Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Systematyczna ocena próbek czaszek ssaków pod kątem patologii stawów stomatologicznych i skroniowo-żuchwowych

2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64223

⸱

22 sierpnia 2022

 ,  , 
1Dentistry and Oral Surgery Service, William R. Pritchard Veterinary Medical Teaching Hospital, School of Veterinary Medicine, University of California-Davis, 2Department of Surgical and Radiological Sciences, School of Veterinary Medicine, University of California-Davis

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejszy protokół opisuje techniki systematycznej oceny próbek czaszki w celu scharakteryzowania anatomicznych i rozwojowych różnic i nieprawidłowości zębów, chorób przyzębia, chorób endodontycznych i patologii stawu skroniowo-żuchwowego.

Streszczenie

Muzealne okazy czaszek stanowią nieinwazyjny, pouczający i łatwo dostępny sposób do badania zmian w stawie skroniowo-żuchwowym (TMJ), patologii zębów i zmian anatomicznych u wielu gatunków ssaków. Badanie zębów i szczęk wielu gatunków może stanowić wyzwanie wymagające dbałości o szczegóły i zrozumienia normalnej anatomii gatunku. W niniejszym artykule omówiono systematyczny i precyzyjny protokół badania próbek czaszek, który został zastosowany do różnych ssaków w celu zdefiniowania charakterystycznych chorób w okolicy ustno-szczękowo-twarzowej. Opisana procedura jest jednocześnie precyzyjna, powtarzalna i możliwa do dostosowania do bardzo różniących się kształtów czaszki i zębów oraz anatomii u różnych gatunków. W szczególności próbki są badane pod kątem braków w uzębieniu, chorób przyzębia, chorób endodontów, patologii stawu skroniowo-żuchwowego i zmian anatomicznych. Wyniki zebrane z badań nad okazami muzealnymi mogą odzwierciedlać historię naturalną, stan zdrowia i stan chorobowy osobników i gatunków. Co więcej, dane te mogą stanowić podstawę badań ekologicznych i ochronnych, a także opieki nad osobnikami trzymanymi w niewoli.

Wprowadzenie

Rozwój szczęk i zębów wyznacza krytyczny punkt w ewolucji i rozwoju kręgowców. Podczas gdy szczęki początkowo rozwinęły się jako część mechanizmu oddychania u gatunków wodnych i morskich, zęby oferowały nowy sposób chwytania i przetwarzania zdobyczy1,2. Od czasu rozwoju szczęk i zębów organizmy wyewoluowały niezliczone różnice w anatomii, które odpowiadają ich funkcji i odzwierciedlają rolę ekologiczną, do której należą. Ze względu na swoją zmineralizowaną naturę, zęby i czaszki stanowią bogactwo informacji, które utrzymują się w środowisku i zapisie kopalnym i mogą dostarczyć niezliczonych informacji na temat ekologii, stanu zdrowia i zachowania osobników, a co za tym idzie, gatunków.

Zdobywanie informacji dotyczących zębów i szczęk zwierząt oraz charakteryzowania formy i patologii ma wiele zalet. Rozpoznanie powszechnych procesów chorobowych może poprawić wysiłki na rzecz ochrony dzikich gatunków i zoptymalizować opiekę nad zwierzętami trzymanymi w niewoli3,4,5. Na przykład informacje zebrane z muzealnych próbek czaszek wykorzystano do wyciągnięcia wniosków na temat narażenia bałtyckiej foki szarej (Halichoerus grypus) i fok pospolitych (Phoca vitulina) na zanieczyszczenia środowiska w czasie6,7, chociaż nie potwierdzono związku przyczynowego między zmianami w jamie ustnej a zanieczyszczeniami. Co więcej, choroby jamy ustnej są jednymi z najbardziej rozpowszechnionych chorób u gatunków domowych, a zrozumienie stanu zdrowia jamy ustnej dzikich gatunków może przyczynić się do postępu w medycynie klinicznej i leczeniu gatunków domowych8,9.

