Artykuł metodologiczny

Zmodyfikowana technika poprzecznego zwężenia aorty u myszy

DOI:

10.3791/64386

⸱

18 sierpnia 2022

 ,  ,  , 
1Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Tongji Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, 2Hubei Key Laboratory of Genetics and Molecular Mechanism of Cardiological Disorders, Tongji Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje zmodyfikowaną i uproszczoną technikę z minimalnie inwazyjną procedurą poprzecznego zwężenia aorty (TAC) przy użyciu samodzielnie wykonanego retraktora. Procedura ta może być przeprowadzona bez respiratora lub mikroskopu i wprowadza przeciążenie ciśnieniem, ostatecznie prowadząc do przerostu serca lub niewydolności serca.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Poprzeczne zwężenie aorty (TAC) jest często stosowaną operacją w badaniach dotyczących niewydolności serca i przerostu serca opartego na tworzeniu przeciążenia ciśnieniowego w modelach mysich. Głównym wyzwaniem tej procedury jest wyraźne uwidocznienie poprzecznego łuku aorty i precyzyjne opasanie docelowego naczynia. Klasyczne podejścia wykonują częściową torakotomię w celu odsłonięcia poprzecznego łuku aorty. Jest to jednak model z otwartą klatką piersiową, który powoduje dość duży uraz chirurgiczny i wymaga respiratora podczas operacji. Aby zapobiec niepotrzebnym urazom i uprościć procedurę operacyjną, do łuku aorty zbliża się przez proksymalną część mostka, docierając i wiążąc naczynie docelowe za pomocą małego, samodzielnie wykonanego retraktora, który zawiera sidła. Zabieg ten można przeprowadzić bez wchodzenia do jamy opłucnej i nie wymaga respiratora ani operacji mikrochirurgicznej, co pozostawia myszy z fizjologicznymi wzorcami oddychania, upraszcza procedurę i znacznie skraca czas operacji. Dzięki mniej inwazyjnemu podejściu i krótszemu czasowi operacji myszy mogą przechodzić mniej reakcji stresowych i szybko wracać do zdrowia.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niewydolność serca jest złożonym objawem klinicznym, który wynika z upośledzenia struktury i funkcji napełniania komór lub wyrzucania krwi1. Stadium choroby jest definiowane głównie za pomocą klasyfikacji funkcji New York Heart Association na podstawie nasilenia objawów i aktywności fizycznej2. U pacjentów z frakcją wyrzutową powyżej 50%, nieprawidłowości strukturalne i/lub funkcjonalne podniosły peptydy natriuretyczne, aby wesprzeć rozpoznanie niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową (HFpEF)2. Choroba niedokrwienna serca jest główną przyczyną wielu etiologii niewydolności serca. W związku z tym model zawału mięśnia sercowego (taki jak stałe podwiązanie wieńcowe) jest często używany do badania patofizjologii po hipoperfuzji serca lub urazie niedokrwienno-reperfuzyjnym3,4. Oprócz ostrego uszkodzenia mięśnia sercowego, inne czynniki ryzyka, takie jak nadciśnienie, cukrzyca, otyłość i kardiomiopatia w rodzinie, również przyczyniają się do rozwoju niewydolności serca. Po przejściu przez pacjenta etapu A (ryzyko niewydolności serca) i wejściu w stadium B (stan przed niewydolnością serca) następuje modyfikacja strukturalna1. Na przykład pacjenci z nadciśnieniem najpierw przechodzą przez adaptacyjny przerost lewej komory, a następnie stopniowo rozwijają się w nieadaptacyjny przerost serca i przejście do niewydolności serca poprzez patologiczne przebudowę5.

Jako końcowe stadium różnych chorób sercowo-naczyniowych, przewlekła niewydolność serca jest badana od dziesięcioleci6. Wiele modeli mysich było szeroko stosowanych w badaniach nad niewydolnością serca, w tym nad infuzją leków (angiotensyna II), zaburzeniami metabolicznymi (cukrzyca lub dieta wysokokaloryczna) i zwężeniem aorty7. Wśród tych modeli, perfuzji angiotensyny II towarzyszą różne działania niepożądane narządów, takie jak nerka7. Wywołanie zaburzeń metabolicznych zwykle wymaga dość długiego okresu czasu. Uważa się, że zwężenie aorty wstępującej ma ograniczone znaczenie dla chorób u ludzi7.

