odżywczym kolonii. Mogą jednak żywić się sokiem roślinnym również podczas cięcia fragmentów. Materiał roślinny jest starannie wybierany do pielęgnacji ogrodu grzybowego i zależy od wielu czynników, takich jak cechy liści i właściwości ekosystemu13.

Strategia żerowania mrówek tnących liście w celu uzyskania świeżego materiału jest bardzo złożona, a w połączeniu z wysokim zapotrzebowaniem na zbiory w założonych koloniach, powoduje znaczne straty ekonomiczne dla producentów rolnych i zagraża obszarom odtworzenia lasów22,31. Dlatego mrówki te można sklasyfikować jako szkodniki w większości obszarów, w których można je spotkać, od południowych Stanów Zjednoczonych po północno-wschodnią Argentynę11,13,22,32. Wymieranie problematycznych kolonii jest trudne ze względu na szereg adaptacji nieodłącznie związanych z biologią tych owadów (tj. organizacja społeczna, żerowanie, uprawa grzybów, higiena i złożone struktury gniazdowe)33. W związku z tym strategie kontroli populacji różnią się od tych powszechnie stosowanych wobec innych szkodników owadzich i głównie uciekają się do atrakcyjnych ofert zanieczyszczonych przynęt33,34. Ponieważ jednak mrówki te mogą odrzucać substancje szkodliwe zarówno dla grzybów, jak i osobników z kolonii, a także zagrażać polom uprawnym33, nowe naturalne związki i alternatywy kontroli są stale testowane33,35,36. Ponieważ wyniki eksperymentów trudno monitorować na koloniach testowanych w terenie, wstępne eseje są przeprowadzane w kontrolowanym środowisku.

Zatem protokoły eksperymentalne muszą być dostosowane do grup interesów, biorąc pod uwagę niejednorodny styl życia mrówek, wspierając badania na poziomie gatunku i uwzględniając kolonie jako jednostki operacyjne, gdzie jedna mrówka jest elementem złożonego superorganizmu11. Zebrane do tej pory doniesienia dotyczące rodzaju Atta umożliwiły skuteczne zbieranie i utrzymywanie kolonii w warunkach laboratoryjnych oraz uznanie ich podstawowych potrzeb i ogólnego funkcjonowania. W oparciu o ich naturalne procesy, takie jak rozmnażanie, zakładanie kolonii i zachowania żywieniowe, opracowano rutynę praktyk, która pozwala na długoterminowe zakładanie kolonii w różnych typach gniazd. W tym miejscu opisano protokół proceduralny mający na celu utrzymanie mrówek ścinających liście w laboratorium i podkreślono możliwe ogólne badania z odrębnymi celami eksperymentalnymi i zasięgiem naukowym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Pozyskiwanie królowych

  1. Wyszukaj w literaturze okres sezonu rozrodczego Atta w interesującym regionie. Występowanie sezonu rozrodczego, częstotliwość oraz pora dnia lotów godowych różnią się w zależności od regionalnych warunków klimatycznych (Tabela 1). Choć zazwyczaj odbywają się one wiosną, informacje te należy zebrać dla konkretnej lokalizacji, w której planowane jest zbieranie owadów37,38,39,40,41,42,43,44,45,46.
  2. Zidentyfikuj i zaznacz lokalizacje gniazd Atta uznane za potencjalne obszary zbierania królowych i młodych kolonii. Podczas lotów godowych królowe rozpraszają się wokół lokalizacji gniazd; w związku z tym obszary z większą liczbą kolonii dają większe szanse na znalezienie miejsc lądowania królowych, w których rozpoczynają one kopanie nowych gniazd.
  3. Sprawdzaj wcześniej wybrane obszary pod kątem oznak lotu godowego w trakcie sezonu rozrodczego mrówek z rodzaju Atta. Monitoruj warunki środowiskowe w dniach lotów godowych, takie jak wysoka temperatura i opady deszczu.
  4. Zidentyfikuj gniazda mrówek tnących na wcześniej wybranych obszarach i szukaj zewnętrznych cech wskazujących na nadchodzące wyloty skrzydlatych osobników rozrodczych. Cechy gniazda obejmują poszerzone wejścia do tuneli (Rycina 1), zwiększony ruch robotnic wykazujących bardziej agresywne zachowanie wobec potencjalnych drapieżników oraz pojawianie się skrzydlatych osobników rozrodczych przy wejściach do tuneli (Rycina 1). Zwróć uwagę na dni o wysokiej wilgotności następujące po opadach deszczu, ponieważ zazwyczaj poprzedzają one loty godowe.
  5. Przygotuj plastikowe pojemniki z pokrywkami i dolną warstwą gipsu do indywidualnego przetrzymywania królowych. Upewnij się, że objętość pojemnika wynosi około 200 mL, a warstwa gipsu na dnie ma około 1 cm wysokości i jest wysoce chłonna w celu kontroli wilgotności.
    UWAGA: Aby przygotować podstawę gipsową, postępuj zgodnie z instrukcjami producenta.
  6. Przygotuj środowisko o stałej temperaturze 23 ± 1 °C i względnej wilgotności około 70% ± 10%. Wybierz miejsce bez intensywnej aktywności i dużego przepływu ludzi, aby uniknąć wibracji i zakłóceń. Używaj środków czyszczących o neutralnym zapachu, aby zapobiec jakimkolwiek zakłóceniom w zachowaniu mrówek.
    UWAGA: Wahania określonych warunków środowiskowych mogą spowodować kondensację wody lub utratę wilgoci i uszkodzić ogród grzybowy.
  7. Po locie godowym zbierz bezskrzydłe królowe, które rozpoczęły kopanie gniazda, i ostrożnie umieść je indywidualnie w plastikowych pojemnikach z warstwą gipsu. Unikaj dotykania królowych gołymi rękami; używaj rękawiczek lateksowych lub pęsety entomologicznej.
    UWAGA: Usunięcie skrzydeł i zachowanie polegające na kopaniu w glebie wskazują na samice rozrodcze, które już się kopulowały, a zatem są zdolne do założenia nowej kolonii. Zbieranie królowych jest traktowane jako pierwszy etap poboru w niniejszej pracy.
  8. Przenieś pojemniki z królowymi do wcześniej wybranej lokalizacji o kontrolowanym środowisku. Transport królowych przeprowadź z najwyższą ostrożnością, unikając nadmiernych zakłóceń i zachowując maksymalną stałość temperatury.
  9. Przez około 3 dni po zbiorze nie manipuluj królowymi ani ich nie przenoś, aby uniknąć stresu.

