Artykuł metodologiczny

Opracowanie szczurzego modelu zawieszenia więzadła maciczno-krzyżowego

8.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64311

⸱

17 sierpnia 2022

 ,  ,  ,  , 
1Department of Chemical Engineering, University of Virginia, 2Electrophysiology Division, Abbott, 3Department of Biomedical Engineering, University of Virginia, 4Department of Obstetrics and Gynecology, Division of Pelvic Medicine and Reconstructive Surgery, University of Virginia

W tym artykule

Podsumowanie

Wypadanie narządów miednicy dotyka miliony kobiet na całym świecie, a mimo to niektóre powszechne interwencje chirurgiczne mają wskaźnik niepowodzeń sięgający nawet 40%. Brak standardowych modeli zwierzęcych do badania tego schorzenia hamuje postęp. Proponujemy następujący protokół jako model do zawieszenia więzadła maciczno-krzyżowego i prób rozciągania in vivo.

Streszczenie

Wypadanie narządów miednicy (POP) jest powszechnym zaburzeniem dna miednicy (PFD), które może znacząco wpłynąć na jakość życia kobiety. Około 10%-20% kobiet przechodzi operację naprawy dna miednicy w celu leczenia wypadania w Stanach Zjednoczonych. Przypadki PFD skutkują całkowitym rocznym kosztem w wysokości 26,3 miliarda dolarów w samych Stanach Zjednoczonych. Ten wieloczynnikowy stan ma negatywny wpływ na jakość życia, a mimo to możliwości leczenia tylko się zmniejszyły w niedawnej przeszłości. Jedną z powszechnych opcji chirurgicznych jest zawieszenie więzadła maciczno-krzyżowego (USLS), które zwykle wykonuje się poprzez przymocowanie sklepienia pochwy do więzadła maciczno-krzyżowego w miednicy. Naprawa ta ma mniejszą częstość występowania powikłań w porównaniu z tymi z powiększaniem siatki, ale wyróżnia się stosunkowo wysokim wskaźnikiem niepowodzeń sięgającym 40%. Biorąc pod uwagę brak standardowych modeli zwierzęcych do badania dysfunkcji dna miednicy, istnieje pilna kliniczna potrzeba innowacji w tej dziedzinie, z naciskiem na opracowanie opłacalnych i dostępnych modeli zwierzęcych. W tym manuskrypcie opisujemy szczurzy model USLS obejmujący całkowitą histerektomię, po której następuje unieruchomienie pozostałego sklepienia pochwy do więzadła maciczno-krzyżowego. Celem tego modelu jest naśladowanie procedury wykonywanej na kobietach, aby móc wykorzystać model do zbadania strategii naprawczych, które poprawiają mechaniczną integralność przyczepu więzadła. Co ważne, opisujemy również rozwój procedury prób rozciągania in situ w celu scharakteryzowania integralności granicy faz w wybranych punktach czasowych po interwencji chirurgicznej. Ogólnie rzecz biorąc, model ten będzie użytecznym narzędziem w przyszłych badaniach, które badają możliwości leczenia naprawy POP za pomocą USLS.

Wprowadzenie

Opadanie narządów miednicy mniejszej (POP) to powszechne zaburzenie dna miednicy dotykające miliony kobiet na całym świecie, które może znacząco wpływać na wiele aspektów życia kobiety, szczególnie wraz z wiekiem1. Co istotne, około 13% kobiet w Stanach Zjednoczonych zostanie poddanych operacji z powodu opadania narządów lub nietrzymania moczu2. Stan ten, występujący najczęściej po ciąży i porodzie, charakteryzuje się obniżeniem narządów miednicy mniejszej, przede wszystkim poszczególnych przedziałów pochwy i/lub macicy, poza ich normalne położenie w jamie otrzewnej. Prowadzi to do uciążliwych objawów, takich jak uczucie wypukłości lub nacisku w pochwie, dysfunkcje jelit, pęcherza i funkcji seksualnych, a w konsekwencji do ogólnego obniżenia jakości życia. Innymi czynnikami ryzyka POP są otyłość, palenie tytoniu, przewlekły kaszel oraz zaparcia3.

U zdrowych kobiet organy dna miednicy są podtrzymywane przez mięśnie dźwigacze odbytnicy, więzadła maciczno-krzyżowe (USLs), więzadła główne, przyłącza tkanki łącznej do bocznych ścian miednicy oraz dystalne struktury ciała krocza4,5. Więzadła USLs należą do najważniejszych struktur podtrzymujących szczyt macicy i szczyt pochwy, dlatego są często wykorzystywane w chirurgicznej korekcji POP (Rysunek 1). Wsparcie strukturalne zapewniane przez USL wynika z obecności gęstej kolagenowej tkanki łącznej w okolicy krzyżowej, która przechodzi w gęsto upakowane mięśnie gładkie. Dzięki temu gradientowi składu, USL przeplata się z mięśniówką macicy i pochwy, zapewniając stabilne podparcie organów miednicy6,7. W metodzie zawieszenia na więzadłach maciczno-krzyżowych (USLS), więzadła USLs są mocowane do sklepienia pochwy po histerektomii, co przywraca pochwę i struktury otaczające do ich anatomicznej pozycji w jamie brzusznej. Jednakże, niezależnie od zastosowania drogi transpochwowej czy laparoskopowej, procedura USLS obarczona jest stosunkowo wysokim wskaźnikiem niepowodzeń, sięgającym w niektórych badaniach 40%8,9. W dużym wieloośrodkowym randomizowanym badaniu kontrolowanym wskaźnik nawrotu uciążliwych objawów uwypuklenia pochwy w 5. roku po naprawie wypadania szczytu pochwy, np. za pomocą USLs, wyniósł około 40%9. W tym samym badaniu konieczność ponownego leczenia z powodu nawrotu wypadania w 5. roku wyniosła około 10%. Mechanizm tak wysokiego wskaźnika niepowodzeń nie został zbadany, lecz przywrócenie pochwy i struktur otaczających do ich anatomicznej pozycji wymaga umieszczenia szwów w gęstym obszarze kolagenowym USL10,11, a nie w obszarze mięśni gładkich. W związku z tym wysoki wskaźnik niepowodzeń może wynikać z niedopasowania mechanicznego i składnikowego chirurgicznie utworzonego interfejsu pochwa-USL w porównaniu do pełnej integracji obserwowanej w naturalnym przyczepie szyjka macicy-USL.

