Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Miniaturowa świnia: duży model zwierzęcy do badań nad implantami ślimakowymi

4.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64174

⸱

28 lipca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1College of Otolaryngology Head and Neck Surgery, Chinese PLA General Hospital, 2National Clinical Research Center for Otolaryngologic Diseases, 3Key Lab of Hearing Science, Ministry of Education, 4Beijing Key Lab of Hearing Impairment for Prevention and Treatment

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Miniaturowe świnie (mini-świnki) są idealnym dużym modelem zwierzęcym do badań nad implantami ślimakowymi. Operacja wszczepienia implantu ślimakowego u miniaturowych świń może być wykorzystana do dostarczenia wstępnych dowodów na bezpieczeństwo i potencjalną wydajność nowatorskich układów elektrod i metod chirurgicznych w żywym systemie podobnym do ludzkiego.

Streszczenie

Implanty ślimakowe (CI) są najskuteczniejszą metodą leczenia osób z ciężkim lub głębokim odbiorczym ubytkiem słuchu. Chociaż implanty ślimakowe są stosowane na całym świecie, nie istnieje żaden standardowy model do badania elektrofizjologii i histopatologii u pacjentów lub modeli zwierzęcych z implantem ślimakowym ani do oceny nowych modeli układów elektrod. Duży model zwierzęcy o cechach ślimaka podobnych do ludzkich może stanowić platformę badawczą i ewaluacyjną dla zaawansowanych i zmodyfikowanych matryc przed ich zastosowaniem u ludzi.

W tym celu ustaliliśmy standardowe metody CI dla mini-świnek Bama, których anatomia ucha wewnętrznego jest bardzo podobna do ludzkiej. Macierze przeznaczone do stosowania u ludzi wszczepiono do ślimaka miniaturowej świni przez okrągłą błonę okienną, a następnie zastosowano podejście chirurgiczne, które było podobne do tego, które stosuje się u biorców implantu ślimakowego. Po wprowadzeniu macierzy wykonano pomiary wywołanego złożonego potencjału czynnościowego (ECAP) w celu oceny funkcji nerwu słuchowego. W badaniu tym opisano przygotowanie zwierzęcia, kroki chirurgiczne, wprowadzenie matrycy i śródoperacyjne pomiary elektrofizjologiczne.

Wyniki wykazały, że ten sam implant ślimakowy stosowany u ludzi można łatwo wszczepić mini-świniom za pomocą standardowego podejścia chirurgicznego i uzyskać podobne wyniki elektrofizjologiczne, jak mierzone u ludzkich biorców implantów ślimakowych. Miniaturowe świnie mogą być cennym modelem zwierzęcym, który dostarczy wstępnych dowodów na bezpieczeństwo i potencjalną wydajność nowatorskich układów elektrod i metod chirurgicznych przed zastosowaniem ich u ludzi.

Wprowadzenie

Według Światowej Organizacji Zdrowia (WHO), ponad 1 miliard ludzi jest zagrożonych ubytkiem słuchu na całym świecie, a szacuje się, że do 2050 roku jedna na cztery osoby będzie cierpieć na ubytek słuchu1. W ciągu ostatnich 2 dekad implanty ślimakowe były najskuteczniejszą interwencją u osób z trwałym ciężkim i głębokim odbiorczym ubytkiem słuchu (SNHL). CI przekształca fizyczne sygnały dźwiękowe w sygnały bioelektryczne, które stymulują neurony zwojowe spirali (SGN), omijając komórki rzęsate. Z biegiem czasu wskazania do implantu ślimakowego zostały poszerzone tak, że obecnie obejmują osoby z resztkowym słuchem, jednostronnym ubytkiem słuchu oraz osoby bardzo stare lub młode2,3,4. W międzyczasie opracowano całkowicie wszczepialne CI i zaawansowane macierze5. Nie ma jednak ekonomicznie wykonalnego dużego modelu zwierzęcego do badania elektrofizjologii i histopatologii ucha wewnętrznego z implantem ślimakowym. Brak dużego modelu zwierzęcego ogranicza badania mające na celu poprawę implantów ślimakowych i uzyskanie wglądu w elektrofizjologiczny wpływ implantów ślimakowych na ucho wewnętrzne.

