Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Implanty głowy do neuroobrazowania u przytomnych, nieruchomych szczurów

2.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64324

⸱

7 września 2022

 ,  ,  , 
1Department of Neurobiology and Behavior, School of Biological Sciences, University of California Irvine, 2Department of Biomedical Engineering, School of Engineering, University of California, Irvine, 33Center for Neurobiology of Learning and Memory, University of California, Irvine

W tym artykule

Podsumowanie

Szczegółowo opisana jest nowa procedura funkcjonalnego obrazowania u szczurów obudzonych z głową.

Streszczenie

Środki znieczulające, powszechnie stosowane w badaniach przedklinicznych i podstawowych badaniach naukowych, mają depresyjny wpływ na metaboliczne, neuronalne i naczyniowe funkcje mózgu i mogą negatywnie wpływać na wyniki neurofizjologiczne. Wykorzystanie obudzonych zwierząt do badań naukowych jest korzystne, ale stanowi główne wyzwanie polegające na utrzymaniu zwierząt w spokoju i bezruchu w celu zminimalizowania artefaktów ruchowych podczas pozyskiwania danych. Obrazowanie na jawie u mniejszych gryzoni (np. Myszy) jest bardzo powszechne, ale pozostaje rzadkie u szczurów, ponieważ szczury są większe, silniejsze i mają większą tendencję do przeciwstawiania się ograniczeniom ruchowym i fiksacji głowy przez długi czas wymagany do obrazowania. Opisano nowy model neuroobrazowania wybudzonych, unieruchomionych szczurów z głową przy użyciu niestandardowych, ręcznie szytych chust, drukowanych w 3D implantów głowy, nasadek na głowę i ramy głowy. Wyniki uzyskane po pojedynczej próbie stymulacji pojedynczymi wąsami sugerują wzrost intensywności wywołanej odpowiedzi funkcjonalnej. Nabycie wywołanej odpowiedzi funkcjonalnej od obudzonych, unieruchomionych szczurów jest szybsze niż u znieczulonych szczurów, jest wiarygodne, powtarzalne i może być wykorzystane do powtarzania badań podłużnych.

Wprowadzenie

Większość podstawowych, przedklinicznych i translacyjnych badań neuroobrazowania naukowego jest pozyskiwana od znieczulonych zwierząt1,2. Środki znieczulające ułatwiają eksperymentowanie, ale stale wpływają na metabolizm mózgu i ciała, ciśnienie krwi i tętno3. Rodzaj środka znieczulającego oraz czas trwania i droga podania dodają zmienne zakłócające do interpretacji danych, które mogą przyczyniać się do odtwarzalności i niepowodzeń translacyjnych4. Głównym wąskim gardłem w badaniach neuroobrazowania na szczurach w stanie czuwania, skupienia na głowie jest wymóg utrzymywania szczura w bezruchu i spokoju przez cały proces przygotowania i pozyskiwania danych. Małe ruchy powodują powstawanie nieuzasadnionych artefaktów ruchu, które mogą niekorzystnie wpływać na analizę i interpretację danych.

Nowy model neuroobrazowania od rozbudzonych, unieruchomionych szczurów z głową przy użyciu niestandardowych temblaków, trójwymiarowych (3D) implantów głowy, nakładek na głowę i ramy na głowę został opracowany, który oferuje kilka zalet ułatwiających eksperymentowanie. Implant głowy 3D jest lekki i obejmuje niewielką część czaszki potrzebną do transfiksacji. Wydrukowane w 3D implanty głowy i czepki są projektowane przy użyciu oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD). Protokoły stymulacji wąsów, pozyskiwania danych, analizy danych i wyników od znieczulonych szczurów zostały szczegółowo opisane w poprzednich pracach5,6,7.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury były zgodne z wytycznymi Narodowego Instytutu Zdrowia i zatwierdzone przez Uniwersytet Kalifornijski, Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Irvine. W badaniu wykorzystano siedem samców i jedną samicę szczura (Sprague-Dawley, waga: 185-350 g). Po zakończeniu badania szczury zostały uśmiercone przy użyciu przedawkowania dwutlenku węgla.