Wpływ ekonomiczny leczenia tych zaburzeń jest również znaczący; w USA rocznie wydaje się około 300 milionów dolarów na opiekę ambulatoryjną12 oraz ponad 1 miliard dolarów w ramach bezpośrednich kosztów procedur chirurgicznych13. Pomimo ogromnych zasobów ekonomicznych przeznaczonych na leczenie tych schorzeń, powikłania wynikające z wielu operacji obniżenia narządów pozostają zniechęcające. Na przykład naprawy obniżenia szczytu pochwy z wykorzystaniem siatek polipropylenowych, takie jak sakrokolpopeksja, oferują wyższy odsetek sukcesów w porównaniu z naprawami z wykorzystaniem tkanki natywnej14, ale odbywa się to kosztem potencjalnych powikłań, takich jak ekspozycja lub erozja siatki. W samym okresie między 2008 a 2010 rokiem FDA otrzymała prawie 3000 skarg związanych z powikłaniami po zastosowaniu siatek. Doprowadziło to do wydania przez FDA w kwietniu 2019 r. nakazu wstrzymania produkcji i sprzedaży wszystkich produktów z siatkami wprowadzanymi przez pochwę w leczeniu POP15. W związku z tym istnieje silna potrzeba kliniczna opracowania materiałów innych niż polipropylen oraz modeli do ich testowania, które mogłyby wspomagać naprawy obniżenia z wykorzystaniem tkanki natywnej i zwiększyć odsetek sukcesów w porównaniu z tradycyjnymi technikami opartymi wyłącznie na szwach.

Od czasu ogłoszenia decyzji FDA w 2019 roku większość chirurgów miednicy zaprzestała stosowania siatek wprowadzanych drogą pochwową w naprawach wypadania narządów, co skłoniło badaczy do poszukiwania nowych podejść z zakresu inżynierii tkankowej w celu wzmocnienia napraw tkanek natywnych16,17,18, na przykład z wykorzystaniem mezenchymalnych komórek macierzystych (MSCs)9,20. W związku z tą zmianą priorytetów istnieje pilna potrzeba udoskonalenia modeli zwierzęcych, które mogą pomóc w opracowaniu nowych materiałów; wyzwaniem w tym procesie jest zbalansowanie istotności klinicznej z kosztami. W tym celu badacze zajmujący się naukami podstawowymi i klinicznymi, studiujący wypadanie narządów miednicy, wykorzystali do tej pory kilka modeli zwierzęcych, w tym szczury, myszy, króliki, owce, świnie oraz naczelne19. Proces identyfikacji optymalnego modelu zwierzęcego jest trudny, ponieważ ludzie są dwunożni, nie mają ogona i przechodzą przez traumatyczny proces narodzin w porównaniu z innymi gatunkami ssaków20. Świnie21 były wykorzystywane do symulacji robotycznej sakrokolpopeksji, natomiast owce służyły do symulacji napraw wypadania pochwy22. Modele zwierzęce te, mimo swojej istotności klinicznej, są ograniczone pod względem wykonalności ze względu na koszty i utrzymanie. Naczelne były wykorzystywane do badania patogenezy wypadania narządów; w szczególności małpy wiewiórki są jednym z niewielu gatunków poza ludźmi, u których może rozwinąć się samoistne wypadanie narządów, co czyni je jednym z najbardziej istotnych modeli zwierzęcych20. Naczelne były również wykorzystywane do badania ginekologicznych procedur chirurgicznych, takich jak sakrokolpopeksja23 i transplantacja macicy24. Podobnie jak w przypadku owiec i świń, głównym ograniczeniem naczelnych jako modelu zwierzęcego wypadania narządów są koszty utrzymania, opieki i zakwaterowania19.

Mimo że miednica gryzoni jest zorientowana poziomo, a stosunek wielkości głowy do kanału rodnego jest znacznie mniejszy niż u ludzi19, szczury są odpowiednie do badań nad chirurgicznym leczeniem USLS na małych zwierzętach, ponieważ posiadają podobną anatomię USL, cellularność, architekturę histologiczną i skład macierzy w porównaniu do ludzkiego USL25. Ponadto są one korzystne pod względem utrzymania i zakwaterowania. Pomimo tych zalet, nie ma opublikowanych doniesień na temat szczurzego modelu naprawy USLS. Dlatego celem jest opisanie protokołu histerektomii i USLS u wieloparnych szczurów szczepu Lewis. Protokół ten będzie pomocny dla badaczy dążących do analizy patofizjologii i komponentów chirurgicznych POP przy użyciu tego dostępnego modelu zwierzęcego.

figure-introduction-1
Rysunek 1: Opuść narządów miednicy mniejszej. (A) Prawidłowe ułożenie narządów w jamie otrzewnej oraz (B) znaczne obniżenie narządów w przypadku wystąpienia wypadania. Po histerektomii (C) podwieszenie więzadłem maciczno-krzyżowym przywraca pochwę i struktury otaczające do ich właściwej pozycji anatomicznej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Protokół

Należy przestrzegać wszystkich wytycznych Instytucjonalnego Komitetu Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC), uzyskując zgodę na wszystkie procedury z udziałem zwierząt przed ich rozpoczęciem. Wymagania dotyczące aseptycznej techniki chirurgicznej można znaleźć w The Guide26 oraz w Animal Welfare Regulations27. Badanie zostało zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Wirginijskiego (protokół nr 4332-11-20). Należy pozyskać wielorodne (dwumiotowe) samice hodowlane. Szczury powinny być utrzymywane parami w wiwariusz akredytowany przez American Association for the Accreditation of Laboratory Animal Care, z dostępem do jedzenia i wody ad libitum. Zwierzęta w tym badaniu stanowiły szczury linii Lewis pozyskane z Charles River, w wieku od 4 do 6 miesięcy, aby spełnić wymóg posiadania dwóch miotów. Zwierzęta utrzymywano w 12-godzinnym cyklu światło-ciemność.