Mrówki gromadzące się w pobliżu wejścia do gniazda w glebie. Badanie zachowania owadów, obserwacja środowiskowa.
Rycina 1. Poszerzone wejście do gniazda z uskrzydlonymi osobnikami rozrodczymi i robotnicami mrówek. Poszerzone wejścia do tuneli są jedną z cech gniazd wskazujących na występowanie lotów godowych Atta.  Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

2. Utrzymywanie królowych

  1. Początkowo, co 2 dni dodawaj 2,5 mL wody do warstwy gipsu w naczyniu za pomocą strzykawki z igłą.
    1. Zamiast otwierać naczynie, ostrożnie przebij pokrywkę pojemnika igłą, aby uniknąć zakłóceń spowodowanych manipulacją. W tym okresie można używać tego samego otworu. Upewnij się, że dodana woda nie namacza nadmiernie warstwy gipsu. Unikaj bezpośredniego podlewania królowej, początkowej gąbki grzybowej oraz osobników niedojrzałych. Nawadniaj warstwę gipsu tak długo, jak ogród grzybowy wydaje się suchy i pozbawiony wody.
  2. Dwa tygodnie po zbiorach sprawdź, czy królowe zwróciły grzyba. Jeśli grzyba nie ma, przenieś około 2 g grzyba pozyskanego z ugruntowanej kolonii. Wykonaj ten krok również w przypadku, gdy grzyb się nie rozwija.
    UWAGA: W celu przeniesienia grzyba należy zebrać zdrową grzybnię z ugruntowanej kolonii i usunąć wszystkie mrówki, które mogą się na niej znajdować. Do manipulacji przy grzybie używaj łyżki stołowej, pęsety entomologicznej i rękawiczek lateksowych.
  3. Po pojawieniu się pierwszych robotnic zacznij regularnie oferować fragmenty młodych i cienkich liści, dostosowując częstotliwość do aktywności cięcia kolonii. Upewnij się, że oferowane liście są zdrowe, a rośliny nie były traktowane insektycydami ani innymi substancjami chemicznymi. Na wczesnych etapach dopilnuj, aby fragmenty liści nie przekraczały 4 cm.
    UWAGA: Materiał roślinny należy oferować po pojawieniu się pierwszych robotnic, gdy rozpoczną one żerowanie na liściach. Częstotliwość podawania zależy od sprawności, z jaką robotnice włączają materiał roślinny do grzyba, ale może wynosić od 2 do 3 dni w tygodniu. Można również oferować płatki owsiane i kukurydziane, jednak należy je stosować naprzemiennie z liśćmi, aby uniknąć wysychania grzyba.
  4. Podczas oferowania nowych liści usuń odpady kolonii oraz zasuszone fragmenty liści. Podczas manipulacji z królowymi unikaj używania perfum, balsamów, kremów lub jakichkolwiek substancji o silnym zapachu. Dodatkowo, podczas wszystkich procesów używaj rękawiczek lateksowych.
  5. Śledź rozwój kolonii i gdy ogród grzybowy zajmie co najmniej połowę objętości pojemnika, przenieś kolonię do sztucznego gniazda trwałe.
    UWAGA: Ponieważ tempo rozwoju jest indywidualne dla każdej kolonii, nie istnieje szacowany czas przeniesienia kolonii. Zazwyczaj kolonie z pierwszego zbioru przenosi się do gniazd z komorą ogrodu grzybowego o maksymalnej objętości 1L, ze względu na niewielki rozmiar ogrodu grzybowego.

3. Pobieranie młodych kolonii

  1. Należy przygotować plastikowe pojemniki o objętości około 500 ml.
  2. Około 6 miesięcy po locie godowym należy zidentyfikować charakterystyczne kopce w kształcie wieży z ziarnistymi cząsteczkami gleby (Rycina 1) początkowego Atta gniazda (Rycina 2) w lokalizacjach, w których wcześniej zaznaczono występowanie mrówek tnących liście.
    UWAGA: Szacuje się, że sześć miesięcy po locie godowym gniazda młodych kolonii sięgają do 1 m głębokości w glebie. W tym okresie zaleca się przeprowadzenie nowego zbioru, aby zwiększyć szanse na uzyskanie większej liczby trwałych i udanych kolonii.
  3. Za pomocą motyki ogrodniczej dokonaj wykopu wlotu do gniazda, aż do osiągnięcia komory z młodą kolonią. Zbierz królową, ogród grzybowy, osobniki niedojrzałe oraz młode robotnice i umieść je w plastikowym pojemniku. Proces zbierania przeprowadź jak najdelikatniej.
    UWAGA: Naturalnie zostanie zebrana również znaczna ilość gleby, którą należy stopniowo usuwać podczas przyszłych procedur konserwacyjnych w laboratorium.
  4. Przenieś plastikowe pojemniki z pokrywkami zawierające kolonie do wyznaczonego środowiska kontrolowanego. Transport młodych kolonii należy przeprowadzić z najwyższą ostrożnością, unikając nadmiernych zakłóceń i zachowując maksymalną stałość temperatury. Przez około 3 dni należy powstrzymać się od manipulowania koloniami lub ich przemieszczania, aby uniknąć stresu. Jeśli w pomieszczeniu odbywa się regularna aktywność, kolonie można przykryć ciemnym materiałem.

