Artykuł metodologiczny

Wczesne wykrywanie patologiczne i rezonansem magnetycznym uszkodzenia mózgu przy użyciu szczurzego modelu encefalopatii niedotlenieniowej niedotlenienia noworodków

1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64183

⸱

28 października 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of Oklahoma Health Sciences Center, 2Department of Chemistry, University of Prince Edward Island, 3Center for Neuroscience, University of Oklahoma Health Sciences Center, 4Oklahoma Medical Research Foundation

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół opisuje model niedotlenienia niedokrwiennego u noworodków w celu identyfikacji wczesnych zmian w tkance mózgowej za pomocą morfologii ogólnej i rezonansu magnetycznego. Ma to przewagę nad istniejącymi modelami, które mogą być wykorzystywane do badania późnych urazów, ale nie pozwalają na ocenę powtarzalnych wczesnych zmian.

Streszczenie

Perinatal hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE) to ostra choroba, która może dotknąć noworodki, powodując zmienne długo- i krótkoterminowe wyniki neurorozwojowe. Wczesna diagnoza ma kluczowe znaczenie dla identyfikacji niemowląt, które mogą odnieść korzyści z interwencji; Jednak wczesna diagnoza zależy w dużej mierze od kryteriów klinicznych. Żadne badania molekularne ani radiologiczne nie wykazały obiecujących wyników w wykrywaniu wczesnych uszkodzeń mózgu. Badania wykazały, że obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) może wykazywać zmiany zarówno w przepływie krwi/niedokrwieniu, jak i zakłócenia metaboliczne. Jednak wszystkie one zostały wykorzystane do oceny wtórnej fazy choroby (>12 h) po wystąpieniu urazu. Wczesna diagnoza ma kluczowe znaczenie dla szybkiego rozpoczęcia hipotermii terapeutycznej u kwalifikujących się niemowląt, którą obecnie zaleca się rozpocząć w ciągu 6 godzin po urodzeniu. Szczurzy model uszkodzenia niedotlenieniowo-niedokrwiennego został opracowany w 1981 roku i został zwalidowany i szeroko stosowany do badania zmian w perfuzji mózgu, markerach uszkodzenia mózgu i morfologii. Jednak był on używany przede wszystkim jako "późny model", oceniający uraz kilka dni po początkowym urazie niedokrwiennym. Wiadomo, że model ten ma słabą czułość w ocenie wiarygodnych i powtarzalnych wczesnych zmian mózgowych. Celem pracy było opracowanie wiarygodnego modelu do badania wczesnych ogólnych markerów morfologicznych i radiologicznych HIE przy użyciu barwienia patologicznego i obrazowania rezonansem magnetycznym mózgu/spektroskopii rezonansu magnetycznego.

Wprowadzenie

Encefalopatia niedotlenieniowo-niedokrwienna (HIE) jest wyniszczającym stanem wynikającym z różnych czynników u noworodków1. Zamartwica okołoporodowa i/lub zaburzenie przepływu krwi w mózgu mogą powodować ogniskowe lub globalne zmiany niedokrwienne w mózgu2. Częstość występowania wynosi około 1,6 na 1 000 żywych urodzeń, ale może wynosić nawet 12,1 na 1 000 żywych urodzeń w krajach rozwijających się3. Ten stan powoduje wysoką śmiertelność (20%-50%), podczas gdy 25% osób, które przeżyją, prawdopodobnie cierpi na długotrwałą niepełnosprawność neuronalną, taką jak upośledzenie umysłowe, epilepsja lub porażenie mózgowe4. Jedyną interwencją terapeutyczną, która okazała się skuteczna w przypadku łagodnych lub umiarkowanych urazów, jest hipotermia terapeutyczna, którą należy rozpocząć w ciągu 6 godzin od urodzenia5,6,7,8,9. Chociaż może to pomóc w zapobieganiu zmianom metabolicznym, które prowadzą do wtórnego urazu, może również wystąpić skutki uboczne, takie jak niedociśnienie, małopłytkowość, wydłużony czas krzepnięcia, krwotok śródczaszkowy, zaburzenia rytmu, martwica tłuszczu i zaburzenia równowagi elektrolitowej w surowicy4,5. Wczesna diagnoza HIE u niemowląt jest często trudna, ponieważ kryteria są subiektywne i w dużej mierze opierają się na wynikach badania fizykalnego, które ewoluują w czasie. Rezonans magnetyczny może wykazywać zmiany odzwierciedlające uraz od kilku dni do tygodni po urazie. Jednak zmiany morfologiczne w rezonansie magnetycznym T1/T2 mogą być normalne nawet w dwóch trzecich umiarkowanej encefalopatii, kategorii niemowląt, które najprawdopodobniej skorzystają z hipotermii terapeutycznej10. Zgodnie z ostatnimi doniesieniami, spektroskopia rezonansu magnetycznego (MRS) może wykazywać wczesne zmiany korelujące z HIE11. Do tej pory nie przeprowadzono jednak żadnej standaryzacji ani walidacji.

