Mysi model chirurgiczny do tworzenia uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia lewego płuca (IR) przy jednoczesnym utrzymaniu wentylacji i unikaniu niedotlenienia.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Mysi model intubacji jamy ustnej i tchawicy i wentylowanej operacji reperfuzji niedokrwienia płuc
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienne (IR) często wynika z procesów, które obejmują przejściowy okres przerwanego przepływu krwi. W płucach izolowane podczerwień pozwala na eksperymentalne badanie tego specyficznego procesu z ciągłą wentylacją pęcherzyków płucnych, unikając w ten sposób narastających szkodliwych procesów niedotlenienia i niedodmy. W kontekście klinicznym uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienne płuc (znane również jako IRI płuc lub LIRI) jest spowodowane wieloma procesami, w tym między innymi zatorowością płucną, resuscytowanym urazem krwotocznym i przeszczepem płuc. Obecnie istnieją ograniczone możliwości skutecznego leczenia LIRI. W niniejszej pracy przedstawiono odwracalny model chirurgiczny IR płuc obejmujący pierwszą intubację ustno-tchawiczą, a następnie jednostronne niedokrwienie lewego płuca i reperfuzję z zachowaną wentylacją pęcherzyków płucnych lub wymianą gazową. Myszy przechodzą torakotomię lewą, przez którą lewa tętnica płucna jest odsłaniana, wizualizowana, izolowana i ściskana za pomocą odwracalnego węzła ślizgowego. Nacięcie chirurgiczne jest następnie zamykane w okresie niedokrwiennym, a zwierzę jest budzone i ekstubowane. Gdy mysz spontanicznie oddycha, reperfuzja jest ustalana przez uwolnienie węzła wokół tętnicy płucnej. Ten klinicznie istotny model przeżycia pozwala na ocenę uszkodzenia płuc w podczerwieni, fazy ustąpienia, dalszego wpływu na czynność płuc, a także modeli dwóch uderzeń obejmujących eksperymentalne zapalenie płuc. Chociaż jest to technicznie trudne, model ten można opanować w ciągu kilku tygodni lub miesięcy, a ostateczny wskaźnik przeżycia lub sukcesu wynosi 80%-90%.
Wprowadzenie
Uszkodzenie reperfuzji niedokrwiennej (IR) może wystąpić, gdy przepływ krwi zostanie przywrócony do narządu lub tkanki po pewnym okresie przerwy. W płucach IR może wystąpić w izolacji lub w połączeniu z innymi szkodliwymi procesami, takimi jak infekcja, niedotlenienie, niedodma, wolutrauma (z powodu dużych objętości oddechowych podczas wentylacji mechanicznej), barotrauma (wysokie szczytowe lub utrzymujące się ciśnienie podczas wentylacji mechanicznej) lub (niepenetrujące) uszkodzenie stłuczenia płuc1,2,3. Pozostaje kilka luk w naszej wiedzy na temat mechanizmów LIRI i wpływu procesów współbieżnych (np. infekcji) na wyniki LIRI, a także możliwości leczenia LIRI są ograniczone. Model in vivo czystego LIRI jest niezbędny do zidentyfikowania patofizjologii uszkodzenia płuc w podczerwieni w izolacji i zbadania jego udziału w każdym procesie wielokrotnego trafienia, którego elementem jest uszkodzenie płuc.
Modele IR płuc myszy mogą być używane do badania specyficznej dla płuc patofizjologii wielu procesów, w tym transplantacji płuc3, zatorowości płucnej4, oraz uszkodzenia płuc po urazie krwotocznym z resuscytacją5. Obecnie używane modele to surgical lung transplantation6, hilar clamping7, ex vivo lung perfusion8, oraz ventilated lung IR9. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy protokół dla mysiego wentylowanego modelu płuc w podczerwieni sterylnego uszkodzenia płuc. Istnieje wiele korzyści płynących z tego podejścia (Rysunek 2), w tym to, że wywołuje minimalne niedotlenienie i minimalną niedodmę, a także jest to model chirurgii przetrwania, który pozwala na długoterminowe badania.
