Niniejszy protokół opisuje optymalizację parametrów eksperymentalnych przy użyciu stymulacji przezprzełykowej do oceny podatności na migotanie przedsionków u myszy.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Optymalizacja stymulacji przezprzełykowej w celu oceny podatności na migotanie przedsionków u myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Mysie modele genetycznych i nabytych czynników ryzyka migotania przedsionków (AF) okazały się cenne w badaniu molekularnych determinantów migotania przedsionków. Zaprogramowana stymulacja elektryczna może być wykonywana przy użyciu stymulacji przezprzełykowej przedsionków jako procedury przeżycia, umożliwiając w ten sposób seryjne testy na tym samym zwierzęciu. Istnieje jednak wiele protokołów stymulacji, co komplikuje odtwarzalność. Niniejszy protokół ma na celu zapewnienie ustandaryzowanej strategii opracowywania specyficznych dla modelu parametrów eksperymentalnych w celu poprawy odtwarzalności między badaniami. Wstępne badania są przeprowadzane w celu optymalizacji metod eksperymentalnych dla konkretnego badanego modelu, w tym wieku w momencie badania, płci i parametrów protokołu stymulacji (np. trybu stymulacji i definicji podatności na migotanie przedsionków). Co ważne, należy zachować ostrożność, aby unikać wysokich energii bodźców, ponieważ może to spowodować stymulację splotu zwojowego z niezamierzoną aktywacją układu przywspółczulnego, objawiającą się nadmiernym blokiem przedsionkowo-komorowym (AV) podczas stymulacji i często związaną ze sztuczną indukcją AF. Zwierzęta wykazujące to powikłanie muszą być wyłączone z analizy.
Wprowadzenie
Migotanie przedsionków (AF) stanowi ostatnią wspólną ścieżkę dla wielu nabytych i genetycznych czynników ryzyka. W przypadku badań badających patofizjologiczne mechanizmy substratu AF modele mysie są korzystne, biorąc pod uwagę łatwość manipulacji genetycznej i fakt, że ogólnie rzecz biorąc, odtwarzają podatność na migotanie przedsionków obserwowaną u ludzi dla różnych fenotypów klinicznych1,2,3. Jednak u myszy rzadko rozwija się spontaniczne migotanie przedsionków4, co wymaga zastosowania prowokacyjnych badań stymulacji przedsionków.
Zaprogramowana stymulacja elektryczna (PES) może być wykonana w celu oceny elektrofizjologii mysich przedsionków i podatności na migotanie przedsionków za pomocą stymulacji intracardiac5 lub transesophageal6. Podczas gdy podejście przezprzełykowe jest szczególnie korzystne jako procedura przetrwania, jego zastosowanie komplikują liczne opublikowane protokoły eksperymentalne7,8 oraz źródła zmienności, które mogą utrudniać odtwarzalność9. Co więcej, ograniczona liczba zgłoszonych porównań protokołów sprawia, że wybór odpowiedniego protokołu stymulacji jest wyzwaniem.
Obecny protokół ma na celu wykorzystanie systematycznej strategii do opracowania specyficznych dla modelu metod PES przezprzełykowych do oceny podatności mysiego AF w celu zwiększenia odtwarzalności. Co ważne, wstępne badania pilotażowe są przeprowadzane w celu optymalizacji protokołu stymulacji poprzez uwzględnienie wieku, płci i zmienności trybu stymulacji, przy czym stymulacja ma na celu zminimalizowanie niezamierzonej stymulacji przywspółczulnej, która może zakłócić wyniki9.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Ta procedura została zatwierdzona przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Vanderbilt i jest zgodna z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych. Protokół został opracowany przy użyciu zarówno genetic9, jak i acquired10 (np. nadciśnienie) mysich modeli podatności na migotanie przedsionków. Operator był ślepy na fenotyp badanej myszy.