1. Naprawa obniżenia narządów miednicy za pomocą podwieszenia więzadłami maciczno-krzyżowymi

  1. Przygotowanie sprzętu i pola operacyjnego do zabiegów chirurgicznych na żywych zwierzętach
    1. Przygotować obszar zabiegowy w taki sposób, aby stół operacyjny został podgrzany do 37 °C Należy stosować recyrkulacyjne podgrzewacze wodne wraz ze sterylnym, wodoodpornym podkładem. Należy zapewnić sterylność stołu operacyjnego oraz pola zabiegowego, stosując powierzchniowy środek dezynfekujący bez zawartości wybielacza, a następnie przecierając powierzchnię 70% etanolem.
    2. Należy przeprowadzić sterylizację termiczną w autoklawie wszystkich materiałów odpornych na autoklawowanie, w tym narzędzi chirurgicznych, gąbek chirurgicznych (gazy), patyczków bawełnianych oraz jednorazowej obłożnicy. Należy zapewnić sterylne, zapakowane rękawiczki chirurgiczne.
    3. Przygotować maszynkę do strzyżenia, maść oftalmiczną, chusteczki nasączone etanolem, patyczki bawełniane oraz roztwór jodu, a także sterylne, zapakowane ostrze skalpela i nici chirurgiczne, i umieścić je na stole roboczym.
  2. Przygotowanie zwierząt do operacji na żywym organizmie
    1. Ostrożnie umieść zwierzę w komorze anestezjologicznej z dopływem 2% izofluranu i zważ je po osiągnięciu odpowiedniej głębokości znieczulenia. Prawidłowe znieczulenie potwierdza się brakiem reakcji zwierzęcia na uciśnięcie palca u stopy.
    2. Umieść zwierzę na stole operacyjnym w pozycji brzusznej, z nosem bezpiecznie umieszczonym w stożku anestezjologicznym z 2% izofluranem. Na każde oko zwierzęcia nanieś maść oftalmiczną.
    3. Podać podskórnie opioidowy lek przeciwbólowy oraz niesteroidowy lek przeciwzapalny (NSAID) (Tabela materiałów).
    4. Ułóż zwierzę w pozycji grzbietnej, zgodnie z przedstawionym na Rycina 2następnie należy ogolić sierść z brzucha od wyrostka mieczykowatego w dół do ujścia cewki moczowej (8 cm x 4 cm). Brzuch należy wysterylizować trzykrotnie za pomocą jodyny i alkoholu, aby przygotować miejsce nacięcia.
      UWAGA: Jeśli podczas golenia dojdzie do krwawienia, należy uzyskać hemostazę poprzez ucisk przed przygotowaniem skóry za pomocą jodyny i alkoholowego gazika przygotowawczego. Jodynę należy pozostawić na skórze przez 30 s.
    5. W przypadku braku asystenta chirurgicznego należy umieścić sterylne materiały i narzędzia na sterylnej tacy instrumentarium, w tym sterylne patyczki bawełniane, pole chirurgiczne, gazy, skalpel, szwy oraz marker chirurgiczny (opcjonalnie). Jeśli asystent chirurgiczny jest dostępny, ten krok można pominąć, a asystent może podać sterylne narzędzia po wykonaniu kroku 1.3.1.
  3. Histerektomia i podwieszenie więzadeł maciczno-krzyżowych (USLS)
    1. Założyć fartuch chirurgiczny, czepek, maseczkę oraz jałowe rękawiczki. Przykryć zwierzę sterylnym polem operacyjnym, pozostawiając odsłoniętą jedynie okolicę brzucha.
    2. Za pomocą ostrza skalpela wykonaj cięcie o długości 7 cm wzdłuż linea alba, od miejsca tuż poniżej wyrostka xifoidego do linii dolnej krawędzi sutczków. Cięcie powinno zakończyć się około 0,5–1,0 cm rostralnie od ujścia cewki moczowej. Następnie wykonaj nacięcie przez podległą warstwę mięśniową. Unikaj uszkodzenia naczyń krwionośnych ściany brzusznej, aby zapobiec krwawieniu.
    3. Zmontuj rozwieracz brzuszny i obejrzy jamę brzuszną (Rycina 3A). Za pomocą pęsety irysowej ostrożnie zlokalizuj lewy róg macicy. Macica znajduje się głęboko w jelitach, które często są strukturą napotykaną jako pierwszą po wejściu do jamy otrzewnowej. Warto najpierw zidentyfikować jajnik (Rycina 3B) oraz powiązaną z nią tkanką tłuszczową okojajnikową.
    4. Ostrożnie unieś lewy róg macicy za pomocą chwytaka lub kleszczyków typu mosquito i rozpocznij hysterektomię od podwiązania rogu poniżej jajnika i jajowodu przy użyciu kleszczyków typu mosquito. Jajniki są delikatnymi strukturami i mogą zostać łatwo uszkodzone lub pozbawione unaczynienia podczas manipulacji. Należy zachować ostrożność podczas unoszenia rogów macicy; w tym celu chwyć róg w bezpiecznej odległości od jajnika.
    5. Kontynuuj histerektomię, zakleszczając i wycinając przy użyciu mikronożyczek sąsiednie naczynia krwionośne, tkankę łączną oraz tłuszcz z rogu macicy. Przed usunięciem zakleszcz tkankę łączną, aby ograniczyć krwawienie. Umieść kleszczyki jak najbliżej styku z macicą, aż do złącza maciczno-szyjnego (zwanego również rozwidleniem rogów).
    6. Zaciśnij kleszczyki chirurgiczne typu mosquito na rogu macicy w pobliżu miejsca rozwidlenia (Rysunek 4A-C). Wyciąć róg ipsilateralny bezpośrednio głową od zacisku, aby uniknąć krwawienia. Znajduje się on pomiędzy połączeniem maciczno-szyjnym (bezpośrednio rostralnie od szyjki macicy) a punktem podwiązania jajowodu. Po histerektomii pozostanie sklepienie pochwy (Rysunek 4D).
      UWAGA: Ze względu na małą średnicę naczyń szczura, do przeprowadzenia tego zabiegu wystarczyło podwiązanie kikutów macicy za pomocą klamry tymczasowej. Technikę tę można jednak w razie potrzeby zmodyfikować, stosując elektrokoagulację wiązádeł lub podwiązanie szwem.
    7. Powtórzyć kroki 1.3.3–1.3.6 na prawym rogu macicy, aby przeprowadzić całkowitą hysterektomię.
    8. Wyreguluj retraktor brzuszny, aby odsłonić dolną część miednicy. Obejrzyj odsłonięte sklepienie pochwy oraz więzadła i tkanki łączną podtrzymujące dno miednicy, które są przytwierdzone do pochwy i szyjki macicy. Jeśli to możliwe, zidentyfikuj obustronnie moczowody, które znajdują się przyśrodkowo względem jajników.
    9. Zidentyfikuj więzadła maciczno-krzyżowe28,29, przedstawiony w Rycina 5A, które można znaleźć przyczepione do szyjki macicy tuż poniżej pozostałych kikutów rogów macicy (sklepienie pochwy). Więzadło śledzi się w kierunku cephalado-medialnym w stronę kości krzyżowej.
    10. Używając nici z polidioksanonu 3-0 na małej, zwężającej się igle, wykonaj szew przez lewe więzadło maciczno-krzyżowe. Umieść szew wysoko na więzadle, blisko kości krzyżowej.
    11. Pociągnij za szew, aby upewnić się, że objął on więzadło maciczno-krzyżowe; struktura ta przyczepia się do szyjki macicy, a jej początek biegnie za odbytnicą, gdzie przyczepia się do kości krzyżowej. Ponownie zidentyfikuj moczowód, aby upewnić się, że nie został on wciągnięty w szew więzadła maciczno-krzyżowego ani nie został załamany.
    12. Następnie przeprowadź lewy szew z polidioksanonu przez lewą stronę sklepienia pochwy (Rycina 5B), dbając o to, aby objąć zarówno przednią, jak i tylną część kikuta pochwy. Powtórz powyższe kroki, aby przeprowadzić procedurę USLS po prawej stronie. W razie potrzeby po obu stronach można założyć kilka szwów.
    13. Po dwustronnym założeniu szwów uterosakralnych, należy bezpiecznie zawiązać nici za pomocą węzła kwadratowego, zgodnie z przedstawionym w Rysunek 5Cw taki sposób, aby sklepienie pochwy było uniesione w kierunku głowowym ku kości krzyżowej; tym samym kończy się zawieszenie więzadła maciczno-krzyżowego.
  4. Zamknięcie rany operacyjnej
    1. Przywrócić zawartość jamy brzusznej do jej anatomicznego położenia w jamie otrzewnowej. Zamknąć głębokie warstwy ściany brzusznej (otrzewną, powięź, mięśnie) za pomocą szwu ciągłego. nici z polyglactinu 910 lub polidioksanonu o rozmiarze od 4-0 do 6-0.
    2. Zamknąć skórę szwem śródskórnym ciągłym (lub przerywanym) przy użyciu nici z polidioksanonu lub poliglaktynu 910 o rozmiarze od 4-0 do 6-0. W razie potrzeby podać antybiotyk podskórnie w celu profilaktyki zakażeń miejsca operowanego.
    3. Należy prowadzić monitorowanie pooperacyjne do czasu, aż zwierzę odzyska wystarczającą świadomość, aby utrzymać pozycję sternalną. Nie wolno przenosić zwierzęcia z powrotem do klatki zbiorowej do czasu pełnego powrotu do zdrowia.

