Niniejszy artykuł opisuje zmodyfikowaną technikę heterotopowego przeszczepu unaczynionego serca z zaktualizowaną techniką aseptyczną, analgezją i znieczuleniem.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Zmodyfikowany protokół przeszczepu serca heterotopowego u myszy zgodny ze współczesnymi standardami techniki aseptycznej, anestezjologii i analgezji
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Rozwój eksperymentalnych modeli transplantacji serca u zwierząt przyczynił się do wielu postępów w dziedzinie immunologii i transplantacji narządów stałych. Podczas gdy heterotopowy, unaczyniony model przeszczepu serca myszy był początkowo wykorzystywany w badaniach nad odrzuceniem przeszczepu przy użyciu kombinacji niedopasowanych szczepów myszy wsobnych, dostęp do genetycznie zmodyfikowanych szczepów i metod terapeutycznych może dostarczyć nowych, potężnych spostrzeżeń przedklinicznych. Zasadniczo metodologia chirurgiczna tej techniki nie zmieniła się od czasu jej opracowania, zwłaszcza w odniesieniu do ważnych czynników, takich jak technika aseptyczna, znieczulenie i analgezja, które mają istotny wpływ na zachorowalność i śmiertelność pooperacyjną. Ponadto oczekuje się, że poprawa postępowania okołooperacyjnego zapewni poprawę zarówno dobrostanu zwierząt, jak i wyników eksperymentalnych. W artykule przedstawiono protokół opracowany we współpracy z ekspertem w dziedzinie anestezjologii weterynaryjnej i opisano technikę chirurgiczną z naciskiem na postępowanie okołooperacyjne. Ponadto omawiamy implikacje tych udoskonaleń i podajemy szczegółowe informacje na temat rozwiązywania problemów z krytycznymi krokami chirurgicznymi dla tej procedury.
Wprowadzenie
Wiele z naszej wiedzy na temat immunologii i transplantacji zawdzięczamy badaniom opartym na eksperymentalnych modelach przeszczepiania narządów litych na zwierzętach. Od czasu pierwszego opisu unaczynionego przeszczepu serca u ssaków1, takie modele przyczyniły się do rozwoju wiedzy w wielu dziedzinach, w tym w terapeutycznym zastosowaniu hipotermii2, korzyściach płynących ze stosowania specjalistycznych szwów3, oraz technikach całkowitej homotransplantacji płuc i serca4. Opracowanie modeli transplantacji serca u szczurów5,6 zapewniło szerszy zakres eksperymentów immunologicznych ze względu na dostępność różnych linii hodowlanych. Znacznie szerszy zakres dostępnych wsobnych i zmutowanych szczepów myszy skłonił Corry'ego i wsp.7 do opracowania techniki mysiego heterotopowego przeszczepu serca ze względu na znaczne korzyści, jakie ten zakres przynosi badaniom transplantacyjnym. Model ten był szeroko stosowany i przyczynił się do lepszego zrozumienia odrzucania przeszczepów8 i therapeutics9. Jednak od czasu pierwszego opisu technika pozostała w dużej mierze niezmieniona, poza kilkoma drobnymi szczegółami technicznymi, takimi jak korekty położenia miejsc zespolenia10,11.
Od czasu włączenia techniki Corry et al.7 do naszych eksperymentów, zidentyfikowaliśmy obszary obiecujące do ulepszenia protokołu, a mianowicie techniki aseptycznej, anestezjologii i analgezji. Oczekiwano, że ulepszenia w tych obszarach będą miały pozytywny wpływ na wyniki eksperymentów i poprawią dobrostan zwierząt. Wykazano to wcześniej, gdy technika aseptyczna jest stosowana w operacjach na małych zwierzętach, ponieważ pomaga w zmniejszeniu liczby zakażeń pooperacyjnych12, co nie tylko wpływa na zachorowalność i śmiertelność, ale może również zagrozić eksperymentom mającym na celu ocenę odpowiedzi immunologicznej po operacji transplantacji. Z punktu widzenia znieczulenia i leczenia przeciwbólowego, zastosowanie wyrafinowanego schematu pomaga obniżyć koszty ponoszone przez zwierzęta i zrównoważyć etyczny argument tego modelu chirurgicznego poprzez złagodzenie bólu i cierpienia osób badanych eksperymentalnie. Co więcej, odpowiednie znieczulenie i analgezja ograniczają reakcję na stres związany z bólem, poprawiając jakość rekonwalescencji pooperacyjnej i ostatecznie zwiększając wskaźnik sukcesu chirurgicznego13.
