Profiler mikrodializy jest opisany do pobierania próbek rozpuszczonych substancji rozpuszczonych w wodzie porowej na styku tlenowo-beztlenowym gleba-woda in situ z minimalnymi zakłóceniami. Urządzenie to jest przeznaczone do wychwytywania gwałtownych zmian w profilach stężeń i głębokości wywołanych zakłóceniami na granicy faz gleba-woda i poza nią.
Artykuł metodologiczny
Pobieranie próbek rozpuszczonej substancji rozpuszczonej na tlenowo-beztlenowym granicy faz gleba-woda przy użyciu profilerów mikrodializ
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Procesy biogeochemiczne zmieniają się gwałtownie zarówno w wymiarze przestrzennym (skala milimetrowa), jak i czasowym (skala godzinowa do skali dziennej) na granicy tlenowo-beztlenowej w odpowiedzi na zakłócenia. Rozszyfrowanie szybkich zmian biogeochemicznych wymaga minimalnie inwazyjnych narzędzi in situ o wysokiej rozdzielczości próbkowania przestrzennego i czasowego. Dostępne pasywne urządzenia do pobierania próbek nie są jednak w wielu przypadkach zbyt przydatne ze względu na ich jednorazowy charakter lub złożoność i duży nakład pracy związany z przygotowaniem próbek.
Aby rozwiązać ten problem, założono profiler mikrodializy z 33 pojedynczymi rurkami z nanomembranami polieterosulfonowymi (półprzepuszczalnymi, o wielkości porów <20 nm) zintegrowanymi z jednowymiarowym szkieletem (60 mm), aby iteracyjnie pobierać próbki rozpuszczonych związków w wodzie porowej na granicy faz gleba-woda w wysokiej rozdzielczości 1,8 mm (średnica zewnętrzna plus jeden odstęp, tj. 0,1 mm między sondami). Mechanizm pobierania próbek opiera się na zasadzie dyfuzji gradientu stężeń. Automatyczne ładowanie odgazowanej wody pozwala na minimalne zakłócenia związków chemicznych na granicy faz tlenowo-beztlenowych.
Ten artykuł opisuje procedury konfiguracji urządzenia i ciągłego pobierania próbek wody porowej na styku gleba-woda na co dzień. Profile stężenia-głębokości były selektywnie mierzone przed (w dniu 6) i po (w dniu 7) zakłóceniach wywołanych nawadnianiem. Wyniki pokazały, że profile stężenia-głębokości ulegały szybkim zmianom, szczególnie w przypadku pierwiastków wrażliwych na redoks (tj. żelaza i arsenu). Protokoły te mogą pomóc w badaniu reakcji biogeochemicznych na granicy faz gleba-woda pod wpływem różnych zakłóceń spowodowanych czynnikami fizycznymi, chemicznymi i biologicznymi. W artykule szczegółowo omówiono zalety i wady tej metody pod kątem potencjalnego zastosowania w naukach o środowisku.
Wprowadzenie
Interfejs tlenowo-beztlenowy to jedna z ogólnych cech biosfery, która jest niezbędna dla cyklu biogeochemicznego1. Ten interfejs jest wysoce niejednorodny, a jego zasięg przestrzenny rozciąga się od milimetrów na granicy faz osad/gleba-woda1,2 do tysięcy metrów w oceanicznej strefie beztlenowej3,4. Interfejs ten jest idealnym środowiskiem do badania złożoności biogeochemii pierwiastków.
Interfejsy gleba-woda mają typową cechę gradientu tlenowo-beztlenowego w promieniu kilku centymetrów i są łatwe do ustalenia w eksperymentach mezokosmicznych. Począwszy od zużycia tlenu cząsteczkowego z wód powierzchniowych, warstwowe funkcjonalne zbiorowiska mikroorganizmów napędzają rozwój różnych gradientów, takich jak gradientyO2, pH i Eh, w skali milimetrowej1. Cykl biogeochemiczny na granicy tlenowo-beztlenowej jest wrażliwy na różne zakłócenia w przyrodzie5,6. W przypadku osadów i pól ryżowych wprowadzanie świeżej materii organicznej, takiej jak ściółka i słoma, okresowe powodzie i drenaż, wahania i ekstrema temperatury oraz bioturbacja mogą powodować zmiany w cyklu biogeochemicznym na granicy tlenkowo-beztlenowej, co może skutkować trwałymi skutkami, takimi jak emisje gazów cieplarnianych, eutrofizacja i zanieczyszczenie w danym miejscu. W związku z tym gradient tlenowo-beztlenowy na granicy faz gleba-woda stanowi okno do badania globalnych, wielkoskalowych cykli biogeochemicznych. Czasoprzestrzenne pobieranie próbek i analiza rozpuszczonych substancji wzdłuż granicy faz gleba-woda w wysokiej rozdzielczości zawsze budziły zainteresowanie; Poczyniono jednak ograniczone postępy w zakresie metodyki.
