Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zbudowane przez nas urządzenie do terapii fotodynamicznej oparte na diodach elektroluminescencyjnych do zwiększania cytotoksyczności werteporfiny w modelu hodowli komórkowej 2D

3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64391

⸱

13 stycznia 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Graduate Program in Pharmaceutical Sciences, Laboratory of Cancer Drug Resistance, Federal University of Parana, 2Graduate Program in Pharmaceutical Sciences, Federal University of Parana, 3Federal Institute of Parana

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy nowatorskie, proste i tanie urządzenie do skutecznego przeprowadzania testów terapii fotodynamicznej in vitro (PDT) przy użyciu dwuwymiarowej hodowli komórek HeLa i werteporfiny jako fotosensybilizatora.

Streszczenie

Ten artykuł opisuje nowatorskie, proste i tanie urządzenie do przeprowadzania testów terapii fotodynamicznej in vitro (PDT), nazwane PhotoACT. Urządzenie zostało zbudowane przy użyciu zestawu konwencjonalnych programowalnych diod elektroluminescencyjnych (LED), modułu wyświetlacza ciekłokrystalicznego (LCD) oraz czujnika światła podłączonego do komercyjnej płytki mikrokontrolera. Pudełkowa konstrukcja prototypu została wykonana z płyt pilśniowych (MDF) o średniej gęstości. Wewnętrzna komora może jednocześnie przydzielić cztery mikropłytki wielodołkowe do hodowli komórkowych.

Jako dowód słuszności koncepcji, badaliśmy cytotoksyczne działanie werteporfiny fotosensybilizatora (PS) przeciwko linii komórkowej HeLa w dwuwymiarowej (2D) hodowli. Komórki HeLa traktowano zwiększonym stężeniem werteporfiny przez 24 godziny. Pożywkę supernatantową zawierającą lek odrzucono, przylegające komórki przemyto solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) i dodano pożywkę wolną od leku. W tym badaniu badano wpływ werteporfiny na komórki bez ekspozycji na światło lub po ekspozycji na światło przez 1 godzinę przy użyciu wartości czerwono-zielono-niebieskich (RGB) wynoszących 255, 255 i 255 (średnia fluencja 49,1 ± 0,6 J/cm2). Po 24 godzinach żywotność komórek oceniano za pomocą testu bromku 3-(4,5-dimetylo-2-tiazolylo)-2,5-difenylotetrazolowego (MTT).

Wyniki eksperymentalne pokazały, że ekspozycja komórek leczonych werteporfiną na światło z urządzenia wzmacnia cytotoksyczne działanie leku poprzez mechanizm, w którym pośredniczą reaktywne formy tlenu (ROS). Ponadto zastosowanie prototypu opisanego w tej pracy zostało zweryfikowane poprzez porównanie wyników z komercyjnym urządzeniem PDT. W związku z tym ten prototyp terapii fotodynamicznej opartej na diodach LED stanowi dobrą alternatywę dla badań in vitro PDT.

Wprowadzenie

Wśród najbardziej śmiertelnych chorób niezakaźnych, rak stanowi główną globalną przyczynę przedwczesnych zgonów. W 2020 roku było to prawie 10 milionów zgonów, co stanowi około jeden na sześć zgonów na całym świecie1. Ponadto zjawisko oporności wielolekowej (MDR) stanowi ogromne zagrożenie dla zdrowia publicznego, ponieważ zatwierdzone protokoły chemioterapeutyczne nie osiągają etapów remisji w tym stanie klinicznym2. Komórki rakowe mogą rozwinąć oporność na chemioterapię poprzez kilka mechanizmów; jednak nadekspresja niektórych transporterów kasetowych wiążących ATP (ABC) - pomp wypływowych zależnych od ATP - jest uważana za główną przyczynę rozwoju MDR w mikrośrodowisku guza3. Oprócz MDR, inne powikłania nowotworowe, takie jak nawroty i przerzuty, wzmacniają pilną potrzebę opracowania i ulepszenia podejść terapeutycznych w celu przezwyciężenia tego wyzwania onkologicznego.