W celu poprawy zarówno dobrostanu zwierząt, jak i wyników eksperymentalnych, opracowano protokół z poprawkami, które mają wypełnić te luki. Protokół ten został zaadaptowany z pierwotnie opisanego przez Corry'ego i wsp.7 po konsultacji z anestezjologiem weterynaryjnym i z należytym uwzględnieniem zarówno efektów, jak i czasu trwania efektów interwencji farmakologicznych stosowanych w schemacie anestezjologicznym i przeciwbólowym. Podejście to opierało się na zasadach zrównoważonego znieczulenia i analgezji multimodalnej, aby zapewnić odpowiednią opiekę okołooperacyjną14. Oprócz zastosowania techniki aseptycznej, opioid buprenorfina i miejscowo znieczulająca bupiwakaina były podawane prewencyjnie. Znieczulenie ogólne wykonano przy użyciu wziewnego środka znieczulającego izofluranu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
To badanie zostało przeprowadzone zgodnie z Kodeksem Postępowania w Pielęgnacji i Wykorzystywaniu Zwierząt do Celów Naukowych15 i zatwierdzone zgodnie z Protokołami Etyki Zwierząt RA/3/100/1568 i AE173 (odpowiednio Komitet Etyki Zwierząt Uniwersytetu Australii Zachodniej i Komitet Etyki Zwierząt Instytutu Harry'ego Perkinsa w Instytucie Badań Medycznych). Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów, instrumentów i zwierząt użytych w tym protokole można znaleźć w Tabeli Materiałów.
1. Przygotowanie zwierzęcia do operacji
UWAGA: Personel jest oddany do roli wykonywania operacji lub monitorowania znieczulenia przez cały czas trwania zabiegu.
- W przypadku analgezji przedoperacyjnej dawkę buprenorfiny (0,05-0,1 mg/kg, rozcieńczoną do 0,03 mg/ml z 0,9%) chlorku sodu 0,9%) należy podać podskórnie myszy biorcy co najmniej 1 godzinę przed rozpoczęciem operacji biorcy. Wprowadź wszystkie szczegóły związane z podawaniem leków, ich dawkę, czas podania i ich działanie w karcie znieczulającej.
UWAGA: Takie podejście niekoniecznie jest wymagane w przypadku dawcy, ponieważ jest to operacja bez rekonwalescencji, w której dawca jest poddawany eutanazji w znieczuleniu ogólnym natychmiast po pobraniu narządu. - Indukcja znieczulenia
- Umieść mysz w komorze indukcyjnej anestezjologicznego układu oddechowego o przepływie tlenu 1-2 l·min−1 z 4% izofluranem. Potwierdź odpowiednie znieczulenie, obserwując leżenie, utratę odruchu prostowania i zmniejszoną częstość oddechów.
- Po odpowiednim znieczuleniu wyjmij mysz z komory indukcyjnej i dokładnie ogol brzuszną część brzucha za pomocą maszynki do strzyżenia w celu usunięcia włosów. W przypadku dawcy należy ogolić obszar rozciągający się od narządów płciowych do górnego brzegu brzusznej części klatki piersiowej. W przypadku biorcy należy ogolić obszar rozciągający się od narządów płciowych do brzegu żebrowego. W obu przypadkach upewnij się, że ogolony obszar sięga bocznie do linii środkowej pachy.
- Aby utrzymać znieczulenie, ustaw mysz w pozycji leżącej grzbietowej, aby otrzymać środek znieczulający i tlen ze stożka nosowego układu oddechowego (bez oddychania), który dostarcza tlen w ilości 1 l·min−1 i izofluran (1,5%-2,5%).
UWAGA: Chirurgiczna powierzchnia robocza to deska chirurgiczna nad poduszką grzewczą, a każda kończyna myszy jest zabezpieczona taśmą z mikroporami. - Biorąc pod uwagę trudności w kompleksowym monitorowaniu zmian fizjologicznych związanych ze znieczuleniem u myszy, monitoruj i rejestruj ograniczone parametry. Monitoruj temperaturę, głębokość znieczulenia i częstość oddechów co najmniej co 5 minut przez cały czas znieczulenia.
