Artykuł metodologiczny

Ocena funkcji dwukomorowej myszy ex vivo w modelu Langendorffa

DOI:

10.3791/64384

⸱

23 grudnia 2022

 ,  ,  ,  , 
1University of Michigan, Ann Arbor, 2University of Montreal

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentowany tutaj jest protokół do wiarygodnego ilościowego określenia funkcji prawej i lewej komory serca dawcy po konserwacji na zimno przy użyciu systemu perfuzji ex vivo.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pierwotna dysfunkcja przeszczepu (PGD) pozostaje główną przyczyną przedwczesnej śmierci po przeszczepie serca. Wydłużony czas niedokrwienny podczas przechowywania w niskiej temperaturze jest ważnym czynnikiem ryzyka PGD, a wiarygodna ocena czynności serca jest niezbędna do zbadania funkcjonalnych odpowiedzi serca dawcy po konserwacji w niskiej temperaturze. Załączony film opisuje technikę oceny funkcji prawej i lewej komory myszy za pomocą perfuzji ex vivo opartej na modelu Langendorffa po zachowaniu w niskiej temperaturze przez różny czas. Krótko mówiąc, serce jest izolowane i przechowywane w zimnym roztworze histydyny-tryptofanu-ketoglutaranu (HTK). Następnie serce jest perfundowane buforem Kreba w modelu Langendorffa przez 60 minut. Do lewej i prawej komory wprowadza się silikonowy balon i rejestruje parametry czynnościowe serca (dP/dt, zależności ciśnienie-objętość). Protokół ten pozwala na wiarygodną ocenę czynności serca po zastosowaniu różnych protokołów konserwacji serca. Co ważne, technika ta pozwala na badanie reakcji zachowawczych serca, szczególnie w natywnych komórkach serca. Wykorzystanie bardzo małych mysich serc umożliwia dostęp do ogromnej liczby transgenicznych myszy w celu zbadania mechanizmów PGD.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transplantacja serca poprawia przeżywalność i jakość życia u pacjentów ze schyłkową niewydolnością serca1. Niestety, niedobór dawców serca ogranicza liczbę pacjentów, którzy mogliby skorzystać z tej terapii i ogranicza zdolność klinicystów do optymalnego dopasowania dawców do biorców2,3,4. Co więcej, nowy system alokacji przyczynił się do wydłużenia czasu niedokrwienia i znacznie zwiększył wykorzystanie dawców marginalnych od 2018 roku5. W związku z tym średni wiek dawców serca i czas niedokrwienia wydłuża się z czasem, co prowadzi do wyższego wskaźnika pierwotnej dysfunkcji przeszczepu (PGD) pomimo znacznej poprawy w strategiach konserwacji serca 6.

W badaniach fizjologicznych i farmakologicznych model perfuzji wstecznej Langendorffa jest powszechnie stosowany do oceny czynności serca7. W szczególności wydolność serca jest wykrywana przez silikonowy balon podłączony do przetwornika ciśnienia w jamie lewej komory (LV). Kluczową cechą PGD jest nieodpowiedni skurcz i rozluźnienie mięśnia komorowego. Wcześniejsze badania Langendorffa koncentrowały się na wykorzystaniu balonu niskiego napięcia do uzyskania wiarygodnych i powtarzalnych wyników oceny funkcjonalnej niskiego napięcia8,9,10. Jednak zastosowanie balonu dojamowego do oceny funkcji prawej komory (RV) za pomocą systemu balonowego jest mniej znane.

Biorąc pod uwagę znaczny wskaźnik PGD obejmujący RV po transplantacji11, eksperymentalne metody badania zarówno funkcji LV, jak i RV pomogłyby określić molekularne i fizjologiczne mechanizmy, które przyczyniają się do RV PGD. Protokół ten pokazuje, że wewnątrzjamitacyjne balony silikonowe mogą zapewnić wiarygodną ocenę funkcji LV i RV w tym samym mysim sercu12. Aby ocenić potencjalne zastosowanie systemu Langendorffa w badaniu PGD, zbadaliśmy funkcje serca z różnymi okresami przechowywania i stwierdziliśmy zmniejszoną czynność serca w skurczach i relaksacjach przy długotrwałym przechowywaniu w niskiej temperaturze mysich serc. Co ciekawe, LV ma wyższą redukcję funkcjonalną niż RV. Podsumowując, opisany tutaj protokół może być wykorzystany do oceny wpływu potencjalnego leku i szlaków molekularnych zarówno na funkcję LV, jak i RV. Możliwość zastosowania tej metody na mysich sercach ułatwi wykonywanie szczegółowych badań mechanistycznych.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach w tym protokole zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Michigan w Ann Arbor. Wszystkie myszy trzymano w cyklu świetlnym o godzinie 12:12 w pomieszczeniach wolnych od patogenów. Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów, zwierząt i sprzętu użytego w tym protokole można znaleźć w Tabeli Materiałów.

