Artykuł metodologiczny

Izolacja kału myszy i przeszczep mikrobioty

DOI:

10.3791/64310

⸱

26 maja 2023

 ,  ,  , 
1Division of Clinical Pharmacology, Department of Medicine Vanderbilt University Medical Center and Department of Molecular Physiology and Biophysics, Vanderbilt University, 2Division of Pediatric Nephrology Department of Pediatrics, Vanderbilt University Medical Center, 3Department of Pathology, Microbiology, and Immunology, Vanderbilt University Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem jest tutaj nakreślenie protokołu do badania mechanizmów dysbiozy w chorobach sercowo-naczyniowych. W artykule omówiono, jak aseptycznie pobierać i przeszczepiać próbki kału myszy, izolować jelita i stosować metodę "Swiss-roll", a następnie techniki barwienia immunologicznego w celu zbadania zmian w przewodzie pokarmowym.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dysbioza mikrobioty jelitowej odgrywa rolę w patofizjologii zaburzeń sercowo-naczyniowych i metabolicznych, ale mechanizmy nie są dobrze poznane. Przeszczep mikrobioty kałowej (FMT) jest cennym podejściem do określenia bezpośredniej roli całej mikrobioty lub wyizolowanych gatunków w patofizjologii choroby. Jest to bezpieczna opcja leczenia dla pacjentów z nawracającym zakażeniem Clostridium difficile. Badania przedkliniczne pokazują, że manipulowanie mikrobiotą jelitową jest użytecznym narzędziem do badania mechanistycznego związku między dysbiozą a chorobą. Przeszczep mikrobioty kałowej może pomóc w opracowaniu nowych metod leczenia mikrobioty jelitowej w leczeniu chorób kardiometabolicznych. Pomimo wysokiego wskaźnika sukcesu u gryzoni, nadal występują zmiany translacyjne związane z przeszczepem. Celem jest dostarczenie wskazówek w badaniu wpływu mikrobiomu jelitowego na eksperymentalne choroby sercowo-naczyniowe. W niniejszym badaniu opisano szczegółowy protokół pobierania, obchodzenia się, przetwarzania i przeszczepiania mikrobioty kałowej w badaniach na myszach. Etapy pobierania i przetwarzania są opisane zarówno dla dawców ludzi, jak i gryzoni. Na koniec opisujemy zastosowanie kombinacji szwajcarskich technik walcowania i barwienia immunologicznego do oceny specyficznej dla jelit morfologii i zmian integralności w chorobach sercowo-naczyniowych i powiązanych mechanizmach mikrobioty jelitowej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaburzenia kardiometaboliczne, w tym choroby serca i udar mózgu, są głównymi globalnymi przyczynami zgonów1. Brak aktywności fizycznej, złe odżywianie, zaawansowany wiek i genetyka modulują patofizjologię tych zaburzeń. Coraz więcej dowodów potwierdza tezę, że mikrobiota jelitowa wpływa na zaburzenia sercowo-naczyniowe i metaboliczne, w tym cukrzycę typu 22, otyłość3 i nadciśnienie4, które mogą być kluczem do opracowania nowych podejść terapeutycznych dla tych chorób.

Dokładne mechanizmy, za pomocą których mikrobiota powoduje choroby, są nadal nieznane, a obecne badania są bardzo zmienne, częściowo z powodu różnic metodologicznych. Przeszczep mikrobioty kałowej (FMT) jest cennym podejściem do określenia bezpośredniej roli całej mikrobioty lub wyizolowanych gatunków w patofizjologii choroby. FMT jest szeroko stosowany w badaniach na zwierzętach w celu wywołania lub zahamowania fenotypu. Na przykład spożycie kalorii i metabolizm glukozy mogą być modulowane poprzez przenoszenie kału od chorego dawcy do zdrowego biorcy5,6. U ludzi wykazano, że FMT jest bezpieczną opcją leczenia u pacjentów z nawracającym zakażeniem Clostridium difficile7. Pojawiają się dowody potwierdzające jego stosowanie w leczeniu chorób sercowo-naczyniowych; na przykład FMT u pacjentów z zespołem szczupłym do metabolicznego poprawia wrażliwość na insulinę8. Dysbioza jelitowa jest również związana z wysokim ciśnieniem krwi zarówno w badaniach na ludziach, jak i na gryzoniach9,10,11. FMT od myszy karmionych dietą bogatą w sól u myszy wolnych od zarazków predysponuje biorców do stanu zapalnego i nadciśnienia12.