- Aby zapobiec ciężkiej hipotermii i hipertermii (spowodowanej aktywnym ogrzewaniem przez poduszkę grzewczą), monitoruj temperaturę ciała przez cały czas trwania zabiegu. Włóż czystą, nasmarowaną sondę doodbytniczą do odbytnicy zwierzęcia, a następnie przymocuj ją do deski chirurgicznej za pomocą taśmy mikroporowej.
UWAGA: Ta sonda przekazuje informacje zwrotne do systemu dynamicznego (funkcja systemu dostarczania środka znieczulającego), który modyfikuje temperaturę poduszki grzewczej w celu kontrolowania temperatury ciała. - Poproś osobę odpowiedzialną za znieczulenie, aby oceniła głębokość znieczulenia, obserwując reakcje na stymulację łapy lub ogona pod wpływem nacisku wywieranego przez atraumatyczne kleszcze, odruch powiekowy i napięcie mięśniowe.
- Zmierz częstość oddechów, obserwując ruch ściany klatki piersiowej, obserwując subiektywnie wysiłek oddechowy, aby ocenić objętość oddechową. Oblicz częstość oddechów, licząc oddechy w okresie 10-15 s i mnożąc odpowiednio przez 6 lub 4, aby określić częstość oddechów/min.
- Aby zapobiec ciężkiej hipotermii i hipertermii (spowodowanej aktywnym ogrzewaniem przez poduszkę grzewczą), monitoruj temperaturę ciała przez cały czas trwania zabiegu. Włóż czystą, nasmarowaną sondę doodbytniczą do odbytnicy zwierzęcia, a następnie przymocuj ją do deski chirurgicznej za pomocą taśmy mikroporowej.
- Aby przygotować skórę, zdezynfekuj miejsce operowane za pomocą sterylnych aplikatorów z bawełnianą końcówką. Chlorheksydynę nakładać okrężnym, rozszerzającym ruchem, pracując od środka pola operacyjnego do krawędzi. Powtórz ten proces 3 razy (za każdym razem z nowym aplikatorem z bawełnianą końcówką) przed ostatecznym nałożeniem kombinacji chlorheksydyny i etanolu za pomocą nowego sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką w tym samym wzorze, przesuwając się od środka pola operacyjnego do krawędzi.
- Poproś chirurga o nałożenie żelu do rąk na bazie etanolu przed założeniem sterylnego fartucha chirurgicznego i sterylnych rękawiczek chirurgicznych.
- Aby przygotować pole operacyjne, należy umieścić sterylne obłożenia chirurgiczne (wstępnie przycięte na wymiary 25 cm x 25 cm) po obu stronach tablicy operacyjnej, służąc jako miejsce do umieszczenia sterylnych narzędzi. Użyj sterylnych nożyczek, aby fenestrować szerszą sterylną serwetę o wymiarach 25 cm x 40 cm, aby wyciąć mały (nieco dłuższy niż miejsce nacięcia), owalny otwór. Połóż tę serwetę na wierzchu zwierzęcia tak, aby okienko znajdowało się w proponowanym miejscu nacięcia. Upewnij się, że boczne końce tej trzeciej serwety zachodzą na dwie mniejsze zasłony po obu stronach, aby stworzyć ciągłe pole operacyjne.
2. Chirurgia dawcy
UWAGA: Zobacz Rysunek Uzupełniający S1, aby zapoznać się z kluczowymi aspektami chirurgii dawcy.
- Wykonaj operację dawcy za pomocą chirurgicznego mikroskopu dwuokularowego. Na początek użyj powiększenia 8x i wykonaj brzuszne nacięcie skóry w linii środkowej za pomocą chirurgicznego ostrza skalpela (#23). Upewnij się, że nacięcie rozciąga się od ogonowego końca ogolonego obszaru do brzegu żebrowego z nienaruszonym brzegiem przygotowanej skóry na obu końcach.
UWAGA: Powiększenie początkowe 8x jest tak dobrane, aby umożliwić wystarczającą wizualizację makrostruktury pacjenta na początku operacji. Od tego momentu powiększenie zależy od uznania operatora i powinno być dobrane tak, aby zapewnić odpowiednią równowagę między świadomością sytuacyjną zapewnianą przez mniejsze powiększenie a drobnymi szczegółami, które można uwidocznić przy większym powiększeniu. - Za pomocą dwóch sterylnych aplikatorów z bawełnianą końcówką zwilżonych podgrzaną solą fizjologiczną, przesuń jelito cienkie, aby odsłonić aortę brzuszną i żyłę główną dolną (IVC). Użyj aplikatorów, aby tępo wypreparować te naczynia z otaczającej tkanki.