Wielu badaczy polega na modelach zwierzęcych, aby ocenić potencjalne interwencje diagnostyczne lub terapeutyczne w przypadku uszkodzenia naczyń mózgowych. Najczęściej stosowaną metodą tworzenia zawału jest podwiązanie tętnicy środkowej mózgu gryzoni12,13. Chociaż jest to często stosowane do badania udaru niedokrwiennego u dorosłych, jest to technicznie trudne ze względu na małe rozmiary i kruchość młodych w wieku odpowiadającym chorobie noworodków u ludzi. Co więcej, nie reprezentuje globalnych zmian niedokrwiennych mózgu, które mogą być obserwowane w HIE. Model Rice'a-Vanucciego14 jednostronnego podwiązania tętnicy szyjnej u szczurów jest używany od 1980 roku jako opłacalny model gryzoni do badania niedotlenionego i niedokrwiennego uszkodzenia mózgu. Istnieje jednak duża zmienność we wczesnych zmianach naczyniowo-mózgowych i wysoka śmiertelność we wcześniejszych eksperymentach. Większość badań opisuje uszkodzenie mózgu w postaci zmian długotrwałych (tj. po 24 godzinach urazu), które są bardziej konsekwentne. Badanie to miało na celu opracowanie podejścia do oceny wczesnych (w ciągu 6 godzin) zmian molekularnych i radiologicznych w szczurzym modelu HIE. Protokół został opracowany w celu zapewnienia niedokrwienia we wczesnym wieku (odpowiednik terminu noworodka) i zwiększenia przeżywalności szczeniąt, zwłaszcza podczas ekspozycji na niedotlenienie. MRI/MRS wykorzystano do oceny radiologicznych dowodów zmienionego przepływu, zmian w tkance mózgowej i zmian metabolicznych w ciągu 6 godzin od urazu. Przeprowadzono również ogólną ocenę morfologiczną obszarów zawału. Dalsza walidacja odtwarzalności została przeprowadzona poprzez powtórzenie doświadczeń na wielu miotach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Fundacji Badań Medycznych Oklahoma (OMRF) (protokół IACUC #17-17). Do niniejszego badania wykorzystano ciężarne samice młodych szczurów Sprague-Dawley w E14. Zwierzęta zostały pozyskane ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów).

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Aklimatyzować zwierzęta w obiekcie dla zwierząt przed dostarczeniem miotów.
  2. Utrzymuj wszystkie szczury na12 godzin światła/ciemności cykli karm standardową ratchę.
  3. Po porodzie miotów należy zatrzymać młode z ich odpowiednimi matkami. W eksperymentach wykorzystaj obie płcie.
  4. W wieku poporodowym 10 lat (P10) losowo przydzielaj młode do grupy pozorowanej lub HIE.
    UWAGA: Oś czasu eksperymentu jest przedstawiona na Rysunek 1. Wszystkie eksperymenty przeprowadzono tego samego dnia w P10.