1. Wybór zwierząt
- W przypadku modeli genetycznych należy poddawać myszy stymulacji przedsionków co dwa tygodnie (tj. co drugi tydzień), jak opisano poniżej (patrz krok 6.), aby określić optymalny okres wrażliwości na migotanie przedsionków.
- Rozpocznij dwutygodniowe tempo w wieku 8 tygodni. Użyj rodzeństwa z miotu typu dzikiego jako kontroli, aby zmniejszyć zmienność. Badaj obie płcie, ponieważ u jednej z nich nie można rozwinąć fenotypu AF9.
- W przypadku nabytych modeli przeprowadź stymulację po osiągnięciu przez myszy dojrzałości fizycznej (~12 tygodni życia)10. Jak wspomniano powyżej, badaj obie płcie.
- Podczas tych wstępnych badań wykonaj zarówno stymulację serii8 (używając stałej długości cyklu stymulacji [CL]), jak i dekrementną stymulację7 (z coraz krótszym tempem CL), aby określić optymalny tryb stymulacji. Każdą procedurę należy rozdzielić co najmniej 24 godziny < br />
UWAGA: Ponieważ badana jest coraz większa liczba myszy, przejrzyj zgromadzone dane, aby określić optymalny wiek, płeć i tryb stymulacji, który sprzyja migotaniu przedsionków u myszy wrażliwych na migotanie przedsionków, ale nie u grupy kontrolnej.
- Analizuj dane, korzystając z wielu definicji podatności na migotanie przedsionków (np. liczba epizodów AF 8, całkowity czas trwania AF9, częstość występowania AF4 i trwałe częstość występowania AF, zwykle definiowane jako 10 s11 lub 15 s12, a nawet do 5 min13,14), ponieważ niektóre modele mogą wyświetlać fenotyp AF dla jednej, ale nie wszystkich definicji9.
UWAGA:Definicja epizodu migotania przedsionków i podatność na migotanie przedsionków różnią się między opublikowanymi badaniami4,7. Epizody migotania przedsionków8 są powszechnie definiowane jako szybka aktywność przedsionków z nieregularnie nieregularną reakcją komorową występującą przez co najmniej 1s (Rysunek 1). Oprócz migotania przedsionków, stymulacja przedsionków może również wywoływać trzepotanie przedsionków z regularną lub nieregularną reakcją komorową.
- Analizuj dane, korzystając z wielu definicji podatności na migotanie przedsionków (np. liczba epizodów AF 8, całkowity czas trwania AF9, częstość występowania AF4 i trwałe częstość występowania AF, zwykle definiowane jako 10 s11 lub 15 s12, a nawet do 5 min13,14), ponieważ niektóre modele mogą wyświetlać fenotyp AF dla jednej, ale nie wszystkich definicji9.
- Wykorzystaj zoptymalizowane parametry specyficzne dla modelu i definicję podatności na migotanie przedsionków do kolejnych badań na dodatkowych myszach.
2. Przygotowanie zwierząt
- Znieczulić mysz w komorze indukcyjnej przy użyciu 3% izofluranu (patrz tabela materiałów) w 1 l/min 100% tlenu.
UWAGA: Izofluran jest szkodliwy. Może podrażniać skórę lub oczy i może powodować zawroty głowy, zmęczenie i ból głowy, a także inne toksyczne działanie na ośrodkowy układ nerwowy. Stosować w dobrze wentylowanym pomieszczeniu z odpowiednią metodą oczyszczania (np. kanister z węglem aktywnym). - Po utracie odruchu pedałowania umieść mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej przeznaczonej do utrzymywania temperatury ciała na poziomie około 37 °C, z tylnymi kończynami przyklejonymi do powierzchni podkładki.
- Nałóż nawilżającą maść na oczy na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
- Umieść maskę znieczuloną bezpiecznie na nosie myszy. Rozpocznij podtrzymywanie znieczulenia od 1% izofluranu w 1 l/min 100% tlenu. Upewnij się, że nozdrza są wolne od przeszkód, ponieważ myszy są obowiązkowo oddychane przez nos.
