Obecny protokół opisuje nową technikę opaski aortalnej u myszy w celu wywołania przeciążenia ciśnieniem przerostu mięśnia sercowego. Do banderolowania stosuje się gumowy pierścień o stałej średnicy wewnętrznej. Ta nowa technika obiecuje mniejszą wariancję i bardziej powtarzalne dane dla przyszłych eksperymentów.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
O-ring aorty w porównaniu z tradycyjnym poprzecznym zwężeniem aorty w celu modelowania przerostu serca wywołanego przeciążeniem ciśnienia
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Pasmo aortalne u myszy jest jednym z najczęściej używanych modeli eksperymentalnych dla przerostu serca wywołanego przeciążeniem ciśnienia serca i indukcji niewydolności serca. Wcześniej stosowana technika opiera się na nawleczonym szwie wokół łuku aorty zawiązanym na igle 27 G w celu wytworzenia zwężenia. Metoda ta polega na ręcznym dokręcaniu gwintu przez chirurga, a tym samym prowadzi do dużej zmienności rozmiaru średnicy. Nowo udoskonalona metoda opisana przez Melleby'ego i wsp. obiecuje mniejszą wariancję i większą powtarzalność po operacji. Nowa technika, o-ring-aorta banding (ORAB), wykorzystuje antypoślizgowy gumowy pierścień zamiast szwu z gwintem, co skutkuje zmniejszoną zmiennością przeciążenia ciśnieniowego i powtarzalnymi fenotypami przerostu mięśnia sercowego. Podczas operacji o-ring umieszcza się między tętnicą ramienno-głowową a lewą tętnicą szyjną. Skuteczne zwężenie potwierdza echokardiografia. Po 1 dniu prawidłowe umieszczenie pierścienia powoduje zwiększenie prędkości przepływu w aorcie poprzecznej nad zwężeniem wywołanym przez o-ring. Po 2 tygodniach o upośledzeniu czynności serca świadczy zmniejszenie frakcji wyrzutowej i zwiększenie grubości ścianek. Co ważne, oprócz mniejszej zmienności wielkości średnicy, ORAB wiąże się z niższymi wskaźnikami śmiertelności śród- i pooperacyjnej w porównaniu ze zwężeniem poprzecznym aorty (TAC). W związku z tym ORAB stanowi lepszą metodę niż powszechnie stosowana chirurgia TAC, co skutkuje bardziej powtarzalnymi wynikami i możliwym zmniejszeniem liczby potrzebnych zwierząt.
Wprowadzenie
Podczas gdy fizjologiczny przerost mięśnia sercowego można zaobserwować podczas rozwoju, ćwiczeń i ciąży, patologiczny przerost serca reaguje na hemodynamiczne warunki stresu, takie jak nadciśnienie tętnicze, choroba zastawkowa serca lub mutacje genów. Początkowo serce przechodzi przebudowę charakteryzującą się zwiększonym rozmiarem kardiomiocytów i pogrubieniem ścian komór w celu utrzymania funkcji serca1,2. Z drugiej strony patologiczna przebudowa serca wiąże się ze zwiększonym ryzykiem arytmii, nagłej śmierci i wysokiej śmiertelności. Wreszcie, z czasem, powoduje to rozszerzenie komór, silny spadek funkcji skurczowej i ostateczną progresję do niewydolności serca (HF), co wiąże się z wysoką zachorowalnością, śmiertelnością i kosztami społecznymi3. W związku z tym istnieje pilna potrzeba zrozumienia tła molekularnego w celu opracowania nowych strategii terapeutycznych4.
Pasmo aorty to model, który naśladuje przerost lewej komory (LV) wywołany przeciążeniem ciśnieniowym i niewydolność serca u myszy5. Dzięki tej metodzie możliwe jest zbadanie patomechanizmów przebudowy serca wywołanej przeciążeniem ciśnieniowym in vivo. Pierwsza procedura prążkowania aorty u myszy została opisana przez Rockmana i wsp.6. Przeciążenie ciśnieniowe jest indukowane przez podwiązanie nitkowe wokół aorty (między tętnicą ramienno-głowową a lewą tętnicą szyjną wspólną). Aby utworzyć zwężenie o średnicy 0,4 mm, zakłada się szew wokół igły 27 G i aorty. Po podwiązaniu igła jest usuwana6,7.