2. Podwiązanie tętnicy szyjnej (CAL) dla eksperymentalnej grupy HIE

  1. Umieść szczenięta szczura na podkładce rozgrzewającej.
  2. Rozpocznij znieczulenie 4% izofluranem w tlenie (0,6 l/min) za pomocą stożka nosowego, aż odruch szczypania zniknie. Zmniejsz przepływ gazu do 0,5%-2% w celu utrzymania znieczulenia. Upewnij się, że szczenięta są nieprzytomne, nie tłumiąc napędu oddechowego.
  3. Oznacz szczenięta na ogonie w celu identyfikacji i delikatnie przymocuj je taśmą na wszystkich czterech kończynach.
  4. Ogolić okolice szyi i wysterylizować wacikami z 70% roztworem jodu i powidonu (patrz tabela materiałów).
  5. Używając ostrza #11, wykonaj 1-centymetrowe nacięcie szyi w linii środkowej przez skórę. Ostrożnie wypreparuj lewą śliniankę przyuszną i powięź, aż lewa tętnica szyjna zostanie odsłonięta. Delikatnie zmobilizuj naczynie za pomocą hemostatów, aby uwolnić je z powięzi.
  6. Za pomocą małego hemostatu ostrożnie przełóż dwa szwy 5-0 (patrz Tabela materiałów) wokół naczynia w odległości 0,5 cm od siebie i mocno je zawiąż.
  7. Za pomocą małych nożyczek przetnij tętnicę pomiędzy dwoma szwami, aby zapewnić nieciągłość przepływu krwi. Zamknij skórę i powięź za pomocą jedwabnych szwów 5-0 (patrz Tabela Materiałów).
  8. Wstrzyknąć buprenorfinę (10 jednostek w 800 μl sterylnego roztworu soli fizjologicznej) dootrzewnowo i kolejne 800 μl soli fizjologicznej podskórnie w tylną część szyi, aby zapobiec odwodnieniu.
    UWAGA: Zabieg należy zakończyć w ciągu 10-12 minut.
  9. Zawróć młode do klatek wraz z ich matkami i pozwól szczeniętom obudzić się i dojść do siebie przez 1-2 godziny.

3. Fikcyjny zabieg chirurgiczny dla grupy kontrolnej

  1. Umieść szczenięta szczura na podkładce rozgrzewającej.
  2. Rozpocznij znieczulenie 4% izofluranem w tlenie (0,6 l/min) za pomocą stożka nosowego, aż odruch szczypania zniknie. Zmniejsz przepływ gazu do 0,5%-2% w celu utrzymania znieczulenia. Upewnij się, że szczenięta są nieprzytomne, nie tłumiąc napędu oddechowego.
  3. Oznacz szczenięta na ogonie w celu identyfikacji i delikatnie przymocuj je taśmą na wszystkich czterech kończynach.
  4. Ogolić okolice szyi i wysterylizować wacikami z 70% roztworem jodu i powidonu.
  5. Za pomocą ostrza #11 wykonaj 1-centymetrowe nacięcie szyi w linii środkowej przez skórę, a następnie zamknij je jedwabnymi szwami 5-0.
  6. Stosuj takie samo nawodnienie, przeciwbóle i opiekę pooperacyjną, jak w grupie HI (kroki 2.8-2.9).

4. Narażenie na niedotlenienie zarówno dla grupy CAL, jak i grupy pozorowanej

  1. Przygotować przezroczystą komorę hipoksji z pleksi (patrz tabela materiałów), podłączając rurkę do pokrywy komory, aby zapewnić ciągły przepływ powietrza o natężeniu 6 l/min mieszaniny gazów hipoksyjnych (8% tlenu, 92% azotu).
  2. Umieść niebieską wkładkę chłonną w komorze i natychmiast umieść w komorze młode szczurów z obu grup. Pozwól szczeniętom pozostać w komorze hipoksji przez 45 minut.
  3. Zanurz komorę w łaźni wodnej z ciągle płynącą ciepłą wodą, aby utrzymać temperaturę ustawioną na 37 °C wewnątrz komory.
  4. Nawodnić młode doustnym roztworem soli fizjologicznej przez zgłębnik o objętości 600 μl przed umieszczeniem w komorze hipoksji i 600 μl pod koniec 45 minut.
  5. Przenieś wszystkie młode do klatek wraz z ich matkami (eksperymentalnymi i pozorowanymi) i pozwól im dojść do siebie przez 2 godziny w pomieszczeniu obok zakładu obrazowania małych zwierząt.