Aby obejść wady destrukcyjnego pozyskiwania wody porowej, coraz częściej stosuje się nieniszczące pasywne pobieranie próbek, aby uniknąć zmian w składzie chemicznym wody porowej i rozwiązać problem złożoności przygotowania próbki7. Kilka urządzeń, które mogą wykonywać bardzo precyzyjne pobieranie próbek in situ (od skali mikrometra do centymetra), jest szeroko stosowanych, w tym próbniki do dializy in situ (znane jako peepers)8, dyfuzyjna równowaga w cienkich warstwach (DET)9 oraz gradient dyfuzyjny w cienkich warstwach (DGT)10. Rozpuszczone substancje są pobierane biernie w mechanizmie procesów dyfuzji i adsorpcji. Chociaż okazały się przydatne w opisie tlenowo-beztlenowych profili chemicznych, nadal są jednorazowego użytku, co ogranicza ich szersze zastosowanie.
Ostatnio technika mikrodializy stała się czułym narzędziem, które może być używane do monitorowania dynamiki rozpuszczalnych związków w glebie w skalach czasowych od minut do dni11,12,13,14. W typowym scenariuszu wykorzystującym mikrodializę w naukach medycznych i środowiskowych miniaturowa, koncentryczna sonda składająca się z półprzepuszczalnej membrany rurkowej (tj. mikrodializatora) jest używana do sondowania płynu śródmiąższowego lub roztworów glebowych w celu zapobieżenia znaczącym zakłóceniom procesów metabolicznych i specjacji chemicznej15,16. Jedną z największych zalet mikrodializy jest wychwytywanie in situ zależnych od czasu zmian stężenia w glebie lub tkankach biologicznych15,16.
Opierając się na koncepcji mikrodializy, opracowaliśmy łatwiejszy w użyciu profiler mikrodializy, wcześniej nazywany zintegrowanym profilerem iniekcji wody porowej (IPI), który może wykonywać ciągłą dializę równowagową substancji rozpuszczonych w porach w oparciu o zasadę dyfuzji gradientu stężeń2. Urządzenie do mikrodializy wykorzystuje puste w środku rurki nanomembranowe do aktywnego wstępnego ładowania perfuzatu i pasywnej dyfuzji rozpuszczonych substancji rozpuszczonych, co różni się od masowej dyfuzji wody porowej stosowanej w podglądaczach, filtrach ciśnieniowych, takich jak próbnik Rhizon, i DGT na bazie akumulacji. Urządzenie zostało przetestowane i zatwierdzone w zakresie czasowego i przestrzennego pobierania próbek zarówno pierwiastków kationowych, jak i anionowych zarówno w glebach górskich, jak i zalanych (Rysunek 1A-1)13,15,16. Prosta mikrodializa z pompą do wewnątrz i na zewnątrz minimalizuje liczbę etapów przygotowania próbki2,15.
Stworzyliśmy profiler do mikrodializy, integrując zestaw próbników z jednowymiarowym szkieletem nośnym, a ten profiler osiągnął wysoką rozdzielczość próbkowania na granicy gleby i wody oraz ryzosfery2,15,17. W ramach tego badania dokonano znacznych modyfikacji urządzenia do pobierania próbek i metody pobierania próbek, aby umożliwić pobranie 33 próbek wody porowej na granicy gleby i wody (głębokość pionowa 60 mm) przy minimalnych zakłóceniach dla dalszej analizy elementarnej. Cała procedura pobierania próbek trwa ~15 min. Ponieważ profilometr mikrodializy jest nowością w środowisku naukowym, przedstawiamy szczegółowe informacje na temat elementów urządzenia i procedur pobierania próbek, aby wskazać potencjał mikrodializy w monitorowaniu zmian sygnałów chemicznych na granicy gleby i wody.
Opis profilera mikrodializy
Urządzenie do profilowania mikrodializy, z odpowiednimi modyfikacjami poprzedniego projektu2, jest pokazane w Rysunek 1. Efektywna wielkość porów nanomembrany (Rysunek 1C-1) szacuje się na zaledwie kilka nanometrów, aby zapobiec dyfuzji dużych cząsteczek i komórek drobnoustrojów. Poprzedni test sugerował, że 6-miesięczna inkubacja w powodzi nie spowodowała żadnych osadów żelaza ani po wewnętrznej, ani na zewnątrz powierzchni rury15. Zaprojektowano zakrzywiony, pusty w środku szkielet (Rysunek 1C-2) i wydrukowano w 3D przy użyciu stabilnego materiału nylonowego. Łącznie zainstalowano 33 rurki nanomembranowe (polieterosulfon; wielkość porów powierzchniowych: 0-20 nm; średnica wewnętrzna x średnica zewnętrzna x efektywna długość próbkowania: 1,0 mm x 1,7 mm x 54 mm; objętość teoretyczna: 42,4 μl) połączone dopasowanymi rurkami z politetrafluoroetylenu (PTFE) (długość: 18 cm x średnica 2 cm Rysunek 1C-1) na szkielecie i po jednej stronie pojemnika z PVC (Rysunek 1B)). W przypadku tego urządzenia komponent próbkujący (Rysunek 1B-1) znajduje się w odległości 2 cm od bocznej ścianki pojemnika z PVC. Po stronie iniekcyjnej (Rysunek 1B-4) wszystkie rurki zostały podłączone do złącza jeden-do-wielu, które zostało zamocowane w hermetycznym pojemniku buforowym (Rysunek 1B-7). Medyczny worek infuzyjny (Rysunek 1B-11) został użyty do połączenia z pojemnikiem buforowym za pomocą zaworu trójdrogowego. Szczelność systemu została dokładnie zbadana w wodzie przed dalszymi pracami eksperymentalnymi. Wstępnie załadowana woda (18,2 MΩ, 500 ml) w medycznym worku infuzyjnym jest zawsze beztlenowa (Rysunek 1C-8). Szczegółowa konfiguracja urządzenia i pobieranie próbek wody porowej są opisane w następujący sposób.