Kilka modeli gryzoni zostało wykorzystanych w badaniach CI, takich jak mouse6, gerbil7, rat8, oraz świnka morska9; jednak cechy morfologii i reakcji elektrofizjologicznych różnią się od tych u ludzi. Struktury ślimaka w modelach zwierzęcych tradycyjnie używanych do badań implantów ślimakowych, takich jak koty, świnki morskie i inne zwierzęta, różnią się znacznie od struktur ślimaka ludzkiego10. Chociaż wstawienie tablicy zostało przeprowadzone na cats11 i rabbits12, ze względu na ich mniejsze ślimaki, zostało to zrobione przy użyciu tablic, które nie były przeznaczone do użytku u ludzi. Zbadano również kilka dużych modeli zwierzęcych pod kątem implantu ślimakowego. Jagnięta dobrze nadają się jako model treningowy do atraumatycznego wszczepienia implantu ślimakowego, ale mniejszy rozmiar ślimaka uniemożliwia wprowadzenie pełnej matrycy13. Naczelne mogą być najbardziej odpowiednimi zwierzętami do badań implantu ślimakowego ze względu na ich anatomiczne podobieństwo do ludzi14,15; Jednak dojrzałość płciowa małp jest opóźniona (4-5 lat), okres ciąży wynosi do około 165 dni, a każda samica zwykle rodzi tylko jedno potomstwo rocznie16. Te powody, a także wysokie koszty, utrudniają szerokie zastosowanie naczelnych w badaniach nad implantami ślimakowymi.

Natomiast świnie osiągają dojrzałość płciową w wieku 5-8 miesięcy i mają okres ciąży ~114 dni, co czyni świnie bardziej dostępnymi do badań CI jako duży model zwierzęcy16. Mini świnki Bama (mini-świnki) pochodzą od małego gatunku świń w Chinach w 1985 roku, którego pochodzenie genetyczne jest dobrze poznane. Charakteryzują się niewielkimi rozmiarami, wczesną dojrzałością płciową, szybką hodowlą i łatwością zarządzania17. Świnka miniaturowa jest idealnym modelem dla otologii i audiologii ze względu na jej podobieństwo do ludzi w morfologii i elektrofizjologii18. Długość błony bębenkowej mini-świni z plemienia Bama wynosi 38,58 mm, co jest zbliżone do długości 36 mm u ludzi10. Ślimak miniaturowej świni ma 3,5 obrotu, co jest podobne do 2,5-3 zwojów obserwowanych u ludzi10. Oprócz morfologii, elektrofizjologia mini-świnek Bama jest również bardzo podobna do ludzkiej18. Dlatego w niniejszym badaniu wprowadziliśmy matryce przeznaczone do stosowania u ludzi do ślimaka mini-świni za pośrednictwem błony z okrągłym okienkiem i zastosowaliśmy podobne podejście chirurgiczne, jak u biorców implantu ślimakowego. Do oceny procedury zastosowano śródoperacyjne pomiary ECAP. Proces, który opisujemy w niniejszym dokumencie, może być wykorzystany zarówno do przedklinicznych badań translacyjnych związanych z implantami ślimakowymi, jak i jako platforma do szkolenia rezydentów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury i operacje na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Komisji Etyki Szpitala Ogólnego ChALW i zostały zatwierdzone.

1. Znieczulenie i przygotowanie chirurgiczne

  1. Wstrzyknąć świni (samcowi, 2 miesiące, 5 kg) mięśniowo tiletaminę i zolazepam w dawce 10-15 mg/kg i zaintubować ją 5,5-francuską rurką dotchawiczą. Utrzymuj znieczulenie poprzez oddychanie wspomagane respiratorem z inhalacją izofluoranu. Monitoruj saturację tlenem (>90%), oddech (15-20/min) i tętno (60-120 uderzeń/min) za pomocą zacisku pulsoksymetrycznego monitora EKG, który jest podłączony do języka świni.
  2. Umieść mini-świnkę w lewej pozycji bocznej (gdy ma zostać wszczepiona prawa strona) na termostatycznie regulowanej poduszce grzewczej, aby zapobiec hipotermii. Upewnij się, że świnia jest odpowiednio znieczulona za pomocą różnych bodźców. Upewnij się, że nie ma wszystkich reakcji (np. odruch szczypania palców u stóp). Nałóż sztuczną maść łzową na oczy świnki miniaturowej, aby zapobiec wysuszeniu rogówki. Trzymaj oczy zamknięte za pomocą plastra medycznego.
  3. Ogol obszar chirurgiczny wokół płatka ucha, utrzymując go o średnicy 10 cm (Rysunek 1) i zdezynfekuj go trzema naprzemiennymi wacikami jodu i alkoholu okrężnymi ruchami od środka na zewnątrz. Przykryj obszar operacyjny sterylnymi obłożeniami chirurgicznymi.
  4. Przykryj mikroskop sterylną plastikową tuleją i usuń części zakrywające okulary i obiektyw.