figure-protocol-1
Rysunek 2: Przygotowanie zwierzęcia do operacji na żywym organizmie. Usunięcie sierści z obszaru wokół miejsca nacięcia jest niezbędne dla zachowania prawidłowej techniki aseptycznej. Obszary pokazane na panelach (A) i (B) stanowią wytyczne. Badacze powinni usunąć wystarczającą ilość włosa, aby sterylne narzędzia nie miały kontaktu z sierścią podczas operacji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-protocol-2
Rysunek 3: Zabezpieczanie jajników. Rogi macicy są zazwyczaj niewidoczne bezpośrednio po otwarciu jamy brzusznej, jak pokazano na (A). Po zlokalizowaniu rogu i prześledzeniu go w celu znalezienia (B) jajnika i jajowodu w miejscu ich połączenia z rogiem, górną część rogu można zacisnąć kleszczykami, a następnie oddzielić róg, aby rozpocząć histerektomię. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-protocol-3
Rycina 4: Usuwanie rogów macicy. Histerektomia u szczura obejmuje (A) zaklemowanie obu rogów macicy (B) w miejscu połączenia macicy z szyjką oraz (C) ich wycięcie. Sklepienie pochwy każdego z rogów pozostaje wraz z (D) kikutem szyjkowo-macicznym (strzałka) łączącym je. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-protocol-4
Rycina 5: Podwieszenie więzadeł maciczno-krzyżowych. (A) Orientacja więzadeł maciczno-krzyżowych w stosunku do utworzonych struktur kopuły pochwy. Podczas zakładania szwów w celu naprawy poprzez podwieszenie więzadeł maciczno-krzyżowych (USLS), (B) szwy obejmują więzadło maciczno-krzyżowe, a następnie przechodzą przez przednią i tylną ścianę mankietu pochwy. (C) Po przymocowaniu do więzadła maciczno-krzyżowego, kopuła pochwy zostaje uniesiona w kierunku głowowym ku kości krzyżowej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

2. Jednoosiowe badanie rozciągania

UWAGA: System testowy oraz oprogramowanie były obsługiwane zgodnie z wytycznymi producenta dotyczącymi kalibracji i testowania. Wszystkie pomiary przeprowadzono w temperaturze 22 °C.

  1. Przygotowanie preparatu
    1. Uśmierć szczura, stosując zatwierdzoną przez IACUC procedurę farmakologiczną. Potwierdź zgon. poprzez wtórna metoda fizyczna. Tutaj CO2 Zastosowano narkozę inhalacyjną, po której wykonano punkcję serca. Odsłonić sklepienie pochwy w celu przygotowania do mechanicznych testów rozciągania. W niniejszym badaniu należy przeprowadzić testy rozciągania na natywnych więzadłach maciczno-krzyżowych (grupa kontrolna), a także na zwierzętach, u których wykonano podwieszenie więzadeł maciczno-krzyżowych zgodnie z powyższym opisem (POP).
    2. Badanie więzadła in situ 24 tygodnie po operacji. Sugeruje się ustalenie końcowego punktu czasowego na minimum 8 tygodni, aby umożliwić całkowitą resorpcję szwów.
      1. Po przeprowadzeniu humanitarnej eutanazji należy wykonać nacięcie wzdłuż linea alba, aby odsłonić jamę brzuszną.
      2. Należy rozpocząć usuwanie tkanki tłuszczowej poprzez preparowanie, aż do momentu odsłonięcia sklepienia pochwy. Kontynuować usuwanie podbrzusznych poduszek tłuszczowych, aż do wyraźnego uwidocznienia nienaruszonej struktury USL (zwierzęta kontrolne, Rysunek 6A) lub widoczne jest połączenie między więzadłem maciczno-krzyżowym a sklepieniem pochwy (zwierzęta z POP, Rycina 6C). Należy zachować ostrożność, aby nie ciągnąć za miejsce połączenia podczas usuwania tkanki tłuszczowej; zamiast tego należy wykonywać precyzyjne cięcia mikronożyczkami, aby zachować spójność między próbkami.
      3. Za pomocą elastycznej linijki zmierz odległość między miejscem przyczepu więzadeł maciczno-krzyżowych (tylno położonym względem odbytnicy) a sklepieniem pochwy. Wartość ta stanowi pierwotną długość tkanki.
        UWAGA: Pierwotna długość tkanki, czyli długość pomiarowa, dla kontrolnych USL wynosiła 13,4. ± 0,5 mm, podczas gdy długość pomiarowa dla naprawy USL wyniosła 12,8 ± 0,4 mm.
      4. Przeciągnij taśmę pępowinową za nienaruszoną więzadłem pępowinowe (kontrola, Rycina 6B) lub złącze USLS (POP, Rycina 6D) w taki sposób, aby tkanka znajdowała się w centrum taśmy pępowinowej. Za pomocą suwmiarki cyfrowej zmierz wysokość i szerokość tkanki w miejscu jej przecięcia z taśmą pępowinową. Wartości te zostaną wykorzystane do obliczenia pola powierzchni przekroju poprzecznego.
      5. Przymocuj dużą płytkę kompresyjną (Tabela materiałów) poprzez adapter podstawy i umieść zwierzę na nim w taki sposób, aby preparat znajdował się w centrum pod uchwytem zaciskowym.
  2. Badanie rozciągania
    1. Zaprogramuj w oprogramowaniu tryb badania rozciągania: obciążenie wstępne, kondycjonowanie wstępne, rozciąganie do zerwania. Postępowanie to jest zgodne z poprzednimi badaniami dna miednicy29 or tkanki rozrodcze30 protokoły badań mechanicznych
    2. Przygotuj instrument do przeprowadzenia badania rozciągania. W niniejszym badaniu należy zastosować ogniwo obciążnika o zakresie 10 N, wydrukowany w technologii 3D uchwyt oraz adapter podstawy w celu zamocowania płyty kompresyjnej, jak pokazano w Rycina 7.
      UWAGA: Dopuszczalny jest każdy zestaw podstawowy, który może utrzymać zwierzę o pełnej wielkości. Należy użyć dowolnego uchwytu, który może pewnie trzymać taśmę pępowinową. Można wykorzystać niestandardowy uchwyt i zacisk wydrukowany w technologii 3D, stosowany w poprzednich badaniach.31,32 zostały wykorzystane w tych badaniach. Pliki STL dołączono jako pliki uzupełniające.
      1. Ustaw zwierzę w taki sposób, aby preparat znajdował się w centrum pod uchwytem (Rycina 8A). Unieruchom obszar miednicy wokół preparatu, mocując zwierzę do płyty (Rycina 8B).
      2. Obniż ogniwo pomiarowe tak, aby końce taśmy pępowinowej swobodnie sięgały uchwytu. Zamocuj taśmę pępowinową w uchwycie, pozostawiając ją luźną, aby uniknąć manipulowania próbką.
    3. Otwórz test wstępnego kondycjonowania w interfejsie oprogramowania i oznacz test nazwą próbki. Upewnij się, że metoda wstępnego kondycjonowania zawiera etap wstępnego obciążenia.
    4. Kliknij, aby rozpocząć test wstępnego kondycjonowania, który obciąży próbkę siłą wstępną 0,015 N. Po ustabilizowaniu się siły wstępnej system przeprowadzi wstępne kondycjonowanie próbki przy prędkości wydłużania 0,1 mm/s przez 30 s. Pozostaw tkankę do odpoczynku na 1 min. W tym czasie wgraj procedurę badania rozciągania do zerwania.
      UWAGA: Siła wstępnego obciążenia może się różnić w zależności od ograniczeń urządzenia oraz warunków testowych. Należy odnieść się do wcześniejszych badań, w których raportowany zakres wstępnego obciążenia wynosi od 0,015 N do 0,1 N.29,33,34,35,36.
    5. Otwórz program testowy skonfigurowany na rozciąganie do zerwania. Oznacz próbę nazwą próbki i kliknij Proszę podać tekst źródłowy do tłumaczenia. aby przejść do następnego okna. Wprowadź długość pomiarową próbki, a następnie kliknij Następny w celu przejścia do strony testowej.
    6. Zrównoważyć wszystkie i kliknąć na StartPrzeprowadzać próbę przy szybkości wydłużania 0,1 mm/s aż do momentu zerwania tkanki. Próba pozwoli na uzyskanie danych dotyczących zależności obciążenia od przemieszczenia.
  3. Obliczanie naprężenia, odkształcenia i modułu w badaniu rozciągania
    1. Wykorzystując dane dotyczące obciążenia i przemieszczenia, pole przekroju poprzecznego oraz długość pomiarową próbki, oblicz naprężenie (MPa) i odkształcenie (%), zgodnie z wcześniejszymi opisami.37,38,39,40,41Użycie Równanie 1 i Równanie 2 przedstawiono poniżej. Należy pamiętać, że w obliczeniach tych należy uwzględnić również rozciąganie taśmy podczas testowania.
      figure-protocol-5     Równanie 1
      figure-protocol-6     Równanie 2
      1. Z krzywej obciążenie-przemieszczenie (Rysunek 9A,D), oblicz sztywność (nachylenie liniowe, N/mm) oraz obciążenie maksymalne. Na podstawie krzywej naprężenie-odkształcenie oblicz moduł styczny (nachylenie liniowe, MPa) oraz naprężenie maksymalne. Obszar liniowy krzywej naprężenie-odkształcenie zaznaczono w Rysunek 9B,E z obliczonym modułem stycznym z tego obszaru, przedstawionym w Rycina 9C,F dla obu grup eksperymentalnych.
        UWAGA: W przypadku zarówno sztywności, jak i modułu stycznego, należy zidentyfikować odcinek liniowy poprzez wybór okna punktów, które maksymalizuje R²2 wartość dla regresji liniowej37,41.