Ponieważ zwierzęta rozwinęły takie różnice w normalnym kształcie twarzoczaszki i uzębieniu, może być trudno scharakteryzować i porównać te aspekty między gatunkami. Zrozumienie ekologii i naturalnego zachowania organizmu, a także jego typowego środowiska, jest niezbędne przed próbą zbadania jego czaszki. Będzie to napędzać powstawanie pytań i hipotez dotyczących uzębienia danego gatunku i nieuchronnie wzbogaci wnioski z analizy danych. Na przykład uznanie, że typowa dieta wydry morskiej południowej (Enhydra lutris nereis) obejmuje o twardej skorupie, skorupiaki i szkarłupnie, jest niezbędne do kontekstualizacji stopnia i skutków ścierania i/lub ścierania zębów10,11. Chociaż można założyć prawdopodobieństwo, że u osobnika danego gatunku rozwiną się pewne choroby zębów, bardzo ważne jest posiadanie systematycznego, precyzyjnego i powtarzalnego protokołu oceny patologii zębów. Powinno to obejmować ocenę zgryzu, wyników anatomicznych i rozwojowych, chorób przyzębia, wyników endodontycznych i patologii stawu skroniowo-żuchwowego (TMJ). Opracowanie takiego protokołu z podobną analizą statystyczną pozwoli na szczegółowe porównanie chorób zębów i stawów skroniowo-żuchwowych u różnych gatunków. Do scharakteryzowania patologii stawów zębowych i skroniowo-żuchwowych u wielu gatunków ssaków wykorzystano systematyczną metodę, która okazała się możliwa do przełożenia na organizmy o różnych formach11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24.

Aby porównać przyszłe dane o dodatkowych gatunkach, ważne jest, aby mieć akceptowaną metodę oceny chorób zębów i szczęk, którą można zastosować do różnych gatunków. Niniejszy artykuł ma na celu szczegółowe opisanie znormalizowanego i zorganizowanego podejścia do oceny patologii zębów i stawów skroniowo-żuchwowych próbek czaszki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Obecne badanie zostało przeprowadzone przy użyciu próbek z Wydziału Ornitologii i Mammologii Kalifornijskiej Akademii Nauk w San Francisco, Muzeum Zoologii Kręgowców Uniwersytetu Kalifornijskiego w Berkeley oraz Muzeum Północy Uniwersytetu Alaska w Fairbanks. Pozwolenie na badanie próbek czaszek i publikację prac na podstawie danych uzyskano od muzeów, które są właścicielami i zarządzają każdą kolekcją.

1. Wybór próbki i dokumentacja

  1. Udokumentuj informacje o okazie, w tym numery identyfikacyjne, gatunek, płeć i miejsce pochodzenia.
    UWAGA: Liczba okazów przechowywanych w danej kolekcji, a także szczegóły dotyczące okazów, mogą być dostępne za pośrednictwem rozwiązania Arctos Collaborative Collection Management Solution (patrz Spis materiałów). Do celów niniejszego badania brane są pod uwagę czaszki słonia morskiego (Mirounga angustirostris), rysia kalifornijskiego (Lynx rufus californicus), lisa szarego (Urocyon cinereoargenteus), foki północnej (Callorhinus ursinus), wydry morskiej południowej (Enhydra lutris nereis), kalifornijskiego lwa górskiego (Puma conolor cougar) i lisa młodego (Vulpes macrotis).
  2. Zbadaj czaszkę pod kątem kompletności struktur anatomicznych. Nie należy uwzględniać poważnie pofragmentowanych czaszek, tak aby normalne struktury anatomiczne były nierozpoznawalne bez rozległej rekonstrukcji.
  3. Jeśli to możliwe, oszacuj wiek próbki w chwili śmierci na podstawie zamknięcia szwów czaszkowych. Zapoznaj się z odpowiednią literaturą, aby uzyskać informacje na temat czasu zamykania szwów czaszkowych, ponieważ różni się on dla każdego gatunku docelowego.
  4. Zastąp luźne zęby odpowiadającymi im zębodołami. Korzystaj z opublikowanych opisów anatomicznych badanych gatunków, aby pomóc w rozpoznaniu typu zęba każdego luźnego zęba25,26,27,28,29,30.