Pomimo wysokiego wskaźnika sukcesu FMT u gryzoni, wyzwania translacyjne pozostają. Badania kliniczne z zastosowaniem FMT w leczeniu otyłości i zespołu metabolicznego wskazują na minimalny lub żaden wpływ na te zaburzenia13,14,15. W związku z tym potrzebne są dalsze badania, aby zidentyfikować dodatkowe możliwości terapeutyczne ukierunkowane na mikrobiotę jelitową w leczeniu zaburzeń kardiometabolicznych. Większość dostępnych dowodów dotyczących mikrobioty jelitowej i chorób układu krążenia ma charakter powiązany. Opisany protokół omawia, w jaki sposób wykorzystać kombinację FMT i techniki walcowania szwajcarskiego, aby pokazać zarówno związek między chorobą a mikrobiotą jelitową, jak i bezpośrednio ocenić integralność wszystkich części jelita grubego16,17,18.

Ogólnym celem tej metody jest dostarczenie wskazówek do badania wpływu mikrobiomu jelitowego na eksperymentalne choroby sercowo-naczyniowe. Protokół ten zawiera więcej szczegółów i kluczowych rozważań w projekcie eksperymentalnym, aby promować fizjologiczną translację oraz zwiększyć rygor i odtwarzalność wyników.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Vanderbilt zatwierdził wszystkie procedury opisane w tym manuskrypcie. Samce myszy C57B1/6 w wieku 3 miesięcy, zakupione w The Jackson Laboratory, były trzymane i pielęgnowane zgodnie z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych.

1. Pobieranie, przechowywanie i przetwarzanie próbek kału ludzkiego

  1. Pobrać próbkę kału za pomocą sterylnego pojemnika, jeśli pacjent znajduje się w klinice. Próbki kału należy przechowywać w lodówce w temperaturze 4 °C w ciągu 36 godzin od pobrania, aż będą gotowe do przetworzenia. Alternatywnie, należy pobrać próbki kału za pomocą dostępnego na rynku narzędzia, aby uzyskać łatwą i przedłużoną stabilność DNA w temperaturze otoczenia, szczególnie do użytku domowego.
  2. Zdezynfekuj wyciąg o poziomie bezpieczeństwa biologicznego za pomocą 10% roztworu wybielacza lub innego środka dezynfekującego zatwierdzonego przez Agencję Ochrony Środowiska.
  3. Wyjmij stolec z chłodnego miejsca i włóż do dygestorium; użyj jednorazowej szpatułki, aby przygotować porcje ~1 g i przechowuj w zamrażarce o temperaturze -80 °C, aż będzie całkowicie gotowy do przetworzenia.
  4. Wyrzuć wszystkie jednorazowe przedmioty do kosza na zagrożenia biologiczne. Zdezynfekuj wszystkie powierzchnie (kaptur i wszelkie powierzchnie dotykane przez procesor) oraz przedmioty wyjmowane z okapu.

2. Aseptyczne pobieranie próbek kału myszy

UWAGA: Używaj technik aseptycznych, w tym wysterylizowanych narzędzi.

  1. Poddaj mysz eutanazji przez uduszenie CO2 . Spryskaj klatkę piersiową i boki myszy 70% etanolem i ostrożnie otwórz skórę i jamę otrzewną, aby odsłonić przewód pokarmowy.
  2. Odizoluj jelito ślepe i użyj sterylnych nożyczek chirurgicznych, aby przeciąć je na pół. Na krótko odsłoń jelito ślepe i odetnij 0,5 cm proksymalnie od jelita krętego i 0,5 cm dystalnie na jego styku z okrężnicą. Przenieś wyizolowane jelito ślepe na sterylną szalkę Petriego.
  3. Użyj sterylnej szpatułki, aby przenieść zawartość jelita ślepego do sterylnych probówek i przechowywać porcje w zamrażarce o temperaturze -80 °C19.
    UWAGA: Ponieważ większość bakterii w jelitach to bakterie beztlenowce, wystawienie na działanie tlenu może uszkodzić lub zabić organizmy podczas procedury izolacji w atmosferze pomieszczenia. Dlatego próbki kału należy izolować w komorach beztlenowych, aby utrzymać żywotność bakterii.