Protokół
1. Indywidualne przygotowanie próbnika do mikrodializy
- Precyzyjnie pocięte rurki z nieskazitelnej nanomembrany (średnica wewnętrzna x średnica zewnętrzna x długość: 1,0 mm x 1,7 mm) na łącznie 33 krótkie rurki (o długości 58 mm).
- Dokładnie przeciąć rurkę PTFE na 66 rurek (o długości 180 mm) za pomocą noża ceramicznego.
UWAGA: Nie używaj żadnych noży na bazie metalu, aby uniknąć zanieczyszczenia. - Całkowicie wymieszaj dwuskładnikowy klej epoksydowy (AB) z dowolną czystą plastikową płytką i odstaw na 30 minut, aż stanie się lepki. Ostrożnie nałóż klej epoksydowy AB na zewnętrzną powierzchnię górnej części rury PTFE. Upewnij się, że klej epoksydowy AB pokrywa tylko 4 mm długości rurki i że nie ma dodatkowych rurek blokujących klej .
- Połącz dwie rurki PTFE przygotowane w krokach 1.2-1.4 z każdą rurką nanomembranową przygotowaną w kroku 1.1, delikatnie wkręcając rurki PTFE do rurki nanomembranowej.
UWAGA: Nie dopuścić do gromadzenia się nadmiaru kleju na złączu. Upewnij się, że żaden klej nie zanieczyścił rurki z nanomembraną. - Powtórz krok 1.4, aby w pełni zmontować wszystkie 33 nieskazitelne próbniki do mikrodializy.
- Pozostaw próbniki zamontowane w kroku 1.6 na noc, aby zapewnić całkowite utwardzenie i stabilizację kleju.
- Zwiększ hydrofilowość i wyczyść próbniki do mikrodializy, mocząc je w etanolu (czystość 99,5%) przez 1 godzinę, a następnie czyszcząc ultradźwiękowo (w temperaturze pokojowej) 2% rozcieńczonym HNO3 i ultraczystą wodą przez 15 minut każdy.
- Sprawdzić drożność i szczelność próbnika do mikrodializy, bulgocząc w wodzie za pomocą strzykawki o pojemności 5 ml.
2. Montaż profilera do mikrodializy
- Użyj załączonego pliku CAD (plik uzupełniający 1), aby wydrukować wstępnie zaprojektowany szkielet przy użyciu materiału nylonowego ( Rysunek 1C-2).
- Wydrąż pojemnik z PVC (umyty kwasem) z dwoma równoległymi szczelinami (odstęp 5 cm), aby dopasować rozmiar szkieletu. Użyj modułu grawerowania w drukarce 3D do dłutowania.
- Zbuduj łącznik jeden-do-wielu, stabilizując klej epoksydowy w kształcie nakrętki probówki wirówkowej o pojemności 50 ml. Włóż 33 silikonowe nakrętki (o długości 1 cm) do kleju epoksydowego przed utwardzeniem i odstaw na noc.
- Wyjmij złącze jeden-do-wielu z nasadki rurki.
- Za pomocą noża ceramicznego przeciąć utwardzony klej epoksydowy tak, aby wszystkie końce silikonowej nasadki były drożne.
- Dokładnie przepłucz złącze jeden-do-wielu rozcieńczonym 2% HNO3 i ultraczystą wodą przez 15 minut każdy. Wysuszyć złącze jeden-do-wielu w warunkach otoczenia.
- Podłącz zawór trójdrogowy do dolnej części rury, aby służył jako pojemnik buforowy.
- Zmontuj pojemnik buforowy, instalując łącznik jeden do wielu do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml za pomocą kleju epoksydowego AB.
- Umieścić na szkielecie indywidualne próbniki do mikrodializy przygotowane w sekcji 1 (krok 2.1). Na tym etapie użyj kleju topliwego, aby pomóc w mocowaniu, tak aby każdy próbnik był równoległy do górnej/dolnej krawędzi szkieletu.
- Powtarzać krok 2.9 do momentu, gdy wszystkie próbniki do mikrodializy (n = 33) zostaną zainstalowane na szkielecie.
- Upewnij się, że 33 próbniki po obu stronach szkieletu przechodzą przez szczeliny PVC. Uszczelnij szczeliny w połączeniach szkieletu i szczelin za pomocą kleju epoksydowego AB.
- Podłączyć 33 próbniki znajdujące się po jednej stronie szkieletu do hermetycznego pojemnika buforowego za pomocą zaworu przyłączeniowego jeden do wielu, zainstalowanego fabrycznie w probówce wirówkowej o pojemności 50 ml (krok 2.8)
- Podłączyć medyczny worek infuzyjny wstępnie napełniony wodą (18,3 MΩ) do pojemnika buforowego przez zawór trójdrogowy.