2. Wyniki anatomiczne i rozwojowe

  1. Kolejno sprawdzaj każdy kwadrant dentystyczny i rejestruj obecność lub brak zębów.
  2. Sklasyfikuj utratę każdego zęba jako wrodzoną nieobecną, w porównaniu z nabytą utratą zęba w porównaniu z nieobecną sztuczną nieobecnością. Zbadaj obszar brakującego zęba pod kątem gładkiego brzegu kości (wrodzone), pustego zębodołu z przebudowującą się kością wyrostka zębodołowego (nabytą) lub pustego, ale ostro zarysowanego zębodołu (sztucznego).
  3. Udokumentuj wszelkie trwałe zęby mleczne lub zęby nadliczbowe (Rysunek 1).
  4. Zbadaj kształt korony każdego zęba i widoczną strukturę korzenia. Udokumentuj liczbę korzeni, badając luźne zęby z ich pęcherzyków płucnych.
    UWAGA: W przypadku zębów, których nie można usunąć z zębodoła, korzenie nadliczbowe można zidentyfikować za pomocą dodatkowej wypukłości, zwykle na podniebiennej lub językowej stronie zęba, lub za pomocą zdjęć rentgenowskich zębów (Ryc. 2).
  5. Udokumentuj obecność hipoplazji szkliwa, charakteryzującej się ścieńczeniem lub brakiem białej, odblaskowej warstwy szkliwa zęba, odsłaniającej bardziej szorstką, brązowo-żółtą powierzchnię zębiny.

3. Stan periodontologiczny

  1. Użyj metalowej lub plastikowej sondy periodontologicznej i eksploratora (patrz Tabela materiałów), aby ustalić teksturę kości wyrostka zębodołowego pod kątem objawów zapalenia przyzębia31.
    UWAGA: Nie ma tkanek miękkich, więc nie można zdiagnozować zapalenia dziąseł, ale zwiększone unaczynienie, o czym świadczy większa liczba otworów naczyniowych, wskazuje na wczesne zapalenie przyzębia (Ryc. 3).
  2. Przetestuj obecność zajęcia furkacji lub narażenia, próbując wprowadzić sondę periodontologiczną między korzenie każdego zęba wielokorzeniowego. W zależności od liczby korzeni może być potrzebnych wiele obszarów do przetestowania furkacji.
  3. Użyj standardowego protokołu, aby zidentyfikować etapy stopniowo pogarszającego się zapalenia przyzębia (Tabela 1)32.

4. Złamane zęby i zmiany okołowierzchołkowe

  1. Zbadaj każdy ząb pod kątem złamania, na które wskazuje utrata substancji zęba o ostrych krawędziach (Rysunek 4).
  2. Określ, czy każde złamanie jest skomplikowane, czy nieskomplikowane, próbując włożyć odkrywcę do komory miazgi z miejsca złamania. Skomplikowane złamania są sygnalizowane przez wpadnięcie końcówki eksploratora do komory miazgi.
  3. Zapisz każdy typ złamania w oparciu o znormalizowany system klasyfikacji (Tabela 2)33.
  4. Zbadaj zęby pod kątem śladów zmian okołowierzchołkowych, charakteryzujących się rozszerzeniem kości wyrostka zębodołowego w okolicy wierzchołka korzenia zęba z dowodami zwiększonego unaczynienia (Ryc. 5). Stolarka okienna nad rozszerzeniem może, ale nie musi być obecna.

5. Ścieranie/ścieranie

  1. Zbadaj każdy ząb pod kątem ścierania/ścierania, na co wskazuje utrata substancji zęba o gładkim, szklistym wyglądzie i zaokrąglonych krawędziach (Rysunek 6).
  2. Użyj eksploratora, aby określić ekspozycję komory miazgi z startego obszaru, próbując włożyć końcówkę eksploratora do komory miazgi.
  3. Sklasyfikuj stopień ścierania/ścierania każdego zęba za pomocą znormalizowanego systemu klasyfikacji (Tabela 3)11.
    UWAGA: Niektóre gatunki mogą być bardziej podatne na ścieranie/ścieranie niż inne ze względu na ich naturalne zachowanie. W związku z tym można wskazać stopień nasilenia ścierania/ścierania lub po prostu rejestrowanie obecności lub braku ścierania/ścierania.

6. Patologia stawu skroniowo-żuchwowego

  1. Sprawdź elementy kostne stawu skroniowo-żuchwowego, w tym głowę żuchwy wyrostka kłykciowego i dół żuchwy płaskonabłonkowej części kości skroniowej, pod kątem dowodów patologii stawu skroniowo-żuchwowego, wykluczając artefakty, takie jak uraz pośmiertny (np. "uszkodzenie szuflady" lub artefakty przygotowawcze)31 (Rysunek 6).
  2. Niezależnie, zbadaj głowę żuchwy i dół po obu stronach i użyj półilościowego systemu punktacji dla choroby zwyrodnieniowej stawów (OA), aby sklasyfikować zmiany związane z każdą kością (Tabela 4)34.