Mimo że średnica igły jest stała, szczelność nici jest w dużym stopniu zależna od chirurga, a zatem wpływa na indukowany fenotyp przerostu mięśnia sercowego. Ponadto w metodzie opartej na nitce/szwach występuje zmienny stopień średnicy zwężenia po operacji, związany z dużą zmiennością śmiertelności8,9. Co więcej, szkolenie tej metody jest wyzwaniem, zwłaszcza jeśli chodzi o znalezienie odpowiedniego poziomu i konsekwencji w dokręcaniu gwintu. Wreszcie, na początku treningu dochodzi do wysokiej śmiertelności śród- i pooperacyjnej z powodu przerwania aorty lub innego uszkodzenia tkanki, a także dużej zmienności stopnia zwężenia u zwierząt, które przeżyły.
Niedawno, zoptymalizowana procedura opaski aortalnej została opisana przez Melleby et al.10. Zaprezentowali metodę ORAB (o-ring aortic banding) z mniejszą zmiennością zwężenia i wysoce powtarzalnymi poziomami przeciążenia ciśnieniowego dzięki zastosowaniu antypoślizgowego gumowego o-ringu o stałej średnicy wewnętrznej 0,71 mm, 0,66 mm i 0,61 mm. Krótko mówiąc, o-ring jest rozcinany, umieszczany wokół łuku wstępującego i ponownie zamykany za pomocą gwintów. Inni naukowcy używający tych o-ringów zgłaszali mniejszą zmienność w indukowanym przeroscie mięśnia sercowego9. Zaobserwowali również śmiertelność śród- i pooperacyjną, a także lepszą odtwarzalność i mniejszą wariancję w indukowanym fenotypie przerostowym9,11. Niniejszy artykuł opisuje procedurę tej unikalnej strategii w protokole krok po kroku. Wiedza ekspercka, którą podzielili się autorzy niniejszego raportu, pomoże innym naukowcom w doskonaleniu technik w tej dziedzinie.
Aby wywołać przerost serca skutkujący niewydolnością serca po 6 tygodniach, zaleca się 12-tygodniowe samce myszy C57BL/6N do operacji. Porównanie 2 tygodnie po prążkowaniu aorty między podszczepami myszy C57BL / 6N i C57BL / 6J wykazało ciężką dysfunkcję serca i związaną z nią zwiększoną śmiertelność u myszy C57BL / 6N. Dlatego lepiej nadają się one do modeli niewydolności serca12. Dwunastotygodniowe samce i samice myszy mają optymalny rozmiar do odsłonięcia aorty i umieszczenia o-ringu za pomocą specjalnych instrumentów.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z zasadami regionalnego komitetu (Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein, numer zezwolenia: V242-21249/2020 [38-4/20]). Myszy wykorzystane w niniejszym badaniu pozyskano z komercyjnego źródła (patrz Tabela materiałów). Zwierzęta utrzymywano w standardowych warunkach z 12-godzinnym cyklem światła i 12-godzinnym cyklem ciemności; wodę i pokarm udostępniano ad libitum.
1. Opieka nad zwierzętami
- Przechowywać myszy w specjalistycznych klatkach z ściółką, materiałem do budowy gniazd, kryjówką oraz zapewnionym dostępem do wody pitnej i pokarmu.
- Utrzymywać zwierzęta pod stałą, specjalistyczną opieką i kontrolą weterynaryjną.
UWAGA: W przypadku myszy zamówionych od zewnętrznych dostawców należy zapewnić 7 dni aklimatyzacji przed rozpoczęciem procedury.
2. Przygotowanie uszczelki typu o-ring
UWAGA: W celu wywołania hipertrofii serca po 2 tygodniach zaleca się stosowanie pierścienia typu o-ring o stałej średnicy 0,4 mm. Zakres i nasilenie wywołanego fenotypu serca zależą od rozmiaru średnicy pierścienia o-ring.
- Najpierw wykonaj jedno cięcie uszczelki o-ring (Tabela materiałów) pod mikroskopem za pomocą nożyczek lub skalpela, aby umożliwić jej założenie wokół aorty (Rysunek 1A, B).
- Przebij każdą stronę pierścienia w pobliżu cięcia igłą z nićmi niewchłanialną o rozmiarze 8-0 i przeciągnij nić. Odetnij ją, pozostawiając 2-3 cm po jednej stronie i 2 cm po drugiej, aby móc przymocować pierścień wokół aorty w ostatnim kroku (Rysunek 1C, D).