1. Budowa silikonowego cewnika balonowego

UWAGA: Balon silikonowy jest wykonany zgodnie z wcześniejszym opisem13.

  1. Do zlewki o pojemności 100 ml dodaj 9,5 ml wody destylowanej, 14,2 ml jasnego syropu kukurydzianego i 33,8 g sacharozy. Podgrzej i mieszaj roztwór, aż cukier całkowicie się rozpuści.
  2. Przygotuj ciasto, mieszając 10 g mąki pszennej i 5 g wody, aż do uzyskania jednolitej konsystencji i odstaw na 10 minut.
  3. Uformuj mały kawałek ciasta w owal - "głowę" - i przymocuj go do końca suchego pasma spaghetti. Następnie zanurz tę głowę w roztworze cukru i powoli wyjmij z roztworu, ponieważ głowa jest teraz całkowicie pokryta.
    UWAGA: Ciasto powinno być gładkie i mieć równą konsystencję. Rozmiary ciasta można zmieniać, aby uzyskać różne rozmiary balonów, od 5 mm (krótka średnica) do 7 mm (długa średnica). Spróbuj przykryć je cienką warstwą roztworu cukru.
  4. Zawieś pasmo spaghetti na bloku styropianu lub innych uchwytach, aby równomiernie uformować błyszczącą powłokę na głowie i wyschnąć przez noc.
  5. Zanurz formę w dyspersji silikonowej (elastomer silikonowy zdyspergowany w ksylenie). Umieść pasmo spaghetti z powrotem w bloku styropianu w temperaturze 37 °C na 2 godziny lub do wyschnięcia. Powtórz ten krok raz.
    UWAGA: Istotne jest, aby zapobiec utlenianiu silikonowego żelu dyspersyjnego w wyniku ekspozycji na powietrze, ponieważ spowoduje to powstanie nierównej grubości balonu.
  6. Umieść formę w wodzie, aby oddzielić i zebrać balon. Przechowywać balon w 0,02% azydku sodu.
  7. Wytnij końcówkę z dwoma końcami z igły 22 G; zamontuj jeden koniec do silikonowego balonu, a drugi koniec do rurki PE. Użyj jedwabiu 4-0, aby zawiązać balon na miejscu na igle.
    UWAGA: Przetestuj integralność balonu, wstrzykując do niego wodę. Po napełnieniu balonu delikatnie dociśnij balon, aby sprawdzić, czy balon utrzymuje napięcie w środku. Użyj nowego balonu, jeśli przecieka. Zamontowane balony można przechowywać do wykorzystania w przyszłości.

2. Przygotowanie systemu perfuzji serca

  1. Przygotować 1 l buforu perfuzyjnego Krebs-Henseleit (KH) i przenieść go do zbiornika wodnego systemu Langendorff.
  2. Podłącz rurkę powietrzną do zbiornika na wodę i włącz przepływ powietrza, aby zrównoważyć bufor KH z 5% CO2 i 95% O2 przez co najmniej 30 minut.
  3. Ustawić łaźnię wodną na 41,5 °C i wprowadzić cyrkulację wody w zewnętrznej warstwie systemu Langendorff, aby rozgrzać system i bufor KH.
    UWAGA: Temperatura łaźni wodnej wymaga optymalizacji dla każdego systemu. W przypadku tego systemu temperatura łaźni wodnej utrzyma KH na poziomie 37-37,5 °C podczas przenikania do serca.