5. Rezonans magnetyczny i spektroskopia

  1. Wykonaj rezonans magnetyczny i rezonans magnetyczny w celu identyfikacji i oceny markerów radiologicznych i metabolicznych 4 godziny po zakończeniu podwiązania tętnicy szyjnej. Zabieg należy wykonać w znieczuleniu z ciągłym monitorowaniem układu krążenia w placówce obrazowania małych zwierząt.
  2. Znieczulić każde zwierzę (1,5% izofluranem i 0,7 l/min tlenu) i umieścić je w sondzie MR (patrz Tabela materiałów) w pozycji leżącej na plecach na niebieskiej podkładce chłonnej przykrywającej poduszkę grzewczą. Monitorować tempo oddychania zwierząt w sposób ciągły za pomocą pneumatycznej poduszki brzusznej (patrz Tabela materiałów).
  3. Użyj cewki na powierzchni głowicy jako odbiornika sygnału i przesyłaj impulsy o częstotliwości radiowej do próbki przez kwadraturową cewkę objętościową (średnica wewnętrzna 72 mm, patrz tabela materiałów).
  4. Wykonaj rezonans magnetyczny, aby ocenić zarówno zmiany w przepływie krwi w mózgu (CBF), jak i zmiany stałych dyfuzji wody (ADC) zgodnie z wcześniej opublikowanymi metodami15,16,17. Wykonaj morfologię MRI (T1 i T2), dyfuzję i perfuzję, aby określić najbardziej i najmniej perfundowane obszary mózgu.
    UWAGA: Średnie wartości perfuzji i dyfuzji (ADC) w każdej grupie są porównywane między stroną podwiązaną a stroną kontrolną (nienaruszona strona tętnicy szyjnej).
  5. Wykonaj MRS zgodnie z wcześniej opublikowanymi metodami15,17 i przeanalizuj za pomocą wewnętrznego kodowanego programu przy użyciu oprogramowania Mathematica (patrz Tabela materiałów).
  6. Skaluj widma MR w częściach na milion (ppm), kalibrując względem piku wody (4,78 ppm). Zidentyfikuj główne szczyty metaboliczne mózgu jako N-acetyloasparaginian (NAA) w stężeniu 2,02 ppm, cholina (Cho) w stężeniu 3,22 ppm, kreatyna (Cr) w stężeniu 3,02 ppm i mio-inozytol w stężeniu 3,53 ppm,
    UWAGA: Pomiary powierzchni pików metabolitów są wykorzystywane do obliczenia następujących stosunków: NAA do Cho (NAA/Cho), Cr do Cho (Cr/Cho) i Myo-Ins do Cho (Myo-Ins/Cho)15.