Lecznicze wykorzystanie światła jest praktykowane od wieków4, a terapia fotodynamiczna (PDT) reprezentuje klinicznie zatwierdzone podejście terapeutyczne dla guzów litych. PDT łączy w sobie podanie fotouczulacza (PS), a następnie naświetlanie światłem w celu wytworzenia reaktywnych form tlenu (ROS) w celu wywarcia selektywnej cytotoksyczności w komórkach nowotworowych. To podejście terapeutyczne jest lepsze od konwencjonalnych metod, w tym chirurgii, radioterapii i chemioterapii5; Jest to technika małoinwazyjna wykazująca niższą cytotoksyczność w tkankach łącznych6. Lekka aplikacja i akumulacja PS bezpośrednio w guzie lub jego mikrośrodowisku zapewniają precyzyjne celowanie, a co za tym idzie, niewielkie, niepożądane ogólnoustrojowe skutki uboczne7 oraz możliwość powtórzenia leczenia w tym samym miejscu. Co więcej, koszt jest niższy niż w przypadku innych podejść. Ze względu na swoje obiecujące cechy, PDT może być uważana za odpowiednią opcję zarówno dla pojedynczego, zwłaszcza w przypadku guzów nieoperacyjnych, jak i uzupełniającego leczenia raka7, i stanowi alternatywę dla MDR związanego z chemioterapią8,9.

Pierwszy raport pokazujący wysoki wskaźnik obiektywnych odpowiedzi przy użyciu PDT został opisany w 1975 roku w modelu myszy i szczura10. Od tego czasu przeprowadzono badania z użyciem PDT z pozytywnymi wynikami7 zarówno in vivo, jak i in vitro z ludzkimi liniami komórek nowotworowych w hodowli komórkowej 2D11,12. Biorąc pod uwagę szerokie zastosowanie klinicznie zatwierdzonych PS, niezależnie od ich specyficznych szlaków akumulacji i zakresów długości fal pików absorpcyjnych, ogólny proces jest następujący: (i) wychwyt PS, (ii) szczyt stężenia PS w guzie lub jego mikrośrodowisku, (iii) zastosowanie światła, (iv) interakcja PS-światło, (v) transfer energii stanu wzbudzonego PS do substratu tkankowego lub otaczających cząsteczek tlenu, (vi) produkcja ROS z udziałem tlenu singletowego lub anionu ponadtlenkowego, (vii) śmierć komórek nowotworowych poprzez zasadniczo martwicę lub apoptozę (śmierć bezpośrednia), autofagię (mechanizm cytoprotekcyjny), niedokrwienie tkanek (uszkodzenie naczyń krwionośnych), modulację immunologiczną lub nakładanie się tych mechanizmów7. W tym końcowym etapie aktywacja określonego szlaku śmierci komórki zależy od wielu czynników, takich jak charakterystyka komórki, projekt eksperymentu i, co najważniejsze, lokalizacja wewnątrzkomórkowa PS i ukierunkowane uszkodzenie związane z PDT13.

Verteporfin to PS drugiej generacji, zatwierdzony przez agencje regulacyjne do użytku klinicznego w Norwegii i Chinach do leczenia zwyrodnienia plamki żółtej związanego z wiekiem7. Po podaniu dawki doniesiono, że ten prolek częściowo gromadzi się w mitochondriach14 i indukuje fosforylację tyrozyny białek komórkowych i fragmentację DNA, prowadząc do apoptozy komórek nowotworowych15,16. Po 24 godzinach inkubacji w celu internalizacji werteporfiny zaleca się protokół PDT wykorzystujący konfigurację długości fali 690 nm w celu osiągnięcia efektywnych poziomów transferu promieniowania elektromagnetycznego do sąsiednich cząsteczek7,17.