- Użyj silikonowych nasadek, aby zamknąć 33 próbniki po stronie pobierania próbek. Dokładnie sprawdź drożność i szczelność każdego próbnika do mikrodializy, obracając zawór trójdrogowy, umożliwiając przepływ wody z worka infuzyjnego do próbnika. Po wykonaniu wszystkich czynności kontrolnych zamknij i wyłącz wszystkie próbniki oraz zawór na zbiorniku buforowym.
3. Inkubacja gleby
- Przed inkubacją zalanej gleby należy odgazować wodę w medycznym worku infuzyjnym w celu usunięcia tlenu. Pęcherzyk azotu gazowego przez noc na ścieżce linii gazowego azotu o wysokiej czystości do worka infuzyjnego (Rysunek 1-C8).
- Za pomocą zaworu trójdrogowego zamknij połączenie między profilerem a odgazowanym workiem.
- Ostrożnie dodać 450 g przesianej, wysuszonej na powietrzu gleby (wielkość cząstek < 2 mm) do pojemnika z PVC, tak aby pięć próbników do mikrodializy pozostało nad powierzchnią gleby.
- Za pomocą chusteczki przykryj powierzchnię gleby, a następnie wlej ultraczystą wodę (18,3 MΩ) na glebę, aby ją zalać. Usuń tkankę, gdy gleba jest całkowicie zalana na wysokości 5 cm nad powierzchnią gleby.
- Oczyść system wstępnie załadowanym roztworem natychmiast po zainicjowaniu inkubacji gleby. Włączyć połączenie między workiem beztlenowym a próbnikiem do dializy, aby przepłukać system pobierania próbek. Do przedmuchiwania każdego próbnika wodą należy zwiększyć 10-krotność całkowitej objętości próbnika.
- Po zakończeniu oczyszczania jednego próbnika należy go przykryć czystą silikonową nasadką.
- Powtarzać krok 3.6 aż do oczyszczenia wszystkich próbników. W tym czasie ustanawiany jest jeden system inkubacji i pobierania próbek z zalanej gleby.
- Dostosuj worek anaerobowy do wysokości powierzchni wody.
- Upewnij się, że wszystkie rurki są pełne wody. Jeśli nie, zdejmij nakrętkę i opuść górną część rurki, umożliwiając wypływ wody z worka beztlenowego.
- Zamknij wszystkie korki i zawory.
- Wyłączyć połączenie między workiem beztlenowym a próbnikiem do dializy podczas inkubacji na 7 dni.
4. Pobieranie próbek profilera mikrodializy
- Przed pobraniem próbek należy dostosować poziom wody w pojemniku na glebę, blatach do pobierania próbek i worku beztlenowym do podobnej wysokości, aby uniknąć znacznych różnic w potencjale wodnym. Zawsze utrzymuj tę praktykę przez cały okres inkubacji gleby.
- Włączyć połączenie między workiem beztlenowym a pojemnikiem buforowym.
- Zdejmij nasadkę pierwszego próbnika od góry do dołu.
- Za pomocą pipety dokładnie odessać 133 μl z próbnika do fiolki (0,6 ml), która jest wstępnie załadowana 133 μl 2% HNO3 w celu konserwacji.
- Podczas procesu pobierania próbek należy obserwować powolny, ale równomierny przepływ kropelek wody w kierunku próbnika do mikrodializy w komorze obserwacyjnej (Rysunek 1A-9) worka beztlenowego.
- Zamknij górną część rurki silikonową nasadką. Przejść do następnej probówki do pobierania próbek.
UWAGA: Do analizy pierwiastków wrażliwych na redoks, takich jak żelazo Fe, należy zastosować inną metodę konserwacji, taką jak odgazowany (10 mM) roztwór EDTA, a pobieranie próbek należy przeprowadzić w warunkach przedmuchiwania azotem. - Powtarzać krok 4.6 aż do pobrania wszystkich 33 próbek. Wyłączyć połączenie między workiem beztlenowym a pojemnikiem buforowym.
UWAGA: Pobieranie próbek można zazwyczaj zakończyć w ciągu 15 minut. Przy obecnej konstrukcji pobieranie próbek odbywa się codziennie, aby uniknąć zanieczyszczenia krzyżowego między probówkami. Chociaż dyfuzja substancji rozpuszczonej wzdłuż rurki jest powolna, dyfundowałaby do pojemnika buforowego i zanieczyszczała inne probówki. - Bezpośrednio po pobraniu próbek w dniu 6 należy uzupełnić zalaną wodę, która spowoduje zakłócenie powierzchni gleby.
- Obliczyć odzysk objętości próbki, ważąc fiolkę z próbką przed i po przeniesieniu próbki wody porowej.
- Użyj spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICP-MS) do pomiaru całkowitych stężeń rozpuszczonych pierwiastków w wodzie porowej.
UWAGA: Do ilościowego określenia stężenia użyto zewnętrznej krzywej wzorca, natomiast do monitorowania stabilności operacyjnej ICP-MS użyto wewnętrznej wzorca Rh.