- Przed operacją weź przyrząd do ligacji (instrument specjalistyczny, patrz Tabela materiałów) i przeciągnij koniec dłuższej nici z jednej strony pierścienia przez otwór w zwężeniu (Rysunek 1E, F). Odstaw przyrząd do ligacji z przymocowanym pierścieniem do wykorzystania w kolejnym kroku (krok 6).
- Aby zdezynfekować pierścień z nićmi, zanurz go w roztworze alkoholu na pół godziny. Następnie połóż go na celulozie do wyschnięcia. Przechowuj wysuszony pierścień w zamkniętym pojemniku lub etui do momentu użycia. Podczas operacji, po przeciągnięciu nici przez przyrząd do ligacji, połóż pierścień na czystej powierzchni do czasu zastosowania.
Rysunek 1: Przygotowanie pierścienia typu O-ring do ligacji. (A) Pierścień O-ring o stałej średnicy zostaje przecięty z jednej strony nożyczkami lub skalpelem. (B) Obraz pierścienia O-ring. (C) Każda strona pierścienia O-ring zostaje przebita nicią z prolenu 8-0. (D) Pierścień O-ring przebity dwiema nićmi. (E) Nici z jednej strony pierścienia O-ring są przeciągane przez otwór przyrządu pomocniczego do ligacji. (F) Pozycja końcowa przed umieszczeniem: nici z jednej strony są wprowadzone przez otwór przyrządu pomocniczego do ligacji, podczas gdy nici z drugiej strony pozostają luźne. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
3. Premedykacja myszy i przygotowanie pola operacyjnego
- Aby zapewnić odpowiednią analgezję podczas zabiegu, wstrzyknij dojdostrychalnie lek przeciwbólowy buprenorfinę (0,1 mg/kg, patrz Tabela materiałów) na 20 min przed przystąpieniem do operacji.
UWAGA: W niniejszym badaniu lek przeciwbólowy stosowano zgodnie z zaleceniami Gesellschaft für Versuchstierkunde/Society of Laboratory Animal Science (GV-SOLAS). - Po premedykacji poddaj mysz znieczuleniu w komorze indukcyjnej przy użyciu 2%-4% izofluranu zmieszanego z 0,5-1,0 L/min 100% O2.
- Wygol sierść w obrębie lewej strony klatki piersiowej uspokojonej myszy. Po goleniu umieść mysz z powrotem w komorze wypełnionej izofluranem i poczekaj do uzyskania odpowiedniego stopnia sedacji przed intubacją zwierzęcia.
UWAGA: Właściwy moment sedacji objawia się powolnym oddechem, przy jednoczesnym uniknięciu oddechów gwałtownych. W zależności od ustawień gazu izofluranowego osiągnięcie odpowiedniego poziomu sedacji zajmuje 2-3 min. - Przed operacją włącz matę grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia (37 °C). Podłącz matę grzewczą do sondy rektalnej (patrz Tabela materiałów), aby automatycznie kontrolować temperaturę ciała myszy.
4. Intubacja myszy
- Przygotować wymagane instrumenty (Rycina 2A). Zdezynfekować krtanioskop przed operacją, umieszczając go w alkoholu na około 1-3 minuty, a następnie pozostawiając do wyschnięcia na noc.
- Naciągnąć gumkę wokół podkładki grzewczej, aby przymocować mysz przednimi zębami do płytki. Umieścić zsedowaną mysz na podkładce grzewczej w pozycji grzbietnej.
- Przeciągnąć gumkę nad przednimi zębami zwierzęcia, aby wyprostować szyję na płytce.
- Skierować źródło światła na gardło, aby zapewnić dobrą widoczność otworu tchawicy w celu intubacji endotrachealnej (Rycina 2B).
- Delikatnie otworzyć pysk jedną ręką, pozycjonując pomoc do intubacji (własnoręcznie wykonany krtanioskop, patrz Tabela materiałów) (Rycina 2A[3]).
- Drugą ręką i małą pęsetą delikatnie odsunąć język, aby odsłonić otwór tchawicy.
- Tą samą ręką wprowadzić rurkę endotrachealną do tchawicy. Jednocześnie nadal trzymać pomoc do intubacji. Do intubacji użyć kaniuli 22 G (patrz Tabela materiałów) (Rycina 2A[1]).