Kopiec mrowiska na ściółce leśnej, otoczony liśćmi, prezentujący siedlisko i zachowanie owadów.
Rycina 2. Wieżowaty kopiec ziemny. Charakterystyczny kopiec w kształcie wieży wskazuje na obecność początkowych kolonii Atta sexdens oraz Atta laevigata. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

4. Prowadzenie młodych kolonii

  1. Podawać cienkie, młode liście 3 razy w tygodniu.
    1. Należy upewnić się, że oferowane liście są zdrowe, a rośliny nie były traktowane insektycydami ani innymi substancjami chemicznymi. Na tym etapie należy zadbać o to, aby fragmenty liści miały co najmniej 7 cm długości.
      UWAGA: Można podawać również płatki owsiane i kukurydziane, jednak należy je stosować naprzemiennie z liśćmi, aby zapobiec wysychaniu grzyba.
    2. Częstotliwość podawania zależy od sprawności, z jaką robotnice włączają materiał roślinny do grzyba. Przy intensywnej aktywności cięcia należy zwiększyć częstotliwość podawania do dwóch razy dziennie trzy razy w tygodniu lub 5 dni w tygodniu.
  2. Podczas podawania nowych liści należy usunąć odpady kolonii, w tym pozostałości gleby, za pomocą łyżki. Podczas wszystkich procesów należy używać rękawiczek lateksowych. Podczas manipulowania młodymi koloniami należy unikać stosowania perfum, balsamów, kremów lub jakichkolwiek substancji o silnym zapachu.
    UWAGA: Robotnice same oddzielą glebę i odpady od grzyba.
  3. Należy monitorować rozwój kolonii i w momencie, gdy ogród grzybowy wypełni co najmniej połowę objętości pojemnika, przenieść kolonię do sztucznego gniazda trwałego.
    UWAGA: Ponieważ tempo rozwoju jest indywidualne dla każdej kolonii, nie istnieje szacowany czas przeniesienia kolonii.

Schemat konstrukcji gniazda mrówek; pionowe, poziome, arena; komory na odpady, grzybnię i żerowanie.
Rysunek 3: Typy sztucznych gniazd dla kolonii Atta sexdens i Atta laevigata . Ilustracja trwałych sztucznych gniazd mrówek tnących liście: zamknięta konfiguracja gniazda pionowego, zamknięta konfiguracja gniazda poziomego oraz otwarta konfiguracja gniazda w formie areny. Aby wyświetlić większą wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