Wyniki
Zgodnie z tym protokołem skonfigurowano system profilowania mikrodializacyjnego, zgodnie z opisem przedstawionym na Rysunku 1. Inkubację gleby przeprowadzono w warunkach zalewowych (24 °C, bez osłony przed światłem). Próbki z 6. i 7. dnia były mierzone wybiórczo, aby wskazać potencjalne zaburzenia na powierzchni gleby wynikające z praktyki uzupełniania wody zalewowej.
Podczas każdego pobierania próbek w komorze obserwacyjnej odnotowano stałą liczbę kropli wody płynących w kierunku próbownika do mikrodializy, co wskazywało na ciągłe uzupełnianie przeniesionego roztworu próbki przez roztwór w worku beztlenowym. Jak pokazano na Rysunku 2, procent odzysku objętości próbki wynosił średnio 101,4% ± 0,9% i mieścił się w zakresie od 100,2% do 103,6%. Nieco wyższy odzysk objętości próbki może wskazywać na różnicę poziomów wody między workiem beztlenowym a górną częścią rurki pobierającej.
Wykorzystując próbki pobrane z granicy gleba-woda w dniu 6. i 7., określono całkowite stężenia rozpuszczonych form żelaza (Fe), manganu (Mn), arsenu (As), kadmu (Cd), miedzi (Cu), ołowiu (Pb), niklu (Ni) i cynku (Zn) w wodzie porowej (Rysunek 3). Profile zależności stężenia od głębokości znacznie różniły się w zależności od rodzaju pierwiastka oraz przed i po uzupełnieniu wody w warunkach zalewowych. Choć w tym przypadku nie wykonano powtórzeń, ponieważ w badaniu zastosowano model eksperymentalny oparty na gradiencie, nasze poprzednie badania wykazały dobrą powtarzalność zmian w sygnałach chemicznych zależnych od głębokości18.
W 6. dniu stężenia rozpuszczonych Mn, Fe i As wzrastały wraz z głębokością gleby, natomiast stężenia Cu i Pb malały wraz ze wzrostem głębokości gleby. Wyniki te są zgodne z ogólnymi zasadami i obserwacjami dotyczącymi granic między glebą a wodą; w szczególności bardziej redukcyjne środowisko w głębszych warstwach gleby powodowałoby zwiększone redukcyjne uwalnianie Mn15, Fe i As, jednocześnie hamując uwalnianie metali kationowych ze względu na tworzenie się mniej rozpuszczalnych minerałów. Jednak w przypadku Cd, Ni i Zn profile stężenia w zależności od głębokości wskazały inny wzorzec, ponieważ stężenia rozpuszczone wykazywały tendencję wzrostową od głębokości około −20 mm w kierunku głębszych warstw.
W porównaniu do profilów stężeń w zależności od głębokości dla Fe (4,95 mg·L−1) i As (3,3 µg·L−1) na głębokości −12 mm w 6. dniu, stężenia Fe (1,46 mg·L−1) i As (0,8 µg·L−1) były znacznie niższe w 7. dniu; jednak stężenia Fe i As były znacznie wyższe (nachylenie zależne od głębokości, p < 0,001) na głębokościach od −18 mm do −50 mm. Dla większości oznaczonych pierwiastków, z wyjątkiem Mn, stężenia rozpuszczone w wodzie powierzchniowej, a nawet w powierzchniowej glebie na głębokości −15 mm, były w różnym stopniu znacznie niższe po tlenowym uzupełnieniu wody. Zauważono szczyt stężenia Pb na głębokości około −10 mm w 7. dniu, co stanowi wzorzec przeciwstawny do tego zaobserwowanego w 6. dniu. Te niespójne wyniki są prawdopodobnie spowodowane zakłóceniem wynikającym z uzupełniania wody oraz czasową ewolucją biogeochemii na granicy gleba-woda. W obu przypadkach profilometr mikrodializacyjny wykazał duży potencjał w monitorowaniu czasowo-przestrzennych zmian w profilach chemicznych na granicy gleba-woda.
Rycina 1: Układ profilera mikrodializacyjnego do monitorowania dynamiki chemicznej na granicach faz woda-gleba do głębokości gleby 50 mm. (A) W przypadku profilera użytkowanego na głębokości 50 mm, patrz również Rycina uzupełniająca S1. Główne komponenty obejmują (B1,C1) 33 próbnik mikrodializacyjne (B2,C2) zamontowane na wydrukowanym w 3D szkielecie, który z kolei jest zamontowany na (B3) pojemniku inkubacyjnym (probówce do próbek o pojemności 50 mL), (B4,B7,C4) pojemniku buforowym typu jeden-do-wielu, (B9-B12) medycznym workiem infuzyjnym służącym jako źródło odgazowanej wody oraz (C5) pipetę do poboru próbek offline. (B5) Miejsca poboru wszystkich 33 próbek są wyrównane do tej samej wysokości za pomocą (B6) plastikowego paska. Odtlenioną wodę przygotowuje się poprzez (C8) napowietrzanie azotem w kierunku przeciwnym do dopływu wody. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 2: Odzysk objętości próbkowania z użyciem H2O jako perfuzatu. Słupki błędów oznaczają odchylenie standardowe dwóch niezależnych pobrań próbek profilerem. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 3: Profile zależności koncentracji od głębokości. (A) mangan, (B) żelazo, (C) arsen, (D) kadm, (E) miedź, (F) ołów, (G) nikiel oraz (H) cynk zmierzone w dniu 6 i dniu 7. Ujemne wartości na osi Y wskazują głębokość poniżej granicy woda-gleba. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.