3. Przeszczep kału

  1. Ponownie zawiesić świeże lub wcześniej zamrożone granulki kału w sterylnym roztworze soli fizjologicznej w proporcji 1:20 (w:v) i wirować aż do homogenizacji.
  2. Przepuść homogenat przez nylonowy filtr porowy o średnicy 30 μm, aby usunąć duże cząstki stałe. Odwirować przy sile 79 × g przez 5 minut i zebrać supernatant do użycia do przeszczepu.
  3. Doustne podawanie 100 μl gnojowicy na wolną od zarazków mysz biorcę przez 3 kolejne dni, a następnie zgłębnik co 3 dni przez 2 tygodnie. Do zbadania mechanizmów mikrobioty jelitowej należy wykorzystać konwencjonalne myszy, jeśli najpierw były one leczone antybiotykami w celu wyeliminowania endemicznej mikrobioty biorcy. Na przykład, podawaj ceftriakson (400 mg/kg) codziennie myszom biorcom przez 5 kolejnych dni przez zgłębnik doustny przed zgłębnikowaniem gnojowicy kałowej.
    UWAGA: Badania sugerują, że co najmniej 2 tygodnie tej kuracji są niezbędne do wywołania zmian sercowo-naczyniowych, w tym ciśnienia krwi20.
  4. Upewnij się, że wolne od zarazków myszy biorcze są trzymane pojedynczo w izolatorach gnotobiotycznych i karmione sterylnym jedzeniem i wodą.

4. Pomiary skurczowego ciśnienia krwi

UWAGA: Myszy gnotobiotyczne, które otrzymały FMT od 3-miesięcznych myszy C57Bl/6 hodowanych konwencjonalnie, miały wszczepione minipompy osmotyczne (Alzet, model 2002) do infuzji niskiej dawki angiotensyny II (140 ng/kg/min) przez 2 tygodnie. Ciśnienie krwi monitorowano co tydzień za pomocą mankietu ogonowego. Protokół wszczepiania minipomp osmotycznych został już wcześniej opisany21. Mankiet na ogon został wykonany, jak pokrótce podsumowano poniżej. Nieinwazyjna metoda pomiaru ciśnienia krwi, taka jak mankiet ogonowy, jest odpowiednia do badań FMT na myszach gnotobiotycznych. Szczegółowe kroki, jak wykonać mankiet ogonowy, zostały opisane wcześniej22.

  1. Krótko mówiąc, wyjmij myszy z izolatorów gnotobiotycznych i podgrzej platformę maszyny do mankietów ogonowych i uchwyt na mysz.
  2. Umieść przytomne myszy w pasach bezpieczeństwa na podgrzewanej platformie i zbierz co najmniej trzy rundy pomiarów ciśnienia skurczowego za pomocą pletyzmografii mankietu ogonowego. Wykonaj poniższe czynności przez 3 kolejne dni przed właściwymi dniami pomiaru, aby nauczyć myszy krępowania w celu zmniejszenia stresu.
    1. Delikatnie umieść mysz w nagrzanym uchwycie i pozostaw ogon na zewnątrz. Ostrożnie przyklej górną część, nie ściskając jej, aby nie obciążać myszy.
    2. Pozwól myszy odpocząć w uchwycie; umieść na platformie na 3-5 minut przykrytej prześcieradłem, aby się zaaklimatyzować.
  3. Uśrednij pomiary ze wszystkich rund, aby uzyskać średnie ciśnienie skurczowe dla każdego zwierzęcia.

5. Ocena FMT dla zmian sercowo-naczyniowych

  1. Po pomiarze ciśnienia krwi należy poddać myszy eutanazji i aseptycznie pobrać zawartość jelita ślepego, jak opisano w punkcie 2 .
  2. Pobranie jelit i innych tkanek, w tym serca, aorty, wątroby, tętnic krezkowych i nerek, aby zbadać rolę mikrobioty jelitowej w zdrowiu kardiometabolicznym. Aby pobrać tkanki, zlokalizuj tkankę u myszy i użyj nożyczek, aby je wyciąć.
  3. Przeprowadź analizę sekwencjonowania metagenomicznego na próbkach kału/treści jelita ślepego pobranych od myszy dawcy i biorcy, aby potwierdzić wszczepienie mikrobioty jelitowej po FMT23. Pierwszym dowodem na udaną kolonizację mikrobioty jest potwierdzenie, że mikrobiota dawcy i biorcy jest podobna.
  4. Na pobranej tkance jelitowej należy zastosować technikę szwajcarskiej bułki (patrz punkt 6), w połączeniu z barwieniem immunologicznym i histologią, aby zbadać zmiany morfologiczne i ekspresję komórkową24.

