Owady mają optymalny zakres temperatur otoczenia, w którym starają się pozostać, a wiele czynników zewnętrznych i wewnętrznych może zmienić tę preferencję. W tym miejscu opisujemy opłacalną i prostą metodę badania wyboru temperatury, która pozwala owadom swobodnie wykazywać swoje naturalne zachowania.
Artykuł metodologiczny
Określanie preferencji temperaturowych komarów i innych ektotermów
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Większość owadów i innych ektotermów ma stosunkowo wąskie optymalne okno temperaturowe, a odchylenie od ich optima może mieć znaczący wpływ na ich przydatność, jak również na inne cechy. W związku z tym wiele takich ektotermów poszukuje optymalnego zakresu temperatur. Chociaż preferencje temperaturowe komarów i innych owadów zostały dobrze zbadane, tradycyjna konfiguracja eksperymentalna jest wykonywana przy użyciu gradientu temperatury na aluminiowej powierzchni w wysoce zamkniętej przestrzeni. W niektórych przypadkach sprzęt ten ogranicza wiele naturalnych zachowań, takich jak latanie, co może być ważne w wyborze preferencji.
Celem tego badania jest zaobserwowanie preferencji owadów co do temperatury powietrza za pomocą dwukomorowego aparatu z wystarczającą ilością miejsca do lotu. Dwie komory składają się z niezależnych inkubatorów z kontrolowaną temperaturą, z których każdy ma duży otwór. Inkubatory są połączone tymi otworami za pomocą krótkiego mostka akrylowego. Wewnątrz inkubatorów znajdują się dwie klatki z siatką, połączone otworami i mostkiem, dzięki czemu owady mogą swobodnie latać między różnymi warunkami. Mostek akrylowy działa również jako gradient temperatury między dwoma inkubatorami.
Ze względu na przestronny obszar w klatce i łatwą konstrukcję, metoda ta może być wykorzystana do badania dowolnej małej ektotermii i/lub dowolnej manipulacji, która może zmienić preferencje dotyczące temperatury, w tym manipulacji narządami zmysłów, dietą, florą jelitową i obecnością endosymbiontów na poziomie bezpieczeństwa biologicznego 1 lub 2 (BSL 1 lub 2). Dodatkowo aparatura może być wykorzystywana do badania infekcji patogenami przy użyciu dalszego hermetyzacji (np. wewnątrz szafy bezpieczeństwa biologicznego) w BSL 3.
Wprowadzenie
Organizmy mogą żyć i rozmnażać się tylko w swoim zakresie tolerancji termicznej. Ponieważ temperatura środowiska zmienia się z powodu zmieniających się pór roku i globalnego ocieplenia, gatunki muszą się przystosować i odpowiednio reagować, aby zapewnić sobie przetrwanie. Obejmuje to ektotermy, w których temperatura ciała jest w równowadze z otoczeniem1. W związku z tym każdy owad ma swój własny optymalny zakres temperatur otoczenia, w którym stara się pozostaćw2.
Temperatura jest jednym z ważnych czynników używanych do przewidywania rozmieszczenia i zasięgu owadów3,4,5, obserwując relacje między patogenem a owadami6,7 oraz wpływ czynników zewnętrznych na sprawność ektotermów, takich jak długość ich dorosłego życia, płodność i tempo żerowania8,Rozdział 9.
Poprzednie badania badały preferowaną temperaturę ektotermów o różnych ustawieniach. Najczęściej używa się dużego bloku aluminiowego z chłodzoną lub podgrzewaną kąpielą wodną10, łaźnia lodowa i programowalny element grzejny11, płyty zimne i gorące12,13, płyty regulatora termicznego14,15, lub pakiet grzewczy i pakiet lodowaty16 na obu końcach, aby utworzyć gradient temperatury. Dodatkowo, w innych badaniach wykorzystano również inkubator gradientu temperatury do zbadania wzrostu wybranych bakterii17 i zamontowano aluminiowy pręt na urządzeniu termoelektrycznym (ogrzewanym i chłodzonym na końcach), aby obserwować preferencje termiczne Drosophila melanogaster18,19.