3. Izolacja, montaż i kaniulacja serca myszy

  1. W celu przeciwdziałania zakrzepom należy podać 200 jednostek heparyny w roztworze fizjologicznym przez wstrzyknięcie dootrzewnowe (i.p.) do prawej ćwiartki brzucha myszy C57/B6. Odessać strzykawkę przed wstrzyknięciem, aby upewnić się, że skos igieł nie znajduje się w pęcherzu moczowym lub świetle przewodu pokarmowego. Użyj co najmniej czterech myszy w każdym warunku eksperymentalnym (ale należy również wziąć pod uwagę wielkość efektu leczenia).
    1. Po 30 minutach podaj 80 mg/kg ketaminy i 10 mg/kg ksylazyny dożylnie w celu znieczulenia myszy. Sprawdź, czy znieczulona mysz jest nieprzytomna, wykonując uszczypnięcie palca u nogi i upewniając się, że nie obserwuje się żadnej reakcji. Acepromazyna 2 mg/kg może być dodana do koktajlu ket/xyl, jeśli użyty szczep myszy nie osiągnie odpowiedniego poziomu znieczulenia tylko ket/xyl.
    2. Wykonaj nacięcie tuż pod mostkiem. Użyj nożyczek, aby otworzyć klatkę piersiową, przecinając przeponę i żebra. Złóż przednią ścianę klatki piersiowej, aby całkowicie odsłonić klatkę piersiową. Przeciąć w aorcie zstępującej (zamkniętej do łuku aorty). Przenieś serce, płuca i grasicę myszy do zimnego buforu histydyna-tryptofan-ketoglutaran (HTK). Odizoluj narządy pod lodowatym buforem HTK. Odsłoń aortę, usuwając wszelkie tkanki łączne.
      UWAGA: Zmaksymalizuj długość aorty, uwzględniając w wycięciu zarówno aortę wstępującą, jak i obszar łuku aorty, aby zapewnić wystarczająco dużo miejsca na połączenie z igłą.
  2. Połącz koniec aorty z igłą 22 G i zawiąż jedwabnym szwem 6-0. Upewnij się, że kaniula znajduje się powyżej korzenia aorty, aby nie kolidować z zastawką aortalną. Ukrwić aortę 10 ml zimnego (4 °C) buforu HTK przez około 10 minut.
    UWAGA: Od usunięcia serca do kaniulacji aorty mija mniej niż 15 minut; Ważne jest jednak, aby utrzymać prędkość perfuzji na odpowiednim poziomie. Zastrzyki, które są zbyt szybkie i energiczne, mogą generować wysokie ciśnienie i powodować uszkodzenie naczyń krwionośnych/serca.
  3. Przechowywać serce w probówce o pojemności 50 ml z lodowatym HTK przez 8 godzin lub natychmiast wykonać perfuzję (nie przechowywać kontrolki) i unikać bezpośredniego kontaktu z lodem.
    UWAGA: Bezpośredni kontakt tkanki serca z lodem może prowadzić do obrażeń spowodowanych zimnem.
  4. Podłącz igłę serca do kaniuli w aparacie Langendorffa i zawiąż je jedwabnym szwem.
    UWAGA: Aby ustandaryzować procedurę, przed perfuzją odczekaj łącznie 3 minuty na proces kaniulacji.
  5. Rozpocznij perfuzję w trybie stałego przepływu przy 3 ml/min, następnie zmień na tryb stałego ciśnienia przy 70-80 mmHg i ustaw serce na ~6 ml/min.
    UWAGA: Delikatne badanie palpacyjne serca może przyspieszyć reanimację serca. Jeśli natężenie przepływu perfuzyjnego jest znacznie wyższe niż 6 ml / min w trybie stałego ciśnienia, może to oznaczać nieszczelność kaniulacji lub zastawkę aorty może nie działać prawidłowo. Wyreguluj połączenia, aby naprawić wyciek. Tryb stałego przepływu zastępuje samoregulację napięcia naczyniowego serca. Tryb stałego ciśnienia pozwala sercu regulować przepływ perfuzji wieńcowej. Dlatego tryb stałego ciśnienia precyzyjnie zmierzy czynność serca i jakość zachowania serca.
  6. Podłącz opróżniony, wypełniony wodą balon do przetwornika ciśnienia i strzykawki wypełnionej wodą z trójdrożnym kranem. Po 15-20 minutowym okresie równowagi przetnij prawe przedsionek (RA) i włóż balon do RV przez RA. Użyj taśmy, aby przytrzymać balon wewnątrz kampera. Zminimalizuj otwartą przestrzeń RA, aby pomóc uwięzić balon w komorze (patrz Rysunek 1 dla konfiguracji).
    UWAGA: Konieczny jest okres równowagi, ponieważ skurcz i rozluźnienie serca nie są na początku stabilne, a pomiar jest mniej dokładny i reprezentatywny. Jeśli węzeł przedsionkowo-komorowy zostanie uszkodzony podczas otwarcia RZS, serce będzie wykazywać częste arytmie.
  7. Po 20 minutach zbierania danych funkcjonalnych RV przetnij lewe przedsionek (LA) i włóż opróżniony balon wypełniony wodą do LV przez LA. Użyj taśmy, aby przytrzymać balon wewnątrz LV.
    UWAGA: Serce powinno utrzymywać stabilną hemodynamikę przez ponad 1,5 godziny.