Powody, dla których warto wybrać ten model LIRI zamiast innych modeli, takich jak modele zacisku wnękowego i perfuzji ex vivo, są następujące: ten model minimalizuje stan zapalny niedodmy, wentylacji mechanicznej i niedotlenienia; zachowuje cykliczną wentylację; utrzymuje nienaruszony układ odpornościowy układu odpornościowego in vivo, który może reagować na uraz IR; i w końcu, Jako procedura przetrwania pozwala na długoterminową analizę mechanizmów wtórnego generowania urazów (modele 2-trafieniowe) i rozwiązywania urazów. Ogólnie rzecz biorąc, uważamy, że ten wentylowany model IR płuc zapewnia "najczystszą" formę uszkodzenia IR, którą można badać eksperymentalnie.
Inne publikacje opisywały użycie intubacji ustno-tchawiczej myszy do wykonywania iniekcji informatycznych lub instalacji10,11, ale nie jako punkt wyjścia do operacji przetrwania, jak to jest w tym modelu. Umieszczenie rurki ustno-tchawiczej pozwala na wykonanie operacji płuc, umożliwiając zapadnięcie się operowanego płuca. Pozwala również na ponowne napompowanie płuc pod koniec zabiegu, co ma kluczowe znaczenie dla odmy opłucnowej i zdolności myszy do powrotu do spontanicznej wentylacji po zakończeniu zabiegów. Wreszcie, usunięcie zabezpieczonej rurki ustno-tchawiczej jest prostą procedurą, która w przeciwieństwie do inwazyjnej tracheotomii jest kompatybilna z operacją przeżycia. Pozwala to na prowadzenie długoterminowych badań naukowych skoncentrowanych na zrozumieniu progresji i ustąpienia LIRI i powiązanych zaburzeń, a także na tworzeniu modeli przewlekłych urazów.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury i kroki opisane poniżej zostały zatwierdzone przez instytucjonalny komitet ds. opieki nad zwierzętami (IACUC) na Uniwersytecie Kalifornijskim w San Francisco. Można użyć dowolnego szczepu myszy, chociaż niektóre szczepy mają silniejszą reakcję zapalną płuc w podczerwieni w porównaniu z innymi12. Myszy w wieku około 12-15 tygodni (30-40 g) lub starsze tolerują i przeżywają operację płuc w podczerwieni lepiej niż młodsze myszy. Do tych operacji można wykorzystać zarówno samce, jak i samice myszy.
1. Protokół intubacji myszy
- Znieczulenie i przygotowanie do intubacji
- Wytrzyj brzuch myszy wacikiem na bazie etanolu. Znieczulić mysz wstrzyknięciem dootrzewnowym tribromoetanolu (250-400 mg/kg). Oceń odpowiednią głębokość znieczulenia na podstawie braku odruchu wycofania pedału. Umieść maść nawilżającą do oczu teraz lub później (krok 2.1.4).
UWAGA: W przypadku tej procedury tribromoetanol (i etomidat jako alternatywna opcja) zapewnia stabilną płaszczyznę znieczulenia bez wpływu na warunki hemodynamiczne wymagane do tej operacji. Ten środek znieczulający stosuje się tylko raz, aby uniknąć ryzyka zrostów otrzewnej. Można również zastosować izofluran, ale nie używamy go tutaj. Lekarz może użyć dowolnej receptury znieczulającej, którą uzna za stosowną. - Umieść znieczuloną mysz na stojaku do intubacji lub plastikowym wsporniku w pozycji leżącej, zawieszoną za górne siekacze na zapętlonych szwach 4-0 (jedwabnych lub innych) na dwóch kotwicach podtrzymujących.
- Aby utrzymać mysz unieruchomioną podczas procedury intubacji, luźno przyklej dolną część klatki piersiowej (lub obie kończyny górne) do platformy.
- Delikatnie umieść elastyczne światło światłowodowe na tchawicy myszy, nieco poniżej strun głosowych. Dostosuj poziom oświetlenia tak, aby podczas patrzenia w jamę ustną i gardło myszy widoczne było tylko ciemne pole, z wyjątkiem czerwonego światła emanującego spod strun głosowych, demonstrującego cel ostatecznego umieszczenia rurki dotchawiczej. Należy pamiętać, że ruchy strun głosowych powinny być widoczne gołym okiem lub, jeśli to konieczne, w powiększeniu.
- Wytrzyj brzuch myszy wacikiem na bazie etanolu. Znieczulić mysz wstrzyknięciem dootrzewnowym tribromoetanolu (250-400 mg/kg). Oceń odpowiednią głębokość znieczulenia na podstawie braku odruchu wycofania pedału. Umieść maść nawilżającą do oczu teraz lub później (krok 2.1.4).