figure-protocol-7
Rycina 6: Przygotowanie preparatu do jednowymiarowych badań rozciągania. (A) Obnażone kontrolne USL przed (B) przełożeniem taśmy pępowinowej za tkankę. (C) Połączenie USL z kopułą pochwy po całkowitym rozpuszczeniu szwów, z (B) taśmą pępowinową przełożoną za tkankę w ramach przygotowania do badań rozciągania. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-protocol-8
Rycina 7: System do badań mechanicznych. (A) System badawczy w trybie próby rozciągania wykorzystany wraz z (B) wydrukowanym w technologii 3D uchwytem oraz (C) wydrukowanym w technologii 3D zaciskiem do próbki, wyposażonym w teksturowany pasek w celu poprawy przyczepności. Konfiguracja elementów przedstawiona na panelu (D). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-protocol-9
Rycina 8: Konfiguracja badania rozciągania. (A) Próbka jest centrowana pod uchwytem i wspornikiem. (B) Zwierzę oraz tkanka otaczająca próbkę są unieruchomione przed rozpoczęciem testu rozciągania. Jak pokazano na powiększeniu, zabezpieczenie otaczającej tkanki jest niezbędne do wyizolowania badanej tkanki. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-protocol-10
Rysunek 9: Przykład wyniku i analizy danych z próby rozciągania. (A) Krzywa obciążenie-przemieszczenie dla próbki kontrolnej, a następnie (B) analiza naprężenie-odkształcenie oraz (C) nachylenie dopasowanej krzywej liniowej wyznaczające moduł styczny w MPa. (D-F) przedstawia ten sam proces dla próbki USLS. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wyniki

Wykonalność chirurgiczna i zakładanie szwów maciczno-krzyżowych
Nie stwierdzono powikłań śródoperacyjnych związanych z histerektomią lub zawieszeniem więzadła maciczno-krzyżowego u żadnego ze zwierząt. Krwawienie podczas usuwania rogów macicy było minimalne, pod warunkiem, że sąsiednie naczynia krwionośne zostały zaciśnięte przed usunięciem. Ograniczone krwawienie pozwoliło na dobrą wizualizację więzadeł maciczno-krzyżowych w celu założenia szwów i zapobiegło śródoperacyjnym urazom jelit, odbytnicy, moczowodu lub pęcherza moczowego. Po założeniu szwów, nowo utworzone połączenie sklepienia USL z pochwą uniemożliwiało ruch kikuta szyjki macicy/macicy, jak pokazano na Rysunek 5C. Przez pierwsze trzy dni po operacji zwierzęta były sprawdzane codziennie, a następnie co dwa tygodnie, aż do końca eksperymentu. W przypadku opioidów o przedłużonym uwalnianiu i NLPZ leków przeciwbólowych podawanych w czasie operacji, dodatkowe leki przeciwbólowe okazały się niepotrzebne. Opierając się na naszym doświadczeniu z 16 operacjami na zwierzętach (n = 8 zarówno dla grupy kontrolnej, jak i USLS), należy spodziewać się spadku masy ciała w pierwszym tygodniu po operacji ze średnią utratą 5,7 ± 1,4% w stosunku do masy ciała w dniu operacji. Zgodnie z oczekiwaniami, szczury powoli przybierały na wadze w ciągu kolejnych 23 tygodni, ze średnim przyrostem masy ciała wynoszącym 15,1 ± 4,5% w trakcie eksperymentu.