Jednak proponowana tutaj alternatywna metodologia ma znaczące zalety dla niektórych zastosowań owadów. Po pierwsze, inne rozwiązania wymagają kompletnego zbudowania od podstaw z podstawowych materiałów, w tym blach aluminiowych, budowy akrylowych komór dla owadów, a często także konfiguracji kamery i specjalistycznego oprogramowania; Może to być kosztowne i czasochłonne w konfiguracji. Po drugie, wiele alternatywnych aparatów opiera się na gradiencie temperatury na powierzchni (w przeciwieństwie do temperatury powietrza). W związku z tym komora, w której badane są owady, jest często bardzo wąska (np. gradienty o długości 24 cm i szerokości zaledwie 2 cm i głębokości 1 cm16), co może uniemożliwiać naturalne zachowania, takie jak lot, które są niezbędne dla normalnej mobilności owadów, a zatem niezbędne przy wyborze preferowanej temperatury. Niektóre badania mierzą temperaturę powietrza; jednak punktacja wyboru nadal obejmuje liczenie komarów lądujących na elementach Peltiera, w przeciwieństwie do owadów swobodnie latających w klatkach20.
W tym badaniu opisujemy prostszą konfigurację, która wykorzystuje minimalnie zmodyfikowany standardowy sprzęt i zapewnia owadom wystarczająco dużo miejsca do latania i poruszania się w miarę nieskrępowanej klatce dla rodzin o standardowych rozmiarach. Co więcej, zamiast polegać na gradiencie, protokół wykorzystuje dwie stosunkowo duże sekcje o stałej temperaturze wewnętrznej, co pozwala na naturalne wędrowanie owadów w preferowanej przez nie temperaturze i prostą ocenę binarną. W związku z tym opisana tutaj aparatura i protokół zapewniają tani i prosty sposób badania preferencji temperaturowych komarów w mniej przeszkadzającym i bardziej realistycznym otoczeniu.
Protokół obejmuje przygotowanie owadów przed eksperymentem, a następnie ustawienie dwukomorowej aparatury. Dalsze kroki obejmują umieszczenie owadów w aparacie, aby umożliwić wybór temperatury i punktację wyników. Dla zilustrowania tej metody wybraliśmy optymalną (standardową) temperaturę chowu owadów, 27 °C dla Aedes aegypti, 25 °C dla Drosophila melanogaster i wyższą temperaturę odstraszania dla obu gatunków owadów, odpowiednio 30 °C i 28 °C. Owady mają 30 minut na wybór preferowanej komory. Czas ten okazał się wystarczający, a dłuższy czas trwania nie zmienił wyników; W razie potrzeby może to jednak zostać rozszerzone w zależności od gatunku/temperatury/innych zmiennych.
Protokół
UWAGA: Ten protokół jest napisany dla BSL 1 lub 2; dla BSL 3 wykonaj cały protokół w komorze bezpieczeństwa biologicznego klasy 3 (schowku na rękawiczki).
1. Przygotowanie owadów
- Przygotuj dwie puste klatki na moskitiery (17,5 cm x 17,5 cm x 17,5 cm) z 12 cm otworami na rękawy (Rysunek 1). Przed przystąpieniem do eksperymentów upewnij się, że w klatkach na komary nie ma ani innych uszkodzeń .
- Za pomocą mechanicznego aspiratora (prosty psiak z komorą zbiorczą) przenieś 30 owadów (np. komary Aedes aegypti; tutaj użyto samic 3-5 dni po wschodach) do oddzielnej klatki w celu łatwiejszej obsługi i utylizacji po eksperymencie.
UWAGA: Sugerowane jest w sumie 30 owadów na eksperyment, ponieważ jest to łatwe do opanowania i policzenia bez wysokiego ryzyka ucieczki komarów. Liczba użytych owadów może być dostosowana do celu eksperymentu.
2. Ustawienie aparatury dwukomorowej
- Ustaw inkubatory na żądaną temperaturę, zgodnie z instrukcjami producenta inkubatora.