5. Trwałe gniazda sztuczne

  1. Przygotować zestaw zamkniętego gniazda pionowego zgodnie z opisem poniżej (Rysunek 3 oraz Rysunek 4).
    UWAGA: Konfiguracje zamkniętych gniazd powinny zawsze składać się z oddzielnych pojemników pełniących funkcję odpowiednio (1) komory ogrodu grzybowego, (2) komory odpadów i (3) komory żerowania. Początkowo zestaw powinien składać się z trzech pojemników, jednak można dodać więcej naczyń, aby powiększyć ogród grzybowy. Rozmiar i materiał gniazd mogą się różnić w zależności od celu eksperymentalnego, choć w niniejszym opisie zaleca się stosowanie materiałów przezroczystych. Pojemniki muszą być pozbawione otworów, w przeciwnym razie mrówki uciekną. Typ gniazda opisany poniżej może być stosowany w ogólnych badaniach, jednak nie jest on zalecany do aktywnego zbierania mrówek ze względu na zakłócenia powodowane podczas zdejmowania pokrywy, co prowadzi do silnego pobudzenia osobników. Niemniej jednak, dzięki przezroczystości materiału, możliwe jest zlokalizowanie królowej i poszczególnych kast mrówek nawet wtedy, gdy ogród grzybowy wypełni cały pojemnik. Zgodnie z obserwowaną tendencją, przyjmuje się, że formy niedojrzałe znajdują się w centrum ogrodu grzybowego, gdy zajmuje on większość dostępnej przestrzeni w pojemnikach pionowych.
    1. Wybrać przezroczysty pojemnik z pokrywką o pojemności około 1 L i dodać 1 cm warstwę wysoce chłonnej bazy gipsowej. Będzie to komora ogrodu grzybowego. Wybrać dwa przezroczyste pojemniki z pokrywką o pojemności około 500 mL każdy, które będą służyć jako komory odpadów i żerowania. Mrówki same wybiorą funkcję każdej z komór; należy następnie dopilnować, aby nie zostały one zamienione.
      UWAGA: Aby przygotować bazę gipsową, należy postępować zgodnie z instrukcjami producenta.
    2. Perforować i połączyć trzy pojemniki za pomocą przezroczystej rurki lub węża. W razie potrzeby zastosować taśmę maskującą na krawędziach rurek, aby zapewnić szczelne połączenie z pojemnikami i zapobiec ucieczce mrówek. Pojemnik z bazą gipsową umieścić w środku, a pozostałe pojemniki po przeciwnych stronach.
    3. Ostrożnie przenieść gąbkę grzybni wybranych kolonii (patrz krok 2.5 i krok 4.3) wraz z królową, robotnicami i formami niedojrzałymi do pojemnika z bazą gipsową. Przed przeniesieniem należy upewnić się, że baza gipsowa jest nawilżona. Stosować rękawiczki lateksowe.
  2. Przygotować zestaw zamkniętego gniazda poziomego zgodnie z opisem poniżej (Rysunek 3 oraz Rysunek 4).
    UWAGA: Gniazda w konfiguracji poziomej umożliwiają bliską obserwację ogrodu grzybowego i aktywności robotnic w jego obrębie. Ponieważ młodsze części ogrodu grzybowego znajdują się na górze, można obserwować, jak robotnice włączają niedawno dostarczone substraty. Nowe fragmenty grzyba można rozpoznać po kolorze, który będzie zbliżony do koloru ostatnio podanego zasobu, podczas gdy starsze części zazwyczaj mają kolor beżowy. Potomstwo i królowa również mogą być łatwo zlokalizowane, ponieważ w pojemnikach poziomych znajdują się one zazwyczaj na górze ogrodu grzybowego, nawet gdy zajmuje on większość przestrzeni. Tę konfigurację można stosować w badaniach ukierunkowanych na behawior, w próbkowaniu ogniskowym oraz w celach popularyzacji nauki, ponieważ daje ona wgląd w organizację wnętrza gniazda.
    1. Przygotować przezroczysty pojemnik z pokrywką o wymiarach około 31 cm x 21 cm x 4,5 cm i dodać 1 cm warstwę wysoce chłonnej bazy gipsowej. Będzie to komora ogrodu grzybowego. Wybrać dwa przezroczyste pojemniki z pokrywką o pojemności około 500 mL każdy, które będą służyć jako komory odpadów i żerowania. Mrówki same wybiorą funkcję każdej z komór; należy następnie dopilnować, aby nie zostały one zamienione.
      UWAGA: Aby przygotować bazę gipsową, należy postępować zgodnie z instrukcjami producenta. W razie potrzeby zabezpieczyć niewielką szczelinę między pokrywą a pojemnikiem taśmą maskującą, aby zapobiec ucieczce mrówek.
    2. Perforować i połączyć pojemniki za pomocą przezroczystej rurki lub węża. W razie potrzeby zastosować taśmę maskującą na krawędziach rurek, aby zapewnić szczelne połączenie z pojemnikami i zapobiec ucieczce mrówek. Pojemnik z bazą gipsową umieścić w środku, a pozostałe pojemniki po przeciwnych stronach.
    3. Ostrożnie przenieść gąbkę grzybni wybranych kolonii (patrz krok 2.5 i krok 4.3) wraz z królową, robotnicami i formami niedojrzałymi do pojemnika z bazą gipsową. Przed przeniesieniem należy upewnić się, że baza gipsowa jest nawilżona. Stosować rękawiczki lateksowe.
  3. Przygotować zestaw gniazda w otwartej arenie zgodnie z opisem poniżej (Rysunek 3 oraz Rysunek 5).
    UWAGA: Gniazda w otwartej arenie umożliwiają zbieranie mrówek bez dużych zakłóceń oraz analizę zachowań żerowania. Mogą one również stanowić wiarygodną reprezentację kolonii występującej w naturze w celach popularyzacji nauki.
    1. Wybrać przezroczysty pojemnik z pokrywką o pojemności około 1 L i dodać 1 cm warstwę wysoce chłonnej bazy gipsowej. Będzie to komora ogrodu grzybowego.
      UWAGA: Zaleca się rozpoczęcie od pojemników 1 L i stopniowe przechodzenie na pojemniki o większych objętościach w celu uzyskania większego ogrodu grzybowego. Pojemniki nie powinny jednak przekraczać objętości 5 L. Dodać tyle pojemników, ile jest konieczne.
    2. Wybrać otwartą arenę. Rozmiar areny może się różnić w zależności od celów badania. W przypadku wyboru dużej areny, umieścić pojemniki z ogrodem grzybowym w jej wnętrzu (Rysunek 5). W przypadku małej areny, połączyć ją z pojemnikiem ogrodu grzybowego za pomocą przezroczystego węża lub rurki (Rysunek 3). Arena będzie służyć jako komora żerowania i odpadów, dlatego należy upewnić się, że nie jest zbyt mała.
    3. Nanieść jedną warstwę płynnego politetrafluoroetylenu jednym ruchem na krawędź areny, aby zatrzymać mrówki. Użyć waty nasączonej płynem oraz rękawiczki nitrylowej.
      OSTROŻNIE: Unikać wdychania i kontaktu z skórą podczas stosowania płynnego politetrafluoroetylenu.
    4. Ostrożnie przenieść gąbkę grzybni wybranych kolonii (patrz krok 2.5 i krok 4.3) wraz z królową, robotnicami i formami niedojrzałymi do pojemnika z bazą gipsową. Przed przeniesieniem należy upewnić się, że baza gipsowa jest nawilżona. Stosować rękawiczki lateksowe.

