Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie kombinacji kalorymetrii pośredniej, termografii w podczerwieni i poziomu glukozy we krwi do pomiaru termogenezy brunatnej tkanki tłuszczowej u ludzi

3.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64451

⸱

2 czerwca 2023

 ,  ,  ,  , 
1La Trobe Institute for Molecular Science, Department of Rural Clinical Sciences, La Trobe University, 2School of Biomedical Sciences, Department of Physiology, The University of Melbourne, 3Melbourne Medical School, Department of Rural Health, The University of Melbourne

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół do ilościowego określenia fizjologicznego znaczenia wpływu aktywności brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) na metabolizm człowieka. Osiąga się to poprzez połączenie obciążenia węglowodanami i kalorymetrii pośredniej z pomiarami zmian temperatury nadobojczykowej. To nowatorskie podejście może pomóc w opracowaniu celu farmakologicznego dla termogenezy BAT u ludzi.

Streszczenie

U ssaków brunatna tkanka tłuszczowa (BAT) jest aktywowana szybko w odpowiedzi na zimno w celu utrzymania temperatury ciała. Chociaż BAT przeprowadzono wiele badań na małych zwierzętach, trudno jest zmierzyć aktywność BAT u ludzi. W związku z tym niewiele wiadomo na temat zdolności wytwarzania ciepła i fizjologicznego znaczenia BAT u ludzi, w tym stopnia, w jakim składniki diety mogą aktywować BAT. Wynika to z ograniczeń w obecnie najczęściej stosowanej metodzie oceny aktywacji glukozy znakowanej radioaktywnie BAT (fluorodeoksyglukozy lub 18FDG) mierzonej za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej – tomografii komputerowej (PET-CT).

Ta metoda jest zwykle stosowana u osób na czczo, ponieważ karmienie indukuje wychwyt glukozy przez mięśnie, co może maskować pobieranie glukozy do BAT. W artykule opisano szczegółowy protokół ilościowego określania wydatku energetycznego całego ciała człowieka i wykorzystania substratu z termogenezy BAT poprzez połączenie kalorymetrii pośredniej, termografii w podczerwieni i monitorowania stężenia glukozy we krwi u dorosłych mężczyzn obciążonych węglowodanami. Aby scharakteryzować fizjologiczne znaczenie BAT, kluczowe znaczenie mają miary wpływu działalności BAT na zdrowie ludzi. Demonstrujemy protokół, aby to osiągnąć, łącząc obciążenie węglowodanami i kalorymetrię pośrednią z pomiarami zmian temperatury nadobojczykowej. To nowatorskie podejście pomoże zrozumieć fizjologię i farmakologię termogenezy BAT u ludzi.

Wprowadzenie

Brązowa tkanka tłuszczowa (BAT) szczególnie różni się od białej tkanki tłuszczowej (WAT) zawartością mitochondriów, unerwieniem współczulnym, wielomiejscowymi kropelkami lipidów, zdolnością generowania ciepła i anatomicznym rozmieszczeniem. Uważano, że BAT występuje tylko u niemowląt i małych ssaków, aż do potwierdzenia jego obecności u dorosłych ludzi w 2009 roku1,2,3. Tak więc do niedawna rola BAT w fizjologii człowieka i homeostazie metabolicznej była słabo poznana. Szeroko zakrojone badania na małych zwierzętach wykazały, że podczas ekspozycji na zimno ponad połowa metabolizmu jest spowodowana niewywołującą dreszczy zdolnością termogeniczną BAT4. Kilka badań wykazało, że przy łagodnej ekspozycji na zimno (17-18 °C) wzrost wydatku energetycznego i wychwytu glukozy do BAT jest silnie skorelowany z termogenezą BAT u ludzi5,6,7. Co więcej, termogeneza BAT może przyczyniać się do 10% spoczynkowego wydatku energetycznego u ludzi podczas ekspozycji na zimno (przegląd, patrz Van Schaik et al.8). Badanie fizjologii i wpływu BAT na zdrowie i choroby ludzi jest obecnie ograniczone ograniczeniami protokołu. W związku z tym niezbędne jest dysponowanie dokładną metodą pomiaru rzeczywistego wpływu metabolicznego BAT, aby lepiej zrozumieć wpływ termogenezy BAT na otyłość i jej powikłania metaboliczne u ludzi.

Anatomiczny rozkład ludzkiego BAT sprawia, że uzyskanie dokładnych pomiarów BAT jest trudne. U ludzi BAT jest rozprowadzany w magazynach WAT w jamie brzusznej, klatce piersiowej, a przede wszystkim w szyi9. Do anatomicznego scharakteryzowania BAT wykorzystano autopsję i badania zwłok, ale te metody nie mogą dostarczyć informacji funkcjonalnych><><. Rozróżnienie BAT przy użyciu konwencjonalnych technik obrazowania jest trudne ze względu na podobne gęstości WAT i BAT8. Dodatkowym kłopotliwym problemem jest to, że beżowe magazyny tłuszczu znajdują się również w tych samych wąskich warstwach powięzi lub w niektórych magazynach z klasą WAT8, co utrudnia ich rozróżnienie przy użyciu konwencjonalnych technik obrazowania.

Aby rozwiązać ten problem, objętość BAT jest zazwyczaj mierzona za pomocą połączenia pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) i tomografii komputerowej (CT). Znakowany radioaktywnie analog glukozy 18F-fluourodeoksyglukoza (18F-FDG) jest najpowszechniejszym znacznikiem używanym do badania BAT12. Ma jednak kilka ograniczeń, takich jak narażenie badanych na promieniowanie jonizujące oraz bycie inwazyjnym i drogim. Ponadto największym ograniczeniem znacznika 18F-FDG jest to, że mierzy on wychwyt analogu glukozy, co nie jest idealne, biorąc pod uwagę, że preferowanymi substratami dla termogenezy BAT są wolne kwasy tłuszczowe13. Technika 18F-FDG PET/CT nie mierzy wychwytu wolnych kwasów tłuszczowych jako substratu termogenezy, a zatem nie mierzy fizjologicznego znaczenia termogenezy BAT. Istnieją alternatywne techniki stosowane do oceny ludzkiego BAT, które obejmują pomiar poboru wody znakowanej tlenem-15 (15O-O2) 14, 11C-octane15, długołańcuchowy kwas tłuszczowy (18Kwas F-fluoro-6-tia-heptadekanowy)16, lub adenozyna17, a także spektroskopia rezonansu magnetycznego18 i rezonans magnetyczny Obrazowanie 19, ale są one nadal bardzo drogie i narażają obiekty na promieniowanie jonizujące. W związku z tym brakuje wiarygodnego, niedrogiego i, co ważne, bezpiecznego standardu złota do ilościowego określania BAT stosowanych przez człowieka.