6. Robienie szwajcarskich bułeczek z jelit

  1. Dzień 1
    1. U prawidłowo uśpionej myszy spryskanej 70% etanolem należy wyciąć jelito myszy od strony odbytu (umocowanej w zaotrzewnej) do strony żołądka. Umieścić cały odizolowany przewód pokarmowy na szalce Petriego zawierającej sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS). Delikatnie przytrzymaj proksymalny koniec od końca brzucha i ręcznie usuń otaczający tłuszcz i tkankę łączną.
    2. Odizoluj jelito cienkie (głowow od wyrostka robaczkowego) i wykonaj zygzak typu Z na każdej długości. Następnie wytnij, aby uzyskać kolejno dwunastnicę, jelito czcze i jelito kręte, jak opisano wcześniej25. Odizoluj okrężnicę, przecinając odcinek jelita poniżej jelita ślepego.
    3. Przetnij dwunastnicę, jelito czcze, jelito kręte i okrężnicę.
    4. Przepłukać i umyć jelito w środku za pomocą PBS za pomocą strzykawki i igły z końcówką kulkową, aby nie rozerwać jelita.
    5. Połóż jelito na bibule filtracyjnej. Oznacz papier nazwą sekcji (np. dwunastnicy), a następnie "P" w prawym górnym rogu dla proksymalnej lub "D" dla dystalnej w prawym dolnym rogu.
    6. Przetnij jelito wzdłuż nożyczkami z końcówką kulkową. Otwórz jelito na bibule filtracyjnej. W razie potrzeby umyj większą ilością PBS.
    7. Umieść jelito między dwiema bibułami filtracyjnymi. Zszyj bibułę filtracyjną w czterech punktach/rogach w pobliżu jelita.
    8. Namoczyć w 10% neutralnym roztworze buforowym formaliny (4,0 g fosforanu sodu, monozasadowego, 6,5 g fosforanu sodu, dwuzasadowego, 100 ml 37% formaldehydu, 900 ml wody destylowanej). Wstrząsnąć za pomocą kołyski platformy przy 5 obr./min w temperaturze pokojowej przez noc.
  2. Dzień 2
    1. Przygotować 2% agarozy w wodzie destylowanej i podgrzać z mieszadłem w zlewce pokrytej folią aluminiową.
    2. Pobrać chusteczki higieniczne, zdjąć górną bibułę filtracyjną. Zwiń jelito od strony proksymalnej tak, aby strona proksymalna weszła do środka jako pierwsza, i przetocz do wewnątrz, tak aby światło znajdowało się również w środku na szkiełku. Przypnij igłą 30 G lub dwoma, w razie potrzeby.
    3. Odessać 1 ml agarozy za pomocą jednorazowych pipet z podziałką i wylać agarozę na zwinięty wycinek jelita na płaską powierzchnię, unikając pęcherzyków powietrza w tkankach.
    4. Pozwól agarozie ostygnąć i stężeć. Użyj żyletki, aby przyciąć dodatkową agarozę wokół sekcji tkanki.
    5. Umieść skrawki jelit w kasetach do przetwarzania/osadzania tkanek (większych niż zwykłe, aby dostosować się do zwiększonej wysokości spowodowanej agarozą). Namoczyć w 70% etanolu w temperaturze 4 °C.
    6. Przygotuj szkiełka tkankowe zatopione w parafinie i przystąp do barwienia immunologicznego, jak opisano poniżej.