4. Zapis danych funkcjonalnych

  1. Kalibracja przetwornika ciśnienia
    1. Napełnij strzykawkę o pojemności 10 ml ciepłym roztworem soli fizjologicznej i podłącz strzykawkę do kopuły za pomocą kranu trójdrożnego. Otwórz kran i powoli napełnij kopułę solą fizjologiczną, a następnie zamknij wszystkie krany i wyjmij strzykawkę. Podłącz wypełnioną kopułę do przetwornika; Podłącz manometr do trzeciego końca kranu trójdrożnego.
    2. W oprogramowaniu do nagrywania wybierz Bridge Amp z menu rozwijanego kanału łączącego się z przetwornikiem. Zmień nazwę kanału na Ciśnienie perfuzji. Kliknij przycisk Zero, aby wyzerować przetwornik.
    3. Rozpocznij nagrywanie, klikając Start, aby przetwornik odczytywał teraz 0 mmHg. Po kilku sekundach nagrywania powoli popchnij strzykawkę i zwiększ ciśnienie do 100. Kliknij przycisk Zatrzymaj, aby zatrzymać nagrywanie.
    4. W oknie dialogowym Konwersja jednostek wybierz obszar zapisu dla 0 mmHg i kliknij strzałkę do Punkt 1 i wpisz 0 mmHg. Wybierz obszar nagrywania dla 100 mmHg, kliknij strzałkę do punktu 2 i wpisz 100 mmHg. Kliknij przycisk OK, aby skalibrować przetwornik.
  2. Zmień nazwę kanału odpowiadającego przetwornikowi ciśnienia z balonem na ciśnienie w komorze mózgu. Rozpocznij nagrywanie, gdy serce jest podłączone do systemu. Po włożeniu balonu do komory należy wyregulować objętość wody w balonie za pomocą strzykawki mikrometrycznej przez kran trójdrożny, aby utrzymać ciśnienie końcoworozkurczowe na poziomie 5-10 mmHg.
    UWAGA: Miara końcoworozkurczowa może się zmniejszyć podczas pomiaru, najlepiej zaczynając od blisko 10 mmHg.
  3. Zmień nazwę pustego kanału na dP/dt. Z menu rozwijanego wybierz Pochodna | kanał źródłowy jako Ciśnienie w komorze . Kanał będzie rejestrował stosunek zmian ciśnienia w komorze w okresie skurczu.
  4. Wybierz stabilny okres pomiaru, a następnie kliknij przycisk Ustawienia w module Ciśnienie krwi.
    1. Wybierz ciśnienie w komorze jako kanał wejściowy i kliknij zaznaczenie, aby przejść do okresu obliczeń | Dobrze.
    2. Kliknij Widok klasyfikatora, aby usunąć odstający cykl pracy serca (np. nieprawidłowy czas cyklu lub ciśnienie).
    3. Kliknij widok tabeli, aby wygenerować tabele średniej maksymalnej wartości dP/dt (skurcz) i minimalnej wartości dP/dt (rozluźnienie) dla wybranego okresu.
      UWAGA: Zapisz plik nagrania dla każdej próbki i zapisz tabelę średniej czynności serca do analizy statystycznej.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dorosłe serca myszy C57Bl/6 w wieku 3 miesięcy zostały zebrane i zamontowane w systemie Langendorffa. Serce dawcy przechowywano w HTK przez 0 i 8 godzin, a następnie perfundowano natlenionym buforem KH. Silikonowy balon łączący się z przetwornikiem ciśnienia został użyty do pomiaru skurczu i rozluźnienia funkcji LV i RV.