- Procedura intubacji
- Trzymaj pęsetę dominującą ręką i delikatnie chwyć i wyciągnij język z jamy ustnej.
- Otwórz dolną szczękę za pomocą kleszczy trzymanych ręką niedominującą, a następnie wepchnij kleszcze do krtani, aby delikatnie unieść nagłośnię. W tym momencie uwolnij język z pęsety.
- Poszukaj strun głosowych. Powinny się otwierać i zamykać w zależności od każdego oddechu. Trzymając kaniulę z wstępnie załadowanym drutem prowadzącym, włóż końcówkę drutu przez struny głosowe.
- Bardzo ostrożnie, aby nie przesunąć drutu, trzymając jego część, która znajduje się na zewnątrz kaniuli, ale tuż nad strunami głosowymi, wycofaj kaniulę, pozostawiając tylko drut na miejscu z dystalnym końcem w tchawicy.
- W tym momencie wykonaj drugą wizualizację strun głosowych, aby potwierdzić, że dystalna końcówka drutu pozostaje przechodząca przez oświetlone struny głosowe do tchawicy i nie znajduje się w nieoświetlonym przełyku.
- Trzymaj drut na zewnątrz ust z zakrzywionymi kleszczami w lewej ręce, ustabilizowanymi na twardej powierzchni, i ostrożnie przesuń cewnik 20G ze skrzydełkami taśmy nad drutem.
- Gdy dystalny koniec drutu wyłoni się z tylnego końca cewnika 20G lub rurki dotchawiczej, przytrzymaj ten koniec zakrzywionymi kleszczami i płynnie wsuń cewnik 20G do tchawicy.
- Ostrożnie usuń drut z dystalnego końca cewnika 20G za pomocą zakrzywionych kleszczy, nie przesuwając umieszczenia cewnika.
- Na krótko podłącz cewnik do respiratora przed jego zabezpieczeniem, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie w tchawicy, a nie w przełyku. Potwierdź umieszczenie tchawicy, obserwując zależne od wentylacji mechanicznej obustronne ruchy ściany klatki piersiowej i brak napompowania żołądka.
- Po intubacji
- Odłączyć cewnik od respiratora. Przymocuj skrzydełka taśmy (przymocowane do cewnika) przez dolną wargę myszy za pomocą szwu vicryl 4-0, aby mocno przymocować rurkę dotchawiczą (ETT) do myszy podczas wszystkich kolejnych zabiegów/manipulacji.
UWAGA: Alternatywnie do zabezpieczenia ETT można użyć taśmy jedwabnej lub innej taśmy, jednak należy zachować ostrożność, aby uniknąć przemieszczenia ETT podczas przemieszczania się zwierzęcia z sań intubacyjnych na powierzchnię operacyjną. - Ostrożnie wyjmij mysz z sanek do intubacji. Na krótko podłącz cewnik do respiratora ustawionego na objętość oddechową 0,2-0,225 ml i częstość oddechów 120-150 oddechów na minutę, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie rurki dotchawiczej, a następnie odłącz się od myszy oddychającej spontanicznie przez rurkę ustno-tchawiczą.
- Od tego momentu nie należy pozostawiać zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska ono wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka pod koniec zabiegu.
- Odłączyć cewnik od respiratora. Przymocuj skrzydełka taśmy (przymocowane do cewnika) przez dolną wargę myszy za pomocą szwu vicryl 4-0, aby mocno przymocować rurkę dotchawiczą (ETT) do myszy podczas wszystkich kolejnych zabiegów/manipulacji.
2. Protokół chirurgii niedokrwienia płuc i reperfuzji (IR)
- Analgezja i przygotowanie pola operacyjnego
- Przetrzyj brzuch myszy wacikiem na etanol i wstrzyknij buprenorfinę (0,05-0,1 mg/kg) dootrzewnowo.
- Ogolić włosy nad lewą częścią klatki piersiowej aż do lewej łopatki. Usuń nadmiar ogolonych włosów za pomocą wacików nasączonych alkoholem.
UWAGA: Kroki 2.1.1 i 2.1.2 można również wykonać przed intubacją, jeśli istnieje obawa o przemieszczenie ETT po zabezpieczeniu jedwabną taśmą. - Umieść mysz na podkładce rozgrzewającej w pozycji bocznej lewej lub obróconej o 3/4 i podłącz rurkę dotchawiczą do respiratora o objętości oddechowej 0,2-0,225 ml (~8 mg/kg) i częstości oddechów 120-150 oddechów na minutę. Nie należy używać dodatkowego tlenu do tej procedury.