7. Trauma

  1. Zbadaj czaszkę pod kątem jakichkolwiek oznak urazu.
    UWAGA: Przewlekły uraz można odróżnić od ostrego urazu urazowego na podstawie ostrości krawędzi złamania i wszelkich oznak przebudowy kości. Należy również pamiętać, że niektóre dzikie gatunki są narażone na rany postrzałowe, a rany wlotowe/wyjściowe można rozpoznać, a także pozostałości po pociskach.

8. Sprawdzanie innych parametrów

  1. W zależności od gatunku zbadaj czaszkę pod kątem dodatkowych nieprawidłowości.
  2. Sprawdź, czy nie ma resorpcji zębów lub utraty tkanek twardych zębów z powodu idiopatycznego zniszczenia zębodontoklastycznego, które jest najczęściej obserwowane u kotowatych i może być zdiagnozowane radiologicznie na podstawie utraty gęstości promieniowania z lub bez utraty przestrzeni więzadeł przyzębia19,21,35.
    UWAGA: Zmiany resorpcyjne zęba mogą być również wyczuwalne przez badacza dentystycznego jako szorstkość w odcinku szyjnym zęba, ale do diagnozy konieczne jest potwierdzenie radiologiczne.
  3. Sprawdź, czy nie ma echinochromazji, ciemnofioletowego zabarwienia twardych tkanek czaszki, ponieważ spożycie niektórych gatunków pigmentowanych szkarłupni można zaobserwować u wydr11.
  4. Sprawdź, czy nie ma próchnicy, która jest próchnicą powierzchni zębów związaną z metabolizmem węglowodanów pokarmowych z bakterii kwasotwórczych36.
    UWAGA: Zmiany próchnicowe można wykryć, badając powierzchnię zgryzową zębów za pomocą sondy dentystycznej, aby ujawnić wszelkie wżery lub nierówności17,18.
  5. Udokumentuj dowody na zapalenie kości i szpiku lub nowotworowość, charakteryzujące się nieregularnymi produktywnymi/destrukcyjnymi zmianami kostnymi37. Zapisz te dane w sposób opisowy i dołącz obiektywne pomiary wszelkich zmian chorobowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Obecny protokół pozwala na uzyskanie kombinacji danych obiektywnych i półsubiektywnych, a pozytywny wynik zależy od dokładnej i powtarzalnej oceny okazów. Aby systematycznie zminimalizować błąd poznawczy, w idealnym przypadku w ocenie każdego okazu powinno uczestniczyć kilku obserwatorów posiadających wiedzę na temat prawidłowej anatomii gatunku docelowego oraz zrozumienie ogólnej patologii stomatologicznej i szczękowo-twarzowej. Ocena każdego okazu musi zostać omówiona i wypracowany musi zostać konsensus. Nie zasugerowa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Anatomia zębów i szczęk jest kwintesencją rozbieżnej ewolucji i jest prawdziwym odzwierciedleniem historii naturalnej, zachowania i stanu zdrowia gatunku. Zdrowie jamy ustnej danej osoby może mieć bezpośredni wpływ na jej przetrwanie i kondycję. Obecne badanie przedstawia systematyczny, powtarzalny i szczegółowy sposób oceny stanu uzębienia i nieprawidłowości stawu skroniowo-żuchwowego okazów muzealnych, które mogą odzwierciedlać patologię w żywych populacjach.

Pomimo tego, że choroby zębów po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Autorzy dziękują Departamentowi Ornitologii i Mammologii Kalifornijskiej Akademii Nauk w San Francisco, Muzeum Zoologii Kręgowców Uniwersytetu Kalifornijskiego w Berkeley oraz Muzeum Północy Uniwersytetu Alaska w Fairbanks za udostępnienie swoich zbiorów do tych badań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rozwiązanie do wspólnego zarządzania kolekcją Arctoshttps://arctosdb.org
Jednorazowe rękawice
Dwustronny eksplorator/sonda dentystyczna, uchwyt #2 HuFriedy541-5860
Aparat
Źródło światła Szkło
powiększające ( Opcjonalnie)
Lupy z powiększeniem chirurgicznym (opcjonalnie)EVC00TTLSurgitel
nitrylowecyfrowy o wysokiej rozdzielczości