- Za pomocą strzykawki o pojemności 3,0 ml z igłą o wadze 30 g 0,5 cala pobrać 2,5 ml 100 j.m.-1 0,9% roztworu heparynizowanego chlorku sodu (utrzymywanego w temperaturze 4 °C do czasu, gdy będzie to wymagane podczas operacji). Używając kleszczyków do szwów o prostej końcówce, okrągłej części ciała ręką niedominującą, aby zabezpieczyć aortę brzuszną w obszarze podprzepony, użyj ręki dominującej, aby wstrzyknąć 1,5 ml roztworu do aorty w kierunku serca. Uszczelnij powstałą aortomię za pomocą nacisku aplikatora z bawełnianą końcówką.
- Użyj nożyczek mikrochirurgicznych z prostą końcówką, aby przeciąć IVC, aby umożliwić wykrwawienie.
- Wykonaj torakotomię za pomocą nożyczek chirurgicznych, aby wykonać dwa nacięcia w obustronnych liniach śródpachowych. W tym momencie potwierdź śmierć zwierzęcia i wyłącz waporyzator izofluranu.
- Zabezpiecz powstały środkowy odcinek ściany klatki piersiowej za pomocą zacisku mikrobuldoga. Przekaż to niesterylnemu asystentowi chirurgicznemu, który może przymocować to do stożka nosa za pomocą taśmy chirurgicznej z mikroporami.
UWAGA: Celem jest zapewnienie przyczepności tego segmentu klatki piersiowej, co pomaga w odsłonięciu tkanek serca. - Za pomocą kleszczyków do szycia okrągłego ciała zidentyfikuj i zmobilizuj IVC.
UWAGA: Idealnie, kleszcze z prostą końcówką powinny znajdować się w dłoni niedominującej, a kleszcze zakrzywione w ręce dominującej. - Po zabezpieczeniu IVC w kleszczach ręki niedominującej, użyj ręki dominującej, aby wstrzyknąć pozostałe 1,5 ml 100 IU·ml−1 0,9% roztworu heparynizowanego chlorku sodu do serca.
- Używając obu zestawów kleszczy, podwiązaj IVC za pomocą plecionego jedwabiu 7/0 o długości 2 cm. Użyj instrumentu, zawiąż węzeł chirurgiczny z dwoma dodatkowymi rzutami dla bezpieczeństwa. Spraw, aby ten węzeł był jak najbardziej proksymalny wzdłuż naczynia do serca.
- Zabezpiecz dwa końce tego węzła za pomocą kleszczy tętniczych. Ustaw te kleszcze tak, aby zapewniały delikatne pociągnięcie serca w kierunku ogonowym, aby ułatwić optymalne ustawienie naczynia do późniejszego wycięcia.
- Zidentyfikuj grasicę w przednio-górnym aspekcie serca. Użyj kleszczy, aby wypreparować ten narząd od dawcy, aby zidentyfikować żyłę główną górną (SVC).
- Usunąć przydankę i związane z nią tkanki SVC za pomocą kleszczy. Użyj zakrzywionych kleszczy, aby tępo wyciąć i zrobić mały kanał za naczyniem. Upewnij się, że ten kanał jest jak najbardziej proksymalny do serca.
- Przełóż przez ten kanał kawałek plecionego jedwabiu 7/0 o długości 2 cm za pomocą kleszczy, a następnie zawiąż go wyżej wymienioną techniką.
- W punkcie około 2 mm od tego podwiązania (po stronie przeciwnej do serca) podziel SVC za pomocą zakrzywionych nożyczek mikrochirurgicznych.
- Za pomocą aplikatorów z bawełnianą końcówką odwróć serce w anatomiczną prawo.
- Zidentyfikuj żyłę azygotyczną po anatomicznej lewej stronie serca. Za pomocą kleszczy tępo odetnij go od otaczających struktur. Tak jak poprzednio, użyj kleszczyków z zakrzywionymi końcówkami, aby utworzyć mały kanał za tym naczyniem.
- Użyj trzeciego kawałka plecionego jedwabiu 7/0 przyciętego na 2 cm, aby podwiązać żyłę azygotyczną w maksymalnej odległości od serca przy użyciu tej samej techniki wiązania węzłów. Odciąć naczynie 2 mm od podwiązania po stronie od serca.