2. Zabieg chirurgiczny

  1. Zlokalizuj miejsce projekcji powierzchniowej ślimaka 1 cm za tylną bruzdą uszną na poziomie płatka ucha. Wykonaj nacięcie zauszne o długości około 5 cm, z miejscem projekcji jako środkiem, za pomocą skalpela #15. Podziel tkankę podskórną, śliniankę przyuszną i mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy za pomocą mikronożyczek, aby odsłonić powierzchnię kości wyrostka sutkowatego (Rysunek 2A). W razie potrzeby należy stosować kauteryzację dwubiegunową, aby zminimalizować krwawienie.
  2. Wycięcie mastoidektomii korowej
    1. Wywiercić wyrostek sutkowaty w projekcji powierzchniowej ślimaka na kości wyrostka sutkowatego (Rysunek 2B) do zewnętrznego przewodu słuchowego (EAC), który jest gęsty i bladoniebieski (Rysunek 2C). Uważaj, aby nie uszkodzić bladego lub czerwonawego pionowego odcinka grzbietu nerwu twarzowego do EAC, aby uniknąć krwawienia (Rysunek 2C).
      UWAGA: Jeśli nerw twarzowy jest uszkodzony, kauteryzacja dwubiegunowa jest dobrym wyborem, aby zatrzymać krwawienie.
  3. Odsłoń błonę bębenkową, wiercąc kość otaczającą tylną część kostną EAC (Rysunek 2D). Oddzielić skórę EAC od nerwu twarzowego za pomocą igły podskórnej, aby uniknąć uszkodzenia nerwu twarzowego. Ostrożnie odepchnij skórę EAC, aby odsłonić tympanon (w tym łańcuch kosteczek słuchowych) i okrągłą niszę okienną (Rysunek 3A).
  4. Odsłoń okrągłą membranę okienną. Usuń okrągłą wnękę okienną za pomocą małego diamentowego zadzioru i utrzymuj ciągłe ssanie-nawadnianie, aby odsłonić podstawowy skręt ślimaka i okrągłej błony okiennej (Rysunek 3B).
  5. Napraw pakiet odbiornika. Oddziel mięsień ciemieniowy czaszki, aby utworzyć kieszeń wystarczająco dużą dla odbiorcy. Umieść pakiet wewnętrznego odbiornika w kieszeni mięśniowej i przymocuj go za pomocą szwu mocującego.
  6. Włóż matrycę elektrod, która jest podłączona do odbiornika zamocowanego w kieszeni mięśniowej, otwierając okrągłą membranę okienka ostrym nożem mikrochirurgicznym i wkładając matrycę za pomocą mikrokleszczyków powoli, równomiernie i w sposób ciągły w stosunku do modiolusa ślimaka (Rysunek 3C). Zszyć nacięcie chirurgiczne szwem wchłanialnym 2-0.
  7. Pomiary ECAP
    UWAGA: Zestaw składa się z komputera PC z oprogramowaniem MAESTRO podłączonego do implantu ślimakowego (CI) pacjenta za pośrednictwem urządzenia stymulującego (MAX Programming Interface) i cewki CI.
    1. Magnetycznie połącz cewkę CI z odbiornikiem CI przez skórę. Potwierdź integralność CI i sprawdź impedancję elektrody dla wszystkich kanałów przed pomiarami ECAP za pomocą funkcji telemetrii CI, która jest przeprowadzana automatycznie przez oprogramowanie MAESTRO (Rysunek 4A,B).
    2. Przeprowadź pomiary ECAP zgodnie z wcześniejszym opisem19. Wybierz moduł ECAP, wybierz wszystkie 12 elektrod do stymulacji i poczekaj na zakończenie testów ECAP elektrod. Zapoznaj się z tabelą materiałów, aby zapoznać się z oprogramowaniem i urządzeniem stymulacyjnym używanym do pomiaru odpowiedzi ECAP. Stymuluj wszystkie 12 elektrod do pomiarów ECAP za pomocą bodźców dwufazowych o czasie trwania fazy 30 μs, z paradygmatem naprzemiennej polaryzacji, średnio w ciągu 25 iteracji i szybkością stymulacji 45,1 impulsów/s.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Monitoruj mini-świnkę, aby uniknąć obrażeń spowodowanych nieświadomym ruchem, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżącą mostek. Umieść miniświnkę na termostatycznie regulowanej poduszce grzewczej, aby zapobiec hipotermii.
  2. Umieść mini świnkę z powrotem w jej domowej klatce samej.
  3. Wstrzyknij antybiotyki, aby zapobiec infekcji pooperacyjnej przez 7 dni.
  4. Sprawdź mini świnkę pod kątem objawów uszkodzenia przedsionkowego, takich jak oczopląs, krążenie lub przewracanie się.

