Artykuł metodologiczny

Model gryzoni uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit poprzez niedrożność tętnicy krezkowej górnej

3.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64314

⸱

20 października 2023

 ,  ,  , 
1Animal Surgery and Resources Core, National Heart, Lung, and Blood Institute, National Institutes of Health, 2College of Veterinary Medicine, Mississippi State University, 3Division of Veterinary Resources, Office of Research Services, National Institutes of Health

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy, jak wygenerować powszechnie stosowany model chirurgiczny uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit (IRI) u gryzoni. Zabieg polega na zamknięciu tętnicy krezkowej górnej, a następnie przywróceniu przepływu krwi. Model ten jest przydatny w badaniach nad okluzyjnymi przyczynami jelitowego IRI zarówno w medycynie weterynaryjnej, jak i ludzkiej.

Streszczenie

Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne jelit (IRI) jest związane z niezliczonymi schorzeniami zarówno w medycynie weterynaryjnej, jak i ludzkiej. Stany jelitowe IRI, takie jak skręt żołądka (GDV), skręt krezki i kolka, obserwuje się u zwierząt takich jak psy i konie. Początkowe przerwanie przepływu krwi powoduje niedokrwienie tkanek. Chociaż jest to konieczne do uratowania żywej tkanki, późniejsza reperfuzja może wywołać dalsze obrażenia. Głównym mechanizmem odpowiedzialnym za IRI jest powstawanie wolnych rodników po reperfuzji i ponownym wprowadzeniu tlenu do uszkodzonej tkanki, ale w grę wchodzi wiele innych składników. Wynikające z tego skutki miejscowe i ogólnoustrojowe często świadczą o złym rokowaniu.

Jelitowy IRI był przedmiotem szeroko zakrojonych badań w ciągu ostatnich 50 lat. Model gryzoni in vivo, w którym podstawa tętnicy krezkowej górnej (SMA) jest tymczasowo podwiązana, jest obecnie najpowszechniejszą metodą stosowaną do badania IRI jelita. W tym miejscu opisano model IRI jelitowego wykorzystujący znieczulenie izofluranem w 21% powietrzu medycznymO2, który powoduje powtarzalne uszkodzenie, jak wykazano przez spójną histopatologię jelita cienkiego. Oceniano również uszkodzenie tkanek w okrężnicy, wątrobie i nerkach.

Wprowadzenie

Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne (IRI) może wystąpić w każdym narządzie i składa się z dwóch następujących po sobie elementów. Początkowe zatrzymanie przepływu krwi powoduje, że dotknięte tkanki stają się niedokrwienne, a następnie następująca reperfuzja indukuje dalsze uszkodzenie komórek. Uszkodzenia spowodowane reperfuzją często przewyższają te spowodowane przez niedokrwienie1. Patofizjologia IRI obejmuje złożoną kaskadę zdarzeń, z których najbardziej zauważalną jest powstawanie wolnych rodników po ponownym wprowadzeniu tlenu, co ma miejsce podczas reperfuzji2. Aktywacja komórek zapalnych i cytokin również odgrywa pewną rolę2. W przypadku IRI jelitowej translokacja bakteryjna do krwiobiegu po uszkodzeniu śródbłonka może prowadzić do zespołu ogólnoustrojowej reakcji zapalnej2. Jeśli uszkodzenie spowodowane IRI jest wystarczająco poważne, wynikające z tego skutki ogólnoustrojowe mogą prowadzić do niewydolności wielonarządowej3.

Przypadki IRI jelitowej są związane z wysoką zachorowalnością i śmiertelnością4,5,6. IRI jelitowe jest związane z wieloma stanami patologicznymi i procedurami chirurgicznymi zarówno w medycynie weterynaryjnej, jak i ludzkiej. W medycynie weterynaryjnej zwierzęta są szczególnie podatne na stany jelitowe IRI, takie jak skręt żołądka (GDV), skręt krezki i kolka7,8. U ludzi IRI jest głównym i często występującym problemem w chirurgii tętniaka aorty brzusznej, przepuklinach duszących, ostrym niedokrwieniu krezki, skrętie jelit, urazie, wstrząsie, martwiczym zapaleniu jelit u noworodków oraz resekcji lub przeszczepie jelita cienkiego9.

Większość badań in vivo IRI jelit na gryzoniach obejmuje zamknięcie podstawy tętnicy krezkowej górnej (SMA), odgałęzienia aorty brzusznej, która dostarcza krew do większości jelita cienkiego i proksymalnej części jelita grubego10,11,12. Pomimo powszechnego stosowania tego modelu i jego względnej prostoty, nie opublikowano szczegółowego protokołu z zastosowaniem znieczulenia wziewnego w powietrzu medycznym o stężeniu 21%O2. Brak standardowego protokołu stanowi trudność dla badaczy, którzy nie są zaznajomieni z procedurą, i uniemożliwia spójność między badaniami. Pokazujemy kroki niezbędne do przeprowadzenia chirurgicznego modelu IRI jelita u 8-14-tygodniowych samców i samic szwajcarskich myszy Webster. Ten model IRI jelita daje powtarzalne uszkodzenie, co wykazano za pomocą spójnej histopatologii.

Protokół

Opisane tutaj procedury zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Narodowym Instytucie Serca, Płuc i Krwi przy Narodowym Instytucie Zdrowia i są zgodne z zasadami określonymi w Polityce Publicznej Służby Zdrowia dotyczącej Humanitarnej Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych, Ustawie o Dobrostanie Zwierząt oraz Przewodniku dotyczącym Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych.

1. Konfiguracja chirurgiczna

  1. Postępuj zgodnie z procedurami aseptycznymi. Załóż maskę, osłonę na włosy i czysty kombinezon/fartuch laboratoryjny/fartuch chirurgiczny.
  2. Przygotuj następujące wysterylizowane materiały: narzędzia chirurgiczne (patrz Tabela materiałów), ciepła sól fizjologiczna, waciki, gaza, zszywki chirurgiczne, serwety chirurgiczne i rękawiczki. Zaopatrz się również w taśmę chirurgiczną, której nie trzeba sterylizować. Sterylizuj materiały za pomocą autoklawu lub technik sterylizacji tlenkiem etylenu.
  3. Umieść podgrzany koc z obiegową wodą w obszarze operacyjnym i przykryj go sterylnym ręcznikiem lub serwetą.
  4. Użyj precyzyjnego waporyzatora izofluranowego, sprężonego powietrza medycznego (21%O2) i obwodu Bain bez ponownego oddychania ze stożkiem nosowym przeznaczonym dla myszy do znieczulenia chirurgicznego.