Termografia w podczerwieni (IRT) to alternatywna nieinwazyjna technika obrazowania20,21, która mierzy temperaturę skóry nakładającą się na znaną bazę BAT. Chociaż sugeruje to zwiększony wydatek energetyczny, jeśli zmierzona temperatura nie przekracza temperatury rdzenia, nie można określić, czy zmierzona zmiana temperatury jest po prostu konsekwencją zmienionego przepływu krwi. Co więcej, zmierzony wzrost temperatury lokalnej nie dostarcza wartości zmienionego wydatku energetycznego, który często jest pożądanym punktem końcowym. Wiele grup badawczych wykorzystało IRT do pomiaru wzrostu temperatury w magazynach ludzkich BAT po interwencji kofeinowej lub bodźcu zimnym; Ten magazyn to Fossa22,23,24,25,26,27.

Nie jest jednak jasne, czy działanie kofeiny na BAT jest bezpośrednie, czy pośredniczy w obwodach neuronowych. Istnieją dowody na to, że kofeina wywołuje cechy brązowienia adipocytów in vitro22, a wcześniejsze prace wykazały, że kofeina (100 mg) zwiększa zmienność rytmu serca, co może być wskaźnikiem wzrostu układu współczulnego nerwu układowego w organizmie27. Jest to zgodne z dowodami na gryzoniach, u których kofeina poprzez ośrodkowy układ nerwowy zwiększa termogenezę bez negatywnego wpływu na układ sercowo-dynamiczny28.

Ponieważ preferowanym substratem dla termogenezy BAT są wolne kwasy tłuszczowe pochodzące z triglicerydów13, oraz aktywne sekwestratory BAT krążące lipidy w celu podtrzymania termogenezy29, miary wykorzystania substratu są ważne w ocenie fizjologicznej aktywacji BAT. Współczynnik wymiany oddechowej (RER) to stosunek objętości zużytego tlenu (V̇O2) do wytworzonego dwutlenku węgla (V̇CO2)30. Wartość RER równa 0,7 wskazuje na metabolizm kwasów tłuszczowych, a wartość RER 1,0 wskazuje na metabolizm węglowodanów31. W związku z tym dowody na preferowanie wykorzystania kwasów tłuszczowych w stosunku do wzrostu wydatku energetycznego są kluczowym korelatem termogenezy BAT.

Dodatkowo, biorąc pod uwagę, że pobieranie glukozy jest znanym korelatem aktywności BAT (patrz wyżej), spadek stężenia glukozy we krwi równolegle ze zmianą wykorzystania substratu jest kluczowym korelatem termogenezy BAT. Poprzednie badania wykorzystujące samą kalorymetrię pośrednią lub w połączeniu z rejestracją temperatury u osób na czczo wykazały niewielką lub żadną ostrą zmianę w wykorzystaniu substratu32,33. Ponieważ jest to prawdopodobnie maskowane przez stan postu (w którym metabolizm preabsorpcyjny sprzyja wykorzystaniu tłuszczu), proponujemy połączenie IRT i kalorymetrii pośredniej z ładowaniem węglowodanów.

Ten artykuł ma na celu przedstawienie krok po kroku podejścia, które badacze kliniczni mogą wykorzystać do wiarygodnego i, co ważne, bezpiecznego określenia fizjologicznego znaczenia BAT u ludzi poprzez połączenie IRT, kalorymetrii pośredniej i poziomu glukozy we krwi. Technikę tę najlepiej stosować po naładowaniu węglowodanami i wystawieniu na działanie środków farmakologicznych BAT lub bodźców środowiskowych. Wyniki tego podejścia mogą być wykorzystane do badania aktywności BAT, wykorzystania substratu i wydatku energetycznego po aktywacji BAT u poszczególnych badanych osób27.

Protokół

Wszyscy uczestnicy (n = 8) wyrazili pisemną świadomą zgodę, a wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez Uniwersytecką Komisję Etyki Człowieka; dane pochodziły od Van Schaik et al.27.

1. Instalacja sprzętu i oprogramowania

  1. Zmierz masę tkanki tłuszczowej za pomocą absorpcjometrii promieniowania rentgenowskiego o podwójnej energii (DXA) zgodnie z Van Schaik et al.27.
  2. Oszacuj wykorzystanie substratu i wydatek energetyczny z wydychanego gazu; zmierz to za pomocą analizatora gazów oddechowych zgodnie z wytycznymi producenta.
  3. Pobrać próbki krwi przez nakłucie palca (naczynia włosowate) i określić poziom glukozy we krwi za pomocą glukometru zgodnie z wytycznymi producenta.
  4. Użyj bezdotykowego termometru na podczerwień, aby określić pomiary temperatury ciała zgodnie z wytycznymi producenta (błąd tego urządzenia to ±0.2 °C).

2. Procedury przed wizytą uczestnika

  1. Przebadaj wszystkich uczestników pod kątem ich stanu zdrowia.
  2. Ustaw następujące kryteria wykluczenia: wskaźnik masy ciała wynoszący >30 kg/m2 (ze względu na to, że aktywność BAT jest odwrotnie skorelowana z otyłością34,35, uczestnicy stosujący leki na receptę i cukrzyca.
  3. Przed lub po sesji testowej upewnij się, że uczestnicy przeszli skanowanie DXA w celu zmierzenia ich masy tłuszczowej, ponieważ aktywność BAT jest odwrotnie skorelowana z otyłością34,35.
  4. Przez 24 godziny przed przybyciem na badanie upewnij się, że uczestnicy powstrzymali się od wszelkich forsownych ćwiczeń lub aktywności i byli na czczo przez 10 godzin przed przybyciem do laboratorium.