Jeśli chodzi o źródło światła dla PDT, klasyczne systemy laserów diodowych są zazwyczaj drogie, skomplikowane technicznie, przewymiarowane, a tym samym nieprzenośne18,19. W związku z jego profilem pojedynczej długości fali, który można również zaobserwować w urządzeniach PDT opartych na diodach LED, zapotrzebowanie na niezależne jednostki dla każdego zastosowania fotosensybilizatora sprawia, że wykorzystanie systemów lasera diodowego jest jeszcze bardziej złożone i ekonomicznie niewykonalne20,21. Dlatego wykorzystanie maszyn LED jest uważane za najbardziej obiecującą alternatywę nie tylko w celu rozwiązania problemów związanych z kosztami22 i konserwacją, ale także w celu zapewnienia wysokiej mocy wyjściowej i mniej szkodliwych23 i szersze możliwości oświetlenia24,25,26,27.

Pomimo potencjalnego wkładu, jaki sprzęt oparty na diodach LED może zaoferować do eksperymentów PDT28, większość opcji komercyjnych nadal ma wady, takie jak brak przenośności, wysokie koszty oraz skomplikowane projekty budowlane i eksploatacja29. Głównym celem tych prac było zaoferowanie prostego i niezawodnego narzędzia do oznaczania PDT in vitro. W tym artykule opisano PhotoACT, wbudowane przez nas urządzenie PDT oparte na diodach LED, które jest niedrogie, przyjazne dla użytkownika i przenośne. Jako dowód słuszności koncepcji, wykazano, że urządzenie to zwiększa cytotoksyczność werteporfiny w modelu hodowli komórkowej 2D, a zatem może być wykorzystywane jako narzędzie badawcze w eksperymentach PDT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Szczegóły dotyczące wszystkich materiałów, odczynników i oprogramowania wykorzystanych w tym protokole znajdują się w Tabeli materiałów.

1. Konstrukcja urządzenia

  1. Dotnij płyty MDF o grubości 3 mm, aby uzyskać elementy o wymiarach przedstawionych na Rysunku 1A.
    UWAGA: Do wycinania za pomocą sterowania numerycznego (CNC) należy użyć pliku wektorowego (Plik uzupełniający 1).
  2. Zbuduj dwa pudełka o następujących wymiarach (długość x szerokość x wysokość): 330 mm x 235 mm x 225 mm dla większego pudełka oraz 300 mm x 220 mm x 150 mm dla mniejszego pudełka (Rysunek 1B).
  3. Wywierć otwór w tylnej części większego pudełka, aby zamontować gniazdo zasilania DC. Wywierć otwory w górnej części większego pudełka oraz w górnej i dolnej części mniejszego pudełka, aby zapewnić przejście dla przewodów elektrycznych (Rysunek 1C).
  4. Pomaluj wszystkie wewnętrzne powierzchnie na czarno, aby zapewnić jednorodność padania światła (Rysunek 1D).
  5. Przymocuj równolegle trzy taśmy LED, każda z 10 diodami LED, do górnej wewnętrznej powierzchni mniejszego pudełka (Rysunek 1E).
  6. Zainstaluj czujnik natężenia światła w centrum dolnej wewnętrznej powierzchni mniejszego pudełka (Rysunek 1F).
  7. Wydrukuj strukturę jednostki sterującej (Rysunek 1G), korzystając z pliku do druku 3D (Plik uzupełniający 2).
  8. Zainstaluj wszystkie komponenty (przycisk zasilania, potencjometry, panel dotykowy czasu/startu, diody LED, czujnik natężenia światła, wyświetlacz LCD, brzęczyk i zasilacz) w portach płytki sterującej ESP32 zamontowanej wewnątrz jednostki sterującej (Rysunek 2).
  9. Wgraj kod programu (Plik uzupełniający 3, Plik uzupełniający 4 oraz Plik uzupełniający 5) i przeprowadź test, aby sprawdzić poprawność wszystkich połączeń (Rysunek 1H).
  10. Złóż pudełka i przymocuj je do siebie, aby uniknąć szczelin, a tym samym interferencji światła zewnętrznego i strat emitowanego światła. Przymocuj zamontowaną jednostkę sterującą do wywierconego otworu na górze prototypu (Rysunek 1I).
  11. Zamocuj drzwiczki przednie wykonane z tego samego materiału o wymiarach 330 mm x 225 mm (długość x szerokość) do większego pudełka za pomocą dwóch małych zawiasów. Dodatkowo przymocuj bocznie taśmy rzepowe do większego pudełka, aby wzmocnić domknięcie prototypu (Rysunek 1J). Zamontuj uchwyt do otwierania i zamykania drzwiczek urządzenia.
  12. Przymocuj cztery gumowe stopki do spodu prototypu, aby zapewnić większą stabilność podczas pracy (Rysunek 1K).