1. Projektowanie różnych komponentów

  1. Budowa implantu głowy:
    1. Wykonaj implant głowy za pomocą oprogramowania CAD (Rysunek 1C) i zaprojektuj go tak, aby obrazował obszar za bregmą i przylegający do linii środkowej wyśrodkowanej na korze somatosensorycznej. Upewnij się, że implant głowy obejmuje obszar od 0,9 mm do 1,9 mm na czaszce z dala od obszaru obrazowania.
    2. Użyj tylko trzech, aby zakotwiczyć implant głowy w czaszce szczura. Zaprojektuj wszystkie otwory na tak, aby pozostawały po przeciwnej stronie linii środkowej w przeciwległej półkuli obrazowanej półkuli.
    3. Umieść pręt, wydrążony od wewnątrz, w górnej części implantu głowy, aby umożliwić drutom przymocowanie nasadki głowy do implantu głowy, jak pokazano na Rysunek 1D.
  2. Konstrukcja nasadki głowicy:
    1. Upewnij się, że nasadka na głowę całkowicie zakrywa obszar obrazowania i chroni go przed wszelkiego rodzaju urazami, jak pokazano na Rysunek 1A, B. Dodaj krzywiznę do czapki głowy, aby dopasowała się do kształtu głowy, nie powodując trudności w codziennych czynnościach zwierzęcia w standardowych wzbogaconych klatkach.
    2. Wytnij wewnętrzną stronę nasadki głowy w szerszym prostokątnym kształcie, tak aby górna część implantu głowy mogła się w niej zmieścić, jak pokazano na Rysunek 1E. Prostopadle do tego prostokąta wytnij dwa inne prostokątne obszary, aby zakotwiczyć nasadkę głowy w implancie głowy.
    3. Przełóż jeden drut przez górny wydrążony pręt implantu głowy, aby zamocować nasadkę głowy na głowie szczura, jak pokazano na Rysunek 1E-G. Przeprowadź drugi przewód w ten sam sposób.
      UWAGA: Przewody te można łatwo usunąć za pomocą szczypiec lub kleszczy. Pliki do druku 3D są dostarczane (format pliku: STL) jako plik uzupełniający 1 i plik uzupełniający 2.
  3. Konstrukcja ramy głowicy:
    1. Zaprojektuj ramę głowy w taki sposób, aby jedna wycięta część mogła przesuwać się przez górny pręt implantu głowy i była mocowana za pomocą zacisku.
    2. Ustaw drugą część cięcia pod kątem, aby zapewnić dodatkową wytrzymałość do utrzymania głowy szczura w miejscu, aby strona przeciwległa była całkowicie dostępna do obrazowania. Na potrzeby tego badania przytnij stalową blachę nożycami do blachy, aby uzyskać ramę głowicy (Rysunek 1H, I).
      UWAGA: Ta część może być również wydrukowana w 3D.

2. Wstępny trening szczurów

  1. Pozwól szczurom zaaklimatyzować się w środowisku wiwarium w klatkach przez 2-3 dni.
  2. Zacznij obchodzić się ze szczurem w cichym pokoju. Otwórz klatkę i poproś eksperymentatora, aby włożył rękę do klatki w pobliżu szczura na 15-20 minut, aby szczur mógł się przyzwyczaić.
  3. Gdy szczur okaże spokój, nie dając się przestraszyć ani nie uciekając z rąk eksperymentatora, delikatnie podnieś szczura do obsługi. Utrzymuj szczura przez 30-45 minut każdego dnia przed treningiem z chustą.