- Uzyskać elektrokardiogram powierzchniowy (EKG, elektrod I) poprzez podskórne umieszczenie elektrod igłowych EKG o stężeniu 27 G (patrz tabela materiałów) podłączonych do wzmacniacza biologicznego i sprzętu do akwizycji danych w kończynach przednich. Uziemić sygnał, umieszczając elektrodę igłową w lewej kończynie tylnej.
3. Umieszczenie cewnika
- Na krótko zdjąć maskę izofluranu z myszy.
- Włóż cewnik elektrody oktapolarnej 2-F (szerokość i odstęp między elektrodami = 0,5 mm) połączony ze stymulatorem i izolatorem bodźca (patrz tabela materiałów) do przełyku (Rysunek 2).
- Włóż na głębokość, która jest zbliżona do odległości od ust (z przedłużoną szyją) do tuż nad chrząstką mieczykowatą.
- Umieść maskę izofrelanu na nozdrzach myszy.
- Rozpocznij gromadzenie danych od ciągłego zapisu I odprowadzenia EKG za pomocą oprogramowania analitycznego (patrz tabela materiałów).
- Dostosuj tryb izolatora bodźca na dwubiegunowy. Podczas stymulacji używaj najbardziej dystalnej pary elektrod.
- Prawidłowo umieść cewnik w przełyku, aby umożliwić wychwycenie. W tym celu należy zastosować bodziec o natężeniu 1,5 mA i szerokości impulsu 2 ms przy CL nieco krótszym niż CL zatoki (np. użyj CL 100 ms, jeśli CL zatoki wynosi 120 ms). Ostrożnie ustawić cewnik, aż do uzyskania spójnego wychwytu przedsionkowego.
4. Określenie progu
- Aby określić próg wychwytu rozkurczowego przedsionków (TH), należy rozpocząć stymulację przy 1,5 mA z szerokością impulsu 2 ms w CL używanym do wychwytu przedsionkowego. Zmniejszaj amplitudę bodźca o przyrosty 0,05 mA, aż do utraty wychwytu przedsionkowego, a następnie zwiększaj aż do wychwycenia.
UWAGA: Najniższą amplitudą, przy której uzyskuje się stały wychwyt przedsionkowy, jest przedsionkowe TH. Ze względu na troskę o stymulację przywspółczulną przy wysokich amplitudach bodźców, co znajduje odzwierciedlenie w nadmiernym bloku przedsionkowo-komorowym podczas stymulacji z sztuczną indukcją AF9, maksymalne dopuszczalne TH wynosi 0,75 mA. W razie potrzeby zmień położenie cewnika, aby uzyskać TH ≤0,75 mA. - Dostosuj amplitudę bodźca do dwukrotności TH.
5. Określenie właściwości elektrofizjologicznych
- Zmierz parametry elektrofizjologiczne, w tym czas regeneracji węzła zatokowego (SNRT), długość cyklu Wenckebacha (WCL) i efektywny okres refrakcji przedsionkowo-komorowej (AVERP) przed szybką stymulacją przedsionków w celu indukcji AF15.
6. Podatność na arytmię przedsionkową
- Wykonuj stymulację z prędkością dwukrotnie TH z szerokością impulsu 2 ms, stosując stymulację impulsową przy różnych CL lub stymulację zmniejszającą, jak określono na podstawie wstępnych badań (kroki 1.1.-1.4.).
- W przypadku tempa serii tempo przy początkowym CL wynoszącym 50 ms przez 15 s, a kolejne pociągi występują przy CL 40 ms, 30 ms, 25 ms, 20 ms i 15 ms8,10. Zatrzymaj tempo na 30 s po każdym pociągu stymulacji, aby umożliwić regenerację przed kontynuacją. Jeśli migotanie przedsionków wystąpi po pociągu ze stymulacją, odczekaj 30 sekund po zakończeniu, zanim przejdziesz do kolejnego tempa.
