Artykuł metodologiczny

Mikrodysekcja oka gryzonia

7.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64414

⸱

21 kwietnia 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1National Institute of Immunology

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł przedstawia protokół mikropreparacji oka u gryzoni. Proces ten polega na wyłuszczeniu gałki ocznej wraz z błoną naszywkową (tj. Trzecią powieką). Następnie następuje oddzielenie tylnej i przedniej części gałki ocznej.

Streszczenie

Mikro-rozwarstwienie oka gryzonia polega na segmentacji wyłuszczonej gałki ocznej z dołączoną błoną oczną, czyli trzecią powieką, w celu uzyskania przedniej i tylnej gałki ocznej. Dzięki tej technice można uzyskać podczęści oka, w tym tkankę rogówki, tkankę nerwową, tkankę nabłonka barwnikowego siatkówki (RPE) i soczewkę, do całościowego montażu, kriosekcji i/lub zawiesin jednokomórkowych określonej tkanki oka. Obecność trzeciej powieki ma wyjątkowe i znaczące zalety, ponieważ korzystnie wpływa na utrzymanie orientacji oka, co jest ważne dla zrozumienia fizjologii oka po każdej zlokalizowanej interwencji lub w badaniach obejmujących analizę oku odnoszącą się do topografii przestrzennej oka.

W tej metodzie, wyłuszczyliśmy gałkę oczną w oczodole wraz z trzecią powieką, ostrożnie i powoli przecinając mięśnie zewnątrzgałkowe i przecinając nerw wzrokowy. Gałka oczna została przebita przez rąbek rogówki za pomocą mikroostrza. Jako punkt wejścia wykorzystano nacięcie, pozwalające na przecięcie wzdłuż połączenia rogówkowo-twardówkowego poprzez wprowadzenie przez miejsce nacięcia mikronożyczek. Wykonywano małe i ciągłe nacięcia na obwodzie, aż do rozdzielenia miseczek. Można je dalej preparować, delikatnie złuszczając półprzezroczystą warstwę siatkówki nerwowej za pomocą kleszczy do szycia Colibri w celu uzyskania warstw siatkówki nerwowej i RPE. Ponadto wykonano trzy/cztery równoodległe cięcia od obwodu prostopadle do środka nerwu wzrokowego, aż do dotarcia do nerwu wzrokowego. To otworzyło półkuliste miseczki w kształt różyczki, dzięki czemu opadały płasko i można je było łatwo zamontować. Technika ta została zastosowana w naszym laboratorium do całych zrostów rogówki i odcinków siatkówki. Obecność trzeciej powieki wyznacza orientację nosowo-skroniową, co pozwala na badanie różnych interwencji terapii komórkowej po przeszczepie, a tym samym na ukierunkowaną walidację fizjologiczną niezbędną do wizualizacji i dokładnej reprezentacji w takich badaniach.

Wprowadzenie

Dyssekcja oka jest ważną techniką w badaniach okulistycznych i umożliwiła badaczom dostęp do segmentów oka w celu przeprowadzenia badań celowanych. Wcześniej badacze okulistów opierali się w swoich badaniach na tkance oka od osób chorych. Jednak stopniowo rosnąca liczba szczepów okulistycznych modeli gryzoni1 na przestrzeni lat zmniejszyła zapotrzebowanie na ludzką tkankę oka. Te szczepy myszy pozwoliły na głębsze zrozumienie chorób oczu i interwencji. Stworzyły one jednak również zapotrzebowanie na innowacyjne techniki mikropreparacji oka. Niewielkie rozmiary i ograniczony obszar działania poważnie ograniczają skuteczny dostęp do części nośnych. Ponadto, ze względu na jednorodny montaż komórkowy tylnej i przedniej muszli ocznej, trudno jest przeprowadzić ukierunkowane interwencje po sekcji. Obecne techniki mikropreparacji lasera2 i mikrodysekcji chirurgicznej3,4 są niewystarczające do spełnienia takich wymagań badań okulistycznych. Mikropreparacja laserowa jest bardzo skuteczna w analizie pojedynczych komórek, ale konkretna tkanka musi zostać poddana mikrosekcji przed zabiegiem laserowym2. Technika ta pozwala wyizolować małe obszary zainteresowania ze wstępnie wypreparowanej tkanki w celu analizy molekularnej. W związku z tym technika ta nie nadaje się do przygotowania całych wierzchowców ani do izolacji osiowo upakowanych warstw oka w celu optymalnej wizualizacji.

Metoda chirurgiczna jest najczęściej stosowaną techniką; metoda ta polega na unieruchomieniu oka za pomocą nerwu wzrokowego5, a następnie wykonaniu sekcji. Ta praktyka jest żmudna i może uszkodzić każdą delikatną tkankę, ponieważ kuliste oko nadal się porusza podczas sekcji. Pomimo tego, że technika ta jest korzystna dla izolowania różnych odcinków warstw siatkówki, nie może wyznaczyć orientacji przestrzennej tkanki podczas sekcji.

Podczas sekcji, utrzymanie obecności dołączonej błony naszywkowej lub trzeciej powieki (Rysunek 1) prezentuje unikalne i znaczące korzyści. W tej metodzie najpierw gałka oczna jest wyłuszczona trzecią powieką. Następnie, trzecia powieka służy do unieruchomienia oka6 (Rysunek 2A). Następnie przekłuwa się gałkę oczną przez rąbek rogówki i używa nacięcia jako punktu wejścia (Rysunek 2B, C). Następnie muszle oczne są rozdzielane poprzez nacięcie wzdłuż obwodu z przodu i z tyłu (Rysunek 2D-G). Poprzez dalsze preparowanie tylnej muszli ocznej, można zidentyfikować półprzezroczystą warstwę siatkówki nerwowej i delikatnie ją odkleić. Trzy lub cztery równoodległe nacięcia są następnie wykonywane w otrzymanych półkulistych przednich i tylnych miseczkach, które pozwalają tym miseczkom w kształcie kwiatów opadnąć płasko na szkiełko (Ryc. 2H).

Trzecia powieka pomaga w łatwej i efektywnej obsłudze podczas sekcji, zapewniając w ten sposób minimalne uszkodzenia tkanki podczas dostępu do różnych warstw oka i podczas tworzenia całych warstw. Co więcej, obecność trzeciej powieki pomaga zlokalizować i zbadać zlokalizowane interwencje podczas wizualizacji.

Procedura, w naszym laboratorium, została przeprowadzona na myszy CBA/J lub rd1 w P28 dowolnej płci. Zabieg może być wykonywany na każdym szczepie, wieku i płci zwierzęcia i nie ma uprzedzeń zgodnie z tymi cechami.

Zwierzęta zostały pozyskane z komercyjnych źródeł (zobacz Tabelę Materiałów) i przechowywane w Small Animal Facility (SAF) w National Institute of Immunology (NII). Trzymano je w indywidualnych wentylowanych klatkach (IVC) i zapewniano im dostęp ad libitum do zakwaszonej, autoklawowanej wody i pożywienia. Utrzymywano je w temperaturze 21-23 °C i w cyklu 14 h/10 h światło/ciemność.

Poniżej znajduje się zmodyfikowana metoda chirurgiczna mikro-preparacji oka myszy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ta procedura została zatwierdzona przez Instytucjonalną Komisję Etyki Zwierząt Narodowego Instytutu Immunologii w New Delhi. Numer seryjny homologacji to IAEC#480/18. Eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Komitetu ds. Kontroli i Nadzoru Doświadczeń na Zwierzętach, Ministerstwa Rybołówstwa, Hodowli Zwierząt i Mleczarstwa, Rządu Indii, pod nadzorem profesjonalnego lekarza weterynarii w SAF, NII.

1. Przygotowanie

  1. Rozszerz oczy gryzoni za pomocą kropli 0,8% tropikamidu i 5% roztworów oftalmicznych fenylefryny do każdego oka. Umieść zwierzę w ciemnym miejscu na 30 minut przed zabiegiem.
    UWAGA: Środek przeciwbólowy nie jest wymagany, ponieważ zwierzę jest poddawane eutanazji natychmiast po zakończeniu 30 minut. Adaptacja do ciemności i rozszerzenie oczu zwierzęcia pozwala obserwatorowi sprawdzić, czy nie ma łez i uszkodzeń oka przed zabiegiem. Dodatkowo rozszerzenie jest korzystne podczas pracy z pigmentowaną tkanką gałki ocznej.
  2. Poddaj zwierzę eutanazji poprzez dootrzewnowe podanie 5-krotnej dawki znieczulenia. Typowa dawka to 200 μl PBS zawierającego 10 mg ketaminy i 1 mg ksylazyny.
    UWAGA: Dawka do eutanazji zwierzęcia to ketamina w dawce 400-500 mg/kg masy ciała i ksylazyna w dawce 50 mg/kg masy ciała podawana dootrzewnowo. Dla typowej myszy o masie ciała 20 g dawka wynosiłaby 200 μl PBS zawierającego 10 mg ketaminy (100 μl roztworu podstawowego 100 mg/ml ketaminy) i 1 mg ksylazyny (100 μl roztworu podstawowego 10 mg/ml ksylazyny).
  3. Potwierdź całkowity brak reakcji na bodziec, badając odruch pedałowania. Brak bicia serca i oddychania są również ważnymi wskaźnikami.
  4. Umieść mysz w pozycji bocznej, aby umożliwić pełny dostęp do oka.
  5. Przygotuj kleszczyki do szycia Colibri, kleszczyki zakrzywione, mikroostrze (15°, rozmiar 3 mm), mikronożyczki sprężynowe i mikronożyczki sprężynowe pod kątem gotowe do zabiegu.

2. Wyłuszczenie oka myszy wraz z trzecią powieką

  1. Umieść mysz w pozycji bocznej, aby umożliwić pełny dostęp do oka. Otwórz zewnętrzne powieki kleszczami, aby optymalnie uwidocznić trzecią powiekę.
    UWAGA: Trzecia powieka, znana również jako błona nosowa, znajduje się w kierunku górnego rogu stycznej nosowej (Rysunek 1A).
  2. Zidentyfikuj trzecią powiekę jako niewielką półprzezroczystą wypukłość z pigmentowaną granicą (Rysunek 1B).
  3. Umieść zakrzywione kleszcze wokół gałki ocznej i ściśnij, aby uwolnić oko od obcych przyczepów. Zminimalizuje to krwawienie do oka z otaczającej tkanki.
  4. Zastąp zakrzywione kleszczyki sprężynowymi mikronożyczkami i przetnij wokół gałki ocznej z przymocowaną do niej trzecią powieką. Użyj małych, ciągłych nacięć, aby uwolnić gałkę oczną z otaczających przyczepów tkankowych.
  5. Umieść zakrzywione mikronożyczki sprężynowe pod gałką oczną, aby uwolnić oko poprzez przecięcie nerwu wzrokowego. Upewnij się, że gałka oczna jest całkowicie zwolniona z oczodołu.

3. Oczyszczanie obcych tkanek

  1. Umieścić wyłuszczone oko myszy poddanej eutanazji na szalce Petriego z buforem soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS) o pH 7,4, z szalką Petriego wypełnioną w taki sposób, aby gałka oczna była zanurzona w PBS.
  2. Unieruchom wyłuszczoną gałkę oczną myszy z dołączoną trzecią powieką jedną ręką za pomocą kleszczy.
  3. Zawieś gałkę oczną w płynnym podłożu, aby umożliwić bardziej efektywną obsługę. Niektóre mięśnie lub tkanki zewnątrzgałkowe zaczną odchodzić od gałki ocznej. Usuń je, odcinając je od gałki ocznej za pomocą mikronożyczek sprężynowych.
  4. Wytnij i usuń nerw wzrokowy z podstawy gałki ocznej za pomocą mikronożyczek, aby umożliwić lepsze oddzielenie siatkówki w przypadku preparatów do pełnego montażu.
    UWAGA: Nie jest konieczne usuwanie nerwu wzrokowego w celu przekroju tkanki.
  5. Przemyć gałkę oczną PBS i przenieść ją do probówki o pojemności 1,5 ml zawierającej 1 ml 4% paraformaldehydu (PFA) na minimum 2 godziny w temperaturze 4 °C w celu utrwalenia tkanki.
    UWAGA: Na tym etapie procedurę można przerwać, pozostawiając tkankę w PFA na okres do 12 godzin w temperaturze 4 °C. Jednak w przypadku izolacji żywych komórek nie należy wykonywać etapów utrwalania, a całą procedurę należy wykonywać bez przerw.

4. Analiza wyłuszczonego oka w celu uzyskania przedniej i tylnej muszki ocznej

  1. Po utrwaleniu PFA (w przypadku pobierania żywych komórek należy postępować bez utrwalania gałki ocznej), przenieś gałkę oczną na szalkę Petriego zawierającą PBS i umieść ją pod mikroskopem preparacyjnym w celu wykonania kolejnej procedury.
  2. Unieruchomij gałkę oczną, mocno przytrzymując trzecią powiekę kleszczami do szycia Colibri.
  3. Wykonaj małe nacięcie w rąbku, przekłuwając go za pomocą mikroostrza. Rąbek to połączenie rogówkowo-twardówkowe. Wykonaj nacięcie najlepiej naprzeciwko trzeciej powieki, tworząc w ten sposób punkt dostępu dla mikronożyczek sprężynowych.
    UWAGA: Użycie mikroostrza o nachyleniu 15° i wielkości 3 mm może zapewnić lepszą kontrolę nad głębokością tego nacięcia.
  4. Następnie, używając tego nacięcia jako punktu wyjścia, za pomocą mikronożyczek wykonaj małe i ciągłe nacięcia wzdłuż obwodu rąbka rogówkowo-twardówkowego. Najpierw wykonaj półkole nacięć, zaczynając od punktu nacięcia do trzeciej powieki. Następnie uzupełnij pozostałe półkole nacięć po drugiej stronie. Na koniec wykonaj nacięcie wokół trzeciej powieki, aby oddzielić tylną miseczkę od przedniej miseczki.
    UWAGA: W zależności od interesującej muszli ocznej, błonę oczną można pozostawić przymocowaną do przedniej lub tylnej muszli ocznej.
  5. Usuń soczewkę z tylnej miseczki za pomocą kleszczy, aby uzyskać tylną miseczkę składającą się z warstwy siatkówki nerwowej i nabłonka barwnikowego siatkówki (RPE). Soczewka, tylna miseczka i przednia miseczka oka są w ten sposób oddzielone.
    UWAGA: W przypadku pracy z nieutrwalonymi tkankami, przednie i tylne bańki mogą być teraz trawione enzymatycznie w celu uzyskania zawiesiny jednokomórkowej rogówki lub siatkówki.
  6. W celu utrwalenia tkanek przenieś te kubki do probówki o pojemności 1,5 ml zawierającej 1 ml 4% PFA przez 12 godzin w temperaturze 4 °C.
    UWAGA: Po utrwaleniu tkankę można zanurzyć w odpowiednim podłożu, a w celu uzyskania skrawków rogówki lub siatkówki można wykonać kriosekcję lub sekcję parafinową.

5. Izolacja warstwy siatkówki nerwowej i RPE

  1. Ponownie wprowadzić tylną miseczkę na szalkę Petriego zawierającą bufor PBS, aby zanurzyć tkankę.
  2. Sprawdź obecność siatkówki nerwowej. Można to uwidocznić jako nieprzezroczystą warstwę na pigmentowanej warstwie RPE, która jest przymocowana na obrzeżym obwodu miseczki.
  3. Przytrzymaj trzecią powiekę kleszczami, aby unieruchomić tylną miseczkę, i oderwij siatkówkę nerwową, zaczynając od obrzeża za pomocą drugiej pary kleszczy.
    UWAGA: Zaleca się bardzo delikatne i lekkie ruchy dłoni, aby nie uszkodzić tkanki. Przy wyjściu nerwu wzrokowego zakrzywione nożyczki sprężynowe można wsunąć pod siatkówkę nerwową i wykonać cięcie, aby całkowicie uwolnić warstwy, jeśli siatkówka nerwowa pozostaje przyczepiona, jak pokazano na Rysunek 3. Opcjonalnie uwolnij lub odłącz siatkówkę delikatnymi pociągnięciami za pomocą miękkiej szczoteczki. Nie byłoby to jednak właściwe w przypadku pobierania siatkówki do badania histologicznego.
    UWAGA: W ten sposób uzyskuje się siatkówkę nerwową i pigmentowaną warstwę RPE z trzecią powieką.

6. Segmentacja warstw siatkówki i RPE dla całych wierzchowców

  1. Ponownie wprowadzić przednie i tylne bańki do szalki Petriego zawierającej bufor PBS i umieścić szalkę pod mikroskopem preparacyjnym
    2. .
  2. Unieruchom miseczkę przednią, przytrzymując trzecią powiekę.
  3. Użyj kątowych mikronożyczek sprężynowych, aby wykonać cięcie około 3/4 średnicy muszli ocznej obok trzeciej powieki, przecinając od obwodu prostopadle w kierunku środka optyki.
  4. Trzymaj trzecią powiekę i wykonaj cięcie obok pierwszego cięcia.
  5. Wykonaj podobne cięcie między drugim cięciem a trzecią powieką.
    UWAGA: Trzy lub cztery takie równoodległe nacięcia otwierają półkuliste miseczki w kształt kwiatu, który opada płasko i można go łatwo zamontować.
  6. Unieruchom tylną miseczkę, przytrzymując trzecią powiekę.
  7. Wykonaj te same czynności, co przy wykonywaniu nacięć (kroki 6.3-6.5) na miseczce przedniej, aby wykonać trzy lub cztery jednakowo odległe nacięcia na miseczce tylnej.
    UWAGA: W przypadku histologii siatkówki nerwowej wyizolowanej w kroku 5 wykonaj podobne nacięcia, aby upewnić się, że opada płasko na powierzchnię. Nie wykonuj bardzo głębokich nacięć na środku kubka, ponieważ może to spowodować, że sekcje liści łatwo się rozpadną lub rozdzielą.
  8. Wykonaj barwienie i zamontuj całe tkanki, aby uzyskać efektywną wizualizację7,8.
    UWAGA: Obecność błony ocznej działa jako stały wskaźnik fizyczny nosowej strony muszli ocznej w całych mocowaniach. Pomaga rozgraniczyć grzbietową/brzuszną stronę muszli ocznej, ponieważ trzecia powieka muszli ocznej wskazuje orientację nosową/brzuszną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Cała ilość tkanki oka/rogówki myszy rd1 została przygotowana do badania potencjalnej angiogenezy limfatycznej w tkance przedniej/rogówki w stanie chorobowym. Przyczepiona tkanka spojówki z trzeciej powieki działała jako kontrola pozytywna, ponieważ rogówka nie ma naczyń limfatycznych. Na potrzeby badania tkankę rogówki wypreparowano za pomocą spojówki i utrwalono za pomocą 4% PFA, a następnie przeprowadzono przepuszczalność i blokowanie. Tkanka została następnie wybarwiona pierwszorzędowym przeciwciałem przeciwko markero...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Stwierdzono, że mikrodysekcja oka jest trudnym zadaniem ze względu na mały rozmiar i kulisty kształt oka gryzonia, a oko gryzoni wymaga innowacyjnych technik skutecznego obchodzenia się z nim8.

W obecnie zademonstrowanej metodzie wyłuszczona gałka oczna myszy jest uzyskiwana z dołączoną trzecią powieką w celu skutecznej i łatwej obsługi. Za pomocą trzeciej powieki gałka oczna może zostać całkowicie unieruchomiona, co pozwala na łatwe przeprowadzenie sekcji przy minimal...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dr Alaknanda Mishra, Wydział Biologii Komórki i Anatomii Człowieka, Uniwersytet Kalifornijski w Davis, USA, przeszkoliła nas w tej metodzie w Narodowym Instytucie Immunologii w New Delhi. Prace te zostały wsparte grantem podstawowym otrzymanym z Departamentu Biotechnologii Rządu Indii dla Narodowego Instytutu Immunologii w New Delhi. P.S. otrzymała stypendium naukowe Katedry Biotechnologii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Paracetamol (Biocetamol)EG PharmaceuticalsBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne
)Zestaw fosfatazy alkalicznej (DEA)Coral Clinical System, IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Automatyczny analizatorTulip, Alto Santracruz, IndieScreen Maaster 3000Analizator biochemiczny do testu czynnościowego wątroby
Betadine ( Povidon-Jod Solution)Win-Medicare;   IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Szafa bezpieczeństwa biologicznego (klasa I)Kartos międzynarodowy; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Mikroskop jasnego polaOlympus, JaponiaLX51
Myszy wsobne CBA/JThe Jackson LaboratoryNr zapasowy 000654
Cefotaxime (Taxim)AlKem ; Indiecefotaksym do wstrzykiwań sodu, brak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Sitko komórkoweSigma ; USCLS431752
Kolagenaza typu IGibco firmy Life Technologies17100-017
Patyczki kosmetycznePure Swabs Pvt Ltd ; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
DPX MountantSigma ; US6522
Drape SheetJSD Surgicals, Delhi, IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Roztwór Eozyny Y, alkoholowaSigma ; Kleszcze HT110132
duże chirurgiczne; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
System znieczulenia gazowegoUgo Basile; Włochy211000
GlukozaHimedia, IndieGRM077
Krem do depilacji (Veet)Reckitt Benckiser, IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Roztwór hematoksyliny, Mayer'sSigma ; USMHS16
Heparyna sól sodowaHimedia; IndieRM554
Hialuronidaza z jąder owiecSigma ; USH6254
I.V. Kaniula (plusflon)Mediplus, IndieRef 1732411420
Strzykawki insulinoweBD ; Nr ref. US 303060
Izofluran ( Foran)Asecia QueenboroughNo B506Wziewny środek znieczulający
Ketamina (Ketamax)Troikaa Pharmaceuticals Ltd.Chlorowodorek ketaminy IP, brak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Meloxicam (Melonex)Intas Pharmaceuticals Ltd; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Mikro uchwyty igłowe proste i zakrzywioneMercian ;   AngliaBS-13-8
Mikro uchwyty igłowe proste &
zakrzywiony		Mercian ;   AngliaBS-13-8
MicrotomeHisto-Line Laboratories, WłochyMRS3500
Nylonowa nićPotężna ; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
ParaformaldehydHimedia; IndieGRM 3660
PercollGE Healthcare17-0891-01
Odświeżający żel do łez/mgiełki do oczuAllergan India Private Limited/Sun Pharma, IndieP3060Brak konkretnego numeru katalogowego
RPMIHimedia; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
SkalpelMajor Surgicals; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
NożyczkiGłówne chirurgiczne; IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
SGOT (ASAT) KITCoral Clinical System, IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
SGPT (ALAT) KITCoral Clinical System, IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Shandon Cryotome E CryostatThermo Electron Corporation ; USBrak konkretnego numeru katalogowego
SacharozaSigma ; USS0389
Ostrze chirurgiczne nr 22La Medcare, IndieBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Tablica chirurgicznawyprodukowanaBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Biała taśma chirurgiczna3M Indie ; Indie1530-1Nici chirurgiczne z mikroporami
Ethicon, Johnson & Johnson, IndieNW 5047
Strzykawki (1 ml, 26 g)Dispo Van; IndieBrak konkretnego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
Trymer (maszynka do strzyżenia)PhilipsNL9206AD-4 DRACHTEN QT9005
WagaBraunBrak określonego numeru katalogowego (zamówienia lokalne)
William's E MediaHimedia; IndieAT125
Ksylazyna (Xylaxin)Indian Immunologicals LimitedŚrodek uspokajający, przedznieczulający, przeciwbólowy i zwiotczający mięśnie
amerykańskie lokalnie

Bibliografia

  1. Choi, Y., et al. Studying cancer immunotherapy using patient-derived xenografts (PDXs) in humanized mice. Experimental and Molecular Medicine. 50 (8), 1-9 (2018).
  2. Sutherland, C., et al. Laser Capture Microdissection of Highly Pure Trabecular Meshwork from Mouse Eyes for Gene Expression Analysis. J Vis Exp. (136), e57576(2018).
  3. Fernandez-Godino, R., Garland, D. L., Pierce, E. A. Isolation, culture and characterization of primary mouse RPE cells. Nature Protocols. 11 (7), 1206-1218 (2016).
  4. Shang, P., Stepicheva, N. A., Hose, S., Zigler, J. S., Sinha, D. Primary cell cultures from the mouse retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (133), e56997(2018).
  5. Claybon, A., Bishop, A. J. Dissection of a mouse eye for a whole mount of the retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (48), e2563(2011).
  6. Steven, P., et al. Experimental induction and three-dimensional two-photon imaging of conjunctiva-associated lymphoid tissue. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49 (4), 1512-1517 (2008).
  7. Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole mount immunofluorescent staining of the neonatal mouse retina to investigate angiogenesis in vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546(2013).
  8. Ullmann, J. F., Moore, B. A., Temple, S. E., Fernandez-Juricic, E., Collin, S. P. The retinal wholemount technique: A window to understanding the brain and behaviour. Brain, Behavior and Evolution. 79 (1), 26-44 (2012).
  9. Nakao, S., Hafezi-Moghadam, A., Ishibashi, T. Lymphatics and lymphangiogenesis in the eye. Journal of Ophthalmology. 2012, 783163(2012).
  10. Mishra, A., et al. Peripheral blood-derived monocytes show neuronal properties and integration in immune-deficient rd1 mouse model upon phenotypic differentiation and induction with retinal growth factors. Stem Cell Research and Therapy. 11 (1), 412(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Mikrodyssekcja oka gryzoniaizolacja tkanek ga ki ocznejdyssekcja siatk wki neuronalnejnab onek pigmentowy siatk wkipreparaty ca ego rog wkizawiesina pojedynczych kom rektechnika kriosekcjiunieruchomienie trzeciej powiekiprzeci cie nerwu wzrokowegomikroskop stereoskopowy

Powiązane artykuły