3. Procedury w dniu badania

  1. Upewnij się, że temperatura w pomieszczeniu, w którym zbierane są dane, jest ustawiona na stałą temperaturę, aby zminimalizować zewnętrzne zakłócenia spowodowane różnicami w temperaturze pokojowej.
    UWAGA: Może to spowodować nieprawidłowe pomiary termiczne lub metaboliczne. Na potrzeby tego eksperymentu wykorzystano pomieszczenie o kontrolowanej temperaturze utrzymywanej na poziomie 22 °C w warunkach neutralnych termicznie.
  2. Poproś uczestników, aby przybyli do laboratorium o godzinie 08:00, aby wyjaśnić dzienne rytmy hormonalne.
  3. Zmierz wzrost i wagę uczestników.
  4. Poproś uczestników, aby położyli się na cokole przez co najmniej 30 minut przed wykonaniem podstawowych pomiarów.
  5. Przez 120 minut mierz IRT, kalorymetrię pośrednią, poziom glukozy we krwi i temperaturę rdzenia uczestników co 15 minut po przeterminowanym pobraniu próbek O2i CO2(Rysunek 1).
  6. Po pomiarach podstawowych upewnij się, że uczestnicy są naładowani węglowodanami poprzez spożycie trzech żeli węglowodanowych (90 g glukozy każdy) między punktami czasowymi od 0 min do 15 min.
  7. Upewnij się, że uczestnicy spożyli lek 45 minut po załadowaniu węglowodanami. Aby postępować zgodnie z tym protokołem, użyj 100 mg kapsułek z kofeiną jako intervention27.
    UWAGA: Wymagany jest 7-dniowy okres wymywania między interwencją a placebo, co oznacza, że wymagany jest okres 7 dni między podawaniem kofeiny a placebo.

4. Kalorymetria pośrednia

  1. Oszacuj wydatek energetyczny i wartości wykorzystania substratu z wydychanego gazu, mierzone za pomocą analizatora gazów oddechowych. Przeprowadzić kalibrację analizatora gazów oddechowych zgodnie z instrukcjami producenta.
  2. Dopasuj sterylizowaną na zimno silikonową maskę do uczestnika, aby umożliwić dostarczanie powietrza w pomieszczeniu i pozyskiwanie danych metabolicznych. Upewnij się, że maska jest wyposażona we wstępnie wysterylizowany zawór bez ponownego oddychania (dwukierunkowy zawór bez ponownego oddychania) i przymocuj go do twarzy uczestnika za pomocą siatkowego mocowania i sprawdź, czy nie ma wycieków.
  3. Upewnij się, że rurki wdechowe i wydechowe są połączone.
  4. Wyeksportuj plik danych cyfrowych w formacie arkusza kalkulacyjnego.
  5. Pobrać próbki przeterminowanychO2 i CO2z uśrednianiem 5 s. Mierzy wydatek energetyczny i współczynnik wymiany oddechowej (Rysunek 1). Zdejmij maskę na twarz, aby wykonać dodatkowe środki.
  6. Oblicz szybkość utleniania substratu (utlenianie węglowodanów i lipidów) oraz całkowity wydatek energetyczny za pomocą równań jazu niebiałkowego 1-331,36:
    Szybkość utleniania tłuszczu (g/min−1) = (1.695 VO2)-(1.701 VCO2) (1)
    Szybkość utleniania węglowodanów (g/min-1) = (4.585 VCO2) -(3.226 VO2) (2)
    Wydatek energetyczny (kcal/min) = (3,94 × VO2)+ (1,1 × VCO2) (3)

5. Pomiary stężenia glukozy we krwi w osoczu

  1. Przeprowadzaj odczyty stężenia glukozy we krwi za pomocą nakłucia palca i glukometru po każdej serii pomiarów wydychanego gazu (Rysunek 2).

6. Temperatura rdzenia

  1. Zapisz temperaturę rdzenia (Tcore) po każdej rundzie pomiarów wydychanego gazu. Najlepiej zmierzyć temperaturę rdzenia doodbytniczo lub śródusznie (Rysunek 2).
    UWAGA: Ze względu na bezpieczne praktyki COVID-19 zminimalizuj kontakt międzyludzki.
  2. Upewnij się, że uczestnicy leżą na wznak, a ich głowa znajduje się w neutralnej pozycji. Konsekwentnie kieruj termometr bezdotykowy w stronę środka czoła uczestnika.

7. Termografia w podczerwieni

  1. Przeprowadź IRT po każdej rundzie pomiarów wygasłego gazu (Rysunek 2).
  2. Poproś uczestników, aby usiedli w wyprostowanej pozycji, patrząc prosto przed siebie, z odsłoniętym obszarem klatki piersiowej do szyi (Rysunek 3).
  3. Użyj kamery termowizyjnej, aby uzyskać obrazy w podczerwieni przedniej części szyi i górnej części klatki piersiowej.
    1. Ustaw aparat na statywie na wysokości szyi w odległości 1 m od twarzy fotografowanej osoby (Rysunek 4D). Użyj następujących ustawień: typ detektora = mikrobolometr niechłodzony; skok detektora = 17 μm; zakres spektralny kamery = 7,5-14,0 μm; czułość termiczna = 20 mK przy 30 °C; soczewki = 36 mm; Rozdzielczość = 1,024 pikseli x 768 pikseli.
    2. Włącz aparat.
    3. Dostosuj ostrość aparatu, obracając pierścień ostrości.
      UWAGA: Bardzo ważne jest prawidłowe ustawienie ostrości. Nieprawidłowa regulacja ostrości wpływa na pomiar temperatury.
    4. Skieruj wskaźnik laserowy na linię środkową szyi uczestnika.
    5. Zrób zdjęcie.
      UWAGA: Obraz zostanie zapisany automatycznie, jeśli używana jest karta pamięci.

8. Analiza obrazu

  1. Do analizy temperatury powierzchni należy wybrać trzy obszary przedniej części klatki piersiowej i szyi: obustronnie skórę leżącą nad BAT w dole nadobojczykowym (SCF) oraz boczny obszar szyi, przy czym obszar mostka jest uważany za kontrolny punkt odniesienia (Tref), ponieważ obszar ten nie zawiera BAT (Rysunek 4A-C).
  2. Umieść trójkątne obszary zainteresowania (ROI) w lewym i prawym obszarze SCF oraz okrągły obszar ROI nad obszarem mostka.
  3. Po zlokalizowaniu wymaganych regionów upewnij się, że oprogramowanie wyświetla średnią i odchylenie standardowe temperatury dla każdego wybranego regionu.