- Za pomocą aplikatorów z bawełnianą końcówką odwróć wierzchołek serca z powrotem do anatomicznej lewej strony. Użyj kleszczy, aby zidentyfikować i zmobilizować aortę wstępującą. Przełóż zakrzywione kleszcze pod łukiem aorty, aby utworzyć kanał między aortą wstępującą i zstępującą.
- Za pomocą nożyczek mikrochirurgicznych z prostą końcówką przeciąć łuk aorty proksymalnie do jego gałęzi.
- Za pomocą kleszczy zidentyfikuj i zmobilizuj tętnicę płucną. Za pomocą zakrzywionych kleszczy wykonaj kanał za naczyniem.
- Za pomocą nożyczek mikrochirurgicznych z prostą końcówką przeciąć tętnicę w punkcie tuż proksymalnym do jej rozwidlenia.
- Użyj kaniuli irygacyjnej Rycroft, aby delikatnie wstrzyknąć 2 ml 10 IU·mL-1 heparynizowanego chlorku sodu 0,9% przez tętnicę płucną i aortę wstępującą, aby wypłukać pozostałą krew z serca.
UWAGA: Odpowiednie płukanie jest wskazywane przez usunięcie widocznej krwi z naczyń wieńcowych. - Za pomocą 3-centymetrowego kawałka plecionego jedwabiu 7/0 podwiąż pozostałe naczynia tylne (żyły płucne) en bloc za pomocą węzła chirurgicznego z dwoma kolejnymi rzutami. Oddziel serce od tylnej ściany klatki piersiowej, ostrożnie przecinając nożyczkami chirurgicznymi.
- Delikatnie wyjmij serce z klatki piersiowej, zanurz je w roztworze University of Wisconsin (UWS), a następnie umieść je na lodzie do przechowywania (w temperaturze 4 °C).
3. Operacja biorcy
- Po przygotowaniu zwierzęcia w sposób opisany w punkcie 1 należy nałożyć smar do oczu. Dawkę (8 mg/kg) bupiwakainy (0,25% rozcieńczoną do 0,625 mg/ml w 0,9% roztworze chlorku sodu) wstrzyknąć w proporcję wagową (8 mg/kg) do tkanki podskórnej brzusznej części brzucha wzdłuż planowanego miejsca nacięcia. Do tego wstrzyknięcia należy użyć strzykawki insulinowej 29 G i poszukać prostej linii widocznego pęcherzyka, która pokrywa zakres planowanego nacięcia (rysunek uzupełniający S2A-C).
UWAGA: Należy dać pięć do siedmiu minut, aby dać czas na szczytowy efekt znieczulenia miejscowego. - Mając mikroskop ustawiony na 8-krotne powiększenie, wykonaj brzuszne nacięcie skóry linii środkowej za pomocą sterylnego ostrza skalpela chirurgicznego (#23). Upewnij się, że laparotomia rozciąga się od dolnej części brzucha do brzegu żebrowego. Włóż retraktor, aby zmaksymalizować pole operacyjne (rysunek uzupełniający S2D).
- Zwilż segment sterylnej gazy o wymiarach 5 cm x 5 cm podgrzanym 0,9% roztworem chlorku sodu i umieść go w górnej części pola operacyjnego. Używając zwilżonych sterylnych patyczków kosmetycznych, delikatnie wypatroszyć jelita, umieścić je na tej gazie i owinąć gazę wokół narządu (rysunek uzupełniający S3A).
UWAGA: Ta procedura pomaga zmniejszyć niewyczuwalną utratę płynów podczas operacji i pomaga w wycofaniu. - Uwolnij i zmobilizuj aortę brzuszną i IVC z otaczających tkanek za pomocą techniki sekcji. Na tym etapie użyj kombinacji aplikatorów z bawełnianą końcówką i kleszczyków do szwów okrągłych. Upewnij się, że obszar klirensu znajduje się między podnerkową częścią naczyń i tuż nad rozwidleniem aorty (rysunek uzupełniający S3B).
UWAGA: Odpowiednia wizualizacja w tym momencie ułatwi wykonanie wysokiej jakości zespoleń naczyniowych. - Zidentyfikuj tylne naczynia brzuszne. Za pomocą kleszczy delikatnie pociągnij aortę w kierunku przeciwnym do kręgosłupa (tj. podłużnie do osi naczyń brzusznych).