2. Linie komórkowe: hodowla, wysiew i traktowanie

  1. Odczynniki chemiczne
    1. Rozpuścić porfirynę w dimetylosulfoksydzie (DMSO) do uzyskania stężenia 100 mM.
      OSTROŻNIE: DMSO należy manipulować ostrożnie (pracować przy użyciu środków ochrony osobistej i w wentylowanym pomieszczeniu). Zarówno roztwory zapasowe, jak i rozcieńczone należy manipulować ostrożnie, aby uniknąć nadmiernej ekspozycji na światło.
  2. Linie komórkowe
    1. Hodować linię komórkową HeLa w podłożu DMEM (Dulbecco's Modified Eagle's Medium) o niskiej zawartości glukozy, uzupełnionym o 10% płodowej surowicy bydlęcej i 1% gentamycyny.
    2. Przechowywać kolby z kulturą w inkubatorze do hodowli komórkowej z 5% CO2 w temperaturze 37 °C.
    3. Prowadzić hodowlę i kontrolować komórki aż do osiągnięcia 80%-90% konfluencji.
  3. Proces wysiewania
    1. Usunąć podłoże hodowlane z kolby.
    2. Przemyć monowarstwę komórek PBS.
    3. Odczepić konfluentną kulturę komórek za pomocą trypsyny-EDTA (0,5%) 1x przez 5 min w 37 °C. Zneutralizować działanie trypsyny, resuspendując komórki w podłożu hodowlanym uzupełnionym o 10% płodowej surowicy bydlęcej i 1% gentamycyny.
    4. Policzyć zresuspendowane komórki za pomocą komory licznicowej (hemocytometru) i wysiać je do płytki 96-dołkowej w zagęszczeniu 2,0 × 104 komórek/dołek.
    5. Przygotować dwie płytki: dla warunków ciemności i naświetlania.
    6. Inkubować płytki przez 24 h w celu adhezji komórek.
  4. Proces traktowania
    1. Usunąć podłoże z obu płytek 96-dołkowych.
    2. Potraktować komórki 100 µL roztworów werteporfiny o rosnących stężeniach (od 0,045 do 24 µM, rozcieńczenie seryjne).
    3. Inkubować komórki z lekiem przez 24 h, aby umożliwić internalizację werteporfiny.
    4. Po 24 h usunąć podłoże zawierające lek, przemyć monowarstwę komórek PBS (100 µL) i dodać podłoże wolne od leku (100 µL).
    5. Przykryć jedną mikropłytkę folią aluminiową, aby chronić ją przed ekspozycją na światło, i inkubować przez 24 h. Płytka ta dostarczy danych kontrolnych dla wyników PDT (warunki ciemności). Druga mikropłytka zostanie wykorzystana w warunkach ekspozycji na światło w urządzeniu.