4. Pooperacyjna tomografia komputerowa

  1. Podać domięśniowo wstrzyknięcie 3% pentobarbitalu sodu 1 ml/kg i 0,1 ml/kg sulforafanu świni miniaturowej w celu wywołania znieczulenia. Użyj płyty grzewczej o temperaturze 37°C, aby utrzymać ciepło. Po 3 lub 5 minutach można wykonać tomografię komputerową.
  2. Aby potwierdzić prawidłowe położenie matrycy elektrod, należy narozić mini-świnkę tiletaminą i zolazepamem 1 tydzień po operacji. Wykonaj tomografię komputerową i rekonstrukcję 3D20 za pomocą platformy przetwarzania obrazów 3D slicer (patrz Tabela materiałów). Zaimportuj dane DICOM z CT i przeprowadź moduł renderowania objętości, aby uzyskać obrazy 3D CI.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Integralność (Rysunek 4A) oraz impedancje (Rysunek 4B) implantu ślimakowego (CI) zostały potwierdzone za pomocą oprogramowania MAESTRO. Wyniki ECAP wykazały, że wszystkie 12 elektrod wykazało dobre odpowiedzi neuronalne (Rysunek 4C), co oznacza, że zespół elektrod został prawidłowo przyłożony do osi ślimaka i stymulował nerw słuchowy. Rysunek 5 przedstawia pooperacyjną rekonstrukcję 3D cewek elektrod w ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Około 15% światowej populacji ma pewien stopień ubytku słuchu, a ponad 5% ma ubytek słuchu powodujący niepełnosprawność21. Implant ślimakowy jest najskuteczniejszym sposobem leczenia zarówno dorosłych, jak i dzieci z ciężkim i głębokim odbiorczym ubytkiem słuchu. Jako pierwszy udany wszczepialny stymulator nerwów czaszkowych, w ciągu ostatnich 2 dekad implanty ślimakowe zaoferowały tysiącom osób z ubytkiem słuchu możliwość powrotu do świata dźwięku i (ponownej) integracji z głównym nurtem społecze...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

To badanie zostało sfinansowane z grantów Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (nr 81970890) oraz projektu motywacyjnego Chongqing Scientific Research Institution (nr 19540). Dziękujemy Anandhan Dhanasingh i Zhi Shu z firmy MED-EL za wsparcie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
diamentowy 0,5 mm
Frez diamentowy 1 mm Frez
diamentowy 5 mm Frez
2-0 Szew jedwabny
3D Krajalnica PlatformaRekonstrukcja 3D obrazu CT
Kauteryzacja bipolarna alkoholowa
Elektrokoagulacjabipolarna Zatrzymanie krwawienia
CI przeznaczona do stosowania u ludzi (CONCERTO FLEX28)MED-EL  Concerto F28
Kleszcze opatrunkowe
Monitor
Nalewka
Izofluran3,6 mL/h
Laryngoskop
Oprogramowanie MAESTROMED-ELPomiar odpowiedzi ECAP
Mikrokleszcze
Mikroszpatułka
Kleszczyki
Uchwyt
Sonda
Podciśnieniowe urządzenie
Otologiczne narzędzia chirurgiczne 
znieczulenia układu oddechowego
Skalpel z ostrzem nr 15
Nożyczki
Golarka
Urządzenie do stymulacji (interfejs programowania MAX)MED-ELPomiar odpowiedzi ECAP
Mikroskop chirurgicznyLeica
Wiertarka
chirurgiczna Urządzenie chirurgiczne Tiletamina
i zolazepan10-15 mg / kg
Kleszcze
Kaniula tchawicy
Frez diamentowy obliczeniowa obrazu EKGjodowado komarówigłyigłowassąceAparat do do tkanek