UWAGA: Ważne jest, aby tylko aorta, a nie IVC, była traktowana w taki sposób ze względu na kruchość tej ostatniej. - Podwiązywać każde naczynie brzuszne zidentyfikowane w planowanej strefie zespolenia. Utwórz kanał po obu stronach tych naczyń mózgowo-ogonowo, przesuwając zakrzywione kleszcze do tyłu do naczyń brzusznych po obu stronach. Podwiązywać każde naczynie zidentyfikowane i zmobilizowane w ten sposób za pomocą odcinków nylonu 10/0 związanych narzędziami w węzły chirurgiczne za pomocą jednego dodatkowego rzutu (Rysunek uzupełniający S3C).
- Odizolować miejsce zespolenia od krążenia. W tym celu należy założyć zacisk chirurgiczny zarówno na głowie, jak i na ogonowych końcach naczyń brzusznych (co ważne, w tej właśnie kolejności). Upewnij się, że zaciski przecinają oba naczynia w wystarczającym stopniu, aby zapewnić całkowitą okluzję.
- Używając kleszczy w ręce niedominującej w celu ustabilizowania aorty, wykonaj aortotomię za pomocą igły 30 G w przedniej części aorty. Wydłuż go za pomocą nożyczek mikrochirurgicznych z prostą końcówką (rysunek uzupełniający S3D).
- Wykonaj janotomię. Za pomocą prostych kleszczy zastosuj delikatną przednią trakcję do IVC w punkcie w linii ze środkiem aortomii. Użyj zakrzywionych nożyczek mikrochirurgicznych z wklęsłą stroną skierowaną do przodu, aby usunąć segment IVC o długości równej aortomii (rysunek uzupełniający S4A).
- Używając 10 j.m.-1 heparynizowanego roztworu chlorku sodu, umyj wnętrze otwartych naczyń z pozostałej krwi.
- Umieść serce dawcy w jamie brzusznej. Upewnij się, że ustawienie jest takie, że aorta wstępująca znajduje się bezpośrednio obok aortomii brzusznej, a serce jest obrócone tak, aby tętnica płucna mogła zostać przeciągnięta w poprzek do drugiego zespolenia.
- Używając nylonu 10/0, umieść szew podtrzymujący między pozycją godziny 12 aortomii a odpowiednim końcem światła aorty wstępującej. Wykonaj to za pomocą kleszczy z prostą końcówką i mikrochirurgicznego uchwytu na igłę i zawiąż go za pomocą węzła chirurgicznego trzema kolejnymi rzutami. Odetnij końce, aby pozostawić około 2 mm szwu.
- Umieść drugi szew sztywny między pozycją godziny 6 aortomii a odpowiednim aspektem aorty wstępującej. Ponieważ szew ten będzie również służył jako podstawa dla kolejnych szwów biegowych, pozostaw co najmniej 10 mm ogona na ostateczne wiązanie.
- Umieść ciągły szew biegnący z nylonu 10/0 w sposób wznoszący, aby przeciwstawić anatomiczną prawą krawędź aortotomii i odpowiadającą jej wolną krawędź aorty wstępującej. Użyj około czterech rzutów dla tej linii.
- Przełóż wolny koniec szwu wokół dystalnego szwu podpórkowego przed umieszczeniem drugiego ciągłego szwu biegnącego po anatomicznej lewej stronie, aby wpłynąć na zsunięcie się z pozostałą wolną krawędzią aortomii. Przywiąż szew do ogona za pomocą węzła chirurgicznego z dwoma dodatkowymi rzutami.
- Założyć szew podtrzymujący między pozycją wenotomii IVC na godzinie 12 a odpowiednim końcem światła tętnicy płucnej.
- Od tego punktu kotwiczenia umieścić ciągły szew biegnący w sposób opadający między anatomiczną lewą krawędzią tętnicy płucnej a odpowiednią krawędzią venotomii. Użyj średnio czterech rzutów dla tej linii, a następnie jednego między pozycją godziny 6 wenotomii a odpowiednim końcem światła tętnicy płucnej. Wykonaj jeszcze cztery rzuty, aby narysować razem ostatnie wolne krawędzie tętnicy płucnej i wenotomię.
- Przywiąż wolny koniec szwu do końca kotwicy za pomocą instrumentu, zawiąż węzeł chirurgiczny dwoma dodatkowymi rzutami.
- Zmień położenie serca tak, aby siedziało centralnie w jamie brzusznej za pomocą patyczków kosmetycznych. Sprawdź naczynia pod kątem skręcenia, które mogłoby zakłócić przepływ krwi.