3. Trening chusty

  1. Trenuj szczury przez co najmniej 2-3 dni w chustach przed chirurgicznym wszczepieniem implantu głowy i czapki na głowę.
  2. Ułóż ustawienie zawiesia tak, jak pokazano w Rysunek 2A. Wyczyść zestaw zawiesia za pomocą chusteczek z etanolem.
    UWAGA: Wszystkie chusty są szyte ręcznie i wykonane z materiału siatkowego od spodu lub po obu stronach, jak pokazano na Rysunek 2A, B.
  3. Do treningu z użyciem chusty należy znieczulić szczury za pomocą 4% izofluranu do indukcji i 1% do konserwacji, aż nie wystąpi odruch szczypania tylnej łapy.
  4. W znieczuleniu izofluranem umieść szczury na elastycznym plastikowym arkuszu o wymiarach 20 cm x 8 cm (długość x szerokość), gdzie 10 cm x 8 cm plastikowego arkusza jest całkowicie pokryte bardziej miękką częścią rzepu.
    UWAGA: Znieczulenie szczurów do treningu z użyciem chusty jest opcjonalnym krokiem, stosowanym przede wszystkim w celu zmniejszenia stresu i niepokoju.
  5. Przez pierwsze 2 dni treningu wkładaj szczura ciasno do skarpetki niemowlęcej (rozmiar 0-3 miesiące) z głową na zewnątrz przez mały otwór nacięty na końcu skarpety.
  6. Owiń mały kawałek chłonnej wkładki wokół dolnej części ciała, aby szczur był suchy i zbierał odchody.
  7. Owiń szczura w przewiewną bawełnianą ściereczkę (wymiary: 25 cm x 25 cm). Umieść szczura na plastikowym arkuszu, do którego przyklejone są paski na rzepy.
  8. Następnie przymocuj szczura do plastikowej folii za pomocą pasków na rzepy o szerokości 0,5 cm w odległości 3-6 mm od siebie.
  9. Zabezpiecz szczura w chuście. Usuń znieczulenie gazowe. Pozwól szczurowi dojść do siebie po znieczuleniu gazowym w nosidle.
  10. Kiedy szczur zacznie ubijać, podawaj kilka kropli 10% roztworu sacharozy jako nagrodę co 10-15 minut.
  11. Losowo zaprezentuj szczurowi bodźce sensoryczne, które będą wykorzystywane podczas obrazowania (tutaj stymulacja wąsów, co 15-25 minut), aby przyzwyczaić go do bodźców sensorycznych. Ręcznie stymuluj wąsy w losowych odstępach czasu.
  12. Trenuj szczura w chuście przez 1 godzinę w dniu 1, 2 godziny w dniu 2 i 3 godziny w dniu 3, jak pokazano w Rysunek 2C.

4. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Wydrukuj implant głowy i nasadkę głowy za pomocą drukarki 3D (Rysunek 1).
  2. Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne i nakrycia głowy (implanty i nasadki), zanurzając sprzęt w środku bakteriobójczym Metricide28 na 10 godzin. Tuż przed zabiegiem dokładnie wypłucz narzędzia sterylną wodą.
  3. Wystaw szczura na działanie 4% izofluranu, a następnie utrzymuj poziom 1%-2% izofluranu, aż nie pojawi się odruch szczypania tylnej łapy. Zabieg ten można wykonać w wielu rodzajach znieczulenia, takich jak izofluran, pentobarbital sodu i ketamina-ksylazyna.
  4. Atropinę (0,05 mg/kg) należy wstrzykiwać domięśniowo, aby zmniejszyć wydzielanie śluzu i ułatwić oddychanie.
  5. Ogol głowę szczura o 5 mm wyśrodkowaną wokół linii środkowej za pomocą trymera do włosów, zaczynając od spomiędzy oczu do tylnej części uszu.
  6. Monitoruj częściowe nasycenie tlenem i tętno za pomocą pulsoksymetru i sondy pulsometru przymocowanej do tylnej nogi szczura.
  7. Przetrzyj głowę szczura i okolice trzy razy naprzemiennymi porcjami betadyny i chusteczek nasączonych 70% alkoholem.
  8. Napraw szczura w systemie stereotaktycznym.
  9. Włóż sondę doodbytniczą smarowaną wazeliną, aby zmierzyć temperaturę ciała szczura i utrzymać ją przez system sprzężenia zwrotnego koca grzewczego, aby uniknąć hipotermii po podaniu środka znieczulającego.
  10. Chlorowodorek lidokainy w znieczuleniu miejscowym w stężeniu 20 mg/ml, 0,07 mg/kg +/-0,2 masy ciała należy podawać podskórnie w miejscu operacji.
  11. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
  12. Podawać 2% znieczulenia miejscowego podskórnie na pole operowane.
  13. Wstrzyknąć podskórnie 3 ml roztworu Ringera z mleczanami w temperaturze pokojowej, aby zapobiec odwodnieniu i zapewnić odżywienie podczas zabiegu.