TAC to niezawodny model, który zwiększa obciążenie następcze i wywołuje przerost mięśnia sercowego, a także niewydolność serca8. Model TAC z otwartą klatką piersiową został po raz pierwszy opisany przez Rockmana i wsp. i był używany w wielu laboratoriach na całym świecie9. Jednak ta klasyczna procedura TAC powoduje dość duży uraz u myszy i zmienia ich normalne zachowanie, co może zająć dużo czasu rekonwalescencji i zakłócić dalsze leczenie10. Inne zmodyfikowane procedury TAC z zamkniętą klatką piersiową zmniejszyły niektóre inwazyjne etapy, ale wymagały umiejętności mikrochirurgicznych lub wentylacji mechanicznej10,11.

Niniejszy protokół szczegółowo opisuje metodę krok po kroku z minimalnie inwazyjnym podejściem do łuku aorty za pomocą samodzielnie wykonanego retraktora poprzez 3 mm nacięcie linii środkowej górnej krawędzi mostka. Model ten nie wymaga umiejętności mikrochirurgicznych, wentylacji mechanicznej ani przecinania żeber, zapewniając w ten sposób szybki, ograniczony do urazów chirurgicznych, nieskomplikowany i niedrogi sposób przeprowadzenia operacji TAC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół jest zatwierdzony przez komisję etyki Szpitala Tongji, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, Wuhan, Chiny. Zabieg ten przeprowadza się na dorosłych samcach myszy C57/BL6 (w wieku >10 tygodni). Wszystkie narzędzia chirurgiczne zostały wysterylizowane w autoklawie przed operacją.

1. Przygotowanie narzędzia chirurgicznego

  1. Przygotować strzykawkę o pojemności 5 ml i ścisnąć końcówkę igły za pomocą uchwytu na igłę, aby ją stępić.
  2. Przygotować igłę o sile 27 g i stępić ją za pomocą uchwytu na igłę. Przecięcie końcówki igły nożyczkami okulistycznymi jest alternatywnym sposobem na stępienie igły.
  3. Zegnij końcówkę igły 27 G pod kątem 90°.
    UWAGA: Ta igła będzie używana jako przekładka do wiązania z aortą w celu zwężenia naczynia.
  4. Użyj komercyjnie uzyskanego drutu żelaznego (klasy medycznej, o średnicy 0,5 mm, patrz Tabela Materiałów) i owiń wokół igły (Rysunek 1A). Uformuj małą pętlę lub pętlę na stępionym końcu igły (Rysunek 1B).
    UWAGA: Ten instrument wielokrotnego użytku działa jak specjalny, samodzielnie wykonany retraktor i pozwala na wprowadzenie jedwabnego szwu pod aortę w późniejszych etapach.
  5. Przed zabiegiem należy autoklawować wszystkie narzędzia chirurgiczne (w tym specjalny retraktor wykonany powyżej) w celu ich sterylizacji.

2. Przygotowanie zwierząt

  1. Znieczulić mysz poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie roztworu sodu pentobarbitalu (50 mg/kg, patrz Tabela Materiałów) w zależności od masy ciała. Podskórnie wstrzyknąć 100 μl 0,5% lidokainy miejscowo w obszar operacyjny.
  2. Upewnij się, że mysz jest w pełni znieczulona, ściskając palec myszy końcówką kleszczy.
  3. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  4. Usuń włosy z gardła i górnej części klatki piersiowej za pomocą kremu do depilacji lub maszynki do strzyżenia.
  5. Zdezynfekuj nieowłosiony obszar trzema naprzemiennymi peelingami z jodu i 70% etanolu w koncentrycznych kręgach poruszających się na zewnątrz.
  6. Umieść mysz w pozycji leżącej na plecach na poduszce grzewczej pokrytej sterylną zasłoną, z głową skierowaną w stronę operatora. Przymocuj kończyny za pomocą taśmy klejącej i siekaczy za pomocą szwu 4-0 (Rysunek 2A).
  7. Włóż sondę doodbytniczą (patrz tabela materiałów), aby monitorować temperaturę ciała podczas operacji. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 °C podczas całej operacji.
  8. Załóż parę sterylnych rękawiczek.
    UWAGA: Po założeniu sterylnych rękawiczek nie dotykaj innych niewysterylizowanych obszarów lub przedmiotów.
  9. Wytnij otwór (o średnicy 1-1,5 cm) w nowej jednorazowej sterylnej serwety za pomocą wysterylizowanych nożyczek okulistycznych. Umieść sterylną serwetę na myszy i upewnij się, że nieowłosione pole operacyjne jest widoczne przez otwór.
    UWAGA: Ten krok pozwala operatorowi uniknąć dotykania innych niewysterylizowanych obszarów, co pomaga utrzymać sterylne warunki podczas operacji.