6. Analiza surowicy i tkanek mózgowych

  1. Pobrać krew po 5,5 godzinie po podwiązaniu tętnicy szyjnej lub procedurze pozorowanej zgodnie z wcześniej opublikowanymi metodami18.
  2. Ponownie znieczulić szczenięta 4% izofluranem.
  3. Używając ostrego ostrza #11, wykonaj nacięcie brzucha, a następnie nacięcie przepony, aby odsłonić serce.
  4. Pobrać krew przez punkcję serca, jak opisano wcześniej18. Krótko mówiąc, wprowadzić igłę 32 G na strzykawce o pojemności 1 ml do prawej komory serca i delikatnie odessać 1 ml krwi.
  5. Pozostawić krew pełną do koagulacji, a następnie odwirować przy 1 000 x g przez 15 minut w temperaturze 4 °C. Surowica jest rozdzielana do czystych probówek mikrowirówek.
  6. Odetnij głowę całego szczeniaka w celu ogólnej oceny patologii mózgu, a następnie zanurz ją w lodzie na 2 minuty.
  7. Wykonaj nacięcie na grzbietowej skórze głowy od podstawy czaszki do czubka nosa i oderwij kości czaszki z okolic mózgu. Usuń nienaruszony cały mózg na czystą szalkę Petriego.
  8. Zaznacz prawą stronę mózgu nietoksycznym markerem. Ustaw mózg powierzchnią głowu do góry, tak aby obie półkule były widoczne. Za pomocą lodowatej żyletki pokrój mózg na cztery równe sekcje równoległe do płaszczyzny koronalnej.
  9. Zanurzyć skrawki mózgu w roztworze chlorku 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC, patrz tabela materiałów) na szalce Petriego pokrytej folią, aby zapobiec uczuleniu na światło i inkubować przez 15 minut w temperaturze 37 °C.
    UWAGA: Obszary po zawale są oznaczone jako białe obszary pozbawione czerwonej plamy TTC.
  10. Jeśli zawał jest subtelny lub trudny do wykrycia, wstrzyknij 0,5-1 ml TTC (1%) w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami bezpośrednio do prawego serca po nacięciu brzucha i torakotomii i pozostaw do perfuzji przez 2 minuty przed dekapitacją szczeniaka.
  11. Przechowywać tkankę mózgową i surowicę w temperaturze -80 °C, jeśli wymagana jest dalsza analiza.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejszy protokół służący do wywoływania i oceny wczesnych zmian mózgowych po HIE był łatwy w implementacji i umożliwił makroskopową wizualizację patologiczną i radiologiczną uszkodzenia mózgu w ciągu 6 h od urazu u szczurząt w 10. dobie postnatalnej (P10). Plan eksperymentalny przedstawiono na Rysunku 1. Obie płcie analizowano wspólnie, a w każdej grupie zbadano 24 zwierzęta z pięciu miotów. Śmiertelność zwierząt była bardzo niska, a przeżywalność wyniosła 99% aż do momentu przeprowadzenia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół badawczy na nowonarodzonych szczeniętach szczurów został z powodzeniem opracowany w celu wizualizacji i analizy wczesnych markerów uszkodzenia mózgu w HIE. Do tej pory brakuje obiektywnych narzędzi oceny do wykrywania wczesnych uszkodzeń mózgu w populacji noworodków. Po urazie HI następuje faza (1-6 godzin), w której upośledzenie metabolizmu oksydacyjnego mózgu ma potencjał do częściowej regeneracji przed niewydolnością funkcji mitochondriów19, która jest nieodwracalna. Ta utajona faza je...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

W przypadku żadnego z autorów nie ma konfliktu interesów.