Ciśnienie w aorcie utrzymywało się w zakresie 70-80 mmHg. Częstość akcji serca była porównywalna w sercach myszy z 0 i 8 godzinami przechowywania. Funkcję LV i RV badano, mierząc ciśnienie skurczowe i rozkurczowe. dP/dt, pochodna służąca do obliczania stosunku zmian ciśnień, została obliczona w celu wyznaczenia dynamiki ciśnienia. Bezwzględna liczba max dP/dt i min dP/dt może reprezentować poziom skurczu i rozluźnienia mięśni. Po 0 godzinach przechowywania LV miał wyższe ciśnienie skurczowe w porównaniu do RV (Rysunek 2C i Rysunek 3A). LV wykazywał większy skurcz i rozluźnienie mięśni niż RV po perfuzji 0 godzin przechowywania (Rysunek 2C i Rysunek 3B,C). Jednak po 8 godzinach przechowywania w chłodni zarówno LV, jak i RV wykazały znaczną redukcję funkcjonalną w porównaniu z punktem odniesienia 0 h (Rysunek 2A-D i Rysunek 3B, C). Zmniejszenie skurczu serca było bardziej nasilone w LV. Po 8 godzinach przechowywania skurcz i rozluźnienie LV wynosiło 25,1% i 30,7% linii podstawowej 0 godzin, podczas gdy RV miało 32,5% i 29,1% funkcji w porównaniu z linią bazową 0 godzin (Rysunek 3B, C). Wyniki te wykazały, że PGD lewej komory po długotrwałym przechowywaniu miała bardziej znaczące zmniejszenie skurczu serca niż RV.

figure-results-1
Rysunek 1: Montaż i kaniulacja serca myszy. (A) Ogólna konfiguracja konfiguracji perfuzji. 1. Zbiornik perfuzyjny. 2. Komora natleniania. 3. Komora syfonu powietrza. 4. Komora serca. 5. Przełącznik wartości dla stałego przepływu i ciśnienia. 6 oraz 7. Dopływ tlenu. (B) Serca kaniulowane z kamperem z przodu. (C) Położenie kampera do cięcia w celu otwarcia jego wnęki. (D) Postukaj kaniulą w rurkę balonu. Skrót: RV = prawa komora. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Porównanie funkcji LV i RV. (A) Śledzenie zapisu max i min dP/dt w RV i LV w sercu dawcy z 0 godzinami przechowywania. (B) Zapis maksimum i min dP/dt w RV i LV w sercu dawcy z 8 godzinami przechowywania. (C,D) Szczegóły dotyczące dP/dt, ciśnienia LV, częstości akcji serca i ciśnienia perfuzji w LV i RV po 0 h i 8 h. Skróty: RV = prawa komora; LV = lewa komora; dP/dt = zależność ciśnienie-czas. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Porównanie funkcji LV i RV po przechowywaniu i perfuzji. (A) Ciśnienie skurczowe i rozkurczowe LV i RV po 0 h i 8 h przechowywania. (B) Max dP/dt i (C) Min dP/dt LV i RV po perfuzji z 0 h i 8 h przechowywania. Ten rysunek pochodzi z Lei et al.12. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten opisuje wsteczną perfuzję Langendorffa metodą kaniulacji aorty. Technikę tę można wykorzystać do oceny funkcji LV i RV mysich serc po przechowywaniu w chłodni. Wyniki pokazują, że długotrwałe przechowywanie serc dawców w niskiej temperaturze prowadzi do zmniejszenia czynności serca zarówno w lewej dawce, jak i w RV przy użyciu tego protokołu.

Badania nad ostrym i przewlekłym odrzuceniem przeszczepu serca szeroko koncentrują się na immunobiologii14. Wpływ komórek natywnych na PGD podczas przechowywania w chłodni jest słabiej zbadany. PGD występuje w ~10%-20% przeszczepów serca i odpowiada za 66% przedwczesnych zgonów w ciągu 30 dni po przeszczepie. W szczególności częstość występowania PGD wpływającej na LV i RV różni się po przeszczepieniu11. Bez udziału odpowiedzi komórkowej biorcy, ta metoda ex vivo koncentruje się na udziale natywnych komórek serca w PGD po zimnym zakonserwowaniu serc dawców. Dalsze badania mogą obejmować reakcje biorców w modelu przeszczepu mysiego serca.