- Umieść piankę żelową na wszystkich liniach szwów (rysunek uzupełniający S4B). Umieść i uformuj wokół nich dwa kawałki po około 2 mm każdy, tak aby wszystkie widoczne linie szwów zostały zakryte.
- Zwolnij zaciski naczyniowe: najpierw zacisk ogonowy, a następnie zacisk głowowy. Ponieważ należy spodziewać się niewielkiego krwotoku, należy zapobiegawczo umieścić aplikatory z bawełnianą końcówką w miejscach zespolenia, aby zapewnić ciśnienie.
- Po uwolnieniu się od zauważalnych wycieków oceń serce pod kątem pulsacji (rysunek uzupełniający S4C). Jeśli tak nie jest, sprawdź, czy nie doszło do skręcenia naczyń sercowych (szczególnie w przypadku IVC).
- Zmień położenie jelit teraz nad sercem i wokół niego. Jeśli wydaje się sucha, zwilż jamę otrzewnej podgrzanym roztworem chlorku sodu.
- Zamknąć jamę brzuszną za pomocą niewchłanialnej żyłki prolenowej 6/0 warstwami:
najpierw warstwa mięśniowa, a następnie skóra (rysunek uzupełniający S4D). Stosuj technikę ciągłej i nieprzerwanej. - Delikatnie wyjmij biorcę z deski operacyjnej i zdejmij go ze środka znieczulającego.
- Podaj podskórnie 1 ml ciepłej soli fizjologicznej i umieść biorcę we wcześniej przygotowanej klatce z ogrzewaniem do obserwacji zgodnie z protokołami rekonwalescencji pooperacyjnej (rysunek uzupełniający S4E).
4. Opieka pooperacyjna
- Bezpośrednio po zabiegu należy umieścić biorcę w czystej klatce na poduszce grzewczej pod ścisłą obserwacją przez co najmniej 3 godziny. W tym okresie należy monitorować różne parametry (aktywność, postawę ciała, stan sierści, wyraz twarzy, chód, wentylację, wygląd pola operacyjnego, obecność wyczuwalnego bicia serca w jamie brzusznej) co najmniej co 30 minut. Przypisz wynik do każdego parametru (0 = normalny, 1 = nieznacznie lub sporadycznie nieprawidłowy, 2 = umiarkowanie lub stale nieprawidłowy).
UWAGA: Interwencje są wyzwalane przez sumę monitorowanych parametrów przekraczających wyniki dobrostanu określone w protokole etycznym związanym z tym modelem. - Przenieść biorców do ogrzewanej szafki utrzymywanej w temperaturze 25 °C, gdzie pozostają do 7 dnia po operacji. Przez pierwsze 3 dni monitoruj je co najmniej 2 razy dziennie. Przez pozostałe 4 dni monitoruj je co najmniej 1 raz dziennie. W przypadku analgezji pooperacyjnej należy podawać dawkę buprenorfiny (0,5-0,1 mg/kg, rozcieńczoną do 0,03 mg/ml z chlorkiem sodu 0,9%) podskórnie myszy biorcy wieczorem po operacji i dwa razy dziennie przez następne 3 dni po operacji.
- Po wyjęciu z ogrzanej szafki monitoruj biorców co najmniej 2 razy w tygodniu, aż do odpowiedniego eksperymentalnego punktu końcowego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Aby ocenić skuteczność techniki chirurgicznej w promowaniu pomyślnych wyników gojenia ran oraz rekonwalescencji myszy, w ramach wstępnych eksperymentów laboratoryjnych określono charakterystykę przeżywalności szeregu przeszczepów serca o różnym stopniu immunogenności w stosunku do biorcy. Obejmowały one przeszczepy kongeniczne (n = 5) i syngeniczne (n = 5), które posiadają te same markery głównego układu zgodności tkankowej (MHC) co biorca, oraz przeszczepy z główną niezgodnością (n = 9), w których przeszczep i biorca ma...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Mysi ortotopowy model przeszczepu serca jest solidnym modelem przedklinicznym wykorzystywanym przede wszystkim do badania wpływu niedopasowania MHC na poziom i charakter odrzucenia immunologicznego, a ostatnio także wpływu przeszczepu na zachowanie odporności rezydentnej w tkance przeszczepu16. Początkowo ściśle przestrzegaliśmy protokołu Corry i wsp.7 , udoskonaliliśmy go, aby uwzględnić standardy najlepszych praktyk w zakresie techniki aseptycznej, analgezji i znieczuleni...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować za wspaniałe wysiłki personelu zajmującego się opieką nad zwierzętami z Uniwersytetu Australii Zachodniej i Instytutu Badań Medycznych Harry'ego Perkinsa, których poświęcenie i wiedza przyczyniły się do wykonalności i sukcesu tych operacji.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 2030 Kaniula irygacyjna Rycroft 30 G | McFarlane | 56005HU | |