2. Przygotowanie zwierząt

  1. Znieczulij mysz w komorze indukcyjnej, dostarczając 2%-4% izofluranu z 21%O2 powietrzem medycznym w ilości 0,5 l/min na każdy litr objętości komory.
    UWAGA: W przypadku tego konkretnego modelu lepiej jest używać 21% O2 powietrza medycznego niż 100%O2, ponieważ nasycenie krwiO2 może zakłócać działanie IRI.
  2. Wyjmij mysz z komory i przenieś ją na czystą powierzchnię oddzieloną od obszaru operacyjnego. Dopasuj go do stożka nosowego dostarczającego 1,5% izofluranu z 21% powietrzem medycznymO2
    3. .
  3. Wstrzyknąć 1 mg/kg mc. buprenorfiny podskórnie w grzbietową część odcinka szyjno-piersiowego.
  4. Wstrzyknąć dootrzewnowo 200-600 j.m./kg heparyny, aby zapobiec tworzeniu się skrzepliny w okresie okluzji.
  5. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec uszkodzeniu rogówki.
  6. Usuń włosy z brzusznej części brzucha za pomocą maszynki do strzyżenia.
  7. Przesuń mysz na podgrzewany koc wodny w obszarze operacyjnym. Ponownie dopasuj go do stożka nosowego dostarczającego 1,5% izofluranu z 21% powietrzem medycznymO2, aby uzyskać chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia.
  8. Ustaw mysz w pozycji leżącej grzbietowej i przymocuj kończyny do stołu za pomocą taśmy chirurgicznej.
  9. Monitoruj temperaturę ciała zwierzęcia doodbytniczo za pomocą termometru specyficznego dla gryzoni. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 36,5 ± 0,5 °C przez cały czas trwania zabiegu.
  10. Zdezynfekuj brzuszną część brzucha za pomocą sterylnej gazy nasączonej peelingiem z chlorheksydyną lub peelingiem powidonowo-jodowym, a następnie popowidonowo-jodowym, a następnie 70% alkoholem. Powtórz tę sekwencję trzy razy, na przemian z peelingiem i alkoholem. Za każdym razem należy używać nowego zestawu peelingów i gaz nasączonych alkoholem.
    1. Nakładaj peeling i alkohol okrężnymi ruchami, zaczynając od małych kółek w środku pola operacyjnego i stopniowo kierując się w stronę krawędzi, zwiększając rozmiar kółek. Wyrzuć gazę po osiągnięciu krawędzi pola operacyjnego. Nie szoruj do tyłu od krawędzi do środka.
  11. Wykonaj test szczypania palców u nóg (odruch pedałowania), aby upewnić się, że zwierzę jest w pełni znieczulone.
  12. Załóż sterylne rękawiczki. Ułożyć pole operacyjne w aseptyku.

3. Chirurgia i niedokrwienie

  1. Wykonaj 3-5 cm brzuszne nacięcie brzucha w linii środkowej brzucha za pomocą ostrza skalpela #15, odetnij je od leżącej poniżej powięzi mięśniowej i odbij na boki. Kontynuuj nacięcie przez ścianę brzucha wzdłuż kresy białej za pomocą mikronożyczek preparacyjnych lub mikronożyczek sprężynowych i umieść retraktor na miejscu.
  2. Umieść sterylne gaziki zwilżone ciepłą sterylną solą fizjologiczną wokół obszaru operacyjnego.
  3. Wyjmij jelito cienkie z jamy brzusznej, obróć je czaszką i w lewo zwierzęcia i umieść na zwilżonych opuszkach. Umieść kolejny zwilżony gazik na tkankach, aby zapobiec wysuszeniu. Okresowo wlewaj ciepłą sterylną sól fizjologiczną na gazę, aby tkanki były wilgotne.
  4. Wyizoluj SMA, który znajduje się brzusznie do żyły głównej dolnej, ogonowo do tętnicy trzewnej i czaszkowo do tętnicy nerkowej.
    UWAGA: Rysunek 1 pokazuje lokalizację SMA, gdzie jest izolowany podczas operacji. SMA zwykle leży brzusznie w stosunku do żyły głównej dolnej i rozciąga się w prawo. Kiedy jelita są zewnętrzizowane i obrócone w lewo podczas operacji, SMA leży po lewej stronie żyły głównej dolnej.
  5. Umieść atraumatyczny klips mikronaczyniowy u podstawy SMA, gdzie odgałęzia się od aorty brzusznej, upewniając się, że klips nie zasłania górnej żyły krezkowej.
  6. Sprawdź niedokrwienie jelita cienkiego, zwracając uwagę na zmianę koloru z różowego na bladobiały i utratę pulsacji krezki.
  7. Przywróć wnętrzności do ich pierwotnej pozycji w jamie brzusznej na czas trwania okresu niedokrwienia. Zdejmij retraktor i przykryj nacięcie wilgotną gazą. Okresowo dodawaj ciepłą sterylną sól fizjologiczną do gazy, aby zapobiec wysuszeniu i utrzymać temperaturę ciała.
  8. Po 45 minutowym okresie niedokrwienia (którego początek zaznacza się początkowym nałożeniem klipsa) zdejmij klips okluzyjny. Sprawdź przywrócenie przepływu krwi, obserwując pulsację krezkową i zaczerwieniony kolor.
  9. Zastosuj ciepłą, sterylną sól fizjologiczną dootrzewnowo tuż przed ostatecznym zamknięciem, aby utrzymać odpowiednie nawilżenie.
  10. Zamknij mięśnie brzucha za pomocą szwu 6-0 polyglactin 910. Podawać bupiwakainę (do 2 mg/kg) wzdłuż linii nacięcia mięśni w celu złagodzenia bólu. Zamknij skórę zszywkami chirurgicznymi lub klipsami do ran.

4. Odzyskiwanie i reperfuzja

  1. Umieść mysz w ciepłej komorze lub klatce na kocu z krążącą wodą, ogrzewaczu do rąk lub innym odpowiednim źródle ciepła. Dostarczyć 21%O2 przy natężeniu przepływu 0,5 l/min na każdy litr objętości komory. Pozwól myszy dojść do siebie przez 90 minut. Monitoruj mysz co 5-10 minut pod kątem oznak bólu lub niepokoju, takich jak zgarbiona postawa, mrużenie oczu i niechęć do ruchu.

5. Eutanazja i pobieranie krwi

  1. Pod koniec 90-minutowego okresu rekonwalescencji należy umieścić mysz z powrotem w komorze indukcyjnej i dostarczyć 2%-4% izofluranu z 21%O2 w tempie 0,5 l/min objętości komory, aby ponownie wywołać pełne znieczulenie.
  2. Przenieś zwierzę z powrotem na obszar operacji i wyposaż je w stożek nosowy dostarczający 2%-4% izofluranu z 21%O2, aby uzyskać głębokie znieczulenie.
    UWAGA: CO2 nie jest odpowiednią metodą eutanazji dla tej procedury, ponieważ wywołuje zmiany fizjologiczne, które mogą zakłócać uszkodzenie niedokrwienne lub anality tkankowe13.
  3. Ponownie otwórz nacięcie brzusznej linii środkowej i wykonaj końcowe krwawienie, pobierając jak najwięcej krwi z żyły głównej jamy brzusznej za pomocą igły i strzykawki o sile 23 G. Spodziewaj się zebrać od 0,3 do 0,5 ml krwi (mniej u myszy, które przeszły IRI, więcej u tych, które otrzymały pozorowaną laparotomię).
    UWAGA: Celem krwawienia końcowego jest pomoc w humanitarnej eutanazji oraz pobranie i zachowanie krwi do przyszłych badań (tj. biochemii surowicy, PCR, ELISA).
  4. Po pobraniu krwi aorta brzuszna jest przecinana, aby umożliwić całkowite wykrwawienie.
  5. Wykonaj zwichnięcie szyjki macicy lub torakotomię jako środek drugorzędny, aby zapewnić udaną eutanazję.

6. Przetwarzanie tkanek do histologii

  1. Po eutanazji zbierz pożądane tkanki. Upewnij się, że przetwarzanie tkanek odbywa się szybko, ponieważ autoliza rozpoczyna się natychmiast po śmierci14,15.
    1. Jelita: Zbierz całą długość jelita cienkiego i jelita grubego. Wyrzuć jelito ślepe.
    2. Wątroba: Zbierz lewy boczny, lewy środkowy i prawy środkowy płat.
    3. Nerki: Zbierz obie nerki. Zgodnie z konwencją lewa nerka jest cięta wzdłużnie, a prawa jest cięta jako przekrój poprzeczny w czasie sekcji zwłok.
      UWAGA: Okrężnica, wątroba i nerki mogą być używane do oceny niewydolności wielonarządowej lub innych ogólnoustrojowych skutków IRI. Jelito cienkie służy do oceny pierwotnego urazu. Nie jest konieczne śledzenie poszczególnych odcinków płata wątroby i nerek, ponieważ każdy narząd będzie analizowany i oceniany jako jedna jednostka. Segmenty jelitowe powinny być jednak oddzielone, a następnie oznakowane i ocenione indywidualnie.
  2. Podziel jelito na cztery sekcje: dwunastnicę, jelito czcze, jelito kręte i okrężnicę. Upewnij się, że trzy segmenty jelita cienkiego są równej długości. Zrób to, składając jelito cienkie w kształt litery "Z", gdzie górna linia to dwunastnica, środkowa linia to jelito czcze, a dolna linia to jelito kręte. Ważne jest, aby śledzić proksymalny i dystalny koniec.
  3. Przepłukać światło segmentów jelita solą fizjologiczną za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml z cewnikiem angiologicznym 20 G.
  4. Przed wykonaniem sekcji połóż każdy segment jelita płasko stroną świetlistą skierowaną do góry. Za pomocą strzykawki o pojemności 3 ml przymocowanej igłą 27 G nałóż obficie 10% buforowanej formaliny kroplami, aby pokryć całą długość błony śluzowej. Następnie zwiń każdy segment jelita osobno i umieść w osobnych, oznakowanych kasetach na tkanki.
    1. Aby zwinąć, połóż każdy segment płasko stroną luminalną skierowaną do góry, a następnie zwiń obwodowo wokół wykałaczki. Część proksymalna powinna stanowić wewnętrzną część rolki. Prześwit powinien być skierowany do wewnątrz/do środka. Staraj się toczyć tak delikatnie, jak to możliwe, aby uniknąć uciskania kosmków.
    2. Po zwinięciu jelito powinno wyglądać jak szwajcarska bułka. Umieść szwajcarską spiralę rolkową stroną zadrukowaną do góry wewnątrz kasety.
  5. Umieść tkanki w oznakowanych fiolkach wypełnionych 10% buforowaną formaliną, aby utrwalić je w temperaturze pokojowej. Nadmierne utrwalanie jest lepsze niż niedostateczne mocowanie. Fiolki powinny być duże z dużą ilością formaliny - co najmniej 20 razy więcej utrwalacza niż tkanki.
    1. Jelita: Umieść cztery kasety razem w kubku na próbkę. Poprawka na 24-48 h.
    2. Wątroba: Umieść płaty wątroby razem w stożkowej probówce o pojemności 50 ml. Poprawka na 24-48 h.
    3. Nerki: Umieść nerki razem w stożkowej probówce o pojemności 50 ml. Poprawka dla 48-72 h.
      UWAGA: Nerki nieprzycięte wymagają więcej czasu na naprawienie niż nerki przycięte. Aby skrócić czas fiksacji do 24-48 godzin, nerki można przeciąć wzdłuż płaszczyzny środkowej, wzdłużnie (lewa nerka) i poprzecznie (prawa nerka) i umieścić w kasetach przed zdeponowaniem w formalinie.
  6. Po utrwaleniu tkanek w formalinie na wyznaczony czas, przepłukać solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) lub wodą destylowaną i przenieść do znakowanych fiolek wypełnionych 70% EtOH. Tkanka może być przechowywana w EtOH przez czas nieokreślony w temperaturze pokojowej w oczekiwaniu na histologię.
    1. Jelita: Umieść cztery kasety razem w kubku na próbkę.
    2. Wątroba: Umieść płaty wątroby razem w stożkowej probówce o pojemności 50 ml.
    3. Nerki: Umieść nerki razem w stożkowej probówce o pojemności 50 ml.
  7. Gdy będą gotowe, poddaj je obróbce na szkiełkach podstawowych za pomocą barwienia hematoksyną i eozyną (H&E). Przytnij tkanki utrwalone w formalinie, a następnie zanurz je w parafinie. Zamontuj sekcje pięciomikronowe na szkiełkach i zabejcuj za pomocą H&E.

7. Punktacja tkankowa

  1. Ocenianie tkanek powinno być wykonywane przez doświadczony personel, który jest ślepy na grupy próbek.
  2. Niedokrwienie jelit jest oceniane za pomocą systemu punktacji Chiu/Park17.
  3. Uszkodzenie nerek jest oceniane za pomocą systemu punktacji Jabłońskiego18,19.
  4. Uszkodzenie wątroby jest oceniane za pomocą systemu punktacji Suzuki20,21.
    UWAGA: Obecnie stosuje się wiele systemów punktacji do oceny uszkodzeń tkanek w modelach IRI jelitowych gryzoni. Systemy punktacji zastosowane w tym badaniu zostały dobrane w taki sposób, aby zminimalizować arbitralną estymację i zmaksymalizować celową ocenę jakościową (tab. 1).

Wyniki

Przedstawiliśmy model niedokrwienno-reperfuzyjnego uszkodzenia (IRI) jelit u myszy, który dostarczył spójnych i powtarzalnych wyników. Jelito cienkie, bliższa część okrężnicy, nerki i wątroba zostały pocięte na skrawki i zabarwione H&E. Patolog weterynaryjny ocenił stopień uszkodzenia tkanek, korzystając z wcześniej wspomnianych systemów punktacji (Tabela 1). Analizę statystyczną przeprowadzono za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA), a następnie testu post hoc Tukeya z porównaniami parami, aby ustalić, czy występowały istotne różnice w danych wewnątrz i pomiędzy grupami. Przyjęto, że wartość p mniejsza lub równa 0,05 stanowi granicę istotności statystycznej. Wszystkie testy statystyczne i wykresy wykonano w programie arkuszy kalkulacyjnych (np. Microsoft Excel) z dodatkiem Real Statistics Resource Pack. Dane przedstawiono jako średnią ± błąd standardowy średniej (SEM).

Wskaźniki mikroskopowych uszkodzeń trzech odcinków jelita cienkiego (dwunastnicy, jelita czczego i krętego) były znacząco wyższe u zwierząt poddanych niedokrwienno-reperfuzyjnemu uszkodzeniu jelit (IRI; N = 7) w porównaniu z zwierzętami poddanymi laparotomią pozorowaną (Sham; N = 6) (Rysunek 2 i Rysunek 3). Błąd standardowy dla tych danych był niewielki, co świadczy o spójności wyników w obrębie grup oraz pomiędzy nimi. Każdy odcinek jelita w grupie Sham wykazał dokładnie taką samą średnią wartość w skali Park/Chiu wynoszącą 0,83. SEM dla dwunastnicy, jelita czczego i jelita krętego w grupie Sham wynosiły odpowiednio 0,31, 0,40 i 0,31. Średnie wyniki w skali Park/Chiu dla dwunastnicy, jelita czczego i jelita krętego w grupie IRI wynosiły odpowiednio 4,07 ± 0,44, 4,14 ± 0,46 i 5,14 ± 0,40.

W niniejszym badaniu 50% (3/6) początkowej grupy myszy poddanych 60 min niedokrwienia i 120 min reperfuzji (grupa 60/120) padło. Dwie z trzech myszy przekazano do sekcji zwłok. U obu myszy stwierdzono martwicę nabłonka, przekrwienie oraz krwotoki w jelicie cienkim. Dodatkowo u myszy wystąpiła limfocytoliza, będąca nieswoistą zmianą związaną ze stresem fizjologicznym. U żadnej z myszy nie stwierdzono zmian w sercu, płucach, wątrobie ani nerkach. Skrócenie czasu do 45 min niedokrwienia i 90 min reperfuzji oraz dodanie 400 IU/kg heparyny (grupa 45/90/H) obniżyło śmiertelność do 20% (1/5) bez zmiany wyników oceny uszkodzeń jelit (Rycina 4). Średni wynik w skali Parka/Chiu dla grupy 60/120 wynosił 4,56 ± 0,38 (N = 3), a średni wynik dla grupy 45/90/H wynosił 4,375 ± 0,38 (N = 4).

W żadnej z grup myszy (60/120 ani 45/90/H) nie zaobserwowano zmian mikroskopowych wskazujących na uszkodzenia w obrębie okrężnicy bliższej, wątroby oraz nerek.

Tabela 1: Systemy oceny dla jelit, nerek i wątroby. Uszkodzenia jelit oceniano według systemu Chiu/Park17. Uszkodzenia nerek oceniano według systemu punktowego Jablonski18,19. Uszkodzenia wątroby oceniano według systemu punktowego Suzuki20,21. Tabela została opracowana za zgodą autorów na podstawie systemów oceny przedstawionych przez Quaedackers i wsp.17, Du i wsp.19 oraz Behrends i wsp.21. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

figure-results-1
Rysunek 1: Lokalizacja i izolacja górnej tętnicy krezkowej (SMA). (A) Normalnie SMA znajduje się brzusznie względem żyły głównej dolnej i przebiega w stronę prawą zwierzęcia. Jest ona zlokalizowana pomiędzy tętnicą trzewną a tętnicą nerkową. Rysunek opracowano na podstawie publikacji The Anatomy of the Laboratory Mouse autorstwa Margaret Cook (1965)22. (B) W tej procedurze jelita zostają wyjęte na zewnątrz i przesunięte w lewo (na zdjęciu przykryte zwilżoną gazą), tak aby SMA (żółta strzałka) znajdowała się po lewej stronie żyły głównej dolnej (niebieska strzałka). Skróty: RK = prawa nerka; D = dwunastnica. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rycina 2: Segmenty jelita cienkiego barwione hematoksyliną i eozyną. Przekroje jelita czczego (A) i krętego (B) od myszy z grupy Sham wykazały obecność długich i cienkich kosmków bez deformacji. Przekroje jelita czczego (C) i krętego (D) od myszy z grupy IRI wykazały obszary martwicy (gwiazdki) i krwawienia z tępieniem oraz deformacją pozostałych kosmków (strzałki). Zdjęcia pochodzą od myszy, które poddano 45 min niedokrwienia i 90 min reperfuzji oraz otrzymały 400 IU/kg heparyny. Zdjęcia wykonano przy 20-krotnym powiększeniu z 10% zoomem. Pasek skali = 100 µm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-3
Rysunek 3: Wyniki punktacji Park/Chiu dla odcinków jelita cienkiego. Uszkodzenia mikroskopowe we wszystkich trzech odcinkach jelita (dwunastnicy, jelita czczego i jelita krętego) u zwierząt poddanych niedokrwieniu i reperfuzji jelit (IRI) były znacznie większe w porównaniu do zwierząt poddanych pozorowanej laparotomią (Sham). * p < 0,05 dla IRI w porównaniu do Sham. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rycina 4: Wyniki w skali Park/Chiu dla jelit cienkich poddanych 60 min niedokrwienia i 120 min reperfuzji w porównaniu z 45 min niedokrwienia i 90 min reperfuzji z podaniem 400 IU/kg heparyny. Skrócenie czasu z 60 min niedokrwienia i 120 min reperfuzji (60/120) do 45 min niedokrwienia i 90 min reperfuzji z podaniem 400 IU/kg heparyny (45/90/H) nie spowodowało statystycznie istotnej różnicy w punktacji urazów Park/Chiu w jelitach cienkich myszy w grupie IRI. Zredukowało ono jednak śmiertelność z 50% do 20%. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Pomimo powszechnego stosowania tego jelitowego modelu IRI, nie jest on pozbawiony ograniczeń. Na przykład, zamknięcie samej podstawy SMA nie blokuje całkowicie przepływu krwi do jelita. Jest to prawdopodobnie spowodowane rozległym krążeniem obocznym w krezce, które może pobierać krew z sąsiednich gałęzi aorty brzusznej. W jednym z badań na kotach okluzja SMA zmniejszyła przepływ krwi o 35% w proksymalnej dwunastnicy, 61% w dystalnej dwunastnicy, 71% w jelicie czczym i jelicie krętym oraz o 63% w bliższej części okrężnicy. Przepływ krwi nie został zmniejszony w środkowej i dalszej części okrężnicy, które otrzymują większość swojego krążenia z tętnicy krezkowejdolnej 23. U gryzoni jelito czcze i jelito kręte są najczęściej wymieniane jako segmenty jelita, które powodują największe uszkodzenie tkanek po okluzji SMA9.

W literaturze podano szeroki zakres czasu niedokrwienia po okluzji SMA, od 1 do 90 minut lub więcej. Różne czasy niedokrwienne skutkują różnymi poziomami uszkodzenia reperfuzyjnego; Park i wsp. zaobserwowali uszkodzenie reperfuzyjne, gdy interwał niedokrwienny wynosił od 40 do 60 minut, ale nie wtedy, gdy odstęp niedokrwienny był krótszy lub dłuższy24. Takie wyniki sugerują, że krótsze czasy nie powodują wystarczającego niedokrwienia, aby wywołać uraz reperfuzyjny, podczas gdy dłuższe czasy uszkadzają tkankę tak poważnie, że niemożliwe jest wykazanie następującego po sobie uszkodzenia reperfuzyjnego. Ponadto dłuższy czas niedokrwienia niesie ze sobą ryzyko zwiększonej śmiertelności. Jak zaobserwowano w naszym badaniu, 50% (3/6) początkowych myszy, które przeszły 60-minutowe niedokrwienie, zmarło po zaledwie 90 minutach reperfuzji. Skrócenie czasu niedokrwienia do 45 minut obniżyło śmiertelność do 20% (1/5) bez zmiany oceny uszkodzenia tkanek. Na podstawie naszych badań wydaje się, że idealne okno uszkodzenia niedokrwiennego można osiągnąć poprzez okluzję SMA przez około 45 minut.

Kolejną zmienną jest czas reperfuzji przed pobraniem tkanki. Podobnie jak w przypadku czasu niedokrwienia, czas reperfuzji różni się znacznie w poszczególnych badaniach, od 60 minut do ponad 24 godzin. W kilku pracach stwierdzono, że błona śluzowa jelita ulega maksymalnym uszkodzeniom morfologicznym po 2 do 3 godzinach reperfuzji, z całkowitą naprawą osiągniętą po 24 godzinach 25,26,27. Pobranie tkanki przed upływem 2 do 3 godzin grozi nieuchwyceniem pełnego zakresu uszkodzenia reperfuzyjnego, podczas gdy tkanki pobrane bliżej 24 godzin już rozpoczną proces naprawy. Początkowo zdecydowaliśmy się na czas reperfuzji wynoszący 120 minut, ale potem zmieniliśmy go na 90 minut, aby obniżyć śmiertelność. Zmiana ta nie zmieniła wyników uszkodzenia tkanki, co sugeruje, że dopuszczalne jest 30-minutowe odchylenie od okna od 2 do 3 godzin.

Stężenie tlenu jest również ważną zmienną w rozwoju IRI. Wilding i wsp. stwierdzili, że w porównaniu z myszami otrzymującymi 21%O2, myszy znieczulone izofluranem dostarczane ze 100%O2 doświadczyły niedopasowania wentylacji i perfuzji z powodu niedodmy. W tym samym badaniu szczury otrzymujące 100%O2 rozwinęły ostrą kwasicę oddechową i podwyższone średnie ciśnienie tętnicze28. Takich zmian fizjologicznych najlepiej unikać w przypadku wywołania urazu, takiego jak IRI, w który zaangażowanych jest wiele czynników ogólnoustrojowych. Zatem 21%O2 wydaje się być bardziej odpowiednie niż 100%O2 jako gaz nośny do dostarczania izofluranu.

Stosowanie heparyny w tym protokole jest kwestią dyskusyjną. Wiadomo, że heparyna ma działanie przeciwzakrzepowe i przeciwzapalne29. Stwierdziliśmy, że zmiana z 60 min niedokrwienia i 120 min reperfuzji na 45 min niedokrwienia i 90-minutowej reperfuzji z 400 IU / kg heparyny nie zmieniła mikroskopijnego uszkodzenia jelit, ale zmniejszyła śmiertelność. Jednym z możliwych wyjaśnień jest to, że heparyna zapobiegała śmiertelnej chorobie zakrzepowo-zatorowej odległych narządów, takich jak płuca i mózg, jednak nie znaleźliśmy dowodów na to podczas sekcji zwłok poprzez ogólne lub mikroskopowe badanie pierwszych dwóch myszy, które zmarły. Stosowanie krótszych czasów niedokrwienia i reperfuzji bez heparyny może być równie skuteczne w zmniejszaniu śmiertelności. Gdyby tak było, rozsądnie byłoby zrezygnować ze stosowania heparyny w celu zminimalizowania zakłóceń IRI. Jednak włączenie heparyny do protokołu może być odpowiednie dla tych, którzy chcą modelować chirurgiczne przyczyny IRI, ponieważ pacjenci chirurgiczni często otrzymują heparynę w okresie okołooperacyjnym.

Wykazano, że izofluran ma działanie ochronne tkanek w przypadkach zapalenia jelit i niedokrwienia, a jego stosowanie może kolidować z klinicznie istotnym modelem IRI 30,31,32. Jednak inhalacje fluoroorganiczne (tj. izofluran, sewofluran) są powszechnie stosowanymi środkami znieczulającymi zarówno w medycynie weterynaryjnej, jak i ludzkiej. Ponadto długość znieczulenia wymagana w tym protokole przekracza 120 minut, a zatem środek wziewny jest bardziej odpowiedni niż krócej działający zastrzyk, który musiałby zostać ponownie dawkowany.

Nie stwierdzono żadnych zmian mikroskopowych w bliższej części jelita grubego, wątrobie ani nerkach. Brak zmian mikroskopowych był być może spowodowany stosunkowo krótkim czasem reperfuzji wynoszącym od 90 do 120 minut. Ponadto okrężnica proksymalna ma dopływ krwi z tętnicy krezkowej dolnej. Brak widocznych uszkodzeń nie wyklucza jednak urazu ogólnoustrojowego. Ilościowa reakcja łańcuchowa polimerazy z odwrotną transkrypcją (RT-qPCR) jest prawdopodobnie lepszą metodologią wykazywania uszkodzeń ogólnoustrojowych poprzez pomiar cytokin zapalnych, takich jak TNF-α.

Na przestrzeni lat opracowano kilka wariantów tego jelitowego modelu IRI. W 1990 roku Megison i wsp. wykazali, że zamknięcie naczyń pobocznych oprócz SMA spowodowało bardziej konsekwentne zmniejszenie przepływu krwi w krezce, ale wzrost śmiertelności33. Nowsze badanie wykazało, że zamiast zamykać SMA u podstawy, podwiązanie jego gałęzi obwodowych i pobocznych w celu wywołania niedokrwienia w dystalnym odcinku jelita krętego dawało powtarzalne obrażenia bez śmiertelności34. Niedrożność lokalnych gałęzi tętniczych zapewnia maksymalne niedokrwienie i może rozwiązać problem wieloogniskowych, segmentowych redukcji przepływu krwi obserwowanych przy podwiązywaniu SMA tuż u jego podstawy. Chociaż ta alternatywna metoda modelowania IRI jelitowego ma zastosowanie w badaniach nad lokalnymi skutkami tkankowymi IRI jelitowego, nie wiadomo, czy może ona dokładnie modelować ogólnoustrojowy stan zapalny i niewydolność wielonarządową, które mogą być związane z uszkodzeniem jelit.

Okluzja SMA nie jest odpowiednim modelem dla wszystkich typów IRI jelitowych. Na przykład nieokluzyjne niedokrwienie krezki charakteryzuje się hipoperfuzją splanchniczną wynikającą ze zmniejszonego rzutu serca. Dlatego ta technika nie byłaby optymalna do badania IRI jelit spowodowanych zawałem mięśnia sercowego, zastoinową niewydolnością serca, niewydolnością aorty lub chorobą nerek lub wątroby35. Kozar i wsp. stwierdzili, że okluzja SMA jest jednak klinicznie istotnym modelem dla IRI jelit wywołanych wstrząsem36. Chociaż jest to mniej ekonomiczne, wykorzystanie innych gatunków, takich jak świnie, może przynieść korzyści w porównaniu z gryzoniami w modelowaniu niektórych stanów urazów jelit. Kompleksowy przegląd przeprowadzony przez Gonzaleza i wsp. w 2014 r. opisuje modele zwierzęce obecnie używane do badania jelitowego IRI9.

Pomimo swoich ograniczeń, technika zamykania SMA u jego podstawy pozostaje jednym z najczęściej stosowanych modeli niedokrwienia jelit u gryzoni9. Ponieważ wymaga tylko jednego zacisku naczyniowego i podstawowej konfiguracji, sama operacja jest dość prosta. Powoduje to również powtarzalne uszkodzenia, o czym świadczą przedstawione tutaj dane. Okluzja SMA u gryzoni może niezawodnie modelować okluzyjne przyczyny IRI jelit i może mieć praktyczne zastosowanie zarówno w medycynie weterynaryjnej, jak i ludzkiej. W związku z tym ważne jest, aby opisane przez nas procedury były przeprowadzane w sposób konsekwentny.

Oświadczenia

Autorzy niniejszego artykułu nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Finansowanie tego projektu zostało zapewnione przez Wydział Badań Wewnętrznych Narodowego Instytutu Serca, Płuc i Krwi, Narodowych Instytutów Zdrowia.

Chcielibyśmy podziękować doktorowi Jamesowi Hawkinsowi za jego mentoring i wsparcie. Dziękujemy również doktorom Mihai Oltean i Robertowi Linfordowi za ich pomoc w zlokalizowaniu tętnicy krezkowej górnej. Chcielibyśmy wyrazić nasze podziękowania dla dr Patricii Carvalho Obeid Ellrich, Claudio Correa Natalini i George'a Howella III za udostępnienie swojej wiedzy podczas opracowywania tego protokołu. Na koniec chcielibyśmy podziękować Stephenowi Wincovitchowi za jego pomoc w zdobyciu pięknych mikrofotografii przedstawionych w tym artykule oraz dr Alicii Olivier za jej pomoc w opisaniu i renderowaniu ostatecznych liczb.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kleszcze AdsonRobozRS-5236Instrument chirurgiczny
Zwijacz AlmRobozRS-6510Instrument chirurgiczny
Aparat do znieczuleniaDatex-OhmedaAestiva 5
Znieczulenie: izofluranBaxter Healthcare CorporationNDC 10019-360-40Dawka: 1-4%, INH
Angiocath 20 g  x 2Smiths Medical5057Przepłukiwanie jelit solą fizjologiczną i formaliną
Atraumatyczny klips mikronaczyniowyTeleflex065100Narzędzie chirurgiczne
Buforowana formalina 10%Fisher Scientific23-245684Utrwalanie tkanek
Bupiwakaina 0,25%Hospira, Inc.NDC 0409-1160-18Dawka: do 2 mg/kg kroplami
BuprenorfinaPar PharmaceuticalNDC 42023-179-05Dawka: 1 mg / kg, SQ
Peeling chlorheksydynowy 2%Vet One510083Przygotowanie miejsca operacji
Cyrkulacyjny koc wodnyCincinnati Sub ZeroBlanketrol 2Utrzymanie temperatury ciała
Maszynki do strzyżenia - Wahl BravMini, fioletowy Maszynki do strzyżenia włosówLambert Vet Supply008WA-41590-0438Przygotowanie miejsca operowanego
Rurki stożkowe 50 mlFisher Scientific14-432-22Utrwalanie i przechowywanie tkanek
Suchy lódN/AN/A
PCR proof EtOH 200 proofThe Warner-Graham Company64-17-5Heparyna do przechowywania tkanek
(opcjonalnie)Meitheal PharmaceuticalsNDC 71288-402-11Dawka: 200-600 IU/kg
Komora indukcyjnaVetEquip941456
Indus Instruments THM100 Monitor gryzoniIndus InstrumentsN/ADo monitorowania temperatury ciała gryzoni podczas operacji
Alkohol izopropylowy 70%HumcoNDC 0395-4202-28Do szorowania miejsca operowanego
Probówki wirówkowe: 0,6 mlFisher Scientific05-408-121Próbki tkanek PCR. 8 na mysz, Końcowe zbieranie krwawienia, przechowywanie surowicy
Microsoft ExcelMicrosoftN/A
Stożek nosowyNIE DOTYCZYMoże być domowej roboty z rurką strzykawkową lub rurką bąbelkową
O2 powietrze medyczne 21%RobertsTlen Nie dotyczyStawka: 0,5 l/min na każdą objętość komory L
Maść okulistycznaAkorn, Inc.NDC 17478-062-35Preparacja chirurgiczna
PBS pH 7,4 (1x)ThermoFisher Scientific10010-031Do płukania tkanek i wytwarzania 70% kubków na
próbkiEtOH Cardinal HealthcareC13005Do przechowywania kaset na tkanki w formalinie
Sterylny uchwyt igły CastroviejoRobozRS-6412Narzędzie chirurgiczne
Sterylne waciki bawełnianeMedline
Sterylna gazaMedlinePRM21423Z
Sterylne mikronożyczki preparacyjneRobozRS-5980Narzędzie chirurgiczne
Sterylne mikro nożyczki sprężynowe do preparowaniaRobozRS-5693Narzędzie chirurgiczne
Sterylne mikrokleszczykiRobozRS-5264Narzędzie chirurgiczne
Sterylna sól fizjologiczna (0,9%)BraunR5201-01Musi być podgrzany
Sterylne ostrze skalpela #15Cardinal Health (Allegiance)32295-015Narzędzie chirurgiczne
Sterylna rękojeść skalpelaRobozRS-9843Instrument chirurgiczny
Sterylna serwetachirurgiczna MedlineDYNJSD1092
Sterylne rękawice chirurgiczneMedlineMSG2270
Sterylne zszywacz chirurgicznyRobozRS-9260Instrument chirurgiczny
Sterylne zszywki chirurgiczneRobozRS-9262Zamknięcie skóry brzucha
Szew sterylny: Vicryl (poliglaktyna 910) 6-0, Igła RB-1 stożkowa 27"EthiconJ212GZamykanie mięśni brzucha
Taśma chirurgicznaMedlineMMM15271ZZabezpieczenie myszy w pozycji grzbietowej
Strzykawka 10 ml x 2MedlineSYR110010Płukanie jelit solą fizjologiczną i formaliną
Kasety tkankoweFisher Scientific22-038-665Zwinięte segmenty jelitowe. 4 na mysz.
Ręcznik lub zasłonaMedlineGEM2140Pokrowiec na koc wodny
BXTA50002Z

Bibliografia

  1. Mallick, I. H., Yang, W., Winslet, M. C., Seifalian, A. M. Ischemia-reperfusion injury of the intestine and protective strategies against injury. Digestive Diseases and Sciences. 49, 1359-1377 (2004).
  2. Minguet, G., Joris, J., Lamy, M. Preconditioning and protection against ischaemia-reperfusion in non-cardiac organs: a place for volatile anaesthetics. European Journal of Anaesthesiology. 24 (9), 733-745 (2007).
  3. Cowled, P., Fitridge, R. Pathophysiology of reperfusion injury. Mechanisms of Vascular Disease: A Reference Book for Vascular Specialists. , University of Adelaide Press. 331-350 (2011).
  4. Grootjans, J., et al. Human intestinal ischemia-reperfusion-induced inflammation characterized: Experiences from a new translational model. The American Journal of Pathology. 176 (5), 2283-2291 (2010).
  5. Sharp, C. R., Rozanski, E. A., Finn, E., Borrego, E. J. The pattern of mortality in dogs with gastric dilatation and volvulus. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care. 30 (2), 232-238 (2020).
  6. Tinker, M. K., et al. Prospective study of equine colic incidence and mortality. Equine Veterinary Journal. 29 (6), 448-453 (1997).
  7. McMichael, M., Moore, R. M. Ischemia-reperfusion injury pathophysiology, part I. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care. 14 (4), 231-241 (2004).
  8. Kaneene, J. B., Ross, W. A., Miller, R. A. The Michigan equine monitoring system. II. Frequencies and impact of selected health problems. Preventive Veterinary Medicine. 29 (4), 277-292 (1997).
  9. Gonzalez, L. M., Moeser, A. J., Blikslager, A. T. Animal models of ischemia-reperfusion-induced intestinal injury: Progress and promise for translational research. American Journal of Physiology. Gastrointestinal and Liver Physiology. 308 (2), 63-75 (2015).
  10. Kim, M., Park, S. W., Kim, M., D'Agati, V. D., Lee, H. T. Isoflurane post-conditioning protects against intestinal ischemia-reperfusion injury and multiorgan dysfunction via transforming growth factor-β1 generation. Annals of Surgery. 255 (3), 492-503 (2012).
  11. García, E. M. S. N., Taylor, J. H., Cenizo, N., Vaquero, C. Beneficial effects of intra-arterial and intravenous prostaglandin E1 in intestinal ischaemia-reperfusion injury. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 18 (4), 466-474 (2014).
  12. Liu, C., et al. Sevoflurane protects against intestinal ischemia-reperfusion injury partly by phosphatidylinositol 3 kinases/Akt pathway in rats. Surgery. 157 (5), 924-933 (2015).
  13. Shomer, N. H., et al. Review of rodent euthanasia methods. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 59 (3), 242-253 (2020).
  14. Diagnostic Necropsy and Tissue Harvest in Rodents. Lab Animal Research. Journal of Visualized Experiments. , Available from: https://www.jove.com/v/10294/diagnostic-necropsy-and-tissue-harvest (2023).
  15. Scudamore, C. L. A Practical Guide to the Histology of the Mouse. , John Wiley and Sons. (2014).
  16. Scicchitano, M. S., et al. Preliminary comparison of quantity, quality, and microarray performance of RNA extracted from formalin-fixed, paraffin-embedded, and unfixed frozen tissue samples. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 54 (11), 1229-1237 (2006).
  17. Quaedackers, J. S. L. T., et al. An evaluation of methods for grading histologic injury following ischemia/reperfusion of the small bowel. Transplantation Proceedings. 32 (6), 1307-1310 (2000).
  18. Jablonski, P., et al. An experimental model for assessment of renal recovery from warm ischemia. Transplantation. 35 (3), 198-204 (1983).
  19. Du, H., et al. Hydrogen-rich saline attenuates acute kidney injury after liver transplantation via activating p53-mediated autophagy. Transplantation. 100 (3), 563-570 (2016).
  20. Suzuki, S., et al. The beneficial effect of a prostaglandin 12 analog on ischemic rat liver. Transplantation. 52 (6), 978-983 (1991).
  21. Behrends, M., et al. Acute hyperglycemia worsens hepatic ischemia/reperfusion injury in rats. Journal of Gastrointestinal Surgery. 14 (3), 528-535 (2010).
  22. Cook, M. J. The Anatomy of the Laboratory Mouse. , Elsevier. (1965).
  23. Premen, A. J., et al. Importance of collateral circulation in the vascularly occluded feline intestine. Gastroenterology. 92 (5), 1215-1219 (1987).
  24. Park, P. O., Haglund, U., Bulkley, G. B., Falt, K. The sequence of development of intestinal tissue injury after strangulation ischemia and reperfusion. Surgery. 107 (5), 574-580 (1990).
  25. Guzmán-de La Garza, F. J., et al. Different patterns of intestinal response to injury after arterial, venous or arteriovenous occlusion in rats. World Journal of Gastroenterology. 15 (31), 3901-3907 (2009).
  26. Chang, J. X. Functional and morphological changes of the gut barrier during the restitution process after hemorrhagic shock. World Journal of Gastroenterology. 11 (35), 5485-5491 (2005).
  27. Illyes, G., Hamar, J. Sequence of morphological alterations in a small intestinal ischaemia/reperfusion model of the anesthetized rat. A light microscopy study. International Journal of Experimental Pathology. 73 (2), 161-172 (1992).
  28. Wilding, L. A., et al. Benefits of 21% oxygen compared with 100% oxygen for delivery of isoflurane to mice (Mus musculus) and rats (Rattus norvegicus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 56 (2), 148-154 (2017).
  29. Ding, R., Zhao, D., Guo, R., Zhang, Z., Ma, X. Treatment with unfractionated heparin attenuates coagulation and inflammation in endotoxemic mice. Thrombosis Research. 128 (6), 160-165 (2011).
  30. Hayes, J. K., Havaleshko, D. M., Plachinta, R. V., Rich, G. F. Isoflurane pretreatment supports hemodynamics and leukocyte rolling velocities in rat mesentery during lipopolysaccharide-induced inflammation. Anesthesia and Analgesia. 98 (4), 999-1006 (2004).
  31. Miller, L. S., et al. Suppression of cytokine-lnduced neutrophil accumulation in rat mesenteric venules in vivo by general anesthesia. International Journal of Microcirculation. 16 (3), 147-154 (1996).
  32. Kim, M., Park, S. W., Kim, M., D'Agati, V. D., Lee, H. T. Isoflurane activates intestinal sphingosine kinase to protect against bilateral nephrectomy-induced liver and intestine dysfunction. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 300 (1), 167-176 (2011).
  33. Megison, S. M., Horton, J. W., Chao, H., Walker, P. B. A new model for intestinal ischemia in the rat. The Journal of Surgical Research. 49 (2), 168-173 (1990).
  34. Gubernatorova, E. O., Perez-Chanona, E., Koroleva, E. P., Jobin, C., Tumanov, A. V. Murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments. (111), 53881(2016).
  35. Trompeter, M., Brazda, T., Remy, C. T., Vestring, T., Reimer, P. Non-occlusive mesenteric ischemia: Etiology, diagnosis, and interventional therapy. European Radiology. 12 (5), 1179-1187 (2002).
  36. Kozar, R. A., et al. Superior mesenteric artery occlusion models shock-induced gut ischemia-reperfusion. The Journal of Surgical Research. 116 (1), 145-150 (2004).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

jelito cienkiepobieranie tkanekznieczulenie izofluranemanaliza histopatologicznatechnika okluzjiprzygotowanie preparatu swiss roll
Model gryzoni uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit poprzez niedrożność tętnicy krezkowej górnej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.