Bibliografia

  1. World Health Organization. World report on hearing. World Health Organization. , Geneva, Switzerland. Available from: https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing (2021).
  2. Lee, S. Y., et al. Natural course of residual hearing preservation with a slim, modiolar cochlear implant electrode array. American Journal of Otolaryngology. 43 (2), 103382(2022).
  3. Lorens, A., et al. Binaural advantages in using a cochlear implant for adults with profound unilateral hearing loss. Acta Oto-Laryngologica. 139 (2), 153-161 (2019).
  4. Lally, J. W., Adams, J. K., Wilkerson, B. J. The use of cochlear implantation in the elderly. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 27 (5), 387-391 (2019).
  5. Rhodes, R. M., Tsai Do, B. S. Future of implantable auditory devices. Otolaryngologic Clinics of North America. 52 (2), 363-378 (2019).
  6. Colesa, D. J., et al. Development of a chronically-implanted mouse model for studies of cochlear health and implant function. Hearing Research. 404, 108216(2021).
  7. Toulemonde, P., et al. Evaluation of the efficacy of dexamethasone-eluting electrode array on the post-implant cochlear fibrotic reaction by three-dimensional immunofluorescence analysis in Mongolian gerbil cochlea. Journal of Clinic Medicine. 10 (15), 3315(2021).
  8. King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
  9. Chen, M., Min, S., Zhang, C., Hu, X., Li, S. Using extracochlear multichannel electrical stimulation to relieve tinnitus and reverse tinnitus-related auditory-somatosensory plasticity in the cochlear nucleus. Neuromodulation. , (2021).
  10. Yi, H., et al. Miniature pigs: A large animal model of cochlear implantation. American Journal of Translational Research. 8 (12), 5494-5502 (2016).
  11. Vollmer, M., Beitel, R. E., Schreiner, C. E., Leake, P. A. Passive stimulation and behavioral training differentially transform temporal processing in the inferior colliculus and primary auditory cortex. Journal of Neurophysiology. 117 (1), 47-64 (2017).
  12. Sunwoo, W., Delgutte, B., Chung, Y. Chronic bilateral cochlear implant stimulation partially restores neural binaural sensitivity in neonatally-deaf rabbits. The Journal of Neuroscience. 41 (16), 3651-3664 (2021).
  13. Mantokoudis, G., et al. Lamb temporal bone as a surgical training model of round window cochlear implant electrode insertion. Otology & Neurotology. 37 (1), 52-56 (2016).
  14. de Abajo, J., et al. Effects of implantation and reimplantation of cochlear implant electrodes in an in vivo animal experimental model (Macaca fascicularis). Ear and Hearing. 38 (1), 57-68 (2017).
  15. Johnson, L. A., Della Santina, C. C., Wang, X. Temporal bone characterization and cochlear implant feasibility in the common marmoset (Callithrix jacchus). Hearing Research. 290 (1-2), 37-44 (2012).
  16. Yin, P., Li, S., Li, X. J., Yang, W. New pathogenic insights from large animal models of neurodegenerative diseases. Protein & Cell. , (2022).
  17. Yu, S. M., Wang, C. W., Zhao, D. M., Zhang, Q. C., Pei, D. Z. Raising and pathogen purification of Chinese experimental mini-pig. Laboratory Animal Science and Administration. 20, 44-46 (2003).
  18. Guo, W., et al. The morphology and electrophysiology of the cochlea of the miniature pig. The Anatomical Record. 298 (3), 494-500 (2015).
  19. Christov, F., et al. Electric compound action potentials (ECAPs) and impedances in an open and closed operative site during cochlear implantation. Cochlear Implants International. 20 (1), 23-30 (2019).
  20. Zhong, L. L., et al. Inner ear structure of miniature pigs measured by multi-planar reconstruction techniques. American Journal of Translational Research. 10 (3), 709-717 (2018).
  21. The Lancet. Hearing loss: An important global health concern. The Lancet. 387 (10036), 2351(2016).
  22. Guo, R., et al. Cochlear implant-based electric-acoustic stimulation modulates neural stem cell-derived neural regeneration. Journal of Materials Chemistry B. 9 (37), 7793-7804 (2021).
  23. Gabrielpillai, J., Geissler, C., Stock, B., Stöver, T., Diensthuber, M. Growth hormone promotes neurite growth of spiral ganglion neurons. Neuroreport. 29 (8), 637-642 (2018).
  24. Li, H., et al. Guided growth of auditory neurons: Bioactive particles towards gapless neural - electrode interface. Biomaterials. 122, 1-9 (2017).
  25. Wille, I., et al. Development of neuronal guidance fibers for stimulating electrodes: Basic construction and delivery of a growth factor. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 10, 776890(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model miniaturowej świniimplantacja ślimakowaimplanty ślimakowewprowadzanie wiązki elektrodwywołany potencjał polowyfunkcja nerwu słuchowegobłona okna owalnegorekonstrukcja trójwymiarowadostęp chirurgiczny
Miniaturowa świnia: duży model zwierzęcy do badań nad implantami ślimakowymi
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.