Rysunek 4: Przypadek awarii w postaci wycieku, prowadzący do wytrącania się żelaza wewnątrz próbników. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Plik uzupełniający 1: Plik projektowy wspomaganego komputerowo projektowania do wydruku wstępnie zaprojektowanego szkieletu. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.
Rysunek uzupełniający S1: Profiler w użyciu. (A) Na zalanej glebie. (B-E) Zdjęcia z widoku z góry i z boku oraz szczegóły połączeń są przedstawione osobno. (E) Zawory trójdrożne są używane do połączenia pojemnika z buforem i medycznej torby infuzyjnej. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.
Dyskusja
Opierając się na wcześniejszych eksperymentach i praktykach2, niektóre kwestie wymagają szczególnej uwagi podczas montażu profilera do mikrodializy i pobierania próbek wody porowej. Po pierwsze, rurkę nanomembranową i rurkę łączącą należy ostrożnie połączyć, aby uniknąć zatorów lub wycieków na połączeniu. Ponieważ gleba jest inkubowana w warunkach zalania, wprowadzenie tlenu spowoduje szybkie utlenianie i wytrącenie żelaza żelaznego w rurkach dializacyjnych (ryc. 4). Z tego powodu przed montażem profilera do mikrodializy każda rurka do mikrodializy musi zostać sprawdzona pod kątem integralności (brak uszkodzeń), szczelności połączeń i drożności przewodów. Podobnie, połączenie ramy nośnej z boczną ścianą pojemnika inkubacyjnego należy wykonać ostrożnie, aby uniknąć wycieku. Przed formalnymi eksperymentami zawsze priorytetem jest sprawdzenie szczelności w różnych miejscach połączeń. Po drugie, perfuzat w worku beztlenowym musi być odpowiednio odtleniony. W przeciwnym razie żelazo w wodzie porowej będzie reagować z tlenem zawartym w perfuzacie, tworząc nierozpuszczalne osady (rysunek 4). Spowoduje to poważne zmiany w specjacji i stężeniu substancji rozpuszczonej oraz procesach dyfuzji w kierunku rurek nanomembranowych. Po trzecie, niska częstotliwość pobierania próbek (dni i tygodnie) spowoduje, że substancja rozpuszczona będzie dyfundować do obszaru buforowego. Może to spowodować zanieczyszczenie całej próbki profilu. Aby rozwiązać ten problem, można rozważyć trzy możliwe rozwiązania: 1) pobieranie próbek z dużą częstotliwością, na przykład raz dziennie (może to jednak prowadzić do wyczerpania substancji rozpuszczonej w pobliżu próbnika do dializy, gdy wykonuje się wiele próbek); (2) wydłużenie długości rury łączącej w obszarze wtrysku zgodnie z wymaganiami; (3) przeprojektowanie rurociągu pobierania próbek w celu uzyskania pojedynczej kontroli nad pojedynczym rurociągiem. Są to również kierunki doskonalenia urządzenia w przyszłości. Po czwarte, podczas procesu pobierania próbek należy upewnić się, że poziom powierzchni wody w worku beztlenowym, zalanej glebie i rurze do pobierania próbek znajduje się w przybliżeniu na tej samej wysokości, aby zrównoważyć ciśnienie wody. W przeciwnym razie różnica potencjału wody wewnątrz i na zewnątrz rurki membranowej spowoduje zmniejszenie lub zwiększenie dyfuzji substancji rozpuszczonej.
Ograniczenia
Po pierwsze, ponieważ profilometr do mikrodializy nie jest dostępny na rynku, metoda ta pozostaje czasochłonna pod względem przygotowania urządzenia. Przygotowanie pojedynczej rurki do dializy zajęło kilka dni, łącznie z wydrukowaniem szkieletu podparcia, montażem urządzenia i czyszczeniem. Ale kolejne funkcje wielokrotnego użytku całkowicie wypełniają tę lukę. Po drugie, istnieją pewne ograniczenia w stosowaniu urządzenia do scenariuszy z glebą niezalaną, które mogą być używane dopodglądania 18. Ze względu na znaczną różnicę potencjału wodnego między wnętrzem a zewnętrzem rurki membranowej w suchej glebie, wstępnie załadowany roztwór doświadcza strat dyfuzyjnych; Rzeczywiście, we wstępnym teście zaobserwowano różne odzyski objętości próbek w zakresie 10%-36% (szczegółowe dane nie pokazano), co stwarza niepewność co do wyników.