- W przypadku zmniejszania tempa, tempo wynosi 40 ms i zmniejszaj CL o 2 ms co 2 s, aż do zakończenia przy 20 ms7. Wykonuj pociągi z tempem w trzech egzemplarzach16 lub quintuplicate17, z 30-sekundową przerwą na regenerację po każdym pociągu. Jak wyżej, jeśli pojawi się AF, odczekaj 30 s po zakończeniu, zanim przejdziesz dalej.
UWAGA: Optymalizując parametry protokołu podczas wstępnych eksperymentów (tj. kroki 1.1.-1.5.), wykonaj zmniejszanie tempa z pięcioma ciągami. Przeprowadź analizę post hoc, aby określić, czy trzy czy pięć pociągów zapewnia największą czułość. - Procedurę należy zakończyć po 30 sekundach rytmu zatokowego następującego po ostatnim pociągu stymulacji lub po 10-minutowym epizodzie migotania przedsionków, w zależności od tego, co nastąpi wcześniej.
7. Po zabiegu
- Zatrzymaj pobieranie danych.
- Delikatnie wyjmij cewnik i elektrody EKG.
- Przestań znieczulać.
- Umieść znieczuloną mysz w klatce i obserwuj przez 10 minut, aby zapewnić powrót do zdrowia.
- Zapisz plik danych. W przypadku testów seryjnych należy odczekać minimum 24 godziny przed powtórzeniem procedury stymulacji.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Badania przezezoofagealnej stymulacji przedsionków pozwalają ocenić właściwości elektrofizjologiczne węzłów SA i AV poprzez wyznaczenie SNRT i AVERP, a także podatności na AF6 (Rysunek 1). Rejestracja EKG umożliwia pomiar czasu trwania załamka P, odstępu PR, czasu trwania zespołu QRS oraz odstępów QT/QTc. Ciągły zapis EKG podczas szybkiej stymulacji przedsionków pozwala na wykonanie następujących pomiarów podatności na AF: liczby epizodów wywołanych podczas badania, s...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Stymulacja przezprzełykowa przedsionków nie tylko umożliwia seryjne badania na tym samym zwierzęciu, ale jej czas trwania jest zazwyczaj krótszy niż w przypadku badań wewnątrzsercowych (~20 min), minimalizując w ten sposób stosowanie środka znieczulającego i jego wpływ na parametry elektrofizjologiczne.
Bardzo ważne jest, aby początkowo zoptymalizować metody dla każdego modelu myszy z osobna. Starzenie się zwiększa indukowalność migotania przedsionków u normalnych myszy18,19...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Rysunek 2 został stworzony za pomocą BioRender.com. Prace te były wspierane przez granty z Narodowego Instytutu Serca, Płuc i Krwi w Narodowych Instytutach Zdrowia (HL096844 i HL133127); Amerykańskie Towarzystwo Kardiologiczne (2160035, 18SFRN34230125 i 903918 [MBM]); oraz National Center for Advancing Translational Sciences Narodowego Instytutu Zdrowia (UL1 TR000445).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Elektrody EKG 27 G | ADInstruments | MLA1204 | |
| Cewnik z elektrodą oktapolarną 2-F | NuMED | CIBercath | |
| Kanister z węglem aktywnym | VetEquip | 931401 | |
| Oprogramowanie analityczne | ADInstruments | LabChart v8.1.13 | |
| Wzmacniacz biologiczny | ADInstruments | FE231 | |
| Dane sprzęt akwizycyjny | ADInstruments | PowerLab 26T | |
| Maść do oczu | MWI Veterinary | NC1886507 | |
| Poduszka grzewcza | Braintree Scientific | DPIP | |
| Isoflurane | Piramal | 66794-017-25 | |
| Stymulator | Bloom Associates | DTU-210 | |
| Izolator bodźców | World Precision Instruments | Model A365 |
Bibliografia
- Sumitomo, N., et al. Association of atrial arrhythmia and sinus node dysfunction in patients with catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Circulation Journal. 71 (10), 1606-1609 (2007).