W tym protokole perfuzja Langendorffa zimnych zachowanych serc dawców koncentrowała się na natywnych reakcjach serca na ciepłą perfuzję krystaloidów bez infiltracji odporności komórkowej. Aby uzyskać powtarzalne wyniki, ustandaryzowano kilka krytycznych etapów. Serca myszy zostały zatrzymane za pomocą roztworu HTK i przechowywane w lodowatym HTK, podobnie jak w praktyce klinicznej. Objętość perfuzji i czas infuzji roztworu HTK dla każdego serca był ściśle monitorowany za pomocą timera. Serce dawcy przechowywano we wstępnie schłodzonych probówkach na lodzie zawierającym HTK w pomieszczeniu o temperaturze 4 °C. Czas kaniulacji został ustandaryzowany na ~3 minuty przed perfuzją. Wszystkie te kroki sprawiły, że czas przechowywania w niskiej temperaturze był główną zmienną w badaniu.

Okres nieregularnej kurczliwości mięśnia sercowego przez ~20 minut był często obserwowany na początku perfuzji. Ten okres równowagi i rekonwalescencji był ułatwiony dzięki stopniowemu nagrzewaniu i dotlenianiu tkanek serca. Po początkowych 20 minutach spodziewano się względnie stabilnego okresu. Balon został wprowadzony do jamy komory po ~18 minutach po początkowym okresie równoważenia. Zaczęliśmy rejestrować hemodynamikę po tym, jak serce było stabilne przez ~25 minut, po włożeniu balonu. Perfuzja z buforem KH utrzymywała stabilną wydolność serca przez ~1,5-2 h. Dlatego zdecydowaliśmy się rejestrować hemodynamikę przez 20 minut w każdej z lewej i prawej komory.

Istnieje kilka ograniczeń perfuzji wstecznej do badania PGD serc po przechowywaniu w chłodni. Po pierwsze, ze względu na rozmiar balonu i brak miejsca w każdej jamie komorowej (w szczególności w RV), jednoczesne wprowadzenie dwóch balonów zarówno do LV, jak i RV jest bardzo trudne. W ten sposób mierzymy funkcję RV i LV sekwencyjnie. Należy zauważyć, że przegroda międzykomorowa znacząco przyczynia się zarówno do funkcjonowania lewej, jak i prawej komory. Przegroda przyczynia się do ~50% funkcji prawej komory, więc istnieje zależność międzykomorowa15. Należy również zauważyć, że o ile zabiegi reperfuzji mysiego serca w urządzeniu Langendorffa trwają ~3 min, o tyle chirurgiczne wszczepienie ludzkiego serca w stosunkowo ciepłym polu operacyjnym trwa ~45 min. Dla porównania, mysie serce w tym układzie Langendorffa ma mniej czasu niedokrwiennego. Należy to wziąć pod uwagę przy rozważaniu tłumaczenia klinicznego.