Porównanie metody z istniejącymi lub alternatywnymi metodami
Metoda częściowo rozwiązuje problem polegający na tym, że istniejące próbniki pasywne nie mogą pobierać próbek wielokrotnie, i minimalizuje nakład pracy związany z przygotowaniem próbki, zwłaszcza w przypadku beztlenowego pobierania próbek wody poroweji jej konserwacji2. Natychmiastowe zmiany stężenia i specjacji dializowanych substancji rozpuszczonych mogą z wyczuciem odzwierciedlać reakcję granicy faz tlenowo-beztlenowych na wszelkie zakłócenia środowiskowe. Teoretycznie próbkowanie z częstotliwością minut, godzin lub dni pozwala na uchwycenie szybko zmieniających się procesów na interfejsie. W przypadku pasywnych samplerów, które muszą być używane przez kilka dni, można pominąć niektóre gorące momenty i hotspoty 6,19.
Znaczenie i potencjalne zastosowania w naukach o środowisku
Podejście to może przyczynić się do postępu w badaniach biogeochemicznych na granicy faz tlenowo-beztlenowych, na przykład w celu znalezienia gorących momentów i gorących punktów procesów biogeochemicznych w określonych warunkach Eh-pH. Proces redoks jest podstawowym procesem czynności życiowych1. Zwłaszcza mikroorganizmy wymagają optymalnych warunków środowiska życia i są bardzo wrażliwe na zakłócenia środowiskowe1. Powoduje to bardzo dynamiczny rozwój zbiorowisk mikrobiologicznych i procesów biogeochemicznych w środowiskach niejednorodnych20. Bezpośrednie pobieranie próbek, bez uwzględnienia wysokiej niejednorodności, ma tendencję do uzyskiwania próbki mieszanej z różnych warunków środowiskowych. Powoduje to rozbieżności między zmierzonymi informacjami chemicznymi a kluczowymi mikroorganizmami20. W promieniu kilku centymetrów od powierzchniowej warstwy gleby lub osadów na typowym zalanym polu ryżowym występują strome gradienty redoks, a także różne gradienty fizyczne, chemiczne21 i biologiczne1. Technologia musi być w stanie wychwycić sygnały biogeochemiczne w skali milimetrowej; W przeciwnym razie dane, które nie zgadzają się z rzeczywistą skalą, mogą prowadzić do niejednoznacznych wniosków. Profiler mikrodializy jest w stanie monitorować sygnały biochemiczne w skali milimetrowej na granicy faz gleba-woda w ciągu kilku dni lub godzin przy minimalnych zakłóceniach. W niniejszej pracy zaobserwowano czasoprzestrzenną dynamikę różnych pierwiastków w okresie 48 godzin, prawdopodobnie związaną z zaburzeniem uzupełniania wody. W związku z tym szersze zastosowanie profilera mikrodializy może pomóc w zrozumieniu, w jaki sposób zakłócenia wpływają na kluczowe procesy biogeochemiczne w zmieniającym się świecie.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Podziękowania
Ta praca jest finansowana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (41977320, 41571305) oraz Fundusz Specjalny Programu Kluczowego XJTLU (KSF-A-20).
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Drukarka 3D | Snapmaker, Stany Zjednoczone | Snapmaker 2.0 | Modelu: A250 |
| 3M DP190 Scotch-Weld Szary | 3M Stany Zjednoczone | 489-483 | Szara |
| probówka wirówkowa | Titan, Chiny | SWLX-JZ050-ZX | 50 mL, Sterylizowany nóż ceramiczny bez DNASE/RNASE/proteazy/pirogenów |
| R felngli, Chiny | NA. | Ogólne | |
| KWAS WOLNY OD EDTA | Sigma-Aldrich | CAS 60-00-4 | Sigma-Aldrich#EDS-1KG |
| Etanol | Adamas | CAS 64-17-5 | Woda ≤ 50 ppm (wg K.F.), 99,5%, SafeDry, z sitami molekularnymi, Safeseal |
| Klej topliwy | Magiczny Smok, Chiny | N.A. | JTWJRRJB001 |
| Spektrometria mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie | PerkinElmer, Inc., Shelton, CT USA | N.A. | Modelu: NexION 350X |
| Medyczny worek infuzyjny | Hunan Kanglilai Sprzęt medyczny Co., Ltd | N.A. | 250 ml, sterylizowane |
| System wodny Milli-Q | Mingche, Inc., Chiny | N.A. | 18.3 MΩ, system oczyszczania wody, model: 24UV |
| Rurka nanomembranowa (polieterosulfon) | Motimo Membrane Technology Co., Ltd., Tianjin, Chiny | NA. | Polieterosulfon, średnica wewnętrzna 1 mm, wielkość porów < 20 nm, wstępnie poddane obróbce etanolem (99,5%) |
| Azot gazowy | Suzhou Gas, Chuina | N.A. | Wysoka czystość |
| Kwas azotowy (skoncentrowany) | Adamas | CAS 7697-37-2 | 69%, pojedynczy metal < 50 ppt, Butelka PFA |
| Nylon Fiber | Soumiety | 10052076600273 | do druku 3D |
| Pipeta | Pipeta Bond A3 | N.A. | 200 μ L |
| Końcówka do pipet | Titan | T2-H-T0200 | 200 μ L, 300 μ L Pudełko na końcówki niesterylne|200 μ L|Titan |
| Rurka z politetrafluoroetylenu | ROHS, Chiny | CJ-TTL | Średnica zewnętrzna 1 mm |
| Fiolka na próbkę | Titan, Chiny | EP0060-B-N | 0,6 mL, sterylizowana nasadka silikonowa bez DNASE/RNASE/proteazy/pirogenów |
| Fuchenxiangsu, Chiny | NA. | Średnica wewnętrzna 1 mm, długość 1 cm | |
| Dźwiękowiec | Elma | N.A. | Modelu:E120H |
| Kwadratowa rura wodna z PVC | Taobao.com | nie dotyczy | wysokość x szerokość, 12 cm x 15 cm |
| Zawór trójdrogowy do infuzji | OEM, Chiny | NA | Poziom medyczny; Korpus zaworu: materiał PC; rdzeń zaworu: materiał PE; nakrętka: materiał ABS |
Bibliografia
- Brune, A., Frenzel, P., Cypionka, H. Life at the oxic-anoxic interface: Microbial activities and adaptations. FEMS Microbiology Reviews. 24 (5), 691-710 (2000).