Eksperyment z farmą mrówek; połączone pojemniki; badanie zachowania owadów; ekologia; układ obserwacyjny.
Rycina 4: Sztuczne zamknięte gniazda mrówek tnących Atta sexdens i Atta laevigata. Układ zamkniętego gniazda pionowego widok z góry (A) i z boku (B); układ zamkniętego gniazda poziomego widok z góry (C) i z boku (D). Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Układ hodowli owadów, sprzęt eksperymentalny z oznakowanymi pojemnikami do badań ekologicznych.
Rycina 5: Sztuczne gniazdo w otwartej arenie mrówek tnących liście Atta sexdens i Atta laevigata. Układ gniazda w otwartej arenie dla Atta sexdens w widoku z góry (A) i z boku (B). 1) Komory ogrodu grzybowego; 2) Odpady; 3) Plasterki pomarańczy; 4) Szkło z warstwą politetrafluoroetylenu (PTFE). Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

6. Utrzymywanie rozwiniętych kolonii

  1. Codziennie dostarczaj co najmniej jeden duży liść do komory żerowania dla każdej kolonii posiadającej 1 L ogrodu grzybowego. Jeśli aktywność cięcia mrówek jest intensywna, zwiększ liczbę liści. W przypadku przesuszenia grzyba, wstępnie nawilż liście, aby zapewnić dodatkową wilgotność. W gniazdach zamkniętych (cloistered) dostarczanie liści wykonuj szybko, aby zapobiec ucieczce mrówek z komory żerowania.
    UWAGA: W tym przypadku liście zbiera się z gatunków roślin takich jak morwa (Morus nigra), mango (Mangifera indica), eukaliptus (Eucalyptus sp.), jambolan (Syzygium cumini), hibiskus (Hibiscus sp.), akalifa (Acalypha wilkesiana) oraz ligustr (Ligustrum lucidum).
    1. W celu urozmaicenia i uzupełnienia diety oferuj owoce, takie jak pomarańcze i jabłka, oraz płatki owsiane i kukurydziane. Dużym koloniom o intensywnej aktywności żerowania dostarczaj płatki owsiane i kukurydziane codziennie, a owoce raz w tygodniu. W przeciwnym razie oferuj płatki naprzemiennie z liśćmi, lecz nie częściej niż trzy razy w tygodniu, a owoce raz lub dwa razy w miesiącu. Dostosuj ilość i częstotliwość podawania każdego rodzaju pokarmu do aktywności żerowania mrówek.
    2. Jeśli opisane powyżej opcje są niedostępne, zidentyfikuj preferencje żerowania mrówek wśród liści, kwiatów i owoców regionalnych drzew i krzewów, a nawet komercyjnie dostępnych warzyw, zbóż i innych płatków. Unikaj podawania zasobów zawierających obronne związki chemiczne i pestycydy.
  2. Co 2 tygodnie usuwaj całą zawartość komory odpadów ze wszystkich kolonii. W celu kontroli populacji usuwaj również robotnice. Jeśli robotnice przeniosą zdrowego grzyba do komory odpadów, upewnij się, że nie znajduje się w niej królowa, a następnie usuń grzyba. Jeśli ilość usuwanych odpadów jest duża lub panuje zbyt wysoka wilgotność, usuwaj je raz w tygodniu.
  3. Przy każdym dostarczaniu nowych materiałów usuwaj z komory żerowania wszystko, czego mrówki nie wykorzystały, i dbaj o to, aby była ona zawsze czysta.
    1. Jeśli robotnice przeniosą zdrowego grzyba do komory żerowania, zakłóć go, pozostaw otwartą pokrywę pojemnika i nałóż neutralny puder talkowy na powierzchnię krawędzi komory. Wykonuj tę procedurę tylko wtedy, gdy w komorze grzybowej jest jeszcze wolne miejsce; w ten sposób robotnice przeniosą grzyba z powrotem do pojemnika bez jego utraty oraz bez utraty osobników niedojrzałych.
  4. Jeśli pożądany jest większy ogród grzybowy, dodaj kolejny pojemnik z gipsem i przenieś do niego część gąbki grzybowej. Dodawaj liście do komory grzybowej, dopóki grzyb nie wypełni połowy pojemnika. Wzrost ogrodu grzybowego powinien następować stopniowo, aby nie naruszyć równowagi kolonii. Jeśli potrzebny jest większy pojemnik, upewnij się, że grzyb zajmuje całą przestrzeń najmniejszych pojemników przed jego przeniesieniem. Odpady kolonii i suche liście nie powinny gromadzić się w komorze ogrodu grzybowego.
  5. Sprawdzaj gipsową podstawę w pojemnikach, ponieważ z czasem może ona nabrać ciemnobrązowego koloru i stać się nieskuteczna z powodu wydzielin mrówek, transportu odpadów i wysokiego stężenia wilgoci. Ponadto niektóre kolonie mogą przeciąć warstwę gipsu i ją usunąć. W takich przypadkach przenieś ogród grzybowy do nowego pojemnika z gipsem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Schemat blokowy przedstawiający proces zbierania mrówek pokazano na Rysunku 6. Poniżej przedstawiono niektóre wyniki uzyskane z zastosowaniem opisanego powyżej protokołu zbierania, utrzymania i przygotowania gniazd.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisany tutaj protokół mający na celu utrzymanie kolonii mrówek ścinających liście jest opracowywany i stosowany od ponad trzech dekad w sposób asertywny i powtarzalny. Pozwoliło to na rozwój badań, które byłyby ograniczone warunkami terenowymi. W ten sposób zdrowe mrówki i kolonie stały się dostępne do badań w kilku obszarach, takich jak morfologia porównawcza, toksykologia51,52, histologia53 i mikrobiologia 54,55,56 na poziomie osobnika ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Dedykowane Mario Autuori (in memoriam) i Walterowi Hugo de Andrade Cunha, którzy w znacznym stopniu przyczynili się do badań nad mrówkami tnącymi liście. Dziękujemy za wsparcie ze strony Uniwersytetu Stanowego w São Paulo i Instytutu Nauk Biologicznych. Badanie to zostało częściowo sfinansowane przez Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior-Brasil (CAPES) - Finance Code 001, Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) oraz Fundação para o Desenvolvimento da UNESP (Fundunesp).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kleszcze entomologiczneN/AN/A/A
Zbiornik szklanyN/AN/ASzkło hartowane, wykonane na zamówienie
WążN/AN/APrzezroczysty, PVC 1/2 cala x 2,0 mm
Rękawice lateksoweDescarpack550301Nie dotyczy
Rękawice nitryloweDescarpack433301N/A
Open arenaN/AN/ASkrzynka polipropylenowa
Woreczek na gipsN/AN/AWorek gipsowy stosowany w budownictwie, musi być chłonny
Plastikowe pojemniki dozbiórki PrafestaNatural Cód.: 8231/Natural Cód.: 8262Pokrywa, przezroczysta, polipropylenowa
Plastikowe pojemniki na gniazdaPrafestaWycofanePolistyren, hermetyczny
TeflonDupontN/ACiecz politetrafluoroetylenowa (dyspersja PTFE 30)
N