- Pozwól inkubatorom nagrzać się i ustabilizować w określonych temperaturach, czyli <30 min dla temperatur w zakresie 25-30 °C. Sprawdź temperaturę powietrza w inkubatorze za pomocą sondy temperatury, aby upewnić się, że inkubator jest ustawiony na zamierzoną temperaturę.
- Umieść pustą klatkę na komary w każdym inkubatorze (Rysunek 2A).
- Przełóż rękawy klatki przez przedni otwór inkubatora. Przygotuj otwieraną pokrywę (klapkę) z taśmą klejącą i umieść ją nad otworem w akrylowej tubie (Rysunek 2B).
- Włóż rurkę akrylową do tulei jednej klatki na górze otworu inkubatora. Średnica rurki jest większa niż otwór z przodu inkubatora, dzięki czemu całkowicie zakrywa otwór.
- Zaciśnij siatkę tulei wokół rurki za pomocą gumowej opaski lub opaski kablowej wielokrotnego użytku (Rysunek 2C). Upewnij się, że rurka akrylowa nie jest luźna i nie zwisa między inkubatorami; Jeśli tak, pociągnij za tuleje klatki, aby usunąć nadmiar materiału między klatką a gumką.
- Umieść oba inkubatory naprzeciwko siebie i powtórz kroki 2.5 i 2.6 z tuleją drugiego inkubatora. Obie klatki są teraz bezpiecznie połączone przez akrylową rurkę (Rysunek 2D).
3. Wstawienie komara
- Otwórz klapkę taśmy klejącej w celu włożenia komara. Umieść lejek w otworze. Opróżnij owady do lejka, który został umieszczony w akrylowej tubie.
UWAGA: W razie potrzeby/wymagane: w przypadku komarów użyj długopisu CO2, aby wybić wszystkie komary przed umieszczeniem ich w lejku21; w przypadku Drosophila, użyj lodu, aby powalić owady22. - Wyjmij lejek i zakryj otwór w rurce klapką z taśmy klejącej. Pozostaw na 30 minut, aby owady mogły wybrać preferowaną komorę.
UWAGA: Jeśli użyto CO2 lub lodu, lekko dotknij mostka rury, aby obudzić owady po kilku minutach.
4. Liczenie komarów
- Po 30 minutach obserwuj wzrokowo i zapisz, ile owadów znaleziono w moście (rurce akrylowej).
- Stuknij/dmuchnij w owady w mostku po obu stronach inkubatora. Zapisz, aby później odjąć od całkowitej liczby owadów.
UWAGA: Wybij wszystkie 30 owadów w aparacie, uwalniając CO2 do mostka (użyj CO2 dla wszystkich owadów, ponieważ lód nie powalił owadów w klatkach). Zwróć również uwagę na liczbę owadów na mostku, które przelatują po obu stronach inkubatora. - Ściśnij i zamknij rękawy z akrylowej rurki po obu stronach, szybko zapnij węzeł, aby zamknąć klatki i upewnij się, że gumowa opaska jest nadal nienaruszona, aby zapobiec ucieczce owadów.
- Wyjmij klatki z inkubatora i wizualnie policz owady w każdej klatce (w razie potrzeby odejmij liczbę owadów z mostu).
- Powtórz krok 4.4 z drugą klatką. Upewnij się, że liczby z dwóch inkubatorów i mostka sumują się do 30 (lub liczby użytych owadów, jeśli są różne).
- Jeśli liczby nie sumują się do całkowitej liczby owadów użytych w kroku 1.2, poszukaj pozostałych owadów w rękawie klatki.
5. Replikacja
- Podczas przeprowadzania eksperymentów należy wziąć pod uwagę możliwe odchylenia zewnętrzne, takie jak kierunek światła, zapachy otoczenia itp. Na przykład poprzez odwrócenie klatek, orientację inkubatora i kombinacje między kontrpróbami.