- Nałóż smar do oczu za pomocą sterylnego wacika z bawełnianą końcówką. Obróć mysz w 3/4 lewą stroną do góry i unieruchamij wszystkie cztery kończyny i ogon taśmą laboratoryjną.
- Zdezynfekuj ogoloną skórę i otaczającą sierść jodowidonem i poczekaj, aż roztwór wyschnie. Następnie przykryj pole operacyjne sterylną zasłoną lub przezroczystą folią z tworzywa sztucznego i utwórz prostokątny otwór w zasłonie lub folii z tworzywa sztucznego na pole operacyjne.
- Zabiegu chirurgicznego
- Potwierdź odpowiedni poziom znieczulenia (zapewniany przez podanie tribromoetanolu i buprenorfiny, jak opisano wcześniej), testując odpowiedź na uszczypnięcie palca.
- Używając pary ostrych nożyczek i pary większych kleszczy (kleszczyków o wąskim wzorze lub podobnych), wykonaj 2 cm poprzeczne nacięcie skóry poniżej dolnego kąta łopatki w lewej bocznej części klatki piersiowej. Użyj nożyczek i drobniejszej pary kleszczy (bardzo cienkie kleszcze Graefe lub podobne), aby przeciąć warstwę mięśniową i wyciąć aż do żeber.
- Zidentyfikuj drugą przestrzeń międzyżebrową i przytrzymaj drugie żebro za pomocą bardzo cienkich kleszczy. Ciągnąc żebro do góry, użyj sterylnego ostrza skalpela #11 lub #12 (zakrzywionego) (bez uchwytu), aby wejść do przestrzeni opłucnej, oddzielając i przecinając mięśnie międzyżebrowe 2-3przestrzeni. Rozważ wstrzymanie wentylacji, aby zmniejszyć obrażenia wierzchołka lewego płuca.
- Włóż trzy wysterylizowane zwijacze. Użyj najmniejszego/najwęższego cefaladu zwijacza wzdłuż orientacji żeber, średniego zwijacza po lewej stronie wzdłuż 2. żebra, a największego zwijacza po prawej stronie wzdłuż powierzchni 3. żebra .
- Otwórz klatkę piersiową z powolnym i progresywnym chowaniem za pomocą elastycznych linków zwijających. Odsłoń i zidentyfikuj lewą tętnicę płucną (PA), odsuwając wierzchołek lewego płuca za pomocą sterylnego wacika z bawełnianą końcówką.
- Użyj mikrokleszczyków, ultracienkich kleszczyków w prawej ręce i kleszczyków PA lub rozszerzających naczynia w lewej ręce, aby delikatnie odsłonić i stworzyć pole, w którym widoczne są zarówno lewe PA, jak i oskrzela.
- Używając kleszczyków PA, podnieś lewy PA i delikatnie, ale stanowczo pociągnij w górę i głow, aby uwidocznić przezroczyste oskrzela poniżej. Zwiększ powiększenie mikroskopu preparacyjnego (więcej szczegółów na liście wyposażenia) w tym momencie do maksimum (2x).
UWAGA: Wysterylizuj cały sprzęt przed użyciem. Dodatkowo, aby zachować sterylność, tylko końcówki narzędzi chirurgicznych powinny wchodzić w sterylne pole operacyjne. - Chowając PA z dala od oskrzeli, ostrożnie przełóż zamknięte ultracienkie kleszcze przez przestrzeń między lewym PA a oskrzelami. Następnie użyj tych kleszczy, aby przytrzymać i pociągnąć 7-0 lub 8-0 Szew prolenowy przez przestrzeń między lewą tętnicą płucną (powyżej) a oskrzelami (poniżej).
- Ocal lewy PA, zawiązując węzeł slipkautowy, aby stworzyć okluzję w PA. Przerwanie przepływu krwi można łatwo zobrazować pod mikroskopem. Oznacza to rozpoczęcie okresu niedokrwiennego.
- Uzewnętrznij wolny koniec węzła przez inny punkt wejścia w przedniej lewej klatce piersiowej za pomocą igły 24G-28G i zabezpiecz koniec szwu małym kawałkiem taśmy, aby ułatwić późniejszą identyfikację.