- Yuan, Z. -F., et al. Tracing the dynamic changes of element profiles by novel soil porewater samplers with ultralow disturbance to soil-water interface. Environmental Science & Technology. 53 (9), 5124-5132 (2019).
- Henkel, S., et al. Diagenetic barium cycling in Black Sea sediments - A case study for anoxic marine environments. Geochimica et Cosmochimica Acta. 88, 88-105 (2012).
- Zhong, H., et al. Novel insights into the Thaumarchaeota in the deepest oceans: Their metabolism and potential adaptation mechanisms. Microbiome. 8 (1), 78(2020).
- Lueder, U., et al. Influence of physical perturbation on Fe(II) supply in coastal marine sediments. Environmental Science & Technology. 54 (6), 3209-3218 (2020).
- Sharma, N., Wang, Z., Catalano, J. G., Giammar, D. E. Dynamic responses of trace metal bioaccessibility to fluctuating redox conditions in wetland soils and stream sediments. ACS Earth and Space Chemistry. 6 (5), 1331-1344 (2022).
- Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 24 (10), 845-868 (2005).
- VanOploo, P., White, I., Macdonald, B. C. T., Ford, P., Melville, M. D. The use of peepers to sample pore water in acid sulphate soils. European Journal of Soil Science. 59 (4), 762-770 (2008).
- Harper, M. P., Davison, W., Tych, W. Temporal, spatial, and resolution constraints for in situ sampling devices using diffusional equilibration: Dialysis and DET. Environmental Science & Technology. 31 (11), 3110-3119 (1997).
- Harper, M. P., Davison, W., Tych, W. Estimation of pore water concentrations from DGT profiles: a modelling approach. Aquatic Geochemistry. 5 (4), 337-355 (1999).
- Gao, S., DeLuca, T. H. Use of microdialysis to assess short-term soil soluble N dynamics with biochar additions. Soil Biology and Biochemistry. 136, 107512(2019).
- Buckley, S., Brackin, R., Jämtgård, S., Näsholm, T., Schmidt, S. Microdialysis in soil environments: Current practice and future perspectives. Soil Biology and Biochemistry. 143, 107743(2020).
- Miró, M., Jimoh, M., Frenzel, W. A novel dynamic approach for automatic microsampling and continuous monitoring of metal ion release from soils exploiting a dedicated flow-through microdialyser. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 382 (2), 396-404 (2005).
- Maddala, S., Savin, M. C., Stenken, J. A., Wood, L. S. Nitrogen dynamics: Quantifying and differentiating fluxes in a riparian wetland soil. ACS Earth and Space Chemistry. 5 (5), 1254-1264 (2021).
- Yuan, Z. -F., et al. Simultaneous measurement of aqueous redox-sensitive elements and their species across the soil-water interface. Journal of Environmental Sciences. 102, 1-10 (2021).
- Hamilton, E. M., Young, S. D., Bailey, E. H., Humphrey, O. S., Watts, M. J. Online microdialysis-high-performance liquid chromatography-inductively coupled plasma mass spectrometry (MD-HPLC-ICP-MS) as a novel tool for sampling hexavalent chromium in soil solution. Environmental Science & Technology. 55 (4), 2422-2429 (2021).
- Yuan, Z. -F., et al. Distinct and dynamic distributions of multiple elements and their species in the rice rhizosphere. Plant and Soil. 471 (1), 47-60 (2022).
- Teasdale, P. R., Batley, G. E., Apte, S. C., Webster, I. T. Pore water sampling with sediment peepers. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 14 (6), 250-256 (1995).
- Wey, H., Hunkeler, D., Bischoff, W. -A., Bünemann, E. K. Field-scale monitoring of nitrate leaching in agriculture: assessment of three methods. Environmental Monitoring and Assessment. 194 (1), (2021).
- Cai, Y. -J., et al. Microbial community structure is stratified at the millimeter-scale across the soil-water interface. ISME Communications. 2 (1), 53(2022).
- Jones, M. E., et al. Manganese-driven carbon oxidation at oxic-anoxic interfaces. Environmental Science & Technology. 52 (21), 12349-12357 (2018).
Przedruki i uprawnienia