Wyniki
Aby przetestować sprawność i skuteczność tej konfiguracji eksperymentalnej, poddano badaniu 30 komarów przy tej samej temperaturze w obu inkubatorach w czterech powtórzeniach (Rysunek 3). Gdy obie komory ustawiono na optymalną dla komarów temperaturę 27 °C, nie stwierdzono istotnej różnicy w preferencji komór (P = 0.342; test znaków rang Wilcoxona). Jednakże, gdy jedną komorę ustawiono na atrakcyjną temperaturę optymalną 27 °C, a drugą na temperaturę suboptymalną 30 °C, komary konsekwentnie wykazywały aktywną preferencję w kierunku swoich optimum (P = 0.029; test znaków rang Wilcoxona; średnie wartości odpowiednio 78.2% i 21.8% dla 27 °C i 30 °C). Przeprowadzono również testy z użyciem Drosophila, aby określić możliwość zastosowania metody w innym modelu ektotermicznym, i zaobserwowano podobne wyniki.
Jednorodność temperatury wewnątrz klatek
Rycina 4 przedstawia jednorodność temperatury w aparaturze dwukomorowej. Po złożeniu obie strony ustawiono na 27 °C i 30 °C, a następnie pozostawiono do wyrównania temperatury zgodnie z podanymi tutaj instrukcjami. Wszystkie części inkubatora i mostka znajdują się w zakresie 0.4 °C od temperatury centralnej, z wyjątkiem (konsekwentnie) jednego narożnika. Należy zauważyć, że przedni dolny lewy narożnik (patrząc od przodu) jest stałym punktem przegrzania zarówno przy 27 °C, jak i 30 °C. Jest to prawdopodobnie spowodowane rozmieszczeniem elektroniki sterującej inkubatorem bezpośrednio pod tą sekcją urządzenia, a nie wykonanymi modyfikacjami; zatem zjawisko to jest prawdopodobnie specyficzne dla modelu inkubatora. Dowodzi to, że modyfikacje i dodatki do inkubatora mają minimalny wpływ na jednorodność temperatury. Ponadto temperatura mostka była wartością pośrednią między dwiema komorami, co zapewnia, że owady nie napotykają zapadliska temperaturowego, przez które musiałyby przelecieć.
Rysunek 1: Opis klatki dla komarów. Klatka dla komarów (17,5 cm x 17,5 cm x 17,5 cm) z otworami w rękawach o średnicy 12 cm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 2: Zdjęcia i schemat aparatury podczas konfiguracji. (A) Pusta klatka dla owadów umieszczona w inkubatorze. (B) Rura akrylowa z otwieraną pokrywą (klapką) wykonaną z taśmy naprawczej. (C) Widok boczny układu wraz ze schematem. Siatka rękawa została zaciśnięta wokół rury akrylowej za pomocą gumki recepturki. W tych eksperymentach wykorzystano zapłodnione samice komarów Ae. aegypti w wieku 3-5 dni. (D) Kompletny układ. Dwa inkubatory ustawione naprzeciw siebie są połączone rurą akrylową. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 3: Preferencje temperaturowe u owadów. Aparaturę dwukomorową zmontowano zgodnie z instrukcją. Owady wprowadzono zgodnie z protokołem i pozostawiono na 30 min w celu wyboru preferowanej komory (temperatury), a następnie je przeliczono. Czarne punkty reprezentują poszczególne powtórzenia, a kolor niebieski reprezentuje średnią. (A) Oba inkubatory ustawiono na tę samą temperaturę (27 °C) i obserwowano preferencje temperaturowe Ae. aegypti. (B) Inkubatory ustawiono na różne temperatury (27 °C vs. 30 °C) i obserwowano preferencje temperaturowe Ae. aegypti. (C) Inkubatory ustawiono na różne temperatury (25 °C vs. 28 °C) i obserwowano preferencje temperaturowe D. melanogaster. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 4: Jednorodność temperatury wewnątrz komór i mostka. Zgodnie z opisem, dwa inkubatory, dwie klatki oraz mostek zostały zmontowane według instrukcji. Temperaturę ustawiono na 27 °C w obu inkubatorach oraz na 30 °C w centrum. Do pomiaru temperatury w centrum klatki, we wszystkich ośmiu narożnikach inkubatora oraz wewnątrz mostka użyto sondy temperaturowej. Wymierzone temperatury przedstawiono na tym schemacie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Dyskusja
W badaniu opisano nową metodę obserwacji preferencji temperaturowych u komarów. W tej metodzie komary są uwalniane do rury, która jest podłączona do dwóch inkubatorów o niezależnie kontrolowanych temperaturach. W ten sposób komary mogą swobodnie wybierać między dwiema temperaturami, nie zaburzając przy tym swoich naturalnych zachowań i mechanizmu wyrażania tego wyboru (np. latania).