Bibliografia

  1. Reif, W. E. Evolution of Dermal Skeleton and Dentition in Vertebrates. Evolutionary Biology: Volume 15. Hecht, M. K. , Springer. New York, NY. 287-368 (1982).
  2. Mallat, J. Ventilation and the origin of jawed vertebrates: A new mouth. Zoological Journal of the Linnean Society. 117 (4), 329-404 (1996).
  3. Glatt, S. E., Francl, K. E., Scheels, J. L. A survey of current dental problems and treatments of zoo animals. International Zoo Yearbook. 42 (1), 206-213 (2008).
  4. Kapoor, V., Antonelli, T., Parkinson, J. A., Hartstone-Rose, A. Oral health correlates of captivity. Research in Veterinary Science. 107 (1), 213-219 (2016).
  5. Norton, B. B., Tunseth, D., Holder, K., Briggs, M. Causes of morbidity in captive African lions (Panthera leo) in North America, 2001-2016. Zoo Biology. 37 (5), 354-359 (2018).
  6. Bergman, A., Olsson, M., Reiland, S. Skull-bone lesions in the Baltic grey seal (Halichoerus grypus). Ambio. 21 (8), 517-519 (1992).
  7. Mortensen, P., Bergman, A., Bignert, A., Hansen, H. J. Prevalence of skull lesions in harbor seals (Phoca vitulina) in Swedish and Danish museum collections: 1835-1988. Ambio. 21 (8), 520-524 (1992).
  8. Golden, A., Stoller, N., Harvey, C. A survey of oral and dental diseases in dogs anesthetized at a veterinary hospital. Journal American Animal Hospital Association. 18 (6), 891-899 (1982).
  9. Kortegaard, H. E., Eriksen, T., Baelum, V. Periodontal disease in research beagle dogs - An epidemiological study. Journal of Small Animal Practice. 49 (12), 610-616 (2008).
  10. Constantino, P. J., Lee, J. J. W., Morris, D., Lucas, P. W. Adaptation to hard-object feeding in sea otters and hominins. Journal of Human Evolution. 61 (1), 89-96 (2011).
  11. Winer, J. N., Liong, S. M., Verstraete, F. J. M. The dental pathology of Southern sea otters (Enhydra lutris nereis). Journal of Comparative Pathology. 149 (2-3), 346-355 (2013).
  12. Abbott, C., Verstraete, F. J. M. The dental pathology of Northern elephant seals (Mirounga angustirostris). Journal of Comparative Pathology. 132 (2-3), 169-178 (2005).
  13. Aalderink, M. T., Nguyen, H. P., Kass, P. H., Arzi, B., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the Northern fur seal (Callorhinus ursinus). Journal of Comparative Pathology. 152 (4), 325-334 (2015).
  14. Aalderink, M. T., Nguyen, H. P., Kass, P. H., Arzi, B., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the Eastern Pacific harbour seal (Phoca vitulina richardii). Journal of Comparative Pathology. 152 (4), 335-344 (2015).
  15. Sinai, N. L., Dadaian, R. H., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental pathology of the California sea lion (Zalophus californianus). Journal of Comparative Pathology. 151 (1), 113-121 (2014).
  16. Winer, J. N., Arzi, B., Leale, D. M., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental pathology of the hoary marmot (Marmota caligata), groundhog (Marmota monax) and Alaska marmot (Marmota broweri). Journal of Comparative Pathology. 156 (1), 42-52 (2017).
  17. Clark, E. J., Chesnutt, S. R., Winer, J. N., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the American black bear (Ursus americanus). Journal of Comparative Pathology. 156 (2-3), 240-250 (2017).
  18. Döring, S., Arzi, B., Winer, J. N., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the grey wolf (Canis lupus). Journal of Comparative Pathology. 160 (1), 56-70 (2018).
  19. Aghashani, A., Kim, A. S., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental pathology of the California bobcat (Lynx rufus californicus). Journal of Comparative Pathology. 154 (4), 329-340 (2016).
  20. Winer, J. N., Arzi, B., Leale, D. M., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the walrus (Odobenus rosmarus). Journal of Comparative Pathology. 155 (2-3), 242-253 (2016).
  21. Aghashani, A., Kim, A. S., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the California mountain lion (Puma concolor couguar). Journal of Comparative Pathology. 156 (2-3), 251-263 (2017).