3. Zwężenie aorty poprzecznej

  1. Wykonaj pionowe nacięcie skóry o długości 1,5 cm na poziomie wcięcia nadmostkowego (Rysunek 2B) za pomocą ostrza skalpela. Rozszerzyć nacięcie skóry do poziomu kąta mostka.
    UWAGA: Wcięcie nadmostkowe to wcięcie znajdujące się na górnej krawędzi manubrium sterni. Jest to symbol powierzchni, który można wykryć po usunięciu włosów myszy (Rysunek 2B). Kąt mostka to połączenie między manubrium sterni a corpora sterni. Kiedy mostek jest odsłonięty, przedstawia się jako pozioma biała linia na mostku na tym samym poziomie costa secunda (Rysunek 2C).
  2. Ostrożnie oddziel skórę i powięź powierzchowną oraz odsłoń tchawicę i proksymalny mostek. Ostrożnie wykonaj 3-4 mm podłużne nacięcie linii środkowej mostka, zaczynając od górnej krawędzi do kąta mostka (Rysunek 2D).
    UWAGA: Cięcie nie może przekraczać kąta mostka, ponieważ istnieje ryzyko wywołania ostrej odmy opłucnowej u myszy.
  3. Delikatnie unieś mostek kleszczami, a pod nim grasicę i łuk aorty. Ostrożnie użyj prostych kleszczy i tępo wypreparuj docelowe naczynie i otaczające je tkanki.
  4. Przytrzymaj wcześniej samodzielnie wykonany zwijacz (krok 1.4), który zawierał druciany werbel na końcu prawej ręki użytkownika.
  5. Ostrożnie przełóż werbel samodzielnie wykonanego zwijacza pod aortą między lewą tętnicą szyjną wspólną a początkiem prawej tętnicy nienazwanej (Rysunek 2E).
  6. Przełóż własnoręcznie wykonany zwijacz do lewej ręki, aby oszczędzić prawą rękę na inne instrumenty.
  7. Za pomocą mikroskopijnej pęsety w prawej ręce przełóż jedwabny szew 7-0 przez pętlę werbla na końcu i wyciągnij retraktor. Pozwoli to na pozostawienie jedwabnego szwu wokół tętnicy w celu dalszego podwiązania (Rysunek 2F).
    UWAGA: Bądź delikatny i nie przeciągaj zbyt mocno łuku aorty z jej pierwotnej pozycji.
  8. Umieść igłę 27 G równolegle do aorty i zawiąż szew wokół igły i aorty ( Rysunek 2G,H).
    UWAGA: Procedura pozorowana powinna być taka sama, z wyjątkiem tego, że nie ma podwiązania aorty.
  9. Przytrzymaj igłę 27 G za pomocą kleszczyków okulistycznych i innych kleszczy przytrzymujących węzeł przywiązany do igły 27 G i aorty. Szybko, ale delikatnie wyciągnij igłę 27 G z podwiązania (Rysunek 2H).
    UWAGA: Węzeł nie może być zbyt ciasny, w przeciwnym razie nie będzie łatwo wyciągnąć igłę. Zachowaj ostrożność podczas wyciągania igły w przypadku pęknięcia aorty.
  10. Zszyj skórę syntetycznym szwem monofilamentowym 4-0 w przerywanym wzorze szwów (Rysunek 2I).

4. Opieka pooperacyjna

  1. Umieść mysz na ciepłej podkładce (patrz Tabela materiałów) i poczekaj, aż się ożywi. Ogólnie rzecz biorąc, mysz ożywia się w ciągu około 60 minut.
    UWAGA: Zwierzę nie może być pozostawione bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności do głównego położenia mostka.
  2. Podskórnie wstrzyknąć 0,5 ml ciepłej soli fizjologicznej i monitorować homeostazę płynów u zwierząt.
    UWAGA: Ten krok zapobiega odwodnieniu zwierząt i hipowolemicznemu stanowi krążenia
    3. .
  3. Maść z erytromycyną należy nakładać na powierzchnię rany codziennie przez 3 dni.
  4. W leczeniu bólu pooperacyjnego należy podać 1 mg/l buprenorfiny w znieczuleniu miejscowym pozajelitowo w miejsce nacięcia (patrz tabela materiałów).
  5. Po operacji monitoruj mysz pod kątem oznak infekcji i upośledzenia (niedożywienie, zgarbiona postawa i potargana sierść).
    UWAGA: Zwierzęta, które przeszły operację, nie są zwracane do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie zostaną w pełni wyleczone.

5. Obrazowanie ultrasonograficzne

  1. Potwierdź pomyślne podwiązanie aorty poprzecznej, obliczając prędkość przepływu krwi za pomocą systemu obrazowania ultrasonograficznego12,13 (24 MHz, patrz Tabela Materiałów) 28 dni po zabiegu.
    1. Znieczulić zwierzę 4,5% izofluranem w 20% powietrzu wzbogaconym tlenem i utrzymać 0,5% izofluranu w 20% powietrzu wzbogaconym tlenem.
    2. Umieść mysz w pozycji leżącej na plecach i przymocuj jej końce do elektrody za pomocą taśmy klejącej.
    3. Za pomocą kremu do depilacji usuń włosy na klatce piersiowej i nałóż ultradźwiękowy środek sprzęgający na klatkę piersiową.
    4. Przechyl platformę w lewo tak daleko, jak to możliwe. Trzymając sondę w pozycji pionowej, stopniowo opuszczaj ją wzdłuż prawej linii przymostkowej na klatce piersiowej z wycięciem skierowanym na podbródek zwierzęcia.
    5. W trybie B instrumentu wyreguluj osie X i Y, aż łuk aorty i miejsce zwężenia będą wyraźnie widoczne.
    6. Kliknij przycisk Dopplera fali pulsacyjnej, aby przejść do trybu fali pulsacyjnej.
    7. Dostosuj pole głośności próbki kursora przerywanego dystalnie do zwężonego miejsca i znajdź zwężony strumień o największej prędkości.
    8. Kliknij ponownie przycisk Dopplera fali tętna, aby uzyskać przebieg przepływu aorty i zmierzyć prędkość szczytową. Oblicz prędkość przepływu krwi zgodnie ze szczytem wzorców fal (Rysunek 3A,B).
    9. Ustaw wywoływarkę w trybie B. Oprzyj platformę w pozycji poziomej. Obróć sondę o 30° do lewej linii przymostkowej.
    10. Dostosuj osie X i Y, aby uzyskać widok krótkiej osi. Naciśnij tryb M, aby wyświetlić linię wskaźnika i kliknij Cine Store, aby zapisać obraz do późniejszego pomiaru grubości ścianki serca, wymiaru komory i frakcji wyrzutowej.
      UWAGA: Wzór na obliczenie frakcji wyrzutowej: 100% * ((LV Vol; d - LV Vol.; s) / LV Vol.; d). Wzór na obliczenie rzutu serca: Objętość wyrzutowa * Tętno (w pierwszej narysowanej klatce) / 1000. Większość wskaźników, takich jak frakcja wyrzutowa i pojemność minutowa serca, może być mierzona automatycznie za pomocą oprogramowania systemu obrazowania ultradźwiękowego. LV Vol.; D: Objętość rozkurczowa lewej komory. LV Vol.; S: objętość skurczowa lewej komory.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po udanej operacji TAC, za pomocą systemu obrazowania ultrasonograficznego wykryto przeciążenie ciśnieniem. Cztery tygodnie po operacji u myszy rozwija się zmniejszona czynność serca. W niniejszym badaniu skuteczność operacji TAC potwierdzono za pomocą frakcji wyrzutowej (EF), frakcyjnego skracania (FS), masy lewej komory (LV masa) i wewnętrznej średnicy lewej komory (LVID) myszy, które przeszły operację TAC po 4 tygodniach. EF był znacznie zmniejszony u myszy TAC po 4 tygodniach w porównaniu z myszami pozorowan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Indukcja długotrwałego przeciążenia ciśnieniem może stopniowo powodować przerost serca i niewydolność serca. Model ten był używany w wielu laboratoriach na całym świecie 14,15,16. Protokół zapewnił ulepszoną metodę TAC, która nie wymaga umiejętności mikrochirurgicznych ani wentylacji mechanicznej.

Najważniejszym krokiem w tym protokole jest wprowadzenie szwu jedwabnego pod łukiem aorty. Kiedy werbel z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy zadeklarowali, że nie ma konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca jest finansowana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (NSFC 81822002). Dziękujemy wszystkim członkom, którzy wzięli udział w tych pracach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4-0 niewchłanialny szewJinhuanHM403Służy do szycia skóry
Strzykawka 5 mlHaifuda Technology Co., Ltd.BD-309628Służy do wykonywania werbla zawierającego zwijacz
7-0 niewchłanialny szewJinhuanHM701Służy do podwiązywania aorty
Monitor temperatury zwierzątKaerwenFT3400Służy do monitorowania temperatury ciała
Buprenorfina SigmaB-044Stosowany do leczenia bólu pooperacyjnego
Krem do depilacji VeetN/ASłuży do usuwania owłosienia na ciele z obszaru operacyjnego
Poduszka grzewczaXiaochuangxinN/ASłuży do utrzymywania temperatury ciała
IbuprofenMCEHY-78131Służy do pooperacyjnego leczenia bólu
Drut żelazny (0,5 mm)Qing YuanDrut żelazny #26Służy do robienia werbla zawierającego zwijacz
Pęseta mikroskopowaRWDF12006-10Służy do penetracji i oddzielania tkanki w celu otwarcia przestrzeni operacyjnej
Uchwyt igłyRWDF12005-10Służy do ściskania końcówki igły manometrowej i jej stępiania
Kleszczyki okulistyczneRWDF14012-10 Służy do przytrzymywania skóry i innych tkanek
Nożyczki okulistyczneRWDS11001-08Służy do wykonywania nacięcia skingowego myszy
Pentobarbital soduSigmaP3761Używany do znieczulenia myszy
Sterylna mata operacyjnaHale & hearty211002Służy do umieszczania zwierzęcia podczas operacji
System obrazowania ultrasonograficznegoFujifilm visualsonicsvevo1100Służy do pomiaru prędkości przepływu krwi, grubości ściany lewej komory i frakcji wyrzutowej, https://www.visualsonics.com/product/imaging-systems/vevo-1100

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Heidenreich, P. A., et al. AHA/ACC/HFSA Guideline for the Management of Heart Failure: A Report of the American College of Cardiology/American Heart Association Joint Committee on Clinical Practice Guidelines. Circulation. 145 (18), 895(2022).
  2. McDonagh, T. A., et al. ESC Guidelines for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure. European Heart Journal. 42 (36), 3599(2021).
  3. Lv, B., et al. Induction of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury in mice. Journal of Visualized Experiments. (179), e63257(2022).
  4. Curaj, A., Simsekyilmaz, S., Staudt, M., Liehn, E. Minimal invasive surgical procedure of inducing myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (99), e52197(2015).
  5. Nakamura, M., Sadoshima, J. Mechanisms of physiological and pathological cardiac hypertrophy. Nature Reviews Cardiology. 15 (7), 387-407 (2018).
  6. Wang, H., et al. Bibliometric analysis on the progress of chronic heart failure. Current Problems in Cardiology. 47 (9), 101213(2022).
  7. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  8. Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
  9. Rockman, H. A., Wachhorst, S. P., Mao, L., Ross, J. ANG II receptor blockade prevents ventricular hypertrophy and ANF gene expression with pressure overload in mice. The American Journal of Physiology. 266, 2468-2475 (1994).
  10. Eichhorn, L., et al. A closed-chest model to induce transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiments. (134), e57397(2018).
  11. Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. Technique of minimally invasive transverse aortic constriction in mice for induction of left ventricular hypertrophy. Journal of Visualized Experiments. (127), e56231(2017).
  12. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Journal of the American Society of Echocardiography. 28 (1), 1-39 (2015).
  13. Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101(2016).
  14. Wang, X., et al. ATF4 protects the heart from failure by antagonizing oxidative stress. Circulation Research. 131 (1), 91-105 (2022).
  15. Li, J., et al. GCN5-mediated regulation of pathological cardiac hypertrophy via activation of the TAK1-JNK/p38 signaling pathway. Cell Death & Disease. 13 (4), 421(2022).
  16. Syed, A. M., et al. Up-regulation of Nrf2/HO-1 and inhibition of TGF-beta1/Smad2/3 signaling axis by daphnetin alleviates transverse aortic constriction-induced cardiac remodeling in mice. Free Radical Biology and Medicine. 186, 17-30 (2022).
  17. Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K., Chow, B. K. Minimally invasive transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiments. (121), e55293(2017).
  18. Lao, Y., et al. Operating transverse aortic constriction with absorbable suture to obtain transient myocardial hypertrophy. Journal of Visualized Experiments. (163), e61686(2020).
  19. Veldhuizen, R. A., Slutsky, A. S., Joseph, M., McCaig, L. Effects of mechanical ventilation of isolated mouse lungs on surfactant and inflammatory cytokines. European Respiratory Journal. 17 (3), 488-494 (2001).
  20. Withaar, C., Lam, C. S. P., Schiattarella, G. G., de Boer, R. A., Meems, L. M. G. Heart failure with preserved ejection fraction in humans and mice: embracing clinical complexity in mouse models. European Heart Journal. 42 (43), 4420-4430 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przerost mi nia sercowegomodel niewydolno ci sercaoperacja uku aortychirurgia myszyprzeci enie ci nieniowechirurgia ma oinwazyjnawykonany samodzielnie retraktortechnika szyciamasa lewej komory

Powiązane artykuły