7. Barwienie immunologiczne przewodu pokarmowego

  1. Deparafinizacja
    1. Przechodzić przez następujące kąpiele ze szkiełkami w stojaku: ksylen przez 3 min, ponownie świeży ksylen przez 3 min, ksylen ze 100% etanolem (1:1) przez 3 min, 95% etanolem przez 3 min, 70% etanolem przez 3 min i 50% etanolem przez 3 min.
    2. Delikatnie spłucz zimną bieżącą wodą z kranu. Przechowywać w wannie z wodą z kranu.
  2. Pobieranie antygenu
    1. Po odparafinowaniu gotować szkiełka w stojaku w kąpieli z buforem do odzyskiwania antygenu (0,01 M dwuwodnego cytrynianu trisodu o pH 6 i 0,05% Tween-20) w temperaturze 100 °C przez 20 minut.
    2. Uruchom pod zimną wodą z kranu.
  3. Barwienia
    1. Wyjmij szkiełka z wanny i umieść chusteczkę stroną zadrukowaną do góry w pudełku na szkiełka z mokrymi chusteczkami laboratoryjnymi/ręcznikami papierowymi na dnie. Narysuj kontur wokół tkanki za pomocą hydrofobowego markera.
    2. Upuść sól fizjologiczną buforowaną Tris (TBS) + 0,025% Triton X-100 na tkankę i inkubuj przez 5 minut. Powtórz ten krok.
    3. Blok z TBS + 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) + 1% albuminy surowicy bydlęcej (BSA) przez 2 godziny w temperaturze pokojowej. Obróć szkiełka na bok i usuń bufor blokujący z wycieraczki laboratoryjnej.
    4. Dodać roztwór przeciwciała pierwszorzędowego i inkubować w temperaturze 4 °C przez co najmniej 2 godziny lub przez noc. Delikatnie przemyć TBS + 0,025% Triton X-100, delikatnie pipetując ~200 μl na sekcję.
    5. Dodać drugorzędowy roztwór przeciwciał i inkubować przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Przepłukać szkiełka podstawowe 3 x 5 minut za pomocą TBS, spłukując je pipetą, jak w kroku 7.3.4.
    6. Montaż z podłożem montażowym i szkiełkiem nakrywkowym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kroki opisane powyżej są podsumowane w Rysunek 1. Zawartość jelita ślepego myszy lub kał ludzki są ponownie zawieszane w sterylnym roztworze soli fizjologicznej w celu przygotowania gnojowicy, którą podaje się myszom wolnym od zarazków (100 μl) przez zgłębnik, najpierw przez 3 kolejne dni, a następnie raz na 3 dni. Pod koniec protokołu mierzy się ciśnienie krwi metodą mankietu ogonowego, myszy są poddawane eutanazji, a tkanki są pobierane w celu oceny zmian w mikrobiocie jelitowej oraz zmian...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cennym podejściem do badania przyczynowej roli mikrobioty jelitowej w chorobach sercowo-naczyniowych i metabolicznych jest przeniesienie całej mikrobioty lub wybranych gatunków zainteresowania do myszy wolnych od zarazków. W tym miejscu opisujemy protokoły pobierania próbek kału od ludzi i myszy trzymanych konwencjonalnie w myszach wolnych od zarazków w celu zbadania roli mikrobioty jelitowej w zaburzeniach nadciśnieniowych.

U myszy używamy aseptyko zebranej treści jelita ślepego przetworzonej...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie deklarują żadnych konfliktów interesów, finansowych lub innych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez Vanderbilt Clinical and Translational Science Award Grant UL1TR002243 (do A.K.) z National Center for Advancing Translational Sciences; Grant Amerykańskiego Towarzystwa Kardiologicznego POST903428 (dla J.A.I.); oraz Narodowy Instytut Serca, Płuc i Krwi przyznaje granty K01HL13049, R03HL155041, R01HL144941 (dla AK) oraz grant NIH 1P01HL116263 (dla V.K.). Rysunek 1 został stworzony przy użyciu Biorenderu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Alexa Fluor 488 Tyamid SuperBoostThermoFisherB40932
Komora beztlenowaCOY7150220
Apolipoproteina AINovus BiologicalsNBP2-52979
Nożyczki tętnicze - końcówka kulkowaFine Science Tools14086-09
Roztwór wybielaczaFisher Scientific14-412-53
Surowica bydlęca AlbuminaFisher ScientificB14
CD3 przeciwciałoThermoFisher  14-0032-82
Przeciwciało monoklonalne CD68ThermoFisher14-0681-82
WirówkaFisher Scientific75-004-221
Monitor o wysokiej przepustowości CODAKent Scientic CorporationCODA-HT8
Fiolki kriogeniczneFisher Scientific10-500-26
Jednorazowe pipety do przenoszenia z podziałkąFisher Scientific137119AM
Jednorazowe strzykawkiFisher Scientific14-823-2A
EtanolFisher ScientificAA33361M1
Igła do karmieniaFine Science Tools18061-38
Arkusz bibuły filtracyjnejFisher Scientific09-802
Formalina (10%)Fisher Scientific23-730-581
Dieta wysokosolnaTekladTD.03142
OMNIgene.GUTDNAgenotekOM-200+ACP102
Minipompy osmotyczneAlzet  MODEL 2002
PAPPen Millipore SigmaZ377821-1EA
szalka PetriegoFisher ScientificAS4050
Końcówki do pipetFisher Scientific21-236-18C
FisherScientific14-388-100
Serile soli fizjologicznej buforowanej fosforanemFisher ScientificAAJ61196AP
Inteligentna szpatułkaFisher ScientificNC0133733
Urządzenie do zbierania stolcaFisher Scientific50-203-7255
Bufor TBSFisher ScientificR017R.0000
Triton X-100Millipore Sigma
9036-19-5
Regulator platformowy VarimixFisher Scientific09047113Q
Mikser wirowyFisher Scientific02-215-41
KsylenFisher Scientific1330-20-7, 100-41-4