| Pleciony jedwab chirurgiczny 7-0 | |||
| Zacisk Bulldog zakrzywiony - 35 mm | Roboz | RS-7441-5 | |
| Bupiwakaina 0.25% | |||
| Buprenorphine | |||
| Castroviejo uchwyt igły zakrzywiony - 145 mm | Haag-Streit | 11.62.15 | |
| Chlorheksydyna 5% roztwór | Ebos | JJ61371 | |
| Aplikator z bawełnianą końcówką - 7,5 cm | Dove | SN109510 | |
| Etanol 70% roztwór | Ebos | WH130192EE | |
| Gaza 5 x 5 cm biała | Aero | AGS50 | |
| Gelfoam 80 mm x 125 mm | Pfizer | 7481D | |
| Maszynka do strzyżenia włosów | Wahl | 9860L | |
| Heparyna 1 000 IU w 1 ml | |||
| Nożyczki Iris SuperCut proste - 11,5 cm | Inka chirurgiczna | 11550.11 | |
| Parownik izofluranu | Darvall | 9176 | |
| Zacisk Micro bulldog - 3,7 cm | Greman | 14119-G | |
| Nożyczki mikro zakrzywione 105 mm | |||
| Taśma chirurgiczna z papieru zwykłego Micropore - szerokość 2,5 cm | Ebos | 7810L | |
| - zakrzywiona końcówka | |||
| Szew polipropynowy monofilamentowy - 5/0 | Surgipro | P-205-X | |
| Myweigh i101 Waga precyzyjna 100 g x 0,005 g | Mywagh0053 | ||
| - 30 G x 0,5 | cala BD | BD304000 | |
| Uchwyt na igłę 15 cm zakrzywiony "super cienki"Specjaliści | chirurgiczni | ST-B-15-8.2 | |
| Nylene 10/0 x 15 cm na 3,8 mm okrągły okrągły stożek o średnicy 3,07 mm CV300 | |||
| Kleszcze do szwów okrągłych zakrzywione 0,3 mm 120 mm | B. Braun | FD281R | |
| Kleszcze do szwów okrągłych prostych 0,3 mm 120 mm | B. Braun | FD280R | |
| Nożyczki sprężynowe vannas z okrągłym uchwytem-str/12,5 cm | 15400-12 | ||
| Nożyczki sprężynowe-ostrza Cvd Sm | 15001-08 | ||
| Nożyczki Stevens proste 110 mm | |||
| Tablica | Sztywna tektura laminowana. 15 x 15 cm | ||
| Obłożenia | Pocięte na dwa rozmiary. 25 cm x 25 cm i 25 cm x 40 cm | ||
| Mikroskop | |||
| Strzykawka - 1 ml | BD | 592696 | |
| Strzykawka - 3 ml | Leica | M651 | |
| Kleszcze zębate | BD | 309657 | |
| University of Wisconsin Rozwiązanie | |||
| Podkładka | rozgrzewająca Podkładka grzewcza dalekiej podczerwieni Nożyczki sprężynowe Westcott 20 x 25 cm | ||
| Yasargil clip applier bagnet | Aesculap | FE582K | |
| Yasargil tytanowy klips do trwałej ondulacji 6,6 mm | Aesculap | A19FT222T | |
| Użycie myszy | |||
| Odmiana/SEX/Waga | Dawca | >Odbiorca | |
| BALB/c, suka, 19-23 g | 7 | 21 | |
| C57BL/6, suka, 17-20 g | 7 | ||
| CD45.1 BALB/c, suka, 17-21 g | 5 |
Bibliografia
- Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. Transplantation of the intact mammalian heart. Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).
- Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. Complete homologous heart transplantation. A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).
- Downie, H. G. Homotransplantation of the dog heart. A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).
- Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. Complete homotransplantation of canine heart and lungs. A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
- Joffre, O., et al. Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes. Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).
- Gregori, S., et al. Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance. The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
- Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).
- Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. ILAR Journal. , (2021).
- Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse anesthesia and analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
- Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC. , Available from: https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes (2013).
- Prosser, A., et al. Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation. Cell Reports. 35 (7), 109141(2021).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