Mechaniczne testy naprawy USLS
Aby zademonstrować funkcjonalność naprawy USLS, przeprowadzono jednoosiową próbę rozciągania. Po eutanazji zwierzęcia w wybranym pooperacyjnym punkcie czasowym, 24 tygodnie w tym badaniu, obszar chirurgiczny powinien zostać dokładnie wypreparowany, aby uwidocznić połączenie sklepienia USL z pochwą, jak pokazano na Rysunek 6A. W porównaniu z innymi metodologiami testowania USL szczura wraz z innymi strukturami podporowymi i narządami miednicy29,42, opisana tutaj metoda jest pierwszą, która testuje USL szczura w sposób izolowany. Taśma pępowinowa użyta w tym badaniu została strategicznie wybrana ze względu na jej elastyczność, ponieważ zgodność taśmy pozwoliła na minimalne uszkodzenie tkanki podczas przygotowania do próby rozciągania. W związku z tym dane dotyczące przemieszczenia obciążenia muszą być skorygowane tak, aby uwzględniały niewielką rozciągliwość wnoszoną przez taśmę pępowinową. Rysunek 9 przedstawia przykład danych uzyskanych za pomocą prób rozciągania za pomocą Rysunek 9A przedstawia przykład typowego wykresu naprężenie-odkształcenie. Zalecane jest raportowanie danych naprężenie-odkształcenie, ponieważ informacje te są znormalizowane i niezależne od wielkości próbek34 i mogą być lepiej porównywane między badaniami. W przypadku nienaruszonego więzadła maciczno-krzyżowego podajemy właściwości konstrukcyjne, takie jak obciążenie graniczne (2,9 ± 0,5 N) i sztywność (0,4 ± 0,1 N/mm), a także znormalizowane właściwości materiału, takie jak naprężenie graniczne (2,1 ± 0,4 MPa), odkształcenie graniczne (1,6 ± 0,5) i moduł styczny (4,0 ± 1,1 MPa). W jednoosiowych testach przeprowadzonych na narządach rozrodczych szczurów i wszystkich ich połączeniach tkankowych podporowych przez Moalli i wsp., stwierdzili oni ostateczne obciążenie w momencie uszkodzenia (13,2 ± 1,1 N) i sztywność (2,9 ± 0,9 N / mm) wyższe niż izolowany USL29. Praca wykonana przez Moalli et al. i inna literatura34,35 wspominają o dużej zmienności między badanymi próbkami, jak pokazano w prezentowanych tutaj danych. W przypadku naprawy zawieszenia więzadła maciczno-krzyżowego stwierdziliśmy, że wszystkie właściwości materiału konstrukcyjnego (sztywność, 0,33 ± 0,13 N / mm; obciążenie graniczne 2,6 ± 1,3 N) i znormalizowane właściwości materiału (naprężenie graniczne, 1,8 ± 0,7 MPa; odkształcenie końcowe 1,3 ± 0,3; moduł styczny, 3,0 ± 0,9 MPa) są niższe niż natywnego USL.

Dyskusja

Protokół wyróżnia się kilkoma zaletami. Według naszej wiedzy jest to pierwszy opublikowany opis USLS w modelu szczurzym i zapewni przyszłym badaczom powtarzalne kroki do wykonania tej procedury w warunkach badawczych. Po drugie, dołączamy nowatorski protokół do prób rozciągania natywnego i chirurgicznego interfejsu USL. Protokół prób rozciągania może być wykorzystany w podobnych badaniach, w których badane są nowe podejścia inżynierii tkankowej w celu zwiększenia natywnych napraw tkanek, takich jak USLS. Co więcej, sam model szczura jest przydatny do badania zaburzeń dna miednicy ze względu na łatwość obsługi/wsiadania, krótką żywotność i efektywność kosztową w porównaniu z większymi modelami zwierzęcymi. Ograniczenia protokołu obejmują niemożność oceny jednego z głównych powikłań USLS, załamania moczowodu. Mimo to w tym badaniu nie stwierdzono przypadków domniemanego uszkodzenia moczowodu. Inną kwestią jest to, że pozioma orientacja miednicy, mały stosunek głowy płodu do kanału rodnego i brak spontanicznego wypadania w modelu szczurzym ograniczają pewne zastosowanie wyników u ludzi. Jednak wykorzystanie wieloródek szczurów jest mocną stroną tego badania, ponieważ stanowi to główny czynnik ryzyka rozwoju POP3.

Opracowanie skutecznego protokołu histerektomii i USLS u szczura Lewisa będzie użytecznym narzędziem dla przyszłych badaczy badających chirurgiczne składniki POP, przy jednoczesnym zminimalizowaniu zmienności w testowaniu mechanicznego zachowania USL. Chirurgiczne modele zwierzęce są korzystne, ponieważ pozwalają naukowcom projektować klinicznie istotne eksperymenty, które kontrolują parytet, masę ciała, choroby i odżywianie34, jednocześnie zmniejszając ryzyko etyczne wstępnych badań na ludziach. Co więcej, ustandaryzowane modele POP pozwalają naukowcom ominąć ograniczenia związane z pobieraniem tkanek ludzkich. W szczególności metody prób rozciągania opisane w niniejszym protokole umożliwią spójność między badaniami. Poprzednie modele gryzoni testowały właściwości mechaniczne całego obszaru miednicy, który obejmuje szyjkę macicy, pochwę i liczne więzadła podtrzymujące miednicę29,42. Opisane tutaj metody pozwalają na pomiar USL w sposób, który utrzymuje natywne przyczepy kręgosłupa i szyjki macicy. Należy zauważyć, że metody prób rozciągania nie oceniają samego USL, ale raczej USL w połączeniu z jego przyczepem do kości krzyżowej i szyjki macicy. Jest to mocna strona badania, ponieważ odzwierciedla zwykłe siły in situ, którym poddawane jest więzadło. Zdajemy sobie sprawę, że mechaniczne zachowanie izolowanego więzadła byłoby inne, gdyby było testowane ex vivo bez jego natywnych przyczepów. Jest to szczególnie ważne, ponieważ struktury szczurów są małe i ograniczają możliwość pobrania próbki nadającej się do badań ex vivo. USL doświadczają obciążenia w wielu kierunkach in situ, więc jednoosiowy charakter testu jest ograniczeniem, ale użycie tej metody pozwala na znaczące porównania między wcześniejszymi badaniami mechaniki USL u szczurów29,42. Chociaż obecnie nie ma powszechnie akceptowanego standardowego protokołu badań mechanicznych, model ten będzie użytecznym narzędziem dla przyszłych badań inżynierii tkankowej w tej dziedzinie.