- Połączyć rurkę endotrachealną via trójdrożny kurek z respiratorem dla myszy (patrz Tabela materiałów), aby potwierdzić prawidłowe położenie rurki (endotrachealne).
- Monitorować prawidłową wentylację zgodnie z instrukcjami producenta (objętość oddechowa 200 µL i częstość oddychania między 100-150 oddechów/min) (Rycina 2C).
- Potwierdzić wystarczającą głębokość anestezji poprzez sprawdzenie odruchu na uciśnięcie palca u nogi (brak odpowiedzi odruchowej).
- Ustawić parametry anestezji na 2% izofluranu zmieszanego z 0,5-1,0 L/min 100% O2.
- Nałożyć maść oftalmiczną na oczy, aby zapobiec ich wysychaniu podczas operacji.
- Za pomocą patyczka bawełnianego zdezynfekować pole operacyjne 3 razy, używając dostępnego w handlu roztworu do dezynfekcji (patrz Tabela materiałów).
Rycina 2: Intubacja myszy. (A) Narzędzia do intubacji: (1) kaniula dożylna 22 G użyta jako rurka endotrachealna (bez prowadnicy); (2) pęseta; (3) wykonany ręcznie laryngoskop (zdeformowana/spłaszczona kaniula przyklejona drewnianymi patyczkami i taśmą). (B) Przeprowadzanie intubacji na umieszczonej macie grzewczej. (C) Zaintubowana mysz podłączona do respiratora. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
5. Operacja i przygotowanie do pozycjonowania pierścienia
UWAGA: Należy używać sterylnych materiałów i narzędzi, aby uniknąć infekcji.
- Za pomocą nożyczek wykonać nacięcie skóry o długości 0,5-1 cm w połowie linii łączącej wyrostek mieczowaty z lewą pachą. Używając pęsety, oddzielić warstwę mięśniową od leżących pod nią żeber i umieścić dwa rozwieraki (długość 5 mm, patrz Tabela materiałów) w nacięciu, aby odsłonić klatkę piersiową.
- Aby rozpocząć lewostronną torakotomię, wykonać niewielkie nacięcie (~1-2 mm) w mięśniach międzyżebrowych między drugim a trzecim żebrem za pomocą mikro-nożyczek sprężynowych. Otworzyć jamę klatki piersiowej i rozszerzyć nacięcie za pomocą pęsety kątowej 45°.
- W nacięciu umieścić trzy rozwieraki klatki piersiowej (długość 1,0-2,5 mm) w celu otwarcia jamy klatki piersiowej i poprawy wizualizacji.
- Aby odsłonić łuk aorty, należy spróbować unieść i delikatnie oddzielić grasicę oraz tkankę tłuszczową od łuku za pomocą pęsety kątowej 45° z cienkimi końcówkami.
6. Ligacja aort rozwęźlowanych za pomocą pierścienia uszczelniającego (o-ring)
- Wyeksponuj łuk aorty, używając w jednej ręce pęsety kątowej 45°. Drugą ręką ustaw pierścień O połączony z pomocą do ligacji poprzez nici po jednej stronie (krok 2).
- Przeciągnij nici za pomocą narzędzia do ligacji pod łukiem aorty, od strony ogonowej do strony czaszkowej aorty poprzecznej, pomiędzy tętnicą szyjno-głowową a lewą tętnicą szyjną wspólną (Rysunek 3A).
- Ostrożnie chwyć pęsetą obie nici znajdujące się między pomocą do ligacji a łukiem aorty. Odsuń i usuń pomoc do ligacji, a następnie delikatnie ustaw pierścień O wokół łuku, pociągając za nici po obu stronach (Rysunek 3B).
- Po prawidłowym ustawieniu przymocuj pierścień O za pomocą nici i węzła chirurgicznego. Wykonaj dodatkowy węzeł po każdej stronie, aby zapobiec jego rozwiązaniu (Rysunek 3C).
Rysunek 3: Wykonywanie implantacji pierścienia O. (A) Łuk aorty zostaje odsłonięty za pomocą trzech rozszerzaczy o rozmiarze 1,0-2,5 mm. Obie długie nici jednej strony pierścienia są przeprowadzane pod aortą. (B) Pierścień O zostanie umieszczony poprzez delikatne pchanie pierścienia i pociąganie za nici. (C) Pierścień O znajduje się w prawidłowej pozycji, a jedna nić kranialna zostaje zawiązana z nicią kaudalną po każdej stronie. Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.