Bibliografia

  1. Wilson, E. O. The Insect Societies. , Harvard University Press. Cambridge, Massachusetts, USA. (1971).
  2. Ortiz, D. P., Elizalde, L., Pirk, G. I. Role of ants as dispersers of native and exotic seeds in an understudied dryland. Ecological Entomology. 46 (3), 626-636 (2021).
  3. Christianini, A. V., Oliveira, P. S. Birds and ants provide complementary seed dispersal in a neotropical savanna. Journal of Ecology. 98 (3), 573-582 (2010).
  4. Camargo, P. H. S. A., Martins, M. M., Feitosa, R. M., Christianini, A. V. Bird and ant synergy increases the seed dispersal effectiveness of an ornithochoric shrub. Oecologia. 181 (2), 507-518 (2016).
  5. Sanders, D., van Veen, F. J. F. Ecosystem engineering and predation: the multi-trophic impact of two ant species. Journal of Animal Ecology. 80 (3), 569-576 (2011).
  6. Swanson, A. C., et al. Welcome to the Atta world: A framework for understanding the effects of leaf-cutter ants on ecosystem functions. Functional Ecology. 33 (8), 1386-1399 (2019).
  7. Meyer, S. T., et al. Leaf-cutting ants as ecosystem engineers: topsoil and perturbations around Atta cephalotes nests reduce nutrient availability. Ecological Entomology. 38 (5), 497-504 (2013).
  8. Sosa, B., Brazeiro, A. Positive ecosystem engineering effects of the ant Atta vollenweideri on the shrub Grabowskia duplicata. Journal of Vegetation Science. 21 (3), 597-605 (2010).
  9. De Almeida, T., et al. Above- and below-ground effects of an ecosystem engineer ant in Mediterranean dry grasslands. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 287 (1935), 20201840(2020).
  10. Folgarait, P. J. Ant biodiversity and its relationship to ecosystem functioning: a review. Biodiversity & Conservation. 7 (9), 1221-1244 (1998).
  11. Hölldobler, B., Wilson, E. O. The Ants. , Harvard University Press. (1990).
  12. Barrera, C. A., Sosa-Calvo, J., Schultz, T. R., Rabeling, C., Bacci, M. Phylogenomic reconstruction reveals new insights into the evolution and biogeography of Atta leaf-cutting ants (Hymenoptera: Formicidae). Systematic Entomology. 47 (1), 13-35 (2021).
  13. Hölldobler, B., Wilson, E. O. The Leafcutter Ants: Civilization By Instinct. , WW Norton & Company. (2011).
  14. Branstetter, M. G., et al. Dry habitats were crucibles of domestication in the evolution of agriculture in ants. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 284 (1852), 20170095(2017).
  15. Solomon, S. E., et al. The molecular phylogenetics of Trachymyrmex Forel ants and their fungal cultivars provide insights into the origin and coevolutionary history of ‘higher-attine’ ant agriculture. Systematic Entomology. 44 (4), 939-956 (2019).
  16. Cristiano, M. P., Cardoso, D. C., Sandoval-Gómez, V. E., Simões-Gomes, F. C. Amoimyrmex Cristiano, Cardoso & Sandoval, gen. nov. (Hymenoptera: Formicidae): a new genus of leaf-cutting ants revealed by multilocus molecular phylogenetic and morphological analyses. Austral Entomology. 59 (4), 643-676 (2020).
  17. Schultz, T. R., Brady, S. G. Major evolutionary transitions in ant agriculture. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (14), 5435-5440 (2008).
  18. Mueller, U. G., et al. Phylogenetic patterns of ant–fungus associations indicate that farming strategies, not only a superior fungal cultivar, explain the ecological success of leafcutter ants. Molecular Ecology. 27 (10), 2414-2434 (2018).
  19. Mueller, U. G., et al. Biogeography of mutualistic fungi cultivated by leafcutter ants. Molecular Ecology. 26 (24), 6921-6937 (2017).
  20. Weber, N. A. The fungus-culturing behavior of ants. American Zoologist. 12 (3), 577-587 (1972).
  21. Wilson, E. O. Caste and division of labor in leaf-cutter ants (Hymenoptera: Formicidae: Atta). Behavioral Ecology and Sociobiology. 7 (2), 157-165 (1980).
  22. Della Lucia, T. M. C. Formigas cortadeiras: da bioecologia ao manejo. Viçosa Editora UFV. 421, University of Viçosa Press. Viçosa, Minas Gerais, Brazil. (2011).
  23. Autuori, M. Contribuição para o conhecimento da saúva (Atta spp). I. Evolução do sauveiro (Atta sex dens rubolpilosa Forel, 1908). Arquivos do Instituto Biologico Saul Paulo. 12, 197-228 (1941).
  24. Bueno, O. C., Hebling, M. J. A., Schneider, M. O., Pagnocca, F. C. Ocorrência de formas aladas de Atta sexdens rubropilosa Forel (Hymenoptera: Formicidae) em colônias de laboratório. Neotropical Entomology. 31 (3), 469-473 (2002).
  25. Mariconi, F. A. M. Biologo. As Saúvas. , Ceres Press. Piracicaba, São Paulo, Agronômica. (2021).