Kilka kroków opisanych w tym protokole ma kluczowe znaczenie dla zdrowia i dobrostanu zwierząt, a także dla powtarzalności operacji USLS i późniejszych prób rozciągania. Po pierwsze, konieczne jest zaopatrzenie się zarówno w leki przeciwbólowe, jak i przeciwzapalne, które zostały opisane, ponieważ sam środek przeciwbólowy okazał się nieodpowiedni do leczenia bólu. Antybiotyk profilaktyczny zmniejsza ryzyko zakażenia miejsca operowanego i jest standardem w chirurgii człowieka. Jeśli chodzi o zabieg chirurgiczny USLS, unikanie uszkodzenia jajników i minimalizacja utraty krwi są niezbędne do udanej operacji. Kroki 1.3.3 i 1.3.4 opisują oddzielenie górnej części rogu macicy od sąsiedniego jajnika; Należy zachować ostrożność, aby utrzymać to rozwarstwienie z boku rogu macicy, aby zapobiec przerwaniu delikatnych naczyń wokół jajnika, co może skutkować nadmiernym krwawieniem. Warto zauważyć, że inni badacze wykazali, że funkcja jajników jest zachowana po usunięciu rogów macicy43. Co więcej, jeśli jajniki zostaną przerwane lub usunięte, ogólna architektura włókienek kolagenowych zostanie zaburzona, zmieniając właściwości mechaniczne ich tkanek44,45. Gdy róg macicy zostanie bezpiecznie oddzielony od jajnika, następuje wyraźna płaszczyzna rozwarstwienia, która umożliwia odizolowanie rogu macicy od otaczających poduszek tłuszczowych i naczyń krwionośnych. Pomimo wyraźnej płaszczyzny rozwarstwienia, szypułki wzdłuż rogu macicy powinny być zabezpieczone klamrą przed przecięciem mikronożyczkami. W przeciwieństwie do praktyki chirurgicznej u ludzi, stwierdziliśmy, że podwiązanie szypułek histerektomii nie jest konieczne, ponieważ zaciśnięcie szypułki przed przecięciem zapewnia odpowiednią hemostazę. Krok 1.3.6 protokołu opisuje ten staranny proces w celu zminimalizowania utraty krwi. Podczas wykonywania histerektomii należy zwrócić szczególną uwagę na identyfikację moczowodów, jak wspomniano w krokach 1.3.6 i 1.3.8. Zrozumienie anatomicznej bliskości moczowodu ma kluczowe znaczenie, ponieważ jednym z najczęstszych powikłań związanych z USL u ludzi jest uszkodzenie moczowodu46.

Podsumowując, przedstawiamy nowatorski protokół wykonywania histerektomii, zawieszenia więzadła maciczno-krzyżowego i próby rozciągania USL w modelu szczurzym. Przewidujemy, że nasze odkrycia pomogą przyszłym badaczom nauk podstawowych, dostarczając jasnego, powtarzalnego opisu tych procedur, a tym samym pozwolą na postęp w badaniach nad wypadaniem narządów miednicy.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy prof. Silvii Blemker za korzystanie z jej Instron oraz prof. George'owi Christowi za korzystanie z jego przestrzeni operacyjnej, jak również wydrukowanego w 3D uchwytu i uchwytu. Prace te były wspierane przez UVA-Coulter Translational Research Partnership i DoD (W81XWH-19-1-0157).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Podkładka nasączona alkoholemBD326895
Maść sztuczna maść łzowaAmerican Health Service Sales CorpPH-PARALUBE-O
Oprogramowanie BluehillInstronBluehill 3
Cavicide 1 środek dezynfekującyFisher Scientific22 998 800
Płyta uciskowaInstron2501-163
Bawełna wacikiPuritan Medical806-WC
, 8-warstwowaVWR95038-728
Kleszczyki do komarówMedline IndustriesMMDS1222115
Uchwyt na igłyMedline IndustriesDYND04045
Nożyczki operacyjne, 5½ ", SharpAmerican Health Service Sales Corp4-222
Opioidowy środek przeciwbólowy (buprenorfina XR)Fidelis Zdrowie zwierzątEthiqa XR0,65  mg/kg  SC  Q72
NLPZ Lek przeciwbólowy (Meloksykam SR)Wildlife Pharmaceuticals, LLCMeloksykam SR1  mg/kg  SC  q72
PDS II, 3-0 Szew polidioksanonowy, SH-1EthiconZ316H
PDS II, 5-0 P Szew olydioksanonowy, RB-1Zwijacz EthiconZ303H
Medline IndustriesMDS1862107
Ostrze skalpela ze stali nierdzewnej chirurgiczne #10Miltex4-310
Rękojeść do skalpelaMedline IndustriesMDS15210
Nożycowy, Mikro, Zakrzywiony, 4,5-calowyWestcottMDS0910311
jednokolumnowyInstron5943 S3873 Siła1 kN, ogniwo obciążnikowe 10 N
Sterylne rękawice lateksowe z kauczuku naturalnegoAccutech91225075
szew, Vicryl, 6-0, P-3EthiconJ492G
Taśma, pępowina, bawełna, 1/8X18"EthiconU10T
Czujnik wagowy na rozciąganie i ściskanieInstron2530-10NCzujnik wagowy 10N (1 kgf, 2 lbf)
Weterynaryjny klej chirurgiczny (klej do skóry)Covetrus31477
Gąbka z gazy uniwersalny system testowy

