Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ustalenie modelu szczura krzemicy poprzez wystawienie całego ciała na działanie krzemionki respirabilnej

1.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64467

⸱

28 października 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Hebei Key Laboratory for Organ Fibrosis Research, School of Public Health, North China University of Science and Technology

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie opisuje technikę tworzenia modelu szczura z krzemicą z wdychaniem krzemionki przez całe ciało w komorze inhalacyjnej. Szczury z krzemicą mogą ściśle naśladować patologiczny proces krzemicy u ludzi w łatwy, opłacalny sposób z dobrą powtarzalnością.

Streszczenie

Główną przyczyną krzemicy jest wdychanie krzemionki w środowisku pracy. Pomimo pewnych różnic anatomicznych i fizjologicznych, modele gryzoni nadal są niezbędnym narzędziem do badania ludzkiej krzemicy. W przypadku krzemicy klasyczny proces patologiczny musi być indukowany poprzez wdychanie świeżo wytworzonych cząstek kwarcu, co oznacza w szczególności wywoływanie chorób zawodowych u ludzi. W badaniu tym opisano technikę ustalania i skutecznego naśladowania patologicznego dynamicznego procesu ewolucji krzemicy. Co więcej, technika charakteryzowała się dobrą powtarzalnością i nie wymagała operacji. System narażenia inhalacyjnego został wyprodukowany, zwalidowany i wykorzystany do badań toksykologicznych nad wdychaniem cząstek respirabilnych. Krytyczne elementy były następujące: (1) generator suchego proszku SiO2 wyregulowany za pomocą regulatora przepływu powietrza; 2) komora do inhalacji całego ciała o powierzchni 0,3m3, mieszcząca do 3 dorosłych szczurów; (3) system monitorowania i kontroli do regulacji stężenia, temperatury, wilgotności i ciśnienia tlenu w czasie rzeczywistym; oraz (4) bariery i system usuwania odpadów w celu ochrony techników laboratoryjnych i środowiska. Podsumowując, obecny protokół informuje o wdychaniu przez całe ciało, a komora inhalacyjna stworzyła niezawodny, rozsądny i powtarzalny model krzemikotu szczurów o niskiej śmiertelności, mniejszych obrażeniach i większej ochronie.

Wprowadzenie

Krzemica, która jest spowodowana wdychaniem krzemionki, jest najpoważniejszą chorobą zawodową w Chinach, stanowiącą ponad 80% całkowitej liczby zgłoszeń chorób zawodowych każdego roku1. Etiologia krzemicy jest jasna i można jej zapobiegać i ją kontrolować, ale nie jest dostępna żadna skuteczna metoda leczenia2. Wiele leków zostało udowodnionych w badaniach podstawowych, ale mają one nieprecyzyjne efekty kliniczne3,4. Dlatego patologiczne i fizjologiczne mechanizmy krzemicy nadal wymagają zbadania.

Wiele badań używało jednorazowego wlewu krzemionki do tchawicy szczurów lub myszy w celu zbadania patogenezy krzemicy5,6. Chociaż te modele krzemicotyczne gryzoni można było uzyskać w krótkim czasie7, metody te nadal wiązały się z wyzwaniami, takimi jak trauma zwierząt i wysoka śmiertelność. Niektóre badania polegały na wkraplaniu zmagazynowanej krzemionki do płuc w celu wywołania niespecyficznej reakcji płuc, ale nie wspominały o guzkach krzemionki u myszy8. Ponadto, z dala od ostrej krzemicy, przewlekłe narażenie na krzemionkę w środowisku zawodowym wywołało znacznie niższy stan zapalny płuc i podniosło poziom markerów antyapoptotycznych, a nie