9. Analiza danych

  1. Do analizy interwencji przy użyciu opisanych technik należy zastosować podejście podwójnie ślepej próby. Poproś badacza, który nie jest zaangażowany w gromadzenie lub analizę danych, aby ogólnie zakodował interwencje.
  2. Wykonaj analizę statystyczną.
    1. Oblicz średnie dane dotyczące IRT, temperatury rdzenia i stężenia glukozy we krwi na podstawie zmierzonego pojedynczego punktu czasowego.
    2. Oblicz średnie dla RER, utleniania tłuszczów, utleniania węglowodanów i wydatku energetycznego w epokach 10-minutowych.
    3. W przypadku wydatku energetycznego zsumuj wskaźnik wydatku energetycznego dla każdej grupy i podziel go na przed i po interwencji.
      UWAGA: Zapoznaj się z Van Shaik et al., aby zapoznać się z testami statystycznymi w celu analizy danych27.

Wyniki

Rysunek 1 oraz Rysunek 2 przedstawiają schemat blokowy projektu badania. Zdjęcia konfiguracji protokołu przedstawiono na Rysunku 3. Charakterystyka uczestników znajduje się w Tabeli 1. Reprezentatywne przykłady IRT obrazów uczestnika, w tym obraz bazowy (Rysunek 4A), po obciążeniu węglowodanami (Rysunek 4B) oraz 60 min po suplementacji kofeiną (Rysunek 4C), wraz z reprezentatywnym obrazem ustawienia kamery, przedstawiono na Rysunku 4D. Warto zauważyć, że Rysunki 4A-C stanowią wizualną reprezentację zmian temperatury w dołku nadobojczykowym (Tscf) po interwencji; różnice w temperaturze są szczególnie wyraźne pomiędzy Rysunkiem 4B a Rysunkiem 4C.

Na Rysunku 5A-C przedstawiono wyniki badania Van Schaik i wsp., obejmujące Tscf (Rysunek 5A), temperaturę punktu odniesienia (Tref; Rysunek 5C) oraz temperaturę głęboką (Tcore; Rysunek 5B) od wartości bazowej (0 min) do zakończenia gromadzenia danych (120 min). Dane obrazują interwencję z użyciem kofeiny w porównaniu z placebo27. Wyniki opisane w niniejszym manuskrypcie są wyłącznie reprezentatywne dla wspomdisplaystyle publikacji. Dodatkowo dane dotyczące Tscf nie wykazują efektu grupowego. Statystyki znajdują się w danych uzupełniających publikacji Van Schaik i wsp.27.

Wyraźny wzrost temperatury nadobojczykowej zbiega się ze zmianami w wykorzystaniu substratów oraz szybkim obniżeniem poziomu glukozy we krwi po interwencji, co przedstawiono na Rysunku 6. Wyniki te, w połączeniu z brakiem zmian temperatury Tref i Tcore (Rysunek 5B,C), wskazują na termogenezę w tkance tłuszczowej brunatnej (BAT). Dodatkowo, wraz ze wzrostem wydatku energetycznego (Rysunek 6E), spada współczynnik wymiany oddechowej (RER) (Rysunek 6A), co zbiega się ze wzrostem utleniania tłuszczów (Rysunek 6B) po interwencji.

Schemat procesu oceny metabolicznej: kalorymetria, funkcje życiowe, temperatura, glukoza, ocena IRT.
Rysunek 1: Schemat pomiarów wraz z czasem ich wykonania w każdym 15 minutowym okresie. Aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

Schemat kalorymetrii pośredniej; protokół postu; pomiary IRT, temperatury głębokiej i BGL.
Rysunek 2: Schemat blokowy projektu badania. Proces eksperymentalny. Czarny kwadrat = czas obciążenia węglowodanami; czarne koło = czas interwencji. Skróty: IRT = termografia podczerwona; BGL = poziom glukozy we krwi. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Układ testu wysiłkowego krążeniowo-oddechowego, sprzęt monitorujący, elektrody EKG, analiza komputerowa.
Rycina 3: Reprezentatywne zdjęcia protokołu. (A) Układ bez obecności uczestnika; (B) zbieranie danych uczestników w stanie spoczynkowym; (C) komputer do kalorymetrii pośredniej; (D) uczestnik spożywający dawkę węglowodanów po pomiarach spoczynkowych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Analiza obrazowania termicznego, rozkład ciepła, trzy termogramy, obiekt ludzki, pomiar temperatury.
Rysunek 4: Reprezentatywne przykłady IRT i konfiguracji kamery.Obrazy termiczne uczestnika w stanie (A) wyjściowym, (B) po obciążeniu węglowodanami oraz (C) 60 min po interwencji z kofeiną, wraz z (D) reprezentatywnym obrazem konfiguracji kamery. Skrót: IRT = termografia podczerwona. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Zmiany temperatury ciała w czasie; kofeina vs. placebo; wykres wyników badania klinicznego.
Rysunek 5: Wpływ interwencji na pomiary temperatury. Bazowe surowe zmiany temperatury (A) Tscf, (B) Tcore i (C) Tref u uczestników po obciążeniu węglowodanami (punkt czasowy = 0) oraz podaniu kofeiny lub kapsułki z placebo (czas = 45 min do 120 min)27. Rysunek zmodyfikowany na podstawie pracy Van Schaik et al.27. (A-C) Jasnoszary obszar 1 = czas obciążenia węglowodanami; obszar 2 = przed interwencją; ciemnoszary obszar 3 = po interwencji; niebieskie koła = interwencja kofeiną; czarne trójkąty = interwencja placebo. Dane przedstawiono jako zakres od minimum do maksimum, ze wszystkimi punktami zaznaczonymi na wykresach pudełkowych. Wariancję wyrażono jako średnia ± SD, n = 8 na grupę interwencyjną; * oznacza efekt interakcji kofeiny (*p < 0.05). Wartości danych analizowano przy użyciu trójczynnikowej analizy wariancji z powtarzanymi pomiarami. Skróty: Tscf = temperatura w dołku nadobojczykowym; Tcore = temperatura rdzeniowa; Tref = kontrolny punkt odniesienia. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wpływ kofeiny na metabolizm; wykresy RER, utleniania tłuszczów/węglowodanów, poziomu glukozy we krwi w czasie po spożyciu.
Rysunek 6: Wpływ interwencji na wskaźniki metaboliczne. Zmiany w (A) RER, (B) szybkości utleniania tłuszczów, (C) szybkości utleniania węglowodanów, (D) poziomach glukozy we krwi oraz (E) wydatku energetycznym u uczestników po obciążeniu węglowodanami (czas = 0) i podaniu kapsułki z kofeiną lub placebo (czas = 45 min do 120 min). Jasnoszary obszar 1 = czas obciążenia węglowodanami; obszar 2 = przed interwencją; ciemnoszary obszar 3 = po interwencji; niebieskie kółka = interwencja kofeinowa; czarne trójkąty = interwencja placebo. Dane przedstawiono jako zakres od minimum do maksimum, ze wszystkimi punktami naniesionymi na wykresy pudełkowe. (E) Przed i po podaniu interwencji; szary słupek = interwencja placebo; niebieski słupek = interwencja kofeinowa. Wariancja wyrażona jako średnia ± SD, n = 8 na interwencję; * oznacza efekt interakcji kofeiny (*p < 0,05). Wartości danych analizowano za pomocą trójczynnikowej analizy wariancji z pomiarami powtarzanymi. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wszyscy uczestnicy
n8
Wiek, lata22 ± 2
Wzrost, cm176 ± 5
Masa, kg 74 ± 8
BMI, kg/m²2 23 ± 2
Zawartość tkanki tłuszczowej, % 20 ± 8