  26. Bento, J. M. S. Condições climáticas para o vôo nupcial e reconhecimento dos indivíduos em Atta sexdens rubropilosa (Hymenoptera: Formicidae). , Viçosa. Minas Gerais, Brazil. Master's dissertation (1993).
  27. Little, A. E. F., Murakami, T., Mueller, U. G., Currie, C. R. The infrabuccal pellet piles of fungus-growing ants. Naturwissenschaften. 90 (12), 558-562 (2003).
  28. Kerr, W. E. Acasalamento de rainhas com vários machos em duas espécies da tribo Attini. Revista Brasileira de Biologia. 21, 45-48 (1961).
  29. Kerr, W. E. Tendências evolutivas na reprodução dos himenópteros sociais. Arquivos do Museu Nacional. 52, (1962).
  30. Cremer, S., Armitage, S. A. O., Schmid-Hempel, P. Social immunity. Current Biology. 17 (16), 693-702 (2007).
  31. Hernández, J. V., Jaffé, K. Dano econômico causado por populações de formigas Atta laevigata (F. Smith) em plantações de Pinus caribaea (Mor.) e elementos para o manejo da praga. Anais da Sociedade Entomológica do Brasil. 24 (2), 287-298 (1995).
  32. Kempf, W. W. Catálogo abreviado das formigas da Região Neotropical Studia Entomologica. antbase.org. 15, 3(1972).
  33. Della Lucia, T. M. C., Gandra, L. C., Guedes, R. N. C. Managing leaf-cutting ants: peculiarities, trends and challenges. Pest Management Science. 70 (1), 14-23 (2013).
  34. Boaretto, M. A. C., Forti, L. C. Perspectivas no controle de formigas-cortadeiras. Série Técnica IPEF. 11 (30), 31-46 (1997).
  35. Folgarait, P. J., Goffré, D. Conidiobolus lunulus, a newly discovered entomophthoralean species, pathogenic and specific to leaf-cutter ants. Journal of Invertebrate Pathology. 186, 107685(2021).
  36. Cardoso, S. R. S., Rodrigues, A., Forti, L. C., Nagamoto, N. S. Pathogenicity of filamentous fungi towards Atta sexdens rubropilosa (Hymenoptera: Formicidae). International Journal of Tropical Insect Science. 42 (2), 1215-1223 (2022).
  37. Ichinose, K., Rinaldi, I., Forti, L. C. Winged leaf-cutting ants on nuptial flights used as transport by Attacobius spiders for dispersal. Ecological Entomology. 29 (5), 628-631 (2004).
  38. Pagnocca, F. C., Rodrigues, A., Nagamoto, N. S., Bacci, M. Yeasts and filamentous fungi carried by the gynes of leaf-cutting ants. Antonie Van Leeuwenhoek. 94 (4), 517-526 (2008).
  39. Attili-Angelis, D., et al. Novel Phialophora species from leaf-cutting ants (tribe Attini). Fungal Diversity. 65 (1), 65-75 (2014).
  40. Delabie, J. H. C., do Nascimento, I. C., Mariano, C. S. F. Estratégias de reprodução e dispersão em formigas attines, com exemplos do sul da Bahia. XIX Congresso Brasileiro de Entomologia. , 16-21 (2002).
  41. Fjerdingstad, E. J., Boomsma, J. J. Variation in size and sperm content of sexuals in the leafcutter ant Atta colombica. Insectes Sociaux. 44 (3), 209-218 (1997).
  42. Currie, C. R., Mueller, U. G., Malloch, D. The agricultural pathology of ant fungus gardens. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96 (14), 7998-8002 (1999).
  43. Moser, J. C., et al. Eye size and behaviour of day-and night-flying leafcutting ant alates. Journal of Zoology. 264 (1), 69-75 (2004).
  44. Moreira, S. M., Rodrigues, A., Forti, L. C., Nagamoto, N. S. Absence of the parasite Escovopsis in fungus garden pellets carried by gynes of Atta sexdens. Sociobiology. 62 (1), 34-38 (2015).
  45. Arcuri, S. L., et al. Yeasts found on an ephemeral reproductive caste of the leaf-cutting ant Atta sexdens rubropilosa. Antonie Van Leeuwenhoek. 106 (3), 475-487 (2014).
  46. Staab, M., Kleineidam, C. J. Initiation of swarming behavior and synchronization of mating flights in the leaf-cutting ant Atta vollenweideri FOREL, 1893 (Hymenoptera: Formicidae). Myrmecol. News. 19, 93-102 (2014).
  47. Gálvez, D., Chapuisat, M. Immune priming and pathogen resistance in ant queens. Ecology and Evolution. 4 (10), 1761-1767 (2014).
  48. Baer, B., Armitage, S. A. O., Boomsma, J. J. Sperm storage induces an immunity cost in ants. Nature. 441 (7095), 872-875 (2006).
  49. Carlos, A. A. Semioquímicos e comunicação sonora em formigas cortadeiras (Hymenoptera: Formicidae). , Rio Claro, São Paulo, Brazil. Doctoral's thesis (2013).
  50. do Mundo, M. Veja um FORMIGUEIRO por DENTRO. Boravê. , Available from: https://youtu.be/sN99x_Rjf90 (2021).
  51. Ortiz, G., Vieira, A. S., Bueno, O. C. Toxicological and morphological comparative studies of insecticides action in leaf-cutting ants. International Journal of Agriculture Innovations and Research. 6 (3), 516-522 (2017).