7. Szycie i rekonwalescencja pooperacyjna
- Usuń z nacięcia trzy rozsetory klatki piersiowej (długość 2,5 mm).
- W razie potrzeby usuń pozostałe powietrze z klatki piersiowej, wypełniając ją ciepłym 0,9% izotonicznym roztworem soli.
- Aby odsłonić nacięcie klatki piersiowej do zaszycia, ponownie użyj dwóch rozsetorów (długość 5 mm), aby odsunąć skórę na boki.
- Zamknij klatkę piersiową za pomocą dwóch lub trzech niewchłanialnych szwów 6-0 (patrz Tabela materiałów) i zaciśnij wylot respiratora na 2 s, aby ponownie naprostować płuca.
- Usuń dwa rozsetory i zamknij skórę za pomocą od trzech do pięciu wchłanialnych szwów 4-0.
- Wyłącz izofluran i monitor. Gdy zwierzę zacznie oddychać samodzielnie, jego wibrysy zaczną się poruszać, a odruchy na uciśnięcie palca zostaną wywołane, usuń rurkę intubacyjną z myszy. Połóż mysz na lewym boku pod lampą grzewczą w jej jednostce opiekuńczej i obserwuj ją, aż całkowicie się obudzi.
- Nie pozostawiaj zwierzęcia bez nadzoru, dopóki nie odzyska pełnej świadomości.
UWAGA: Zwierzę po operacji powinno otrzymać własną jednostkę opiekuńczą (klatkę) dla lepszej rekonwalescencji. - W razie potrzeby przeprowadź leczenie przeciwbólowe za pomocą tramadolu (1 mg/mL) w wodzie pitnej przez 7 dni oraz buprenorfiny (0,1 mg/kg, 3x dziennie) w formie iniekcji doszpikowej przez 3 dni po operacji.
UWAGA: Postępuj zgodnie z zaleceniami lokalnej komisji etyki ds. zwierząt w zakresie przeciwbólowego leczenia pooperacyjnego. - Kontroluj podawanie leków poprzez codzienne ważenie butelek z wodą oraz obserwuj zachowanie zwierzęcia.
8. Potwierdzenie prawidłowego ściśnięcia i właściwego położenia pierścienia
- Jeden dzień po operacji zweryfikuj stopień zwężenia za pomocą badania ultrasonograficznego, mierząc maksymalną prędkość przepływu nad zwężeniem.
- Do pomiarów wykorzystaj echokardiografię z systemem ultrasonograficznym i głowicą o częstotliwości 30 MHz (patrz Tabela materiałów).
- Zgodnie z powyższym opisem, utrzymuj znieczulenie za pomocą maski przy zastosowaniu 1,5%-2% izofluranu z przepływem 0,5-1,0 L/min 100% O2.
- Umieść znieczulone zwierzę na macie grzewczej w pozycji grzbietowej. Podłącz matę grzewczą z sondą rektalną, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C ± 1 °C, i monitoruj częstotliwość akcji serca za pomocą EKG, używając czterech czujników mocowanych do łap myszy (patrz Tabela materiałów).
- W celu lepszej wizualizacji zastosuj krem do depilacji.
- Prawidłowo wykonany zabieg ORAB skutkuje zwiększoną prędkością przepływu nad zwężeniem, zmierzoną za pomocą ultrasonografii (~2 400 mm/s) (Rycina 4C). Aby wykonać ten pomiar, umieść głowicę przetwornika przyparasternalnie po prawej stronie klatki piersiowej, aby zlokalizować łuk aorty za pomocą obrazowania dwuwymiarowego (2D) („tryb B”).
- Użyj kolorowego Dopplera do wizualizacji przepływu krwi w aorcie i zmierz prędkość przepływu krwi nad zwężeniem za pomocą Dopplera impulsowego.
UWAGA: Myszy poddane operacji pozorowanej (operacja kontrolna bez zwężenia) wykazują prędkość przepływu krwi na poziomie ~600-900 mm/s. Ponadto pomyślny zabieg ORAB prowadzi również do zwiększenia stosunku prędkości przepływu między prawą tętnicą szyjną (~150 mm/s) (RC, Rycina 4A) a lewą tętnicą szyjną (~300 mm/s) (LC, Rycina 4B) u myszy.