Podziękowania

Dziękujemy personelowi weterynaryjnemu Fundacji Badań Medycznych w Oklahomie za ich ekspertyzę i pomoc w modyfikacji protokołów opieki nad zwierzętami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% sól fizjologiczna FisherScientificZ1376
Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC)Millipore SigmaT8877
Poduszka pneumatyczna brzusznaSA Instruments, Inc., Stony Brook, NY
Chłonne podkładki z wodoodporną barierą dla wilgoci, 58,4 x 91,4 cm, 680 mlFisher Scientific501060566
BD 30 G Igła i strzykawkaFisher ScientificCatalog No.14-826-10
Biospec 7.0 Tesla/30 cm system obrazowania małych zwierząt z magnesem poziomymBruker Biospin, Ettlingen, Niemcy
BuprenorfinaDostarczane przez medycynę weterynaryjną
Kompaktowy termometr z sondąFisher ScientificS01549
Mieszanina gazów 92% azotu 8% tlenuCewka
Bruker BioSpin MRI Gmbh, Ettlingen, Niemcy
GazDostarczane przez medycynę weterynaryjną
Cyrkulator zanurzeniowy Isotemp 2100Fisher ScientificWycofaneZanurzony w komorze kąpieli wodnej z ciągłym przepływem wody przez rurki
Kolba z pierścieniem ołowiowym OdważnikiVWR29700-060Ciężarki do kąpieli wodnej, aby zapewnić, że komora gryzoni pozostaje zanurzona w kąpieli wodnej
Mathematica SoftwareWolfram Research, Champaign, IL, USAwersja 6.0
Roztwór elektrolitu pedialyte, napój nawadniający, 1 litr, bezsmakowypedialyteOtrzymywany z
CVS Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (DPBS, 1X), formuła DulbeccoMillipore SigmaJ67670.
AP Plastikowe przezroczyste wiadroUżyliśmy starej klatki dla gryzoni - to dobra alternatywa: Cambro 182615CW135 Camwear Pudełko do przechowywania żywności, 18 "X 26" X 15", Model #: 182615CW135
Komora powstrzymująca gryzonie z pleksiPedialyte / CVSMedycyna weterynaryjna zapewniła małą komorę służącą do krępowania gryzoni. Około 6x4x4 cale
Ciężarne szczury Sprague Dawley w E14Charles RiverKod szczepu 400
Produkty Purdue  Waciki BetadineFisher Scientific19-061617
Kwadraturowa cewka objętościowa (średnica wewnętrzna 72 mm)Bruker BioSpin MRI Gmbh, Ettlingen, Niemcy
Szew jedwabny StoeltingFisher ScientificNr katalogowy 10-000-656
Szew Vicryl 5-0 FisherScientific 
powierzchniowa głowicy Airgas izofluranowy NC1985424