Tabela 1: Demografia uczestników.Wartości przedstawiono jako średnie ± SD, chyba że zaznaczono inaczej. Tabela pochodzi z pracy Van Schaik i wsp.27.

Dyskusja

Metoda, którą tutaj przedstawiliśmy, jest technicznie prostym, bezpiecznym i opłacalnym protokołem pomiaru termogenezy BAT u ludzi. Protokół rozwiązuje problemy związane z niezawodnością stosowania IRT na własną rękę w celu rozróżnienia między miejscowym ociepleniem spowodowanym zmienionym przepływem krwi w skórze a głębszym ociepleniem spowodowanym termogenezą poprzez skorelowanie IRT zarówno z pomiarami wydatku energetycznego (EE), jak i wykorzystania substratu. Ponieważ technika ta nie wykorzystuje promieniowania jonizującego, umożliwia analizę wielokrotnych pomiarów, co nie jest możliwe w przypadku technik obrazowania PET. Wreszcie, chociaż techniki obrazowania PET mogą zidentyfikować aktywację BAT, nie informują o wynikach fizjologicznych (podwyższona temperatura i EE), które mierzy ten protokół.

Mocną stroną opisanego tutaj protokołu jest to, że istnieją cztery linie dowodowe, które wspierają wniosek o wywołanej termogenezie BAT: (1) wzrost zmierzonego Tscf, równolegle z niezmienioną temperaturą rdzenia i stabilną temperaturą skóry w sąsiednim regionie odniesienia; (2) zwiększony wydatek energetyczny; (3) zmiana w wykorzystaniu substratu; oraz (4) spadek poziomu glukozy we krwi. Wszystkie zbieżne obserwacje są zgodne z przewidywanymi wynikami termogenezy BAT. Zasadniczą częścią protokołu jest obciążenie uczestników węglowodanami w celu zapewnienia metabolizmu węglowodanów przed interwencją. Termogeneza BAT przełącza metabolizm substratów z węglowodanów na wolne kwasy tłuszczowe, o czym świadczy spadek RER. Podczas gdy preferowanym substratem dla termogenezy BAT są wolne kwasy tłuszczowe, znaczny wychwyt glukozy do aktywnych BAT jest dobrze znany 5,6,7. W związku z tym obserwujemy spadek poziomu glukozy we krwi równolegle z termogenezą BAT. Nie byłoby możliwe zaobserwowanie wzajemnego przesunięcia w wykorzystaniu substratu (RER) i spadku poziomu glukozy we krwi na czczo.

Wcześniejsze badania wykazały, że zwiększona Tscf (mierzona za pomocą IRT) jest wystarczająca do stwierdzenia termogenezy BAT. Wniosek ten jest jednak pewny tylko wtedy, gdy Tscf przekroczy temperaturę rdzenia. Jeśli Tscf jest niższy lub równy temperaturze rdzenia, nie można wykluczyć miejscowej zmiany temperatury spowodowanej zwiększonym przepływem krwi przez skórę. W przeglądzie systematycznym stwierdzono, że sam IRT nie jest w stanie określić, czy wzrost temperatury skóry nadobojczykowej jest spowodowany termogenezą BAT37. W przeglądzie zauważono, że najpowszechniejsza metoda (18F-FDG PET/CT) mierzy wychwyt glukozy w BAT37. Jednak preferowanym substratem dla termogenezy BAT są kwasy tłuszczowe13. Ten problem metodologiczny uniemożliwia jakiekolwiek miarodajne porównanie danych PET/CT w walidacji danych IRT, ponieważ żaden z tych pomiarów sam w sobie nie jest odpowiednią miarą rzeczywistej aktywności metabolicznej BAT, ponieważ nie może wskazać zmiany w wydatku energetycznym i wykorzystaniu substratu w wyniku termogenezy BAT. Niemniej jednak, dzięki opisanemu tutaj protokołowi, nie tylko możemy określić ilościowo zmianę temperatury, ale możemy również potwierdzić wzrost wydatku energetycznego - kluczowy fizjologiczny wynik termogenezy BAT. IRT to bezkontaktowa, nieinwazyjna i stosunkowo niedroga metoda pomiaru temperatury i zmian temperatury związanych z termogenezą BAT. W przeciwieństwie do tego, PET-CT jest kosztowny i naraża osoby na promieniowanie jonizujące, co ogranicza zastosowanie tej metody do małych analiz retrospektywnych badań obrazowych klinicznych. Zastosowanie obecnego protokołu do zakrojonych na szeroką skalę, randomizowanych badań klinicznych byłoby stosunkowo proste i opłacalne.

Należy zauważyć, że spadek utleniania węglowodanów po interwencji kofeiny można wytłumaczyć zmianą wykorzystania substratu w wyniku zwiększonej termogenezy BAT spowodowanej interwencją. Pomiary sygnalizacji insulinowej sprawiłyby, że wyniki tego badania byłyby bardziej solidne. Na podstawie wyników tego badania nie jest jednak jasne, czy kofeina wpłynie na sygnalizację insuliny poprzez działanie na BAT, czy też spadek stężenia glukozy we krwi jest wynikiem pobierania przez BAT większej ilości substratów energetycznych.

Metoda 18F-FDG PET/CT ma kilka nieodłącznych ograniczeń, gdy jest stosowana do ilościowego określania i pomiaru fizjologicznej aktywności BAT, w szczególności podczas badania wpływu składników odżywczych lub składników diety na aktywność BAT. Metoda 18F-FDG PET/CT wymaga, aby uczestnicy byli na czczo, aby uniknąć wywołanego karmieniem wzrostu wychwytu glukozy przez tkankę mięśniową, co może znacznie zmniejszyć wykrywalność zarówno BAT, jak i funkcji BAT38. Ponadto sama technika ta nie jest w stanie zmierzyć fizjologicznego wpływu ani zakresu aktywacji BAT. Ponadto zastosowanie promieniowania jonizującego w badaniach obrazowania PET stanowi przeszkodę etyczną oraz w zakresie zdrowia i bezpieczeństwa przy projektowaniu powtarzalnych badań krzyżowych. Ponadto 18F-FDG reprezentuje tylko wychwyt glukozy, co nie jest tym samym, co pomiar metabolizmu glukozy. Ta metoda ładowania węglowodanami przed pomiarem temperatury BAT i łączeniem poziomu glukozy we krwi z kalorymetrią pośrednią pozwala nam rygorystycznie zmierzyć fizjologiczny wpływ termogenezy i zmienionego wykorzystania substratu, który w przeciwnym razie nie byłby dostępny na czczo.

Mocne strony i ograniczenia
Protokół ten ma szersze implikacje niż samo badanie BAT. Poprzez obciążenie węglowodanami uczestników przed interwencją można zaobserwować wahania poziomu glukozy we krwi w odpowiedzi zarówno na obciążenie węglowodanami, jak i interwencję kofeiną, a także zmiany w wykorzystaniu substratu. Dlatego technika ta może być wykorzystana do ulepszenia badań ludzkiej kalorymetrii pośredniej i pomiarów metabolicznych. Nie wiadomo jeszcze, czy wyniki tego badania można powtórzyć po innych interwencjach, takich jak ekspozycja na zimno lub stymulacja adrenergiczna. Jednak wyniki tego badania zostały powtórzone po interwencji z innym składnikiem diety, a mianowicie Capsicum annuum27. Dodatkowy rygor i pewność co do wyników można uzyskać, stosując podwójnie ślepą próbę analizy interwencji z wykorzystaniem opisanych technik, co można łatwo wdrożyć27.

Potencjalne zakłócenie zróżnicowanej temperatury pokojowej nie jest istotne w tym protokole, ponieważ temperatura w pomieszczeniu była utrzymywana na stałym poziomie między uczestnikami. Dodatkowo wilgotność została wzięta pod uwagę podczas kalibracji analizatora gazów oddechowych. Można to wywnioskować z konfiguracji tego urządzenia, ponieważ kalibracja jest zakończona zgodnie z instrukcją producenta.

Przedziały czasowe dla pomiaru i leczenia zostały określone po małym badaniu pilotażowym, w którym przeprowadzono rozwiązywanie problemów związanych z protokołem. Zasadniczo, przedziały czasowe dla pomiaru zostały określone na podstawie czasu potrzebnego badaczowi na wykonanie pomiarów i dla komfortu uczestnika. Czas interwencji określono na podstawie czasu potrzebnego do wystąpienia metabolizmu węglowodanów po obciążeniu węglowodanami, aby zbadać, czy interwencja zwiększyła utlenianie wolnych kwasów tłuszczowych (tj. termogenezę BAT) i obniżyła utlenianie węglowodanów.

Warto zauważyć, że istnieją różnice między poziomem glukozy w naczyniach włosowatych i żylnych39. Jednak w kontekście opieki pozaszpitalnej najczęstszym sposobem pomiaru poziomu glukozy we krwi jest próbka krwi pochodzenia kapilarnego analizowana za pomocą ręcznego glukometru przyłóżkowego40. Ponadto u osób zdrowych (podobnych do tych uwzględnionych w tym protokole) w warunkach nieklinicznych występuje statystycznie istotna, ale nie klinicznie istotna różnica między poziomem glukozy we krwi włośniczkowej i żylnej, mierzona za pomocą glukometru kapilarnego w miejscu opieki nad pacjentem41. W tym kontekście pobieranie próbek kapilarnych pozostałoby optymalnym podejściem ze względu na fakt, że większość dostępnych na rynku glukometrów przyłóżkowych jest zaprojektowana do analizy próbek krwi włośniczkowej41. Z klinicznego punktu widzenia można argumentować, że glukoza we krwi żylnej jest lepszą metodą analizy. Jednak pobieranie krwi żylnej jest nie tylko drogie i wymaga specjalistycznego sprzętu (tamże), ale jest również inwazyjne. Względy etyczne związane ze zwiększeniem ryzyka wystąpienia zdarzeń niepożądanych w trakcie stosowania protokołu należy zrównoważyć ze zgłoszoną literaturą wykazującą wysoką korelację i wiarygodność stężenia glukozy we krwi włośniczkowej jako wskaźnika zastępczego stężenia glukozy we krwi żylnej42. Kluczem jest oczywiście to, że nie postawiliśmy sobie za cel diagnozowania cukrzycy, ale mierzenie zmian poziomu glukozy we krwi, dla których monitorowanie poziomu glukozy we krwi włośniczkowej jest więcej niż odpowiednim protokołem.

Glukoza może indukować termogenezę, a pojedyncze posiłki mogą aktywować BAT43. Jednak, co dość ważne, dane zawarte w tym manuskrypcie nie wykazują znaczącego wpływu obciążenia glukozą w grupie interwencyjnej lub grupie placebo. Ponadto dane zawarte w manuskrypcie pochodziły z wyników Van Schaika i wsp., które obejmowały trzecią interwencję (Capsicum annuum), a obciążenie glukozą nie miało znaczącego wpływu na pomiary27.

Należy zauważyć, że protokół ten był stosowany tylko u mężczyzn z niską zawartością tkanki tłuszczowej i aktywnym BAT (w celu zmniejszenia liczby kontrolowanych zmiennych kobiety zostały wykluczone z badania). Znana jest odwrotna korelacja między otyłością a masą BAT u ludzi44. Ponadto wiadomo, że osoby wcześniej otyłe, które schudły dzięki diecie i ćwiczeniom, mają niższą podstawową przemianę materii i muszą stosować diety o niższej kaloryczności, aby utrzymać prawidłową wagę45,46. Ponadto działalność w ramach BAT może stymulować wzrost BAT8 . Opisana tu metoda pozwoli na prowadzenie długoterminowych badań mających na celu zbadanie zmian aktywności BAT związanych z chorobami metabolicznymi w sposób niedostępny dla innych technik.

Konkluzja
Podsumowując, demonstrujemy podejście pomiarowe do ilościowego określania aktywności ludzkiej brunatnej tkanki tłuszczowej za pomocą IRT i kalorymetrii pośredniej po obciążeniu węglowodanami. Etapy krytyczne obejmują: 1) ładowanie węglowodanami uczestników, którzy są na czczo przed pomiarem temperatury BAT, przy jednoczesnym połączeniu kalorymetrii pośredniej i poziomu glukozy we krwi, aby umożliwić ilościowe określenie fizjologicznego zakresu termogenezy BAT i zmienionego wykorzystania substratu; 2) ocenę odpowiednich magazynów i temperatur IRT BAT na podstawie punktu odniesienia i temperatury rdzenia w celu wykazania jakiegokolwiek wzrostu Tscf, który wskazywałby na aktywację BAT w oparciu o położenie anatomiczne. Uważamy, że te pomiary ilościowe pozwalają na dokładniejszą ocenę udziału BAT w metabolizmie energetycznym i termoregulacji dorosłego człowieka. To gruntowne podejście powinno zostać wykorzystane przez naukowców do badania fizjologii BAT i posłużyć jako nowy standard dla rozwoju metod aktywacji BAT u ludzi w przyszłości.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować wszystkim ochotnikom za udział w naszym badaniu. Prace te były wspierane przez Holsworth Research Initiative, Uniwersytet La Trobe oraz Instytut Nauk Obronnych (DSI, Australia).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Automatyczny ciśnieniomierzOmron SEM-2 advanced, Omron, Kioto, Japonia
Skaner absorpcjometrii promieniowania rentgenowskiego o podwójnej energii Hologic Horizon, Hologic Inc., Bedford, MA, Stany Zjednoczone
Elektrody EKGAmbu Blue Sensor R, Malezja
Pięcioodprowadzeniowe EKGMedilog AR12 plus; Schiller, Niemcy
Kamera FLIR E60FLIR Systems Australia, Melbourne , Australia
FLIR Research Studio Professional EditionFLIR Systems Australia, Melbourne , Australia
Freestyle Optium XceedAbbott Diabetes Care, Alameda, Kanada
Zwycięzcy Glucose GelSports Nutrition, Mt Martha, Wiktoria, Australia
MaskaSterylizowana na zimno maska silikonowaseria 7400 Maska ustno-nosowa, oprogramowanie Hans Rudolph
Medilog Darwin2Professional; Schiller, Niemcy
Bezdotykowy termometr na podczerwień Berrcom, JXB-178, Guangdong, Chiny
Optium Glucose Strip XceedAbbott Diabetes Care, Alameda, Kanada
Analizator gazów oddechowych ParvoMedics TrueOne 2400ParvoMedics Inc, East Sandy, UT, USA
Wstępnie wysterylizowany zawór bez ponownego oddychaniaDwukierunkowy zawór bez ponownego oddychania Konfiguracja w kształcie litery T, 2600 średni lub 2700 duży, Hans Rudolph

Bibliografia

  1. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. The New England. Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  2. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. The New England Journal of Medicine. 360 (15), 1500-1508 (2009).
  3. Virtanen, K. A., et al. Functional brown adipose tissue in healthy adults. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1518-1525 (2009).
  4. Abreu-Vieira, G., Xiao, C., Gavrilova, O., Reitman, M. L. Integration of body temperature into the analysis of energy expenditure in the mouse. Molecular Metabolism. 4 (6), 461-470 (2015).
  5. Orava, J., et al. Different metabolic responses of human brown adipose tissue to activation by cold and insulin. Cell Metabolism. 14 (2), 272-279 (2011).
  6. Chen, K. Y., et al. Brown fat activation mediates cold-induced thermogenesis in adult humans in response to a mild decrease in ambient temperature. Journal of Clinical Endocrinology Metabolism. 98 (7), 1218-1223 (2013).
  7. Ouellet, V., et al. Brown adipose tissue oxidative metabolism contributes to energy expenditure during acute cold exposure in humans. The Journal of Clinical Investigation. 122 (2), 545-552 (2012).
  8. Van Schaik, L., Kettle, C., Green, R., Irving, H., Rathner, J. Effects of caffeine on brown adipose tissue thermogenesis and metabolic homeostasis: A review. Frontiers in Neuroscience. 15, 54(2021).
  9. Lee, P., et al. Temperature-acclimated brown adipose tissue modulates insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (11), 3686(2014).
  10. Heaton, J. M. The distribution of brown adipose tissue in the human. Journal of Anatomy. 112 (1), 35-39 (1972).
  11. Sievers, W., et al. Innervation of supraclavicular adipose tissue: A human cadaveric study. PLoS One. 15 (7), 0236286(2020).
  12. Chondronikola, M., Beeman, S. C., Wahl, R. L. Non-invasive methods for the assessment of brown adipose tissue in humans. The Journal of Physiology. 596 (3), 363-378 (2018).
  13. Carpentier, A. C., et al. Brown adipose tissue energy metabolism in humans. Frontiers in Endocrinology. 9, 447(2018).
  14. Raiko, J., et al. Human brown adipose tissue [15O] O2 PET imaging in the presence and absence of cold stimulus. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 43 (10), 1878-1886 (2016).
  15. Blondin, D. P., et al. Selective impairment of glucose but not fatty acid or oxidative metabolism in brown adipose tissue of subjects with type 2 diabetes. Diabetes. 64 (7), 2388-2397 (2015).
  16. Blondin, D. P., et al. Dietary fatty acid metabolism of brown adipose tissue in cold-acclimated men. Nature Communications. 8, 14146(2017).
  17. Lahesmaa, M., et al. Regulation of human brown adipose tissue by adenosine and A2A receptors-studies with [15O] H2O and [11C] TMSX PET/CT. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 46 (3), 743-750 (2019).
  18. Koskensalo, K., et al. Human brown adipose tissue temperature and fat fraction are related to its metabolic activity. The Journal of Clinical Endocrinology & Metabolism. 102 (4), 1200-1207 (2017).
  19. Gifford, A., Towse, T. F., Walker, R. C., Avison, M. J., Welch, E. B. Characterizing active and inactive brown adipose tissue in adult humans using PET-CT and MR imaging. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 311 (1), 95-104 (2016).
  20. Law, J., et al. Thermal imaging is a noninvasive alternative to PET/CT for measurement of brown adipose tissue activity in humans. Journal of Nuclear Medicine. 59 (3), 516-522 (2018).
  21. Brasil, S., et al. A systematic review on the role of infrared thermography in the brown adipose tissue assessment. Reviews in Endocrine and Metabolic Disorders. 21 (1), 37-44 (2020).
  22. Velickovic, K., et al. Caffeine exposure induces browning features in adipose tissue in vitro and in vivo. Scientific Reports. 9 (1), 9104(2019).
  23. Pérez, D. I. V., et al. Physically active men with high brown adipose tissue activity showed increased energy expenditure after caffeine supplementation. Journal of Thermal Biology. 99, 103000(2021).
  24. Symonds, M. E., et al. Thermal imaging to assess age-related changes of skin temperature within the supraclavicular region co-locating with brown adipose tissue in healthy children. The Journal of Pediatrics. 161 (5), 892-898 (2012).
  25. Salem, V., et al. Glucagon increases energy expenditure independently of brown adipose tissue activation in humans. Diabetes, Obesity and Metabolism. 18 (1), 72-81 (2016).
  26. Lee, P., et al. Hot fat in a cool man: Infrared thermography and brown adipose tissue. Diabetes, Obesity and Metabolism. 13 (1), 92-93 (2011).
  27. Van Schaik, L., et al. Both caffeine and Capsicum annuum fruit powder lower blood glucose levels and increase brown adipose tissue temperature in healthy adult males. Frontiers in Physiology. 13, 870154(2022).
  28. Van Schaik, L., et al. but not anxiogenic, doses of caffeine act centrally to activate interscapular brown adipose tissue thermogenesis in anesthetized male rats. Scientific Reports. 11 (1), 113(2021).
  29. McNeill, B. T., Morton, N. M., Stimson, R. H. Substrate utilization by brown adipose tissue: What's hot and what's not. Frontiers in Endocrinology. 11, 571659(2020).
  30. Schmidt-Nielsen, K. Animal Physiology: Adaptation and Environment. , Cambridge University Press. Cambridge, UK. (1997).
  31. Peronnet, F., Massicotte, D. Table of nonprotein respiratory quotient: An update. Canadian Journal of Sport Sciences. 16 (1), 23-29 (1991).
  32. Galgani, J. E., Ryan, D. H., Ravussin, E. Effect of capsinoids on energy metabolism in human subjects. British Journal of Nutrition. 103 (1), 38-42 (2010).
  33. Ohnuki, K., et al. CH-19 sweet, a non-pungent cultivar of red pepper, increased body temperature and oxygen consumption in humans. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. 65 (9), 2033-2036 (2001).
  34. Wang, Q., et al. Brown adipose tissue activation is inversely related to central obesity and metabolic parameters in adult human. PLoS One. 10 (4), 0123795(2015).
  35. Vijgen, G. H., et al. Brown adipose tissue in morbidly obese subjects. PLoS One. 6 (2), 17247(2011).
  36. Cunningham, J. Calculation of energy expenditure from indirect calorimetry: Assessment of the Weir equation. Nutrition. 6 (3), 222-223 (1990).
  37. Jimenez-Pavon, D., et al. Infrared thermography for estimating supraclavicular skin temperature and BAT activity in humans: A systematic review. Obesity. 27 (12), 1932-1949 (2019).
  38. Roman, S., et al. Brown adipose tissue and novel therapeutic approaches to treat metabolic disorders. Translational Research. 165 (4), 464-479 (2015).
  39. Sirohi, R., Singh, R. P., Chauhan, K. A comparative study of venous and capillary blood glucose in a tertiary care hospital. Indian Journal of Public Health Research and Development. 11 (7), 740(2020).
  40. Funk, D. L., Chan, L., Lutz, N., Verdile, V. P. Comparison of capillary and venous glucose measurements in healthy volunteers. Prehospital Emergency Care. 5 (3), 275-277 (2001).
  41. Topping, J., et al. A comparison of venous versus capillary blood samples when measuring blood glucose using a point-of-care, capillary-based glucometer. Prehospital and Disaster Medicine. 34 (5), 506-509 (2019).
  42. Akinbami, F., et al. Tale of two sites: capillary versus arterial blood glucose testing in the operating room. The American Journal of Surgery. 203 (4), 423-427 (2012).
  43. Saito, M., Matsushita, M., Yoneshiro, T., Okamatsu-Ogura, Y. Brown adipose tissue, diet-induced thermogenesis, and thermogenic food ingredients: from mice to men. Frontiers in Endocrinology. 11, 222(2020).
  44. Yoneshiro, T., et al. Age-related decrease in cold-activated brown adipose tissue and accumulation of body fat in healthy humans. Obesity. 19 (9), 1755-1760 (2011).
  45. Fothergill, E., et al. Persistent metabolic adaptation 6 years after "The Biggest Loser" competition. Obesity. 24 (8), 1612-1619 (2016).
  46. Hall, K. D. Energy compensation and metabolic adaptation: "The Biggest Loser" study reinterpreted. Obesity. 30 (1), 11-13 (2021).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Termogeneza brunatnej tkanki t uszczowejwydatek energetycznytemperatura nadobojczykowatautlenianie substrat wutlenianie t uszcz wsygnalizacja insulinowa
Wykorzystanie kombinacji kalorymetrii pośredniej, termografii w podczerwieni i poziomu glukozy we krwi do pomiaru termogenezy brunatnej tkanki tłuszczowej u ludzi
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.