- Użyj kolorowego Dopplera do wizualizacji przepływu krwi w aorcie i zmierz prędkość przepływu krwi nad zwężeniem za pomocą Dopplera impulsowego.
- Wizualizuj prawą i lewą arteria carotis interna za pomocą obrazowania dwuwymiarowego (2D) (tryb B). Umieść głowicę przetwornika poziomo po lewej i prawej stronie szyi pod kątem 45° i użyj Dopplera impulsowego, aby określić prędkość przepływu krwi.
UWAGA: U myszy poddanych operacji pozorowanej prędkość przepływu w obu tętnicach jest podobna.
Rysunek 4: Potwierdzenie ligacji poprzecznej aorty za pomocą pomiaru prędkości fali Dopplera w tętnicach szyjnych. (A) Reprezentatywne sygnały prędkości dopplerowskiej fali impulsowej w prawej tętnicy szyjnej. (B) Stenoza skutkuje wyższą prędkością przepływu w prawej tętnicy szyjnej niż w lewej. (C) Stenoza wywołana przez zwężenie skutkuje prędkością przepływu w aorcie zstępującej przekraczającą 2,400 mm/s. Myszy z grupy pozorowanej wykazują prędkość przepływu na poziomie 600-900 mm/s. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Zazwyczaj obwiązanie aorty (aortic banding) naśladuje ludzką stenozę aorty i indukuje przerost serca u myszy. Pomyślny zabieg charakteryzuje się przebudową tkanki serca, przejawiającą się przerostem mięśnia sercowego i upośledzeniem funkcji serca5,6.
Bezpośrednio 1 dzień po operacji wpływ zwężenia aorty poprzecznej za pomocą pierścienia uszczelniającego (o-ring) można ocenić in vivo za pomocą echokardiografii...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Opaska aortalna oparta na nitkach/szwach jest stosowana od wielu lat do wywoływania przerostu serca spowodowanego przeciążeniem ciśnieniowym u myszy. Jest to uznana metoda badania patomechanizmów przebudowy serca i progresji choroby in vivo. Ograniczeniem jest stosunkowo duża zmienność stopnia zwężenia, a co za tym idzie, przebudowa. Niedawno wprowadzona technika ORAB opisana po raz pierwszy przez Melleby'ego i wsp.10 optymalizuje metodę konwencjonalną poprzez zastosowanie gumowego o-ring...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) do L.L., N.F. i O.J.M. (IVOLADMT-HF; FKZ 01KC2006A).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 1 x długie stabilizatory, 6 cm | 18200-01 | ||
| 2 x zwijacze o szerokości 5 mm | 18200-11 | ||
| 2 x krótkie stabilizatory, 3 cm | 18200-02 | ||
| 2 x szczypce kątowe 45& | FST (narzędzia do precyzyjnego smarowania) | 11160-10 | |
| 3 x zwijacze o szerokości 2,5 mm | 18200-10 | ||
| 3 x druty zwijacza | 18200-05 | ||
| 4-0 szew wchłanialny (Vicryl) | ETHICON | SABBKLT0 | Służy do szycia skóry |
| szew 6-0 (Prolene), rozmiar igły: 13 mm | ETHICON | JDP879 | Służy do szycia mięśni klatki piersiowej |
| 8-0 szew (Prolene), rozmiar igły: 6,5 mm | ETHICON | RHBECH | Służy do szybkiego zakręcania pierścienia |
| Pudełko anestezjologiczne, mały | aparat Havarda | 50-0108 | |
| C57BL/6N myszy | Charles River | ||
| Fluosorber Filtr z węglem aktywnym Kanister | Havard | 34-0415 | Służy do wywoływania i podtrzymywania znieczulenia |
| Ręcznie robione laryngsopcope | Intubacjepomóż | ||
| Harvard Apparatus Anesthetic Vaporizer | Havard apparatus | Służy do indukcji i utrzymania znieczulenia Poduszka | |
| grzewcza + sonda doodbytnicza (LSI Letica Scientific Instruments:Jednostka kontrolująca temperaturę HB 101/2 ) | Aparat Panlab/ Havard | Służy do kontroli i utrzymania temperatury ciała | |
| kaniula dożylna niebieska o rozmiarze 22 (Vasofix Braunü le 0,9 x 25 mm) | B/Braunsharing Ekspertyza | 4268091B | intubacja |
| izofluran | Baxter | Anesthesia | |
| Kodan (roztwór betadyny) | Schü lke | 20003960-A | Dezynfekcja |
| Pomoc w podwiązywaniu | FST (fine sience tools) | 18062-12 | Służy do wykonywania obciążeń za pomocą O-ringu |