W naszym pierwszym reprezentatywnym eksperymencie wykorzystaliśmy optymalną temperaturę komarów wynoszącą 27 °C w obu komorach. Podczas powtórzeń tego eksperymentu zaobserwowano, że komary swobodnie latają między obiema klatkami przez całe 30 minut, a we wszystkich powtórzeniach w każdej z dwóch komór było ich prawie równie. Potwierdziło to eksperymentalną intencję umożliwienia komarom swobodnego wyboru między klatkami, jednocześnie wykazując swoje naturalne zachowania (latanie). I odwrotnie, w drugim reprezentatywnym eksperymencie wykorzystano atrakcyjną optymalną temperaturę 27 °C w jednej komorze i nieoptymalną, a zatem odpychającą temperaturę 30 °C w drugiej komorze. Zgodnie z oczekiwaniami, komary konsekwentnie wybierały optymalną komorę temperaturową, nawet gdy zamieniliśmy inkubatory, aby uniknąć stronniczości.
Przetestowaliśmy również konfigurację dla innego owada, D. melanogaster (muszki owocowe), reprezentującego inny organizm modelowy ektotermiczny. Jedna komora była ustawiona na optymalną temperaturę D. melanogaster, 25 °C, a druga była ustawiona na 3 °C wyższą, 28 °C. Podobnie jak komary, muszki owocowe również preferowały optymalną temperaturę i unikały cieplejszej komory. Świadczy to o tym, że protokół jest odpowiedni dla szeregu ektotermów.
Opis krytycznych etapów w protokole
Głównym krytycznym krokiem w protokole jest postępowanie z owadami, ponieważ stwarza to możliwość ucieczki owadów. Można temu zapobiec, ustalając, czy w zastosowanych klatkach nie ma otworów wystarczająco dużych, aby można było się wydostać, że gumowe taśmy/opaski kablowe używane do mocowania tulei siatkowych do mostu są szczelne oraz że pokrywa otworu do wprowadzania owadów na mostku jest bezpiecznie przymocowana i uszczelniona.
Kluczowe jest również zapewnienie, aby owady nie uciekły przed lub po eksperymencie, zwłaszcza gdy owady są potrzebne do dalszych eksperymentów lub późniejszych punktów czasowych dla różnych wyborów temperatury. Można to zrobić poprzez znieczulenie owadów przed umieszczeniem ich w akrylowym moście (przy użyciu lodu dla Drosophila i CO2 dla komarów) i uwolnienie CO2 do mostu, aby powalić owady po eksperymentach, przed obliczeniami. Stosowanie CO2 jest idealne dla komarów, ponieważ nie wpływa na wyniki behawioralne21. U much narażenie na CO2 może zmienić ich zachowanie w locie23, dlatego zaleca się stosowanie lodu22.
Liczenie owadów jest również krytycznym krokiem, aby upewnić się, że liczba owadów jest równa przed i po eksperymencie w celu uzyskania dokładnych wyników. W tym celu zalecamy użycie wstrzykiwacza CO2 po zakończeniu eksperymentu w celu powalenia owadów znajdujących się na moście. Pomoże to przenieść owady na dowolną stronę komory, zmniejszając w ten sposób liczbę uciekinierów. W protokole podkreślamy również, że owady mogą zostać złapane w rękawy klatek podczas oddzielania klatek; Dlatego upewnij się, że są one dokładnie sprawdzane podczas liczenia.
Potencjalne modyfikacje i rozwiązywanie problemów z techniką
Główną trudnością związaną z tą techniką jest elastyczna siatka rękawów klatki, która powoduje powstawanie szczelin lub kryjówek, a tym samym ucieczkę owadów lub pułapki. Istnieją pewne potencjalne modyfikacje, jeśli zajdzie taka potrzeba, w celu poprawy techniki. Sugerujemy użycie dwóch lub więcej gumek, aby upewnić się, że most jest prawidłowo zabezpieczony między komorami, nie pozostawiając potencjalnej przestrzeni dla owadów (luźna siatka tworzy kryjówkę dla owadów). Zalecamy również szczególną ostrożność przy naciąganiu rękawa siatkowego, zgodnie z opisem w kroku 2.6, podczas montażu urządzenia.