5. Chirurgia

  1. Usuń część skóry nad polem operacyjnym (średnica 4 mm wyśrodkowana wokół linii środkowej i środka głowy) za pomocą ostrych nożyczek chirurgicznych. Wypreparuj i usuń część skóry (średnica ~2 mm, nad lewą korą somatosensoryczną) między uchem a okiem w skroniowej części głowy.
  2. Usunąć za pomocą skalpela znajdującą się pod spodem tkankę skóry (okołoczaszkową), aby odsłonić czaszkę. Oczyść czaszkę za pomocą wysterylizowanej bawełnianej gazy.
  3. Cofnij/wytnij mięsień skroniowy, aby odsłonić pożądany rozmiar obszaru obrazowania [7,5 mm na 7,5 mm w tym badaniu].
  4. Odsłoń czaszkę na przeciwległej półkuli pod implant głowy. Umieść implant głowy na czaszce, aby upewnić się, gdzie znajdują się kotwiące implant, jak pokazano na Rysunek 2D-F.
  5. Zaznacz czaszkę do wiercenia za pomocą India Ink z wiertłem 1. Wywierć otwory na za pomocą wiertła dentystycznego 3. Przykręć implant głowy na miejscu.
  6. Osusz czaszkę za pomocą sterylnej gazy. Nałóż cienką warstwę kleju tkankowego wokół i pod implantem głowy, aby przykleić go do czaszki. Nałóż warstwę cementu dentystycznego, aby dodatkowo podeprzeć implant głowy na miejscu i pozostaw cement do wyschnięcia na 2-3 minuty.
    UWAGA: Użycie kleju tkankowego oprócz cementu dentystycznego zapewnia mocne utrwalenie8.
  7. Za pomocą wiertła dentystycznego 3 rozcieńcz obszar o wymiarach 7,5 mm x 7,5 mm po lewej stronie czaszki tuż za bregmą i po boku do linii środkowej. Rozcieńczyć czaszkę do ~50 μm, jak pokazano na Rysunek 3A.
  8. Nałóż miejscową maść z antybiotykiem na miejsce operacji, a następnie przykryj ją cienką warstwą gumy silikonowej, aby chronić przerzedzoną czaszkę, jak pokazano na Rysunek 3B. Zakryj pole operacyjne za pomocą nasadki na głowę, jak pokazano na Rysunek 3C. Zamocuj go na miejscu za pomocą dwóch małych kawałków przewodów przechodzących zarówno przez implant głowy, jak i nasadkę głowy, jak pokazano na Rysunek 3D, E. Nałóż gumę silikonową, aby zakryć czapkę głowy i czaszkę, aby ustabilizować nasadkę głowy dalej na głowie szczura, jak pokazano na Rysunek 3F.
    UWAGA: Kauczuk silikonowy zapewnia dodatkową ochronę przerzedzonej czaszki.
  9. Wstrzyknąć szczurowi megluminę fluniksyny (2,5 mg / kg) podskórnie w celu leczenia bólu i stanu zapalnego. Aby zapobiec infekcji, wstrzyknij dootrzewnowo antybiotyk enrozytowy enrofloksacynę (22,7 mg / ml, 10 mg / kg +/- 01).
  10. Przenieś szczura do komory rekonwalescencji, aby pomóc utrzymać temperaturę ciała za pomocą koca rozgrzewającego i lampy grzewczej. Monitoruj szczura w sposób ciągły, aż odzyska przytomność i będzie w stanie utrzymać leżący mostek.
  11. Wróć szczura do oddzielnej klatki, gdy w pełni wyzdrowieje.
  12. Przez następne 3 dni podawaj fluniksynę i buprenorfinę w celu złagodzenia stanu zapalnego i bólu oraz enrozyt, aby zapobiec infekcji dwa razy dziennie.

6. Obrazowanie w stanie czuwania

  1. Znieczulić szczura 4% izofluranem w celu indukcji i 1% w celu podtrzymania, gdy nie ma odruchu szczypania tylnej łapy. Acepromazynę (0,3-0,5 mg/kg) wstrzyknąć podskórnie.
    UWAGA: To stężenie acepromazyny jest poniżej łagodnego poziomu uspokojenia i pomaga jedynie utrzymać spokój szczurów podczas całego procesu obrazowania.
  2. Za pomocą niestandardowych pasków rzepów przymocuj szczura do plastikowego arkusza używanego podczas procedur treningowych. Owiń dolną część ciała za pomocą podkładki absorpcyjnej i umieść szczura ciasno w chuście.
  3. Usuń gumę silikonową. Zdejmij nasadkę głowicy, usuwając druty mocujące. Zamocuj ramę głowy w implancie głowy, jak pokazano na rysunku Rysunek 2G.
  4. Zablokuj ramę głowicy w zaciskach, jak pokazano w Rysunek 2H, I.
  5. Usuń znieczulenie gazowe. Przepłucz obszar obrazowania solą fizjologiczną 3x i wyczyść mokrą gazą. Osuszyć obszar obrazowania i zrobić studzienkę przy użyciu wazeliny wokół obszaru obrazowania. Napełnij studzienkę wysterylizowaną solą fizjologiczną i przykryj szklanym szkiełkiem (Rysunek 2E).
  6. Zapoznaj się z procedurami akwizycji obrazowania optycznego sygnału wewnętrznego, protokołem stymulacji wąsów oraz analizą i prezentacją danych, które zostały szczegółowo omówione wcześniej6,7.
  7. Przez cały czas trwania eksperymentu monitoruj szczury pod kątem oznak pobudzenia i niepokoju, które można dodatkowo zmniejszyć, zakrywając oczy szczurów miękką szmatką lub gazą (opcjonalnie).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przedstawiono reprezentatywne sygnały obrazowania optycznego z pojedynczej próby u znieczulonego szczura oraz zsumowaną odpowiedź (z 40 zebranych prób) u szczura w stanie czuwania (Rysunek 4). Intensywność sygnału podczas stymulacji pojedynczego wibrysy u szczura w stanie czuwania może być wizualizowana przy wyższym progu niż u szczura znieczulonego, co wskazuje na silniejszy sygnał u zwierzęcia w stanie czuwania. Wibrysy C2 szczurów są stymulowane z częstotliwością 5 Hz przez 1 s, a odpowie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zastosowanie obrazowania szczurów w stanie czuwania, z unieruchomioną głową oferuje wiele korzyści pod względem łatwości i personalizacji. Specjalnie zaprojektowane nosidła umożliwiają owijanie szczurów przez oddychającą siatkę, eliminując potrzebę zamykania zwierząt w zamkniętych, plastikowych komorach krępujących przez dłuższy czas 10,11. Szczury są utrzymywane w spokoju i bez stresu przez długi czas trwania kolejnych sesji obrazowania, stosując bardzo niską da...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Dziękujemy Clarze Jones, Jamesowi Stirwaltowi, Linh Hoang, Young Joon Ha i Amirsoheilowi Zarehowi za pomoc podczas szkolenia szczurów i przygotowania chust. Finansowanie zostało zapewnione przez National Institutes of Health (NIH, numer grantu: NS119852) i Fundację Leducq (numer grantu: 15CVD02).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
SzczuryCharles RiverSprague Dawley
IsofluranePivetal21295098Znieczulenie ogólne
Lidokaina HCl 2% do wstrzykiwańPhoenixL-2000-04Znieczulenie miejscowe
Siarczan atropiny do wstrzykiwańVedco5098907512Pomoc w oddychaniu
Lleczany roztwór do wstrzykiwań RingeraVedco
Wstrzyknięcie fluniksynyVedco6064408670Leczenie bólu
Wstrzyknięcie enrozytu (Enrofloksacyna 2,27%)VetOne501084Unikaj infekcji
Wstrzyknięcie PromAce (maleinian acepromazyny)Beohringer Ingelheim136059
MaśćAnimax Dechra Veterinary Products122-75Składniki aktywne nystatyny 1000 jednostek na gram, siarczanu neomycyny 2,5 mg na gram, tiostreptonu 2500 jednostek na gram i acetonidu triamcynolonu 1 mg na gram
Maść okulistyczna PuralubeDechra Veterinary Products211-38
Podkładki przygotowawcze PVP z jodonemMedlineMDS093917Betadine generyczne
waciki nasączone alkoholem izopropylowymBD326895
Tkanka Vetbond klej3M1469SB
Wiertło (wiertło), standardowe frezowanie z węglika spiekanegoSS Białe wiertła14829#3 Wiertło
, 00-90 x 1/8 płaski ze stali nierdzewnejJ.I. MorrisF0090CE125kotwiące
System stereotaktycznyKopf Instruments1430
Hometermiczny koc grzewczyHarvard Apparatus50-7220-F
Pulsoksymetr i monitor pracy sercaKent ScientificMouseStat Jr.
PetrolatumFisher ScientificP66-1LBWazelina ogólny
drut, goła miedźFisher Scientific15-545-2C20 gauge
Teets Cold Cure w proszkuPearson DentalC73-0054 składnik aktywny: metakrylan metylu
Koszulki Cold Cure płynPearson DentalC73-0078 składnik aktywny: metakrylan metylu
Silikonowa guma do formSmooth-OnBody Double FastPolimer silikonowy
Metricide 28 (Germicide)MetrexOct-05
India tusz,Pelikan301051
Wiertło dentystyczneNSK DentalUltimate XL-F
Prusa Researchi3 MK3S+
Przyszywanie zapięćna rzepy90030
Tkanina użytkowa do przesiewania zwierząt domowychJoann10173334Materiał siatkowy
Wiertło (wiertło), standardowe wiertło z węglika spiekanegoSS14829#1 wiertło
50989088317 Drukarka 3D

Bibliografia

  1. Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).
  2. Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. Neuroimaging of animal models of brain disease. British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).
  3. Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl. BMC Veterinary Research. 10, 310(2014).
  4. Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals. PLoS One. 10 (8), 0134205(2015).
  5. Chen-Bee, C. H., et al. Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging. Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).
  6. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging. The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).
  7. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals. Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).
  8. Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint. Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).
  9. Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. Y., Grinvald, A. Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).
  10. Chang, P. C., et al. Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats. Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).
  11. Stenroos, P., et al. Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit. Frontiers in Neuroscience. 12, 548(2018).
  12. Vogler, G. A. Chapter 19 - Anesthesia and Analgesia (Second Edition). The Laboratory Rat. Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. , Academic Press. Cambridge, MA. 627-664 (2006).
  13. Schwarz, C., et al. The head-fixed behaving rat--Procedures and pitfalls. Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).
  14. Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents. Journal of Visualized Experiments. (107), e53064(2016).
  15. Ferris, C. F. Applications in awake animal magnetic resonance imaging. Frontiers in Neuroscience. 16, 854377(2022).
  16. Tiran, E., et al. Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).
  17. Desjardins, M., et al. Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging. Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).
  18. Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function. Scientific Reports. 9, 5499(2019).
  19. Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).
  20. Cao, R., et al. Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain. Neuroimage. 150, 77-87 (2017).
  21. Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).
  22. Roe, A. W. Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys. Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).
  23. Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals. Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie w stanie czuwanianeuroobrazowanie szczurówodpowiedź funkcjonalnaobrazowanie przez cienką czaszkęimplanty drukowane w 3Dsystem stereotaksycznyobrazowanie wapniafunkcjonalne badanie ultrasonograficzne
Implanty głowy do neuroobrazowania u przytomnych, nieruchomych szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.