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report From the American Heart Association. Circulation. 143 (8), 254(2021).
  2. Wu, H., et al. The gut microbiota in prediabetes and diabetes: a population-based cross-sectional study. Cell Metabolism. 32 (3), 379-390 (2020).
  3. Crovesy, L., Masterson, D., Rosado, E. L. Profile of the gut microbiota of adults with obesity: a systematic review. European Journal of Clinical Nutrition. 74 (9), 1251-1262 (2020).
  4. Avery, E. G., et al. The gut microbiome in hypertension: recent advances and future perspectives. Circulation Research. 128 (7), 934-950 (2021).
  5. Perez-Matute, P., Iniguez, M., de Toro, M., Recio-Fernandez, E., Oteo, J. A. Autologous fecal transplantation from a lean state potentiates caloric restriction effects on body weight and adiposity in obese mice. Scientific Reports. 10 (1), 9388(2020).
  6. Zoll, J., et al. Fecal microbiota transplantation from high caloric-fed donors alters glucose metabolism in recipient mice, independently of adiposity or exercise status. American Journal of Physiology. Endocrinology and Metabolism. 319 (1), 203-216 (2020).
  7. Hvas, C. L., et al. Fecal microbiota transplantation is superior to fidaxomicin for treatment of recurrent Clostridium difficile infection. Gastroenterology. 156 (5), 1324-1332 (2019).
  8. Kootte, R. S., et al. Improvement of insulin sensitivity after lean donor feces in metabolic syndrome is driven by baseline intestinal microbiota composition. Cell Metabolism. 26 (4), 611-619 (2017).
  9. Li, J., et al. Gut microbiota dysbiosis contributes to the development of hypertension. Microbiome. 5 (1), 14(2017).
  10. Shi, H., et al. Restructuring the gut microbiota by intermittent fasting lowers blood pressure. Circulation Research. 128 (9), 1240-1254 (2021).
  11. Zhong, H. J., et al. Washed microbiota transplantation lowers blood pressure in patients with hypertension. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 11, 679624(2021).
  12. Ferguson, J. F., et al. High dietary salt-induced dendritic cell activation underlies microbial dysbiosis-associated hypertension. JCI Insight. 5 (13), 126241(2019).
  13. Yu, E. W., et al. Fecal microbiota transplantation for the improvement of metabolism in obesity: The FMT-TRIM double-blind placebo-controlled pilot trial. PLoS Medicine. 17 (3), 1003051(2020).
  14. Leong, K. S. W., et al. Effects of fecal microbiome transfer in adolescents with obesity: the gut bugs randomized controlled trial. JAMA Network Open. 3 (12), 2030415(2020).
  15. Zhang, Z., et al. Impact of fecal microbiota transplantation on obesity and metabolic syndrome-a systematic review. Nutrients. 11 (10), 2291(2019).
  16. Laubitz, D., et al. Dynamics of gut microbiota recovery after antibiotic exposure in young and old mice (a pilot study). Microorganisms. 9 (3), 647(2021).
  17. Xiao, L., et al. High-fat feeding rather than obesity drives taxonomical and functional changes in the gut microbiota in mice. Microbiome. 5 (1), 43(2017).
  18. Brunt, V. E., et al. Suppression of the gut microbiome ameliorates age-related arterial dysfunction and oxidative stress in mice. The Journal of Physiology. 597 (9), 2361-2378 (2019).
  19. Choo, J. M., Rogers, G. B. Gut microbiota transplantation for colonization of germ-free mice. STAR Protocols. 2 (3), 100610(2021).
  20. Kim, T. T., et al. Fecal transplant from resveratrol-fed donors improves glycaemia and cardiovascular features of the metabolic syndrome in mice. American Journal of Physiology. Endocrinology and Metabolism. 315 (4), 511-519 (2018).