Ponieważ użyliśmy buforu KH do perfuzji serca bez krwi, może to również mieć mniejszą wydajność w dostarczaniu tlenu. Jednak czynność serca jest stosunkowo stabilna przez początkowe 1,5-2 godziny perfuzji, co pozwala na wiarygodne pomiary hemodynamiczne. Niestety, obecnie nie ma realnych działających modeli perfuzji serca dla tych mniejszych mysich serc, a wpływ obciążenia komorowego nie może być oceniany w tym systemie. Mimo to system perfuzyjny jest wysoce powtarzalny i mniej pracochłonny i czasochłonny niż modele przeszczepowe. Jest również mniej kosztowne niż badania transplantacyjne, co może sprawić, że będzie bardziej odpowiednie do badań przesiewowych różnych opcji terapeutycznych i różnych szlaków molekularnych. Dzięki modyfikacjom rozwiązań konserwujących poprzez dodanie potencjalnych leków, platforma ta może być wykorzystywana do oceny wpływu środków farmakologicznych na zmniejszenie PGD zarówno w LV, jak i RV.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów, które mogliby ujawnić.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szew jedwabny 4-0Braintree ScientificSUTS108
6-0 Szew jedwabnyBraintree ScientificSUTS104
Mąka uniwersalnaIgły
BD ogólnego zastosowania i PrecisionGlide 22 GFisher scientific14-826-5A
BD Strzykawka z końcówkami Luer-Lok (bez igły)Fisher scientific14-823-16E
Syrop kukurydzianyKroger
Custodiol HTK SolutionEssential Pharmaceuticals LLC
Nożyczki preparacyjne World Precision Instruments14393/14394
Falcon 50 ml probówki stożkoweFisher scientific14-959-49A
Sól sodowa heparyny z błony śluzowej jelit świń   SigmaH4784
Bufor Krebs HenseleitSigmaK3753
Dyspersje silikonowe nusiloweSystem
Radnoti130101BEZ
PowerLabADInstrumentsPL3508
Azydek soduSigmaS2002
Wodorowęglan sodu SigmaS5761
SacharozaSigmaS0389
SacharozaSigmaS0389
KsylazynaSigmaX1126
podskórne Kroger perfuzyjny Avantor

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kim, I. C., Youn, J. C., Kobashigawa, J. A. The past, present and future of heart transplantation. Korean Circulation Journal. 48 (7), 565-590 (2018).
  2. Gaffey, A. C., et al. Transplantation of "high-risk" donor hearts: Implications for infection. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 152 (1), 213-220 (2016).
  3. Hsich, E. M. Matching the market for heart transplantation. Circulation: Heart Failure. 9 (4), 002679(2016).
  4. Piperata, A., et al. Heart transplantation in the new era of extended donor criteria. Journal of Cardiac Surgery. 36 (12), 4828-4829 (2021).
  5. Huckaby, L. V., Hickey, G., Sultan, I., Kilic, A. Trends in the utilization of marginal donors for orthotopic heart transplantation. Journal of Cardiac Surgery. 36 (4), 1270-1276 (2021).
  6. Singh, S. S. A., Dalzell, J. R., Berry, C., Al-Attar, N. Primary graft dysfunction after heart transplantation: a thorn amongst the roses. Heart Failure Reviews. 24 (5), 805-820 (2019).
  7. Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. Retrograde heart perfusion: the Langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50 (6), 940-950 (2011).
  8. Rossello, X., Hall, A. R., Bell, R. M., Yellon, D. M. Characterization of the Langendorff perfused isolated mouse heart model of global ischemia-reperfusion injury: impact of ischemia and reperfusion length on infarct size and LDH release. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 21 (3), 286-295 (2016).
  9. Matsuura, H., et al. Positive inotropic effects of ATP released via the maxi-anion channel in Langendorff-perfused mouse hearts subjected to ischemia-reperfusion. Frontiers in Cell Development Biology. 9, 597997(2021).
  10. Tse, G., Hothi, S. S., Grace, A. A., Huang, C. L. Ventricular arrhythmogenesis following slowed conduction in heptanol-treated, Langendorff-perfused mouse hearts. The Journal of Physiological Sciences. 62 (2), 79-92 (2012).
  11. Kobashigawa, J., et al. Report from a consensus conference on primary graft dysfunction after cardiac transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (4), 327-340 (2014).
  12. Lei, I., et al. Differential inflammatory responses of the native left and right ventricle associated with donor heart preservation. Physiological Reports. 9 (17), 15004(2021).
  13. Miller, A., Wright, G. L. Fabrication of murine ventricular balloons for the Langendorff heart preparation. Journal of Biotechnology & Biomaterials. 1 (101), (2011).
  14. Madsen, J. C. Advances in the immunology of heart transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 36 (12), 1299-1305 (2017).
  15. Voelkel, N. F., et al. Right ventricular function and failure: report of a National Heart, Lung, and Blood Institute working group on cellular and molecular mechanisms of right heart failure. Circulation. 114 (17), 1883-1891 (2006).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Perfuzja Langendorffaserce ex vivoserce mysieprzeciwzachowawczo sercapierwotna dysfunkcja przeszczepuci nienie komorowezale no ci nienie obj totechnika z balonem silikonowymzimne przechowywanie niedokrwienne

Powiązane artykuły