Bibliografia

  1. Douglas-Escobar, M., Weiss, M. D. Hypoxic-ischemic encephalopathy: A review for the clinician. JAMA Pediatrics. 169 (4), 397-403 (2015).
  2. Bano, S., Chaudhary, V., Garga, U. C. Neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy: A radiological review. Journal of Pediatric Neurosciences. 12 (1), 1-6 (2017).
  3. Lee, A. C., et al. Intrapartum-related neonatal encephalopathy incidence and impairment at regional and global levels for 2010 with trends from. Pediatric Research. 74, 50-72 (2013).
  4. American College of Obstetricians and Gynecologists Task Force on Neonatal Encephalopathy. Executive summary: Neonatal encephalopathy and neurologic outcome, second edition. Report of the American College of Obstetricians and Gynecologists Task Force on Neonatal Encephalopathy. Obstetrics & Gynecology. 123 (4), 896-901 (2014).
  5. Jacobs, S. E., et al. Whole-body hypothermia for term and near-term newborns with hypoxic-ischemic encephalopathy: A randomized controlled trial. Archives of Pediatrics and Adolescent. 165 (8), 692-700 (2011).
  6. Drury, P. P., Gunn, E. R., Bennet, L., Gunn, A. J. Mechanisms of hypothermic neuroprotection. Clinics in Perinatology. 41 (1), 161-175 (2014).
  7. Higgins, R. D., et al. Hypothermia and other treatment options for neonatal encephalopathy: An executive summary of the Eunice Kennedy Shriver NICHD workshop. The Journal of Pediatrics. 159 (5), 851-858 (2011).
  8. Patel, S. D., et al. Therapeutic hypothermia and hypoxia-ischemia in the term-equivalent neonatal rat: characterization of a translational preclinical model. Pediatric Research. 78 (3), 264-271 (2015).
  9. Park, W. S., et al. Hypothermia augments neuroprotective activity of mesenchymal stem cells for neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. PLoS One. 10 (3), 0120893(2015).
  10. Agut, T., et al. Early identification of brain injury in infants with hypoxic ischemic encephalopathy at high risk for severe impairments: Accuracy of MRI performed in the first days of life. BMC Pediatrics. 14, 177(2014).
  11. Guo, L., et al. Early identification of hypoxic-ischemic encephalopathy by combination of magnetic resonance (MR) imaging and proton MR spectroscopy. Experimental and Therapeutic Medicine. 12 (5), 2835-2842 (2016).
  12. Ashwal, S., Cole, D. J., Osborne, S., Osborne, T. N., Pearce, W. J. A new model of neonatal stroke: reversible middle cerebral artery occlusion in the rat pup. Pediatric neurology. 12 (3), 191-196 (1995).
  13. Larpthaveesarp, A., Gonzalez, F. F. Transient middle cerebral artery occlusion model of neonatal stroke in P10 rats. Journal of Visualized Experiments. (122), e54830(2017).
  14. Rice, J. E., Vannucci, R. C., Brierley, J. B. The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat. Annals of Neurology. 9 (2), 131-141 (1981).
  15. Bozza, F. A., et al. Sepsis-associated encephalopathy: A magnetic resonance imaging and spectroscopy study. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 30 (2), 440-448 (2010).
  16. Garteiser, P., et al. Multiparametric assessment of the anti-glioma properties of OKN007 by magnetic resonance imaging. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 31 (4), 796-806 (2010).
  17. Towner, R. A., et al. Anti-inflammatory agent, OKN-007, reverses long-term neuroinflammatory responses in a rat encephalopathy model as assessed by multi-parametric MRI: implications for aging-associated neuroinflammation. Geroscience. 41 (4), 483-494 (2019).
  18. Adeghe, A. J., Cohen, J. A better method for terminal bleeding of mice. Lab Animal. 20 (1), 70-72 (1986).
  19. Rodriguez, M., Valez, V., Cimarra, C., Blasina, F., Radi, R. Hypoxic-ischemic encephalopathy and mitochondrial dysfunction: Facts, unknowns, and challenges. Antioxiddants & Redox Signaling. 33 (4), 247-262 (2020).
  20. Vannucci, R. C., Towfighi, J. Experimental models of hypothermic circulatory arrest. Seminars in Pediatric Neurology. 6 (1), 48-54 (1999).
  21. Sarkar, S., Barks, J. D. Systemic complications and hypothermia. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 15 (5), 270-275 (2010).
  22. Chiamulera, C., Terron, A., Reggiani, A., Cristofori, P. Qualitative and quantitative analysis of the progressive cerebral damage after middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Research. 606 (2), 251-258 (1993).
  23. Hatfield, R. H., Mendelow, A. D., Perry, R. H., Alvarez, L. M., Modha, P. Triphenyltetrazolium chloride (TTC) as a marker for ischaemic changes in rat brain following permanent middle cerebral artery occlusion. Neuropathology and Applied Neurobiology. 17 (1), 61-67 (1991).
  24. Goldlust, E. J., Paczynski, R. P., He, Y. Y., Hsu, C. Y., Goldberg, M. P. Automated measurement of infarct size with scanned images of triphenyltetrazolium chloride-stained rat brains. Stroke. 27 (9), 1657-1662 (1996).
  25. Robertson, N. J., Thayyil, S., Cady, E. B., Raivich, G. Magnetic resonance spectroscopy biomarkers in term perinatal asphyxial encephalopathy: From neuropathological correlates to future clinical applications. Current Pediatric Reviews. 10 (1), 37-47 (2014).
  26. Gano, D., et al. Evolution of pattern of injury and quantitative MRI on days 1 and 3 in term newborns with hypoxic-ischemic encephalopathy. Pediatric Research. 74 (1), 82-87 (2013).
  27. da Silva, L. F., Hoefel Filho, J. R., Anes, M., Nunes, M. L. Prognostic value of 1H-MRS in neonatal encephalopathy. Pediatric Neurology. 34 (5), 360-366 (2006).
  28. van de Looij, Y., Chatagner, A., Huppi, P. S., Gruetter, R., Sizonenko, S. V. Longitudinal MR assessment of hypoxic ischemic injury in the immature rat brain. Magnetic Resonance in Medicine. 65 (2), 305-312 (2011).
  29. Shibasaki, J., et al. Changes in brain metabolite concentrations after neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Radiology. 288 (3), 840-848 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Magnetic Resonance ImagingEarly DiagnosisPathological StainingBrain PerfusionMagnetic Resonance SpectroscopyTherapeutic HypothermiaNeurodevelopmental Outcomes
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły