Przedstawiono tutaj zabieg chirurgiczny trwałego podwiązania lewej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten można wykorzystać do zbadania patofizjologii i związanej z nią odpowiedzi zapalnej po zawale mięśnia sercowego.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej: chirurgiczny mysi model zawału mięśnia sercowego
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Choroba niedokrwienna serca i następujący po niej zawał mięśnia sercowego (MI) jest jedną z głównych przyczyn śmiertelności w Stanach Zjednoczonych i na całym świecie. Aby zbadać zmiany patofizjologiczne po zawale mięśnia sercowego i zaprojektować przyszłe metody leczenia, potrzebne są modele badawcze zawału mięśnia sercowego. Stałe podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej (LCA) u myszy jest popularnym modelem do badania funkcji serca i przebudowy komór po zawale mięśnia sercowego. W tym miejscu opisujemy mniej inwazyjny, niezawodny i powtarzalny chirurgiczny mysi model zawału mięśnia sercowego poprzez trwałe podwiązanie LCA. Nasz model chirurgiczny składa się z łatwo odwracalnego znieczulenia ogólnego, intubacji dotchawiczej, która nie wymaga tracheotomii, oraz torakotomii. Elektrokardiografia i pomiar troponiny powinny być wykonane w celu zapewnienia zawału mięśnia sercowego. Echokardiografia w 28 dniu po zawale mięśnia sercowego pozwoli rozpoznać czynność serca i parametry niewydolności serca. Stopień zwłóknienia serca można ocenić za pomocą barwienia trichromowego Massona i rezonansu magnetycznego serca. Ten model MI jest przydatny do badania zmian patofizjologicznych i immunologicznych po zawale mięśnia sercowego.
Wprowadzenie
Choroby układu krążenia to poważny problem zdrowia publicznego, który każdego roku pochłania 17,9 miliona istnień ludzkich, co stanowi 31 procent globalnej śmiertelności1. Najbardziej rozpowszechnionym typem anomalii sercowo-naczyniowej jest choroba niedokrwienna serca, a zawał mięśnia sercowego (MI) jest jednym z głównych objawów choroby niedokrwiennej serca2. Wskaźnik zawału mięśnia sercowego jest zwykle spowodowany zakrzepową niedrożnością tętnicy wieńcowej z powodu pęknięcia wrażliwej blaszki miażdżycowej3. Wynikające z tego niedokrwienie powoduje głębokie zmiany jonowe i metaboliczne w dotkniętym mięśniu sercowym, a także szybki spadek funkcji skurczowej. Wskaźnik zawału serca prowadzi do śmierci kardiomiocytów, co może prowadzić do dysfunkcji komór i niewydolności serca4.
Badania nad zawałem mięśnia sercowego u pacjentów są ograniczone ze względu na niedostatek tkanek uzyskanych od pacjentów z zawałem mięśnia sercowego5. W związku z tym mysie modele zawału mięśnia sercowego są przydatne zarówno w badaniu mechanizmów choroby, jak i w opracowywaniu potencjalnych celów terapeutycznych. Obecnie dostępne mysie modele MI obejmują nieodwracalne modele niedokrwienia (metody LCA i ablacji) oraz modele reperfuzji (niedokrwienie/reperfuzja, I/R)6. Stałe podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej (LCA) u myszy jest najczęściej stosowaną metodą i naśladuje patofizjologię i immunologię mięśnia sercowego u pacjentów7,8,9. Trwałe zawału mięśnia sercowego można również wywołać metodami ablacji, które obejmują uszkodzenie elektryczne lub kriouraz. Metody ablacji są w stanie wygenerować zawał o jednolitym rozmiarze w dokładnym miejscu10. Z drugiej strony, powstawanie blizn, morfologia zawału i mechanizmy sygnalizacji molekularnej mogą się różnić w zależności od metody ablacji10,11. Mysia metoda I/R jest kolejnym ważnym modelem MI, ponieważ reprezentuje kliniczny scenariusz terapii reperfuzyjnej12. Model I/R wiąże się z wyzwaniami, takimi jak zmienna wielkość zawału, trudności w rozróżnianiu reakcji początkowego urazu oraz reperfuzja6.
Chociaż powszechnie stosowane, metody podwiązywania LCA wiążą się z niskimi wskaźnikami przeżycia i bólem pooperacyjnym13. Protokół ten demonstruje mysi chirurgiczny model ligacji LCA metodą zawału mięśnia sercowego, który obejmuje przygotowanie i intubację myszy, podwiązanie LCA, opiekę pooperacyjną i walidację zawału mięśnia sercowego. Zamiast stosowania inwazyjnej tracheotomii14, metoda ta wykorzystuje intubację dotchawiczą. Zwierzę jest intubowane poprzez oświetlenie części ustnej gardła za pomocą laryngoskopu, dzięki czemu procedura jest łatwiejsza, bezpieczniejsza i mniej traumatyczna15. Mysz jest utrzymywana na respiratorze i w znieczuleniu izofluranem przez cały czas trwania zabiegu. Ponadto wykonuje się echokardiografię i barwienie trichromem Massona w celu oceny odpowiednio czynności serca i zwłóknienia serca po zawale serca. Ogólnie rzecz biorąc, metoda ta zapewnia wiarygodny i powtarzalny chirurgiczny mysi model zawału serca, który można wykorzystać do badania patofizjologii i stanu zapalnego po zawale mięśnia sercowego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Obecny protokół badania został sprawdzony i zatwierdzony przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) Uniwersytetu w Pittsburghu. Do eksperymentów wykorzystano osiem (sham n = 4 i MI n = 4) rocznych samic myszy C57BL/6J o wadze 24-30 g. Około 100% i co najmniej 80% myszy przeżyło odpowiednio w ciągu pierwszych 24 godzin i 28 dni.
1. Przygotowanie i intubacja dotchawicza myszy
- Rozgrzej sterylizator do koralików (patrz Tabela Materiałów) do 250 °C i umieść w nim autoklawizowane narzędzia chirurgiczne na kilka minut.
- Znieczulij mysz w komorze indukcyjnej z 3% izofluranem i 1 l/min tlenu przez 5 minut.
- Upewnij się, że mysz jest głęboko znieczulona, sprawdzając reakcję na mocne uszczypnięcie palca u nogi.
- Zważ mysz, aby oszacować dawkę przedoperacyjnego leku przeciwbólowego, buprenorfiny (0,1 mg/kg). Lek należy wstrzykiwać dootrzewnowo.
- Przytnij sierść po lewej stronie klatki piersiowej za pomocą elektrycznej maszynki do golenia.
- Następnie trzykrotnie zdezynfekować miejsce operacyjne jodonem powidonu i 70% etanolem.
- Umieść mysz w pozycji leżącej na pochyłej desce. Zabezpiecz głowę i kończyny myszy za pomocą elastycznej opaski przymocowanej odpowiednio do górnych siekaczy i taśmy klejącej. Nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
- Otwórz szczękę i delikatnie wyciągnij język z jamy ustnej.
- Zidentyfikuj otwór krtani, oświetlając część ustno-gardłową za pomocą laryngoskopu (patrz Tabela materiałów).
- Odciąć około 0,5 cm od igły do cewnika 24 G i włożyć igłę do plastikowej osłony. Skieruj igłę z plastikową osłonką do tchawicy. Wyjmij igłę, pozostawiając plastikową osłonę w tchawicy.
- Ustaw respirator (patrz Tabela materiałów) na częstość oddechów 137 uderzeń na minutę (zoptymalizowaną dla myszy użytych w tym badaniu) i objętość oddechową 0,18 cm3. Podłącz rurki respiratora do osłony cewnika i potwierdź prawidłową intubację, szukając zsynchronizowanych ruchów klatki piersiowej z respiratorem.
- Odłącz rurkę respiratora od osłony cewnika i umieść zwierzę w pozycji leżącej na podgrzanej desce chirurgicznej z kontrolowaną temperaturą. Podłącz ponownie mysz do wentylatora.
2. Stałe podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej
- Zdezynfekuj miejsce operowane jodonem powidonu i 70% alkoholem. Nałóż sterylną serwetę z otworem wielkości ćwiartki pośrodku, aby zabezpieczyć miejsce operowane. Delikatnie unieś skórę za pomocą kleszczy i wykonaj małe (1,5-2 cm) nacięcie poprzeczne skóry wzdłuż linii między lewym mięśniem piersiowym większym i mniejszym za pomocą nożyczek chirurgicznych.
UWAGA: Do wykonania nacięcia użyto nożyczek, ponieważ zapewnia to wymaganą kontrolę nad głębokością i kierunkiem cięcia. - Oddziel leżące poniżej mięśnie piersiowe za pomocą kleszczy i nożyczek preparujących. Mięśnie zostały oddzielone za pomocą retraktorów przymocowanych do elastycznych taśm .
- Wykonaj nacięcie w trzeciej przestrzeni międzyżebrowej za pomocą mikronożyczek zgodnie z naturalnym kątem klatki piersiowej. Na tym etapie należy zachować szczególną ostrożność, aby zapobiec uszkodzeniom serca i płuc.
- Delikatnie rozciągnij żebra za pomocą retraktorów, aby odsłonić lewą komorę. Odsuń tłuszcz osierdziowy na bok i zlokalizuj LCA, który biegnie od krawędzi lewego przedsionka w kierunku wierzchołka serca.
- Podanie 8-0 nylonowy szew pod LCA za pomocą uchwytu na igłę. Podwiązywać LCA za pomocą podwójnego węzła, po którym następuje drugi węzeł (zmodyfikowany węzeł chirurga).
UWAGA: Blanszowanie lewej dolnej komory potwierdza udane podwiązanie LCA. Oprócz tego zaleca się również pomiar troponiny, monitorowanie EKG (uniesienie odcinka ST), rezonans magnetyczny serca/in vivo lub obrazy mikro-CT w celu potwierdzenia porównywalnych zmian zawału serca. - Wyjmij retraktory i włóż igłę do cewnika 22 G do jamy klatki piersiowej. Wyjmij igłę, pozostawiając końcówkę plastikowej osłony w jamie klatki piersiowej. Zamknij klatkę piersiową za pomocą nylonowego szwu 4-0.
- Podłącz strzykawkę do plastikowej osłony 22 G i powoli usuwaj nadmiar powietrza uwięzionego w klatce piersiowej, delikatnie naciskając klatkę piersiową, aby wytworzyć ujemne ciśnienie powietrza. Zdejmij plastikową osłonę.
- Zamknij skórę nylonowym szwem 4-0.
- Wyłączyć dopływ izofluranu. Na tym etapie mysz znajduje się na respiratorze dostarczającym tlen.
3. Opieka pooperacyjna
- Wyłączyć respirator, gdy rozpocznie się oddychanie spontaniczne.
UWAGA: Procedura trwa około 30-35 minut na zwierzę od przygotowania myszy do tego etapu. - Trzymaj mysz pod lampą grzewczą i monitoruj ją, dopóki się nie obudzi. Zwierzę nie powinno być pozostawiane bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.
- Po operacji umieść zwierzę w osobnej klatce i włóż je z powrotem do oryginalnej klatki z innymi zwierzętami dopiero po pełnym wyzdrowieniu.
- Codziennie monitoruj mysz pod kątem oznak bólu lub dyskomfortu.
- Kontynuuj dootrzewnowe wstrzyknięcie buprenorfiny (0,1 mg/kg) co 6-8 godzin przez dodatkowe 2 dni po zabiegu.
4. Ocena echokardiograficzna
UWAGA: Echokardiografia została wykonana w celu oceny parametrów niewydolności serca w 28 dniu po zawale mięśnia sercowego.
- Po 28 dniach od zabiegu znieczulij myszy 3% izofluranem i 1 l/min tlenu, nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na oczy i usuń owłosienie na klatce piersiowej za pomocą kremu do depilacji. Trzykrotnie zdezynfekuj okolicę klatki piersiowej jodonem powidonu i 70% etanolem.
- Zabezpiecz znieczulone myszy na platformie obrazowania (patrz Tabela materiałów) w pozycji leżącej na plecach i utrzymuj stały poziom znieczulenia przez cały zabieg za pomocą stożka nosowego podłączonego do systemu znieczulającego (1%-2% izofluranu i 1 l/min tlenu).
- Przyklej cztery łapy do elektrod EKG za pomocą żelu elektrodowego (patrz Tabela materiałów). Monitoruj temperaturę zwierzęcia, wkładając sondę doodbytniczą (patrz Tabela materiałów).
- Nałóż żel skanujący (patrz Tabela materiałów) na klatkę piersiową, umieść przetwornik pionowo, opuść go do linii przymostkowej (równolegle do klatki piersiowej) i obróć o 35° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, aby uzyskać przymostkowy widok długiej osi lewej komory.
- Dotknij przycisku obrazowania w trybie B w oprogramowaniu do obrazowania (patrz Tabela materiałów), aby uzyskać pełny widok serca w długiej osi. Dostosuj rozmiar i jasność bramy, a następnie zapisz obrazy za pomocą opcji Zapisz klip lub Zapisz ramkę do późniejszych pomiarów16.
- Przełącz się na tryb M (tryb ruchu) i umieść oś trybu M na poziomie mięśnia brodawkowatego. Dostosuj rozmiar bramy i naciśnij przycisk Start w trybie M. Zapisz obrazy za pomocą opcji Zapisz klip lub Zapisz klatkę16,17.
- Ponieważ proces akwizycji obrazu w trybie 4D jest zautomatyzowany, przed uzyskaniem danych sprawdź, czy sygnały EKG i oddechu są aktywne (Rysunek 1).
- Rozpocznij pobieranie danych w trybie B-Mode. Otwórz panel skanowania 4D i uruchom silnik 3D. Ustaw parametry obrazu w panelu Skanowanie 4D i dotknij przycisku Skanuj, aby rozpocząć skanowanie. Po przejrzeniu obrazów w widoku 2D załaduj obrazy do trybu 4D za pomocą przycisku Wczytaj do 4D.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Rysunek 1 przedstawia reprezentatywne aktywne sygnały EKG i oddychania podczas oceny echokardiograficznej myszy w grupie pozorowanej (Rysunek 1A) oraz w grupie z MI (Rysunek 1B). Weryfikacja aktywnych sygnałów EKG i oddychania jest istotna przed rozpoczęciem pozyskiwania danych echokardiograficznych. Rysunek 2 przedstawia pomiar echokardiograficzny parametrów czynnościowych serca 28 dni...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Mysi model zawału mięśnia sercowego zyskuje na popularności w laboratoriach badawczych zajmujących się układem sercowo-naczyniowym, a to badanie opisuje powtarzalny i klinicznie istotny model zawału mięśnia sercowego. Protokół ten usprawnia proces ligacji LCA na kilka sposobów. Po pierwsze, unika się stosowania przedoperacyjnych środków znieczulających do wstrzykiwań, takich jak ksylazyna/ketamina lub pentobarbital sodu14,15. Zastosowano tylko znieczulenie izoflu...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów, które mogliby ujawnić.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez granty Narodowego Instytutu Zdrowia (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 i R01DK129339), AHA Transformational Project Award (19TPA34910142), AHA Innovative Project Award (19IPLOI34760566) oraz ALA Innovation Project Award (IA-629694) (dla PD).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Igła do cewnika 22 G | Exel INT | 26741 | Toracenteza |
| 24 G igła do cewnika | Exel INT | 26746 | Intubacja dotchawicza |
| 4-0 szew nylonowy | Covetrus | 29263 | Szycie mięśni i skóry |
| 8-0 szew nylonowy | S& T | 3192 | Podwiązanie |
| parowników anestezjologicznych | Wyposażenie weterynaryjne | VE-6047 | Wsparcie anestezjologiczne |
| Monitor fizjologii zwierząt | Fujifilm | VEVO 3100 | Monitoruj tętno, częstość oddechów i temperaturę ciała |
| Roztwór betadyny | PBS zdrowie zwierząt | 11205 | Antyspetic |
| Buprenorfina | Covetrus | 55175 | Przeciwbólowy |
| Mikroskop preparacyjny | Lornetka OMANO | OM2300S-V7 | |
| Elektryczna maszynka do golenia | Wahl | 79300-1001M | Żel do elektrody do golenia |
| Parker Laboratories | W60698L | Żel przewodzący prąd elektryczny | |
| Etanol | Decon Laboratories | 22-032-601 | Kleszcze dezynfekujące |
| FST | 11065-07 | Stal | |
| Gauze | Curity | CAR-6339-PK | Sterylna |
| lampa grzewcza | Satco | S4998 | Opieka pooperacyjna |
| Poduszka grzewcza | Kent scientific | Surgi-M | Kontrola temperatury |
| Sterylizator gorących kulek | Germinator 500 | 11503 | Sterylizacja narzędzia chirurgicznego |
| Isoflurane | Covetrus | 29405 | Anestezjolog |
| Masson’ s zestaw do barwienia trichromów | Thermoscientific | 87019 | Pomiar mikroigłowego uchwytu do zwłóknienia serca |
| FST | 12500-12 | ||
| Mikronożyczki | FST | 15000-02 | Maść |
| okulistyczna | Dechra | Puralube Vet | Sterylny smar do oczu |
| Żel skanujący | Parker Laboratories | Aquasonic 100 | Wodny żel do transmisji ultradźwięków |
| Nożyczki | FST | 14060-11 | |
| Laryngoskop dla małych zwierząt | Model Penn-Century | LS-2-M | Oświetlanie jamy ustnej gardła |
| Respirator dla małych zwierząt Aparat | Harvard | 557058 | Wspornik respiratora |
| Lampa chirurgiczna | Cole parmer | 41723 | Szerokość oświetlacza (cale): 7 |
| Platforma obrazowania przedklinicznego Vevo 3100 | Echokardiografia | Fujifilm VEVO 3100 | |
| Oprogramowanie VevoLAB | Fujifilm | VevoLAB 3.2.6 | Analiza danych echokardiografii |
Bibliografia
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 143 (8), 254(2021).
- Mendis, S., et al. World Health Organization definition of myocardial infarction: 2008-09 revision. International Journal of Epidemiology. 40 (1), 139-146 (2011).
- Frangogiannis, N. G. Pathophysiology of myocardial infarction. Comprehensive Physiology. 5 (4), 1841-1875 (2011).
- Smit, M., Coetzee, A., Lochner, A. The pathophysiology of myocardial ischemia and perioperative myocardial infarction. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (9), 2501-2512 (2020).
- Johny, E., et al. Platelet mediated inflammation in coronary artery disease with Type 2 Diabetes patients. Journal of Inflammation Research. 14, 5131(2021).
- Martin, T. P., et al. Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 770-791 (2022).
- De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
- Vasamsetti, S. B., et al. Apoptosis of hematopoietic progenitor-derived adipose tissue-resident macrophages contributes to insulin resistance after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (553), (2020).
- Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- van Amerongen, M. J., Harmsen, M. C., Petersen, A. H., Popa, E. R., van Luyn, M. J. Cryoinjury: a model of myocardial regeneration. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 23-31 (2008).
- Lam, N. T., Sadek, H. A. Neonatal heart regeneration: comprehensive literature review. Circulation. 138 (4), 412-423 (2018).
- Heusch, G., Gersh, B. J. The pathophysiology of acute myocardial infarction and strategies of protection beyond reperfusion: a continual challenge. European Heart Journal. 38 (11), 774-784 (2017).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells & Regenerative Medicine. 5 (1), 30-36 (2009).
- Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments. (150), e59591(2019).
- Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206(2014).
- Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments. (42), e2100(2010).
- Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101(2016).
- Vasamsetti, S. B., et al. Sympathetic neuronal activation triggers myeloid progenitor proliferation and differentiation. Immunity. 49 (1), 93-106 (2018).
- Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353(2017).
- Alwardt, C. M., Redford, D., Larson, D. F. General anesthesia in cardiac surgery: a review of drugs and practices. The Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (2), 227-235 (2005).
- Kolk, M. V., et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (32), e1438(2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments. (48), e2464(2011).
- Kalogeris, T., Baines, C., Krenz, M., Korthuis, R. Chapter six-cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. , Academic Press. 229-317 (2012).
- Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments. (117), e54814(2016).
- Yan, X., et al. Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).
- Xu, Q., et al. Protective effects of fentanyl preconditioning on cardiomyocyte apoptosis induced by ischemia-reperfusion in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 50 (2), 5286(2017).
- Leuschner, F., et al. Rapid monocyte kinetics in acute myocardial infarction are sustained by extramedullary monocytopoiesis. Journal of Experimental Medicine. 209 (1), 123-137 (2012).
- Leuschner, F., et al. Silencing of CCR2 in myocarditis. European Heart Journal. 36 (23), 1478-1488 (2015).
- Dutta, P., et al. E-selectin inhibition mitigates splenic HSC activation and myelopoiesis in hypercholesterolemic mice with myocardial infarction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (9), 1802-1808 (2016).
- Jiang, C., et al. A modified simple method for induction of myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (178), e63042(2021).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