| Oświetlenie mikroskopu: Schott VisiLED Set MC1500/S80-55 (+ sterownik) | Mikroskop SCHOTT | Ligth | |
| Aparat fotograficzny (Leica IC80 HD) | Leica | Używany do wizualizacji pola operacyjnego | |
| Kompletne systemy anestezjologiczne MiniVac dla małych gryzoni | Aparat Havarda | 75-0233 | Służy do wywoływania i utrzymywania znieczulenia |
| Wentylator dla myszy MiniVent Typ 845 | Aparat Havarda | 73-0044 | Służy do wentylacji podczas operacji |
| Uchwyt igły | FST (narzędzia precyzyjne) | TE-10804 | |
| O-ring, guma antypoślizgowa (0,0018 mm x 0,020 mm) | Produkty gumowe Apple | Łącznik łuku aorty | |
| Nożyczki | FST (fine sience tools) | 14040-09 | Służy do cięcia skóry i nici |
| System chowania małych zwierząt (zestaw dla zwierząt do 200 g) | FST (narzędzia do precyzyjnego montażu) | 18200-20 | |
| Mała płyta podstawy, 20 x 30 cm | 18200-03 | ||
| Stół wyposażony w poduszkę grzewczą + sonda doodbytnicza + EKG i statyw przetwornika | FujiFilm Visual Sonics Imaging System | Echokardiografia | |
| Temgesic (Buprenorphin) | Indivior UK Limited | 997.00.00 | Premedykacja przeciwbólowa |
| kurek trójdrożny (niebieski) | |||
| Tramal (Tamadol) | Grü | Ból po leczeniu | |
| sonda przetwornika MS400 (Visual Sonics) | obrazowania dźwiękami wizualnymi FujiFilm | Echokardiografia | |
| System ultrasonograficzny z pakietem kardiologicznym | obrazowania dźwiękami wizualnymi FujiFilm | Echokardiografia | |
| Nożyczki sprężynowe Vannas - 2,5 mm Cutting Edge | FST (fine sience tools) | 15000-08 | Służy do cięcia mięśni międzyżebrowych klatki piersiowej |
| Maść weterynaryjna | Bepanten | Służy do zapobiegania wysuszaniu oczu |
Bibliografia
- Frey, N., Olson, E. N. Cardiac hypertrophy: The good, the bad, and the ugly. Annual Review of Physiology. 65, 45-79 (2003).
- Bui, A. L., Horwich, T. B., Fonarow, G. C. Epidemiology and risk profile of heart failure. Nature Reviews Cardiology. 8 (1), 30-41 (2011).
- Bolli, R. New initiatives to improve the rigor and reproducibility of articles published in Circulation Research. Circulation Research. 121 (5), 472-479 (2017).
- Dunlay, S. M., Weston, S. A., Jacobsen, S. J., Roger, V. L. Risk factors for heart failure: A population-based case-control study. The American Journal of Medicine. 122 (11), 1023-1028 (2009).
- Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Circulation Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
- Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (18), 8277-8281 (1991).
- Hu, P., et al. Minimally invasive aortic banding in mice: effects of altered cardiomyocyte insulin signaling during pressure overload. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 285 (3), 1261-1269 (2003).
- Mohammed, S. F., et al. Variable phenotype in murine transverse aortic constriction. Cardiovascular Pathology. 21 (3), 188-198 (2012).
- Nakao, Y., et al. O-ring-induced transverse aortic constriction (OTAC) is a new simple method to develop cardiac hypertrophy and heart failure in mice. Scientific Reports. 12, 85(2022).
- Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
- Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., de Castro Bras, L. E., Scherrer-Crosbie, M. Guidelines for measuring cardiac physiology in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 733-752 (2018).
- Garcia-Menendez, L., Karamanlidis, G., Kolwicz, S., Tian, R. Substrain specific response to cardiac pressure overload in C57BL/6 mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (3), 397-402 (2013).
- deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. Transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiments. (38), e1729(2010).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