  52. Decio, P., Silva-Zacarin, E. C. M., Bueno, F. C., Bueno, O. C. Toxicological and histopathological effects of hydramethylnon on Atta sexdens rubropilosa (Hymenoptera: Formicidae) workers. Micron. 45, 22-31 (2013).
  53. Vieira, A. S., Morgan, E. D., Drijfhout, F. P., Camargo-Mathias, M. I. Chemical composition of metapleural gland secretions of fungus-growing and non-fungus-growing ants. Journal of Chemical Ecology. 38 (10), 1289-1297 (2012).
  54. Vieira, A. S., Ramalho, M. O., Martins, C., Martins, V. G., Bueno, O. C. Microbial communities in different tissues of Atta sexdens rubropilosa leaf-cutting ants. Current Microbiology. 74 (10), 1216-1225 (2017).
  55. Ramalho, M. deO., Martins, C., Morini, M. S. C., Bueno, O. C. What can the bacterial community of Atta sexdens (Linnaeus, 1758) tell us about the habitats in which this ant species evolves. Insects. 11 (6), 332(2020).
  56. Machado, L. M., et al. Attractivity or repellence: relation between the endophytic fungi of Acalypha, Colocasia and the leaf-cutting ants—Atta sexdens. Advances in Entomology. 9 (2), 85-99 (2021).
  57. Moreira, A., Forti, L. C., Andrade, A. P., Boaretto, M. A., Lopes, J. Nest architecture of Atta laevigata (F. Smith, 1858) (Hymenoptera: Formicidae). Studies on Neotropical Fauna and Environment. 39 (2), 109-116 (2004).
  58. Della Lucia, T. M. C., Moreira, D. D. O., Oliveira, M. A., Araújo, M. S. Perda de peso de rainhas de Atta durante a fundação e o estabelecimento das colônias. Revista Brasileira de Biologia. 55 (4), 533-536 (1995).
  59. Fujihara, R. T., Camargo, R. daS., Forti, L. C. Lipid and energy contents in the bodies of queens of Atta sexdens rubropilosa Forel (Hymenoptera, Formicidae): pre-and post-nuptial flight. Revista Brasileira de Entomologia. 56 (1), 73-75 (2012).
  60. da Silva Camargo, R., Forti, L. C. Queen lipid content and nest growth in the leaf cutting ant (Atta sexdens rubropilosa) (Hymenoptera: Formicidae). Journal of Natural History. 47, 65-73 (2013).
  61. Camargo, R. S., Forti, L. C., Fujihara, R. T., Roces, F. Digging effort in leaf-cutting ant queens (Atta sexdens rubropilosa) and its effects on survival and colony growth during the claustral phase. Insectes Sociaux. 58 (1), 17-22 (2011).
  62. Mota Filho, T. M. M., Garcia, R. D. M., Camargo, R. S., Stefanelli, L. E. P., Forti, L. C. Observations about founding queens (Atta sexdens) and their unusual behavior. International Journal of Agriculture Innovations and Research. 9, 352-357 (2021).
  63. Barcoto, M. O., Pedrosa, F., Bueno, O. C., Rodrigues, A. Pathogenic nature of Syncephalastrum in Atta sexdens rubropilosa fungus gardens. Pest Management Science. 73 (5), 999-1009 (2017).
  64. Silva, A., Bacci, M., Pagnocca, F. C., Bueno, O. C., Hebling, M. J. A. Production of polysaccharidases in different carbon sources by Leucoagaricus gongylophorus Möller (Singer), the symbiotic fungus of the leaf-cutting ant Atta sexdens Linnaeus. Curr. Microbiology. 53 (1), 68-71 (2006).
  65. Majoe, M., Libbrecht, R., Foitzik, S., Nehring, V. Queen loss increases worker survival in leaf-cutting ants under paraquat-induced oxidative stress. Philosophical Transactions of the Royal Society B. 376 (1823), 20190735(2021).
  66. Della Lucia, T. M. C., Peternelli, E. F. O., Lacerda, F. G., Peternelli, L. A., Moreira, D. D. O. Colony behavior of Atta sexdens rubropilosa (Hymenoptera: Formicidae) in the absence of the queen under laboratory conditions. Behavioural Processes. 64 (1), 49-55 (2003).
  67. Sales, T. A., Toledo, A. M. O., Zimerer, A., Lopes, J. F. S. Foraging for the fungus: why do Acromyrmex subterraneus (Formicidae) queens need to forage during the nest foundation phase. Ecological Entomology. 46 (6), 1364-1372 (2021).
  68. Forti, L. C., et al. Do workers from subspecies Acromyrmex subterraneus prepare leaves and toxic baits in similar ways for their fungus garden. Neotropical Entomology. 49 (1), 12-23 (2020).
  69. Dorigo, A. S., et al. Projeto Primeiros Passos na Ciência: rompendo barreiras sociais e estreitando laços entre a comunidade acadêmica e o ensino médio público. Revista Brasileira de Extensão Universitária. 11 (1), 47-59 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mrówki z rodzaju Attautrzymanie kolonii mróweklaboratoryjne kolonie mrówekogród grzybowypobieranie królowychprzygotowanie sztucznego gniazdakontrola populacji koloniiusuwanie odpadów przez mrówkizachowanie żerowania mrówek
Pobieranie i długotrwałe utrzymywanie mrówek tnących liście (atta) w warunkach laboratoryjnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.