Inkubatory o małych rozmiarach są zwykle tylko podgrzewane (tj. nie mają aktywnego chłodzenia), tak jak miało to miejsce w przypadku zastosowanych tutaj inkubatorów. W związku z tym stosowanie temperatur zbliżonych lub niższych od temperatury otoczenia w pomieszczeniu będzie wymagało przeprowadzenia eksperymentu w chłodni, aby zapewnić, że temperatury ustawione dla inkubatorów spadną tak nisko, jak jest to pożądane.
Ponadto ta konfiguracja może być również używana w przypadku BSL 3, gdzie potrzebna jest szafa bezpieczeństwa biologicznego klasy trzeciej (komora rękawicowa). W takim przypadku schowek na rękawiczki musi być wystarczająco duży, aby zmieścić się w nim całe urządzenie. Eksperyment opisany w tym protokole idealnie nadaje się do eksperymentów w komorze rękawicowej, ponieważ wszystko, co jest potrzebne, będzie zawarte w komorze rękawicowej i, co ważne, możliwość ucieczki owadów jest minimalna.
Wreszcie, w inkubatorach jest wystarczająco dużo miejsca, aby dodać zewnętrzne światło lub źródło wilgoci bez wpływu na owady w klatkach. W zależności od gatunku owadów lub projektu eksperymentalnego, lampę LED o grubości 1 cm można łatwo umieścić na klatce wewnątrz jednego lub obu inkubatorów. Zapewnienie światła do obu komór i zaoferowanie wyboru temperatury może być bardziej realistycznym protokołem dla niektórych światłoczułych projektów eksperymentalnych, lub dostarczanie światła (lub wilgoci) tylko do jednej komory jest możliwą modyfikacją protokołu oceny wyboru światła/wilgotności.
Zalety tej techniki w kontekście testów preferencji temperaturowych podwójnego wyboru
Opisana tu metoda stanowi alternatywę dla tradycyjnej metody gradientu temperatury opisanej w poprzednich badaniach 10,13,14,16. W większości tych badań stosuje się duży poziomy blok aluminiowy z gradientem termicznym, przy czym mechanizm generowania tego gradientu jest różny, w tym bloki grzewcze/chłodzące, łaźnie wodne itp. W takich przypadkach gradient temperatury jest wytwarzany na powierzchni bloku aluminiowego (a nie na temperaturze powietrza w klatce). W związku z tym większość (ale nie wszystkie) alternatywnych technik ogranicza zdolność owadów do lotu bardziej niż ten protokół. Tutaj owady mogą stosunkowo swobodnie latać między klatkami, co pozwala na bardziej realistyczne wyrażanie naturalnych zachowań w wyborze. Możliwe byłoby nawet zwiększenie skali tej eksperymentalnej aparatury przy użyciu większych klatek i inkubatorów, na przykład dla większych owadów.
Oprócz przewagi w zakresie naturalnego zachowania, wykazujemy również bardzo wysoką jednorodność temperatury w obu komorach, co umożliwia proste punktowanie i jasny wybór dwóch dużych komór o pojedynczej temperaturze. Zastosowanie binarnej konstrukcji z dużą komorą, takiej jak ta, może zmniejszyć szum w danych, gdzie, na przykład w aparacie gradientowym, każdy przypadkowy ruch owadów zmieni położenie na gradiencie, a tym samym ich postrzeganą preferencję temperaturową.
Opisywana tutaj technika jest również bardzo prosta i tania. Technika ta nie wymaga dodatkowych urządzeń do ustawiania temperatury (tj. łaźni wodnej10 i/lub płyty grzejnej 11,12,13,14,15), żadnego specjalistycznego sprzętu poza wyciętą rurką akrylową i wywierconymi otworami, ani kamery 18,19 ani zaawansowanego oprogramowania19 do analizy. Takie komponenty stosowane w innych technikach mogą być kosztowne i/lub wymagać znacznej wiedzy specjalistycznej i testów w celu rozpoczęcia eksperymentów.