Bibliografia

  1. Olsen, A. L., et al. Epidemiology of surgically managed pelvic organ prolapse and urinary incontinence. Obstetrics and Gynecology. 89 (4), 501-506 (1997).
  2. Wu, J. M., et al. Lifetime risk of stress urinary incontinence or pelvic organ prolapse surgery. Obstetrics and Gynecology. 123 (6), 1201-1206 (2014).
  3. Kenton, K., Mueller, E. R. The global burden of female pelvic floor disorders. BJU International. 98, 1-7 (2006).
  4. Herschorn, S. Female pelvic floor anatomy The pelvic floor, supporting structures, and pelvic organs. Reviews in Urology. 6, 2-10 (2004).
  5. Jelovsek, J. E., Maher, C., Barber, M. D. Pelvic organ prolapse. The Lancet. 369 (9566), 1027-1038 (2007).
  6. Campbell, R. M. The anatomy and histology of the sacrouterine ligaments. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 59 (1), 1-12 (1950).
  7. Reisenauer, C., et al. The role of smooth muscle in the pathogenesis of pelvic organ prolapse - An immunohistochemical and morphometric analysis of the cervical third of the uterosacral ligament. International Urogynecology Journal and Pelvic Floor Dysfunction. 19 (3), 383-389 (2008).
  8. Lavelle, R. S., Christie, A. L., Alhalabi, F., Zimmern, P. E. Risk of prolapse recurrence after native tissue anterior vaginal suspension procedure with intermediate to long-term followup. Journal of Urology. 195 (4), 1014-1020 (2016).
  9. Jelovsek, J. E., et al. Effect of uterosacral ligament suspension vs sacrospinous ligament fixation with or without perioperative behavioral therapy for pelvic organ vaginal prolapse on surgical outcomes and prolapse symptoms at 5 years in the OPTIMAL randomized clinical trial. JAMA - Journal of the American Medical Association. 319 (15), 1554-1565 (2018).
  10. Bradley, M. S., et al. Vaginal uterosacral ligament suspension: A retrospective cohort of absorbable and permanent suture groups. Female Pelvic Medicine & Reconstructive Surgery. 24 (3), 207-212 (2018).
  11. Cola, A., et al. Native-tissue prolapse repair: Efficacy and adverse effects of uterosacral ligaments suspension at 10-year follow up. International Journal of Gynecology and Obstetrics. , (2022).
  12. Sung, V. W., Washington, B., Raker, C. A. Costs of ambulatory care related to female pelvic floor disorders in the United States. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 202 (5), 1-4 (2010).
  13. Subak, L. L., et al. Cost of pelvic organ prolapse surgery in the United States. Obstetrics and Gynecology. 98 (4), 646-651 (2001).
  14. Siddiqui, N. Y., et al. Mesh sacrocolpopexy compared with native tissue vaginal repair: A systematic review and meta-analysis. Obstetrics & Gynecology. 125 (1), 44-55 (2015).
  15. FDA takes action to protect women's health, orders manufacturers of surgical mesh intended for transvaginal repair of pelvic organ prolapse to stop selling all devices. FDA News Release. , Available from: https://www.fda.gov/news-events/press-announcements/fda-takes-action-protect-womens-health-orders-manufacturers-surgical-mesh-intended-transvaginal (2019).
  16. Brincat, C. A. Pelvic organ prolapse reconsidering treatment, innovation, and failure. JAMA - Journal of the American Medical Association. 322 (11), 1047-1048 (2019).
  17. Cundiff, G. W. Surgical innovation and the US Food and Drug Administration. Female Pelvic Medicine & Reconstructive Surgery. 25 (4), 263-264 (2019).
  18. Luchristt, D., Weidner, A. C., Siddiqui, N. Y. Urinary basement membrane graft-augmented sacrospinous ligament suspension: a description of technique and short-term outcomes. International Urogynecology Journal. 33 (5), 1347-1350 (2022).
  19. Couri, B. M., et al. Animal models of female pelvic organ prolapse: Lessons learned. Expert Review of Obstetrics and Gynecology. 7 (3), 249-260 (2012).
  20. Mori da Cunha, M. G. M. C., et al. Animal models for pelvic organ prolapse: systematic review. International Urogynecology Journal. 32 (6), 1331-1344 (2021).
  21. Kasabwala, K., Goueli, R., Culligan, P. J. A live porcine model for robotic sacrocolpopexy training. International Urogynecology Journal. 30 (8), 1371-1375 (2019).
  22. Mansoor, A., et al. Development of an ovine model for training in vaginal surgery for pelvic organ prolapse. International Urogynecology Journal. 28 (10), 1595-1597 (2017).
  23. Liang, R., et al. Impact of prolapse meshes on the metabolism of vaginal extracellular matrix in rhesus macaque. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 212 (2), 1-7 (2015).
  24. Johannesson, L., et al. Preclinical report on allogeneic uterus transplantation in non-human primates. Human Reproduction. 28 (1), 189-198 (2013).
  25. Iwanaga, R., et al. Comparative histology of mouse, rat, and human pelvic ligaments. International Urogynecology Journal. 27 (11), 1697-1704 (2016).
  26. National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , National Academies Press. (2011).
  27. Federal Animal Welfare Regulations. National Archives. , Available from: https://www.ecfr.gov/current/title-9/chapter-l/subchapter-A/part-2/subpart-C/section-2.31 (2022).
  28. Ma, Y., et al. Knockdown of Hoxa11 in vivo in the uterosacral ligament and uterus of mice results in altered collagen and matrix metalloproteinase activity. Biology of Reproduction. 86 (4), 100(2012).
  29. Moalli, P. A., et al. A rat model to study the structural properties of the vagina and its supportive tissues. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 192 (1), 80-88 (2005).
  30. Yoshida, K., et al. Mechanics of cervical remodelling: Insights from rodent models of pregnancy. Interface Focus. 9 (5), 20190026(2019).
  31. Christ, G. J., Sharma, P., Hess, W., Bour, R. Modular biofabrication platform for diverse tissue engineering applications and related method thereof. , (2020).
  32. Smith, K., Christ, G. J. Incorporation of in vitro double seeding for enhanced development of tissue engineered skeletal muscle implants. , University of Virginia. (2019).
  33. Becker, W. R., De Vita, R. Biaxial mechanical properties of swine uterosacral and cardinal ligaments. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 14 (3), 549-560 (2015).
  34. Donaldson, K., Huntington, A., De Vita, R. Mechanics of uterosacral ligaments: Current knowledge, existing gaps, and future directions. Annals of Biomedical Engineering. 49 (8), 1788-1804 (2021).
  35. Baah-Dwomoh, A., McGuire, J., Tan, T., De Vita, R. Mechanical properties of female reproductive organs and supporting connective tissues: A review of the current state of knowledge. Applied Mechanics Reviews. 68 (6), 1-12 (2016).
  36. Tan, T., Cholewa, N. M., Case, S. W., De Vita, R. Micro-structural and biaxial creep properties of the swine uterosacral-cardinal ligament complex. Annals of Biomedical Engineering. 44 (11), 3225-3237 (2016).
  37. Kurtaliaj, I., Golman, M., Abraham, A. C., Thomopoulos, S. Biomechanical testing of murine tendons. Journal of Visualized Experiments. (152), e60280(2019).
  38. Griffin, M., et al. Biomechanical characterization of human soft tissues using indentation and tensile testing. Journal of Visualized Experiments. (118), e54872(2016).
  39. Feola, A., et al. Parity negatively impacts vaginal mechanical properties and collagen structure in rhesus macaques. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 203 (6), 1-8 (2010).
  40. Tan, T., et al. Histo-mechanical properties of the swine cardinal and uterosacral ligaments. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 42, 129-137 (2015).
  41. Abramowitch, S. D., Feola, A., Jallah, Z., Moalli, P. A. Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: A review. European Journal of Obstetrics and Gynecology and Reproductive Biology. 144, Suppl 1 146-158 (2009).
  42. Lowder, J. L., et al. Adaptations of the rat vagina in pregnancy to accommodate delivery. Obstetrics and Gynecology. 109 (1), 128-135 (2007).
  43. Koebele, S. V., et al. Hysterectomy uniquely impacts spatial memory in a rat model: A role for the nonpregnant uterus in cognitive processes. Endocrinology. 160 (1), 1-19 (2019).
  44. Kafantari, H., et al. Structural alterations in rat skin and bone collagen fibrils induced by ovariectomy. Bone. 26 (4), 349-353 (2000).
  45. Daghma, D. E. S., et al. Computational segmentation of collagen fibers in bone matrix indicates bone quality in ovariectomized rat spine. Journal of Bone and Mineral Metabolism. 36 (3), 297-306 (2018).
  46. Manodoro, S., Frigerio, M., Milani, R., Spelzini, F. Tips and tricks for uterosacral ligament suspension: how to avoid ureteral injury. International Urogynecology Journal. 29 (1), 161-163 (2018).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Opuść narządów miednicyzaburzenia dna miednicypodwieszenie szczytu pochwyprocedura histerektomiibadanie rozciąganiaintegralność mechanicznaaugmentacja więzadełanaliza naprężenie-odkształcenie
Opracowanie szczurzego modelu zawieszenia więzadła maciczno-krzyżowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.