- Ponownie napompuj płuco, aby usunąć jak najwięcej powietrza z jamy klatki piersiowej za pomocą zaworu/rurki PEEP na respiratorze gryzoni. Następnie zamknij klatkę piersiową dwoma przerwanymi szwami nylonowymi 4-0.
- Zamknij warstwę mięśniową i podskórną za pomocą biegnącego nylonowego szwu 4-0. Następnie nałóż dwie lub trzy krople miejscowej bupiwakainy (0,5%) na nacięcie. Użyj nylonowego szwu 4-0, aby zamknąć warstwę skóry za pomocą szwu biegowego.
- Opieka pooperacyjna
- Po wznowieniu spontanicznej wentylacji odłącz rurkę dotchawiczą od respiratora i ekstubuj mysz.
- Umieść mysz na podkładce rozgrzewającej, aby utrzymać temperaturę ciała podczas wczesnej rekonwalescencji po znieczuleniu.
- Uważnie monitoruj mysz podczas rekonwalescencji po znieczuleniu ogólnym. Delikatnie pociągnij zewnętrzny węzeł ślizgowy pod koniec okresu niedokrwienia (30 min lub 1 godzina).
- Przenieś mysz z podkładki grzewczej do klatki, gdy zacznie wykazywać oznaki regeneracji: samoprostowanie i/lub ruch.
- Po okresie reperfuzji (1 h lub 3 h) należy poddać zwierzę eutanazji i pobrać krew przez nakłucie serca oraz tkankę płucną do dalszej analizy. W przypadku 1-godzinnej reperfuzji należy pobrać osocze do testu ELISA, tkankę do analizy RNA i białka; Przez 3 godziny reperfuzji dodatkowo pobrać tkankę do histologii.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Stan zapalny wywołany jednostronnym niedokrwieniem i reperfuzją (IR) sterylnego, wentylowanego płuca: Po 1 h niedokrwienia zaobserwowaliśmy zwiększone poziomy cytokin w surowicy oraz w tkance płucnej, co potwierdzono za pomocą testów ELISA oraz qRT-PCR; poziomy te osiągnęły szczyt w 1 h po reperfuzji i szybko powróciły do wartości bazowych w ciągu 12–24 h po reperfuzji13. W próbkach pobranych 3 h po reperfuzji zaobserwowaliśmy intensywną infiltrację neutrofili w tkance lewego płuca i odnotowaliśmy...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Manuskrypt ten szczegółowo opisuje etapy związane z wykonaniem wentylowanego modelu IR płuc opracowanego przez Dodda-o i wsp.9. Model ten pomógł zidentyfikować szlaki molekularne zaangażowane w powstawanie i ustępowanie stanu zapalnego na podstawie IR płuc w izolacji 14,15,16,17, IR płuc w połączeniu ze współistniejącą infekcją 18 oraz IR płuc w o...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.
Podziękowania
Ta praca została sfinansowana przez wsparcie Departamentu Anestezjologii i Opieki Okołooperacyjnej Uniwersytetu Kalifornijskiego w San Francisco i Szpitala Ogólnego w San Francisco, a także przez nagrodę NIH R01 (dla AP): 1R01HL146753.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Equipment | |||
| Światłowód | Cole-Parmer | UX-41720-65 | Światłowód |
| Światłowodowe źródło światła | AmScope | SKU: CL-HL250-B | Źródło światła do lamp światłowodowych |
| Germinator 500 | Cell Point Scientific, Inc. | No.5-1450 | do sterylizatora koralików |
| AIMS | 14-370-223 | Alternatywna opcja | |
| Zestawy do pielęgnacji litowo-jonowej (maszynka do strzyżenia włosów) | WAHL produkty domowe | SKU 09854-600B | Do usuwania włosów myszy w miejscu operacyjnym |
| Mikroskop | Nikon | SMZ-10 | Inne nowsze opcje dostępne na stronie internetowej |
| firmy Wentylator MiniVent | aparatu Havard | 845 | Wentylator myszy |
| Myjka ultradźwiękowa | Cole-Parmer | UX-08895-05 | Czyste narzędzia, które były używane podczas pracy |
| Podkładka rozgrzewająca | Kent Scientific | RT-0501 | Aby utrzymać mysz w cieple podczas rekonwalescencji po operacji |
| Waga | Cole-Parmer | UX-11003-41 | Waga |
| Narzędzia chirurgiczne | |||
| 4-0 Jedwabny szew | Ethicon | 683G | Do zamykania warstwy mięśniowej |
| 7-0 Szew prolenowy | Ethicon Industry | EP8734H | Służy do wykonania węzła ślizgowego lewej tętnicy płucnej |