Technikę tę można również powielić z różnymi urządzeniami, które wykorzystują baterie, jeśli nie ma zewnętrznego zasilania, dzięki czemu system jest idealny do przeprowadzania eksperymentów w terenie. Co więcej, ten sam aparat może być nieznacznie zmodyfikowany w celu zbadania innych sytuacji preferencji wyboru binarnego, takich jak światło kontra ciemność, wysoka/niska wilgotność itp., zarówno w laboratorium, jak i w terenie.
Pełnowymiarowe urządzenie w protokole jest znacznie mniejsze niż konfiguracje gradientu temperatury, co pozwala na łatwiejsze dopasowanie do komory rękawicowej BSL 3, jak opisano powyżej. Co więcej, owady są łatwiejsze do powstrzymania, ponieważ mogą zostać powalone za pomocą CO2 pod koniec eksperymentu, a klatki można szybko ponownie uszczelnić po oddzieleniu od mostu. Te zalety zabezpieczeń są idealne do pracy z BSL 3.
Zdajemy sobie jednak sprawę, że nasze urządzenie pozwala jedynie na decyzję binarną, a nie na swobodny wybór wzdłuż gradientu, który, w zależności od zastosowania, może wymagać dodatkowych przebiegów w celu określenia optymalnych temperatur.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
AHR dziękuje za wsparcie finansowe od Majlis Amanah Rakyat (MARA).
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Rurka akrylowa (mostek) | Perspex | 900 mm OD | Rozmiar (długość x średnica): 8 cm x 9 cm; 1 cm większy niż rozmiar otworu przed inkubatorem. Rozmiar otworu na górze: 1,6 cm |
| Inflator dwutlenku węgla (CO2) | Peaken | B08HM2BDDB | Dowolny < > CO będzie działał |
| Inkubator cyfrowy (&razy; 2) | VWR | VWR INCU-Line 1L 10 (390-0384) | Rozmiar otworu przed inkubatorem: średnica 8 cm. Otwory muszą być umieszczone pośrodku i mieć takie samo dokładne położenie na obu inkubatorach, aby umożliwić wyrównanie mostka. Powinien być wstępnie nawiercony za pomocą standardowego 8 cm ' Otwornica" wiertło. Inkubator musi być wystarczająco duży, aby pomieścić jedną klatkę dla komarów. |
| Aspirator mechaniczny (do komarów) | Watkins and Doncaster | E710 | Idealny rozmiar lufy 50 x 28 mm i średnica rurki 9 mm. |
| Klatka na komary (&razy; 3; dwa do eksperymentów, jeden do przechowywania owadów) | BugDorm | BD4S1515 | Rozmiar: 17,5 cm x 17,5 cm x 17,5 cm z otworem na rękaw 12 cm. Materiał siatki: Dzianina nylonowa |
| Lejek z tworzywa sztucznego | Średnica otworu = 5 cm Długość lejka = 5 cm Średnica otworu = 1 cm | ||
| Plastikowy kieszonkowy Pooter (dla Drosophila lub małych owadów) | Watkins and Doncaster | E714 | Ręczny/zasysany usta |
| Gumowa opaska lub opaska | Zarówno, w zależności od preferencji. | ||
| Sonda temperatury | Eidyer | B07J4T1VQZ | Dowolny termometr z sondą o wąskim drucie co najmniej 100 cm |
Bibliografia
- Wright, R. K., Cooper, E. L. Temperature effects on ectotherm immune responses. Developmental & Comparative Immunology. 5, 117-122 (1981).
- Deal, J. The temperature preferendum of certain insects. The Journal of Animal Ecology. 10 (2), 323-356 (1941).
- Hongoh, V., Berrang-Ford, L., Scott, M. E., Lindsay, L. R. Expanding geographical distribution of the mosquito, Culex pipiens, in Canada under climate change. Applied Geography. 33, 53-62 (2012).