3. Obsługa urządzenia

  1. Podłącz urządzenie PDT do gniazda elektrycznego i włącz je, naciskając przycisk zasilania (power).
  2. Umieść drugą mikropłytkę (warunki świetlne) w urządzeniu PDT i zamknij sprzęt, mocując przednie drzwiczki za pomocą taśm rzepowych.
  3. Użyj potencjometrów, aby dostosować konfigurację RGB (w tym przypadku eksperyment RGB 255, 255, 255) i ustawić kolor emitowanego światła.
    UWAGA: Każda kombinacja RGB ma specyficzne widmo emisji, które musi zostać dostosowane do eksperymentów z różnymi fotosensybilizatorami, a w konsekwencji do różnych krzywych absorbancji.
  4. Naciśnij panel dotykowy (+)/(-), aby dostosować konfigurację czasu (w tym przypadku eksperyment 60 min) i ustawić czas trwania badania.
    UWAGA: Konfiguracja czasu, w powiązaniu z wartością natężenia promieniowania, wyznaczy fluencję procesu, czyli dawkę światła zastosowaną w badaniu.
  5. Sprawdź informacje o ustawieniach (setup) na wyświetlaczu.
  6. Naciśnij przycisk Start, aby rozpocząć badanie. Upewnij się, że na początku badania usłyszysz pojedynczy sygnał dźwiękowy.
  7. W trakcie eksperymentu obserwuj informacje w czasie rzeczywistym na wyświetlaczu, takie jak natężenie promieniowania (irradiance) oraz pozostały czas.
  8. Nie otwieraj przednich drzwiczek ani nie zmieniaj żadnej konfiguracji podczas badania PDT.
  9. Po zakończeniu badania poczekaj na czterokrotny sygnał dźwiękowy i wygaśnięcie wszystkich diod LED przez system elektroniczny. Na wyświetlaczu pojawi się komunikat Finished oraz końcowa ilość zużytej energii — fluencja — z przebiegu eksperymentu.
    UWAGA: Końcowa wartość fluencji jest obliczana zgodnie z równaniem (1):
    Równanie fluencji: F=I×s; schemat obliczania ekspozycji energetycznej w badaniach fotonicznych. (1)
    Gdzie F odpowiada J/cm2, a I odpowiada mW/cm2 lub mJ/s·cm2. Wartość natężenia promieniowania uwzględnia moc diod LED (źródła emitującego) oraz jednorodnie naświetlaną powierzchnię komory ciemnej (660 cm2) (równanie [2]):
    Wzór na obliczanie natężenia promieniowania I=Moc/Powierzchnia naświetlana, równanie fizyki optycznej. (2)
    Teoretyczna wartość natężenia promieniowania jest wyświetlana na ekranie urządzenia przez cały czas trwania badania PDT. Po zakończeniu operacji użyj równania (3), aby obliczyć fluencję:
    Fluencja (F) = natężenie promieniowania (I, wartość stała) × czas operacji (s) (3)

4. Test żywotności komórek

  1. Po przeprowadzeniu testu PDT przykryć mikropłytkę, która była wystawiona na działanie światła, i inkubować przez 24 h.
  2. Po okresie inkubacji usunąć pożywkę z obu płytek, przemyć monowarstwę komórek PBS (100 µL) i dodać roztwór MTT (0,5 mg/ml, 100 µL). Inkubować obie płytki – w warunkach ciemności oraz naświetlonych – przez 4 h, aby umożliwić tworzenie się kryształów formazanu.
  3. Ostrożnie usunąć roztwór MTT i rozpuścić fioletowe kryształy w roztworze DMSO/etanol (1:1).
  4. Po całkowitym rozpuszczeniu kryształów zmierzyć absorbancję za pomocą czytnika mikropłytek przy 595 nm.
    UWAGA: Urządzenie to można wykorzystać w innych istotnych eksperymentach, takich jak analiza śmierci komórkowej indukowanej przez ROS, wywołanej przez fotouczulacze po ekspozycji na światło, z wykorzystaniem cytometrii przepływowej30.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Końcowe urządzenie do PDT, nazwane PhotoACT, zawierało ciemną komorę przeznaczoną do umieszczenia do czterech wielodołkowych mikropłytek, której górna powierzchnia wewnętrzna została wyposażona w zestaw 30 rozproszonych diod LED zaprogramowanych do emitowania różnych widm światła widzialnego (Rysunek 3 oraz Plik uzupełniający 6). Urządzenie zbudowano z dwóch powiązanych obudów: wewnętrznej, zaprojektowanej jako ciemna komora do testów PDT, oraz zewnętrznej, która przykrywa k...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ostateczne urządzenie PhotoACT było wygodne do zbudowania z dostępnych na rynku, tanich komponentów za łączny koszt poniżej 50 USD. Dodatkowe zalety to niskie wymagania konserwacyjne, możliwość napromieniania wielu rodzajów płytek hodowlanych, jednoczesne stosowanie do czterech jednostek na test, niska waga (2 kg)/rozmiar (44 cm3), która umożliwia przenośność, dokładne i powtarzalne napromieniowanie (dane nie są pokazane) oraz przyjazny dla użytkownika i prosty interfejs konfiguracji, który nie wymaga połączen...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

Dziękujemy Arthurowi Henrique Gomesowi de Oliveira i Lucasowi Julianowi Cruzowi Gomesowi za pomoc w procesie filmowania. Projekt ten był wspierany przez Brazylijską Radę ds. Badań Naukowych (CNPq, numery grantów 400953/2016-1-404286/2021-6) oraz Fundação Araucária-PPSUS 2020/2021 (SUS2020131000003). Badanie to zostało również częściowo sfinansowane przez Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior-Brasil (CAPES)-Finance Code 001.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,5% Trypsyna-EDTA (10x)Gibco15400054Odczynnik do dysocjacji hodowli komórek ssaków
Drukarka 3DFlashforgeFinder model
96-dołkowe Niesterylne, polistyrenowe i o wysokim poziomie wiązania płytki powierzchniowe z płaskim dnem używane do hodowli komórkowych 2D
Czujnik
Model TSL2561 z poziomami detekcji 0,1-40,000+ luksów i interfejsem I2C Przyciski
Brzęczyk
KolbySterylna, polistyrenowa, prostokątna kolba dolna z powierzchnią poddaną kulturom tkankowym (TC), pochyloną szyjką i nasadką odpowietrzającą (rozmiary)
ProbówkiwirówkoweSterylne, polipropylenowe probówki o pojemności 15/50 ml używane do rozcieńczania kultur komórkowych na etapie wysiewu testu
CO2 Płyta sterująca inkubatora
OprogramowanieESP32
TrimbleSketchUp
DMEM o wysokiej zawartości glukozyGibco11965092DMEM (Dulbecco's Modified Eagle Medium) jest szeroko stosowanym podłożem podstawowym do wspomagania wzrostu wielu różnych komórek ssaków.
DMSOSigma-AldrichD4540-500MLDimetylosulfotlenek, ≥ 99,5% (GC), nadaje się do hodowli komórek roślinnych
Surowica bydlęca płodu Gibco12657029FBS zapewnia najlepszą wartość, zapewniając spójność wzrostu komórek w czasie i przejściach.
Gentamycyna (50 mg/ml)Gibco15750060Antybiotyk rozpuszczalny w wodzie, pierwotnie oczyszczony z grzyba  Micromonospora purpurea. Gentamycyna działa poprzez zapobieganie zanieczyszczeniu kultur komórkowych
HemocytometrKomora o wzorze Neubauera używana do zliczania komórek na etapie wysiewu testu
Odwrócony mikroskop laboratoryjnyLeicaDM IL
LED OkapKabina zaprojektowana w celu ochrony środowiska pracy przed zanieczyszczeniami poprzez utrzymanie stałego, jednokierunkowego przepływu powietrza przefiltrowanego przez HEPA nad pracą obszar. Stosowany na kilku etapach hodowli komórek i procedur zabiegowych
Wyświetlacz
model LED RGB WS28125050 RGB SMD z wbudowanym procesorem. Taśma z 30 diodami LED, długością 1 metra i mocą 9 W Płyty
pilśniowe MDFPłyty pilśniowe o grubości 3 mm Płyty pilśniowe o średniej gęstości
ProbówkiSterylne, polipropylenowe probówki z pokrywką zabezpieczającą o pojemności 1,5/2,0 mL. Wygodne narzędzia do manipulowania małymi objętościami na etapie obróbki testu Czytnik
mikropłytekTermoFischerMultiskan FC Fotometr mikropłytkowy przeznaczony do wykrywania szerokiego zakresu długości fal (340-850 nm). Sprzęt wykorzystano do oceny żywotności komórek po inkubacji MTT.
Odczynnik MTTInvitrogenM6494bromek 3-(4,5-dimetylotiazol-2-ylo)-2,5-difenylotetrazolium. Używany do testów żywotności komórek
Operational SystemReal Time Engineers ltd.
P10
P1000Nieelektroniczna, jednokanałowa, 10-1000 μ
MikropipetaNieelektroniczna, jednokanałowa, 20-200 μ L pojemność
Sprzęt PDTLumaCareModel LC-122
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami pH 7,4Gibco10010031Zrównoważona formuła soli stosowana do mycia komórek podczas hodowli i procedur testowych
Potencjometry
KońcówkiNiesterylne, uniwersalne dopasowanie, 10/200/1000 μ L maksymalne objętości
VerteporfinSigma-AldrichSML0534-5MGVerteporfin, ≥ 94% (HPLC)
jasności Arduino do hodowli komórkowych projektowe z przepływem laminarnym : LCD, do mikrowirówek Micripipet FreeRTOS Nieelektroniczny, jednokanałowy, 1-10 μMikropipeta o pojemności L P200 o pojemności L

Bibliografia

  1. Ferlay, J., et al. International agency for research on cancer. Global Cancer Observatory: Cancer Today. 23 (7), https://gco.iarc.fr/today/home 323-326 (2018).
  2. Gottesman, M. M., Fojo, T., Bates, S. E. Multidrug resistance in cancer: role of Atp-dependent transporters. Nature Reviews Cancer. 2 (1), 48-58 (2002).
  3. Szakacs, G., Paterson, J. K., Ludwig, J. A., Boothe-Genthe, C., Gottesman, G. A. Targeting multidrug resistance in cancer. Nature Reviews Drug Discovery. 5 (3), 219-234 (2006).
  4. Ackroyd, R., Kelty, C., Brown, N., Reed, M. The history of photodetection and photodynamic therapy. Photochemistry and Photobiology. 74 (5), 656-669 (2001).
  5. Hamblin, M. R. Photodynamic therapy for cancer: what's past is prologue. Photochemistry and Photobiology. 96 (3), 506-516 (2020).
  6. Barr, H., et al. The contrasting mechanisms of colonic collagen damage between photodynamic therapy and thermal injury. Photochem Photobiol. 46 (5), 795-800 (1987).
  7. Algorri, J. F., Ochoa, M., Roldán-Varona, P., Rodríguez-Cobo, L., López-Higuera, J. M. Photodynamic therapy: A compendium of latest reviews. Cancers. 13 (17), 4447(2021).
  8. Aniogo, E. C., Plackal, B., George, B. P. A., Abrahamse, H. The role of photodynamic therapy on multidrug resistant breast cancer. Cancer Cell International. 19, 91(2019).
  9. Spring, B. Q., Rizvi, I., Xu, N., Hasan, T. The role of photodynamic therapy in overcoming cancer drug resistance. Photochemical & Photobiological Sciences. 14 (8), 1476-1491 (2015).
  10. Dougherty, T. J., Grindey, G. B., Fiel, R., Weishaupt, K. R., Boyle, D. G. Photoradiation therapy. II. Cure of animal tumors with hematoporphyrin and light. Journal of the National Cancer Institute. 55 (1), 115-121 (1975).
  11. Etcheverry, M. E., Pasquale, M. A., Garavaglia, M. Photodynamic therapy of HeLa cell cultures by using LED or laser sources. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 160, 271-277 (2016).
  12. Guo, Q., Dong, B., Nan, F., Guan, D., Zhang, Y. 5-Aminolevulinic acid photodynamic therapy in human cervical cancer via the activation of microRNA-143 and suppression of the Bcl-2/Bax signaling pathway. Molecular Medicine Reports. 14 (1), 544-550 (2016).
  13. Mroz, P., Yaroslavsky, A., Kharkwal, G. B., Hamblin, M. R. Cell death pathways in photodynamic therapy of cancer. Cancers. 3 (2), 2516-2539 (2011).
  14. Mahalingam, S. M., Ordaz, J. D., Low, P. S. Targeting of a photosensitizer to the mitochondrion enhances the potency of photodynamic therapy. ACS Omega. 3 (6), 6066-6074 (2018).
  15. Granville, D. J., Levy, J. G., Hunt, D. W. C. Photodynamic treatment with benzoporphyrin derivative monoacid ring A produces protein tyrosine phosphorylation events and DNA fragmentation in murine P815 cells. Photochemistry and Photobiology. 67 (3), 358-362 (1998).
  16. Castano, A. P., Demidova, T. N., Hamblin, M. R. Mechanisms in photodynamic therapy: part two - cellular signaling, cell metabolism and modes of cell death. Photodiagnosis Photodynamic Therapy. 2 (1), 1-23 (2014).
  17. Detty, M. R., Gibson, S. L., Wagner, S. J. Current clinical and preclinical photosensitizers for use in photodynamic therapy. Journal of Medicinal Chemistry. 47 (16), 3897-3915 (2004).
  18. Allison, R. R. Photodynamic therapy: oncologic horizons. Future Oncology. 10 (1), 123-142 (2014).
  19. Chepurna, O., et al. Photodynamic therapy with laser scanning mode of tumor irradiation. Optical Fibers and Their Applications 2015. 9816, 323-326 (2015).
  20. Huang, Z. A review of progress in clinical photodynamic therapy. Technology in Cancer Research and Treatment. 4 (3), 283-293 (2005).
  21. Chepurna, O., et al. LED-based portable light source for photodynamic therapy. Optics in Health Care and Biomedical Optics. 11190, 109-115 (2019).
  22. Hasson, O., Wishkerman, A. CultureLED: A 3D printer-based LED illumination cultivation system for multi-well culture plates. HardwareX. 12, 00323(2022).
  23. Wu, X., et al. Localised light delivery on melanoma cells using optical microneedles. Biomedical Optics Express. 13 (2), 1045-1060 (2022).
  24. Erkiert-Polguj, A., Halbina, A., Polak-Pacholczyk, I., Rotsztejn, H. Light-emitting diodes in photodynamic therapy in non-melanoma skin cancers-own observations and literature review. Journal of Cosmetic and Laser Therapy. 18 (2), 105-110 (2016).
  25. Neupane, J., Ghimire, S., Shakya, S., Chaudhary, L., Shrivastava, V. P. Effect of light emitting diodes in the photodynamic therapy of rheumatoid arthritis. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 7 (1), 44-49 (2010).
  26. Lins, E. C., et al. A novel 785-nm laser diode-based system for standardization of cell culture irradiation. Photomedicine and Laser Surgery. 31 (10), 466-473 (2013).
  27. Hopkins, S. L., et al. An In vitro cell irradiation protocol for testing photopharmaceuticals and the effect of blue, green, and red light on human cancer cell lines. Photochemical and Photobiological Sciences. 15 (5), 644-653 (2016).
  28. Zhang, K., Waguespack, M., Kercher, E. M., Spring, B. Q. An automated and stable LED array illumination system for multiwell plate cell culture photodynamic therapy experiments. Research Square. , 1-18 (2022).
  29. Gálvez, E. N., et al. Analysis and evaluation of the operational characteristics of a new photodynamic therapy device. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 37, 102719(2022).
  30. Bretin, L., et al. Photodynamic therapy activity of new human colorectal cancer. Cancers. 11 (10), 1474(2019).
  31. T. SketchUp. , Available from: https://www.sketchup.com/ (2022).
  32. LCDR PhotoDynamic Therapy (PDT) Equipment Repository. GitHub, Inc. , Available from: https://github.com/PhotoDynamicTherapy (2022).
  33. W3C CSS Color Module Level 3. W3C, Inc. , Available from: https://www.w3.org/TR/css-color-3/#SRGB (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Urządzenie oparte na diodach LEDdwuwymiarowa hodowla komórekbadanie fotosensybilizatoralinia komórkowa HeLareaktywne formy tlenutest MTTcytometria przepływowaekspozycja na światło
Zbudowane przez nas urządzenie do terapii fotodynamicznej oparte na diodach elektroluminescencyjnych do zwiększania cytotoksyczności werteporfiny w modelu hodowli komórkowej 2D
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.