- Fukui, A., et al. Role of leptin signaling in the pathogenesis of angiotensin II-mediated atrial fibrosis and fibrillation. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 6 (2), 402-409 (2013).
- Schutter, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
- Li, N., et al. Ryanodine receptor-mediated calcium leak drives progressive development of an atrial fibrillation substrate in a transgenic mouse model. Circulation. 129 (12), 1276-1285 (2014).
- Wakimoto, H., et al. Induction of atrial tachycardia and fibrillation in the mouse heart. Cardiovascular Research. 50 (3), 463-473 (2001).
- Schrickel, J. W., et al. Induction of atrial fibrillation in mice by rapid transesophageal atrial pacing. Basic Research in Cardiology. 97 (6), 452-460 (2002).
- Verheule, S., et al. Increased vulnerability to atrial fibrillation in transgenic mice with selective atrial fibrosis caused by overexpression of TGF-beta1. Circulation Research. 94 (11), 1458-1465 (2004).
- Faggioni, M., et al. Suppression of spontaneous ca elevations prevents atrial fibrillation in calsequestrin 2-null hearts. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 7 (2), 313-320 (2014).
- Murphy, M. B., et al. Optimizing transesophageal atrial pacing in mice to detect atrial fibrillation. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 332 (1), 36-43 (2022).
- Prinsen, J. K., et al. Highly reactive isolevuglandins promote atrial fibrillation caused by hypertension. JACC: Basic to Translational Science. 5 (6), 602-615 (2020).
- Aschar-Sobbi, R., et al. Increased atrial arrhythmia susceptibility induced by intense endurance exercise in mice requires TNFα. Nature Communications. 6, 6018(2015).
- Bruegmann, T., et al. Optogenetic termination of atrial fibrillation in mice. Cardiovascular Research. 114 (5), 713-723 (2017).
- Matsushita, N., et al. IL-1β plays an important role in pressure overload-induced atrial fibrillation in mice. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 42 (4), 543-546 (2019).
- Sato, S., et al. Cardiac overexpression of perilipin 2 induces atrial steatosis, connexin 43 remodeling, and atrial fibrillation in aged mice. American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism. 317 (6), 1193-1204 (2019).
- Li, N., Wehrens, X. H. T. Programmed electrical stimulation in mice. Journal of Visualized Experiments. (39), e1730(2010).
- Yao, C., et al. Enhanced cardiomyocyte NLRP3 inflammasome signaling promotes atrial fibrillation. Circulation. 138 (20), 2227-2242 (2018).
- Purohit, A., et al. Oxidized Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase II triggers atrial fibrillation. Circulation. 128 (16), 1748-1757 (2013).
- Jansen, H. J., et al. Atrial fibrillation in aging and frail mice. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 14 (9), 01077(2021).
- Luo, T., et al. Characterization of atrial histopathological and electrophysiological changes in a mouse model of aging. International Journal of Molecular Medicine. 31 (1), 138-146 (2013).
- McCauley, M. D., et al. Ion channel and structural remodeling in obesity-mediated atrial fibrillation. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 13 (8), 00896(2020).
- Kato, M., et al. Spectral analysis of heart rate variability during isoflurane anesthesia. Anesthesiology. 77 (4), 669-674 (1992).
- Schmeckpeper, J., et al. Abstract 11402: Targeting RyR2 to suppress ventricular arrhythmias and improve left ventricular function in chronic ischemic heart disease. Circulation. 144, Suppl_1 11402(2021).
- Kim, K., et al. Abstract B-PO01-017: RyR2 hyperactivity promotes susceptibility to ventricular tachycardia in structural heart disease. Heart Rhythm. 18, Suppl_8 57(2021).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