- Beck-Johnson, L. M., et al. The importance of temperature fluctuations in understanding mosquito population dynamics and malaria risk. Royal Society Open Science. 4 (3), 160969(2017).
- Erraguntla, M., et al. Predictive model for microclimatic temperature and its use in mosquito population modeling. Scientific Reports. 11 (1), 18909(2021).
- Shapiro, L. L., Whitehead, S. A., Thomas, M. B. Quantifying the effects of temperature on mosquito and parasite traits that determine the transmission potential of human malaria. PLoS Biology. 15 (10), 20033489(2017).
- Zhang, Y., et al. Decline in symbiont-dependent host detoxification metabolism contributes to increased insecticide susceptibility of insects under high temperature. The ISME Journal. 15 (12), 3693-3703 (2021).
- Amarasekare, P., Savage, V. A framework for elucidating the temperature dependence of fitness. The American Naturalist. 179 (2), 178-191 (2012).
- Buckley, L. B., Nufio, C. R. Elevational clines in the temperature dependence of insect performance and implications for ecological responses to climate change. Conservation Physiology. 2 (1), 035(2014).
- MacLean, H. J., et al. Temperature preference across life stages and acclimation temperatures investigated in four species of Drosophila. Journal of Thermal Biology. 86, 102428(2019).
- Castañeda, L. E., Romero-Soriano, V., Mesas, A., Roff, D. A., Santos, M. Evolutionary potential of thermal preference and heat tolerance in Drosophila subobscura. Journal of Evolutionary Biology. 32 (8), 818-824 (2019).
- Weldon, C. W., Terblanche, J. S., Bosua, H., Malod, K., Chown, S. L. Male Mediterranean fruit flies prefer warmer temperatures that improve sexual performance. Journal of Thermal Biology. 108, 103298(2022).
- Sayeed, O., Benzer, S. Behavioral genetics of thermosensation and hygrosensation in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences. 93 (12), 6079-6084 (1996).
- Verhulst, N. O., Brendle, A., Blanckenhorn, W. U., Mathis, A. Thermal preferences of subtropical Aedes aegypti and temperate Ae. japonicus mosquitoes. Journal of Thermal Biology. 91, 102637(2020).
- Ziegler, R., Blanckenhorn, W. U., Mathis, A., Verhulst, N. O. Video analysis of the locomotory behaviour of Aedes aegypti and Ae. japonicus mosquitoes under different temperature regimes in a laboratory setting. Journal of Thermal Biology. 105, 103205(2022).
- Blanford, S., Read, A. F., Thomas, M. B. Thermal behaviour of Anopheles stephensi in response to infection with malaria and fungal entomopathogens. Malaria Journal. 8, 72(2009).
- Nakae, T. Temperature-related anomalies in the growth of selected bacteria. Journal of Dairy Science. 54 (12), 1780-1783 (1971).
- Rajpurohit, S., Schmidt, S. P. Measuring thermal behavior in smaller insects: A case study in Drosophila melanogaster demonstrates effects of sex, geographic origin, and rearing temperature on adult behavior. Fly. 10 (4), 149-161 (2016).
- Truitt, A. M., Kapun, M., Kaur, R., Miller, W. J. Wolbachia modifies thermal preference in Drosophila melanogaster. Environmental Microbiology. 21 (9), 3259-3268 (2019).
- Reinhold, J. M., et al. Species-specificity in thermopreference and CO2-gated heat-seeking in Culex mosquitoes. Insects. 13 (1), 92(2022).
- Lin, C. S., Georghiou, G. P. Tolerance of mosquito larvae and pupae to carbon dioxide anesthesia. Mosquito News. 36 (4), 460-461 (1976).
- Ito, F., Awasaki, T. Comparative analysis of temperature preference behavior and effects of temperature on daily behavior in 11 Drosophila species. Scientific Reports. 12 (1), 1-15 (2022).
- Bartholomew, N., Burdett, J., VandenBrooks, J., Quinlan, M. C., Call, G. B. Impaired climbing and flight behaviour in Drosophila melanogaster following carbon dioxide anaesthesia. Scientific Reports. 5, 15298(2015).
Przedruki i uprawnienia