  22. Evenhuis, J. V., Zisman, I., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental pathology of the grey fox (Urocyon cinereoargenteus). Journal of Comparative Pathology. 158 (1), 39-50 (2018).
  23. Yanagisawa, N., Wilson, R. E., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Dental and temporomandibular joint pathology of the kit fox (Vulpes macrotis). Journal of Comparative Pathology. 167 (1), 60-72 (2019).
  24. Arzi, B., Winer, J. N., Kass, P. H., Verstraete, F. J. M. Osteoarthritis of the temporomandibular joint in Southern sea otters (Enhydra lutris nereis). Journal of Comparative Pathology. 149 (4), 486-494 (2013).
  25. Briggs, K. T. Dentition of the Northern elephant seal. Journal of Mammalogy. 55 (1), 158-171 (1974).
  26. Verstraete, F. J. M., Terpak, C. H. Anatomical variations in the dentition of the domestic cat. Journal of Veterinary Dentistry. 14 (4), 137-140 (1997).
  27. Fritzell, E. K., Haroldson, K. J. Urocyon cinereoargenteus. Mammalian Species. 189, 1-8 (1982).
  28. Chiasson, R. B. The dentition of the Alaskan fur seal. Journal of Mammalogy. 38 (3), 310-319 (1957).
  29. Kenyon, K. W. The sea otter in the eastern Pacific Ocean. North American Fauna. 68, (1969).
  30. McGrew, J. C. Vulpes macrotis. Mammalian Species. 123, 1-6 (1979).
  31. Evans, H. E. Miller's Anatomy of the Dog. , Elsevier. St. Louis, MO. (2013).
  32. Verstraete, F. J. M., van Aarde, R. J., Nieuwoudt, B. A., Mauer, E., Kass, P. H. The dental pathology of feral cats on Marion Island, part II: Periodontitis, external odontoclastic resorption lesions and mandibular thickening. Journal of Comparative Pathology. 115 (3), 283-297 (1996).
  33. Verstraete, F. J. M., van Aarde, R. J., Nieuwoudt, B. A., Mauer, E., Kass, P. H. The dental pathology of feral cats on marion island, part I: Congenital, developmental and traumatic abnormalities. Journal of Comparative Pathology. 115 (3), 265-282 (1996).
  34. Arzi, B., Cissell, D. D., Verstraete, F. J. M., Kass, P. H. Computed tomographic findings in dogs and cats with temporomandibular joint disorders: 58 cases (2006-2011). Journal of the American Veterinary Medical Association. 242 (1), 69-75 (2013).
  35. Okuda, A., Harvey, C. E. Etiopathogenesis of feline dental resorptive lesions. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. 22 (6), 1385-1404 (1992).
  36. van Houte, J. Role of micro-organisms in caries etiology. Journal of Dental Research. 73 (3), 672-681 (1994).
  37. Thrall, D. E. Textbook of Veterinary Diagnostic Radiology. , Elsevier. St. Louis, MO. (2012).
  38. Tsugawa, A. J., Verstraete, F. J. M. How to obtain and interpret periodontal radiographs in dogs. Clinical Techniques in Small Animal Practice. 15 (4), 204-210 (2000).
  39. Villamizar-Martinez, L. A., Tsugawa, A. J. Diagnostic imaging of oral and maxillofacial anatomy and pathology. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. 52 (1), 67-105 (2022).
  40. Plesker, R., Schulze, H. Dental disease in slender lorises (Loris tardigradus). Zoo Biology. 32 (5), 571-574 (2013).
  41. Cabana, F., Nekaris, K. A. I. Diets high in fruits and low in gum exudates promote the occurrence and development of dental disease in pygmy slow loris (Nycticebus pygmaeus). Zoo Biology. 34 (6), 547-553 (2015).
  42. Kahle, P., Ludolphy, C., Kierdorf, H., Kierdorf, U. Dental anomalies and lesions in Eastern Atlantic harbor seals, Phoca vitulina vitulina (Carnivora, Phocidae), from the German North Sea. PLoS One. 13 (10), 1-25 (2018).
  43. Ludolphy, C., Kahle, P., Kierdorf, H., Kierdorf, U. Osteoarthritis of the temporomandibular joint in the Eastern Atlantic harbour seal (Phoca vitulina vitulina) from the German North Sea: A study of the lesions seen in dry bone. BMC Veterinary Research. 14 (1), 1-14 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Patologia stomatologicznapatologia stawu skroniowo-żuchwowegochoroby przyzębiachoroby endodontyczneprotokół badania czaszkianatomia twarzoczaszkizmiany okołowierzchołkoweanatomia porównawcza
Systematyczna ocena próbek czaszek ssaków pod kątem patologii stawów stomatologicznych i skroniowo-żuchwowych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.