  21. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e53191(2015).
  22. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Measuring blood pressure using a noninvasive tail cuff method in mice. Methods in Molecular Biology. 1614, 69-73 (2017).
  23. Ishimwe, J. A., et al. The gut microbiota and short-chain fatty acids profile in postural orthostatic tachycardia syndrome. Frontiers in Physiology. 13, 879012(2022).
  24. Bialkowska, A. B., Ghaleb, A. M., Nandan, M. O., Yang, V. W. Improved Swiss-rolling technique for intestinal tissue preparation for immunohistochemical and immunofluorescent analyses. Journal of Visualized Experiments. (113), e54161(2016).
  25. Moolenbeek, C., Ruitenberg, E. J. The "Swiss roll": a simple technique for histological studies of the rodent intestine. Laboratory Animals. 15 (1), 57-59 (1981).
  26. Ishimwe, J. A., Garrett, M. R., Sasser, J. M. 1,3-Butanediol attenuates hypertension and suppresses kidney injury in female rats. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 319 (1), 106-114 (2020).
  27. Bokoliya, S. C., Dorsett, Y., Panier, H., Zhou, Y. Procedures for fecal microbiota transplantation in murine microbiome studies. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 11, 711055(2021).
  28. Van Beusecum, J. P., Xiao, L., Barbaro, N. R., Patrick, D. M., Kirabo, A. Isolation and adoptive transfer of high salt treated antigen-presenting dendritic cells. Journal of Visualized Experiments. (145), e59124(2019).
  29. Harrison, D. G., Marvar, P. J., Titze, J. M. Vascular inflammatory cells in hypertension. Frontiers in Physiology. 3, 128(2012).
  30. Sylvester, M. A., et al. Splenocyte transfer from hypertensive donors eliminates premenopausal female protection from ANG II-induced hypertension. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 322 (3), 245-257 (2022).
  31. Reikvam, D. H., et al. Depletion of murine intestinal microbiota: effects on gut mucosa and epithelial gene expression. PLoS One. 6 (3), 17996(2011).
  32. Le Roy, T., et al. Comparative evaluation of microbiota engraftment following fecal microbiota transfer in mice models: age, kinetic and microbial status matter. Frontiers in Microbiology. 9, 3289(2019).
  33. Sun, J., et al. Fecal microbiota transplantation alleviated Alzheimer's disease-like pathogenesis in APP/PS1 transgenic mice. Translation Psychiatry. 9 (1), 189(2019).
  34. Kim, M., et al. Critical role for the microbiota in CX(3)CR1(+) intestinal mononuclear phagocyte regulation of intestinal T cell responses. Immunity. 49 (3), 151-163 (2018).
  35. Hintze, K. J., et al. Broad scope method for creating humanized animal models for animal health and disease research through antibiotic treatment and human fecal transfer. Gut Microbes. 5 (2), 183-191 (2014).
  36. Wilde, E., et al. Tail-cuff technique and its influence on central blood pressure in the mouse. Journal of the American Heart Association. 6 (6), 005204(2017).
  37. Liu, X., et al. High-fiber diet mitigates maternal obesity-induced cognitive and social dysfunction in the offspring via gut-brain axis. Cell Metabolism. 33 (5), 923-938 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przeszczep mikrobioty jelitowejmikrobiota jelitowachoroby kardiometabolicznemetoda Swiss Rollmyszy wolne od zarazk wtre k tnicypletyzmografia mankietowa ogonamorfologia jelitr norodno biologiczna bakterii

Powiązane artykuły