| Bard-Parker (11) Skalpel (ostrze chirurgiczne ze stali węglowej Rib-Back, sterylne, jednorazowego użytku) | Aspen Surgical | 372611 | Do wprowadzania do jamy klatki piersiowej (opcja 1) |
| Bard-Parker (12) Skalpel | Aspen Chirurgiczny | 372612 | Do wchodzenia do klatki piersiowej (opcja 2) |
| Bardzo cienkie kleszcze Graefe | FST | 11150-10 | Kleszcze do trzymania mięśni/żeber |
| Magnetyczny system wciągania stabilizatora | FST | 1. Płyta podstawy (nr 18200-03) 2. Stabilizatory (nr 18200-01) 3. Zwijacze (nr od 18200-05 do 18200-12) 4. Elastomer (nr 18200-07) 5. Retraktor (nr 18200-08) | System wciągania małych zwierząt |
| Monoject Standardowa igła podskórna | COVIDIEN | 05-561-20 | Do dostarczania leków Kleszcze IP |
| o wąskim wzorze | FST | 11002-12 | Kleszcze na poziomie skóry |
| Uchwyt igły / Sterownik do igieł | FST | 12565-14 | do trzymania igieł |
| Igły BD | 305110 | Igła o rozmiarze 26 do eksternalizacji węzła ślizgowego (igła o rozmiarze 24 lub 26 też w porządku) | |
| PA / Naczynie Kleszcze rozszerzające | FST | 00125-11 | Do trzymania PA; nieuszkadzający chwytak |
| Nożyczki | FST | 14060-09 | Służy do nacinania i nacinania warstwy mięśniowej Chirurgia oczyszczania |
| Ultra Fine Dumont Micro Kleszczyk | FST | 11295-10 (kleszcze Dumont #5, końcówka do biologii, wymiar końcówki: 0,05 * 0,02 mm, 11 cm) | Do przechodzenia przez przestrzeń między lewą tętnicą płucną a |
| odczynnikami Relings | |||
| 0,25% Bupivacaine | Hospira, Inc. | 0409-1159-02 | Miejscowy środek przeciwbólowy stosowany podczas chirurgicznego zamykania ran |
| Avertin (2,2,2-Tribromoethanol) | Sigma-Aldrich | T48402-25G | Znieczulenie, stosowany do znieczulenia myszy do operacji IR, stężenie stosowane w chirurgii IR wynosi 250-400 mg / kg. |
| Buprenorfina | Covetrus Ameryka Północna | 59122 | Przeciwbólowy: stężenie stosowane w zabiegu chirurgicznym wynosi 0,05-0,1 mg/kg |
| Lubrykant do oczu | BAUSCH+LOMB | Kojący lubrykant Maść do oczu | Łagodzi suchość oka |
| Powidon-jod 10% Roztwór | MEDLINE INDUSTRIES INC | SKU MDS093944H (2 FL OZ, miejscowy środek antyseptyczny) | Płyn do stosowania miejscowego stosowany jako skuteczny środek antyseptyczny pierwszej pomocy na początku operacji |
| Materiały | |||
| Wacik alkoholowy | marki BD | BD 326895 | do sterylizacji obszaru iniekcji i zabiegu chirurgicznego Folia |
| z tworzywa sztucznego | KIRKLAND | Stretch-Tite premium | Alternatywa do pokrycia wysterylizowanego pola operacyjnego (bardziej opłacalna) |
| Serwety chirurgiczne dla gryzoni | Stoelting | 50981 | Sterylne pole lub serweta do pola operacyjnego |
| Sterylna bawełniana końcówka Aplikacja | Pwi-Wnaps | służy 703033 | do nakładania smaru |
| Top Sponges | Dukal Corporaton | Reorder # 5360 | Zatrzymanie krwawienia ze skóry/mięśni |
Bibliografia
- Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
- Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
- Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121(2017).
- Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
- Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
- Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261(2014).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702(2011).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
- Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
- Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
- Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
- Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
- Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337(2017).
- Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159(2019).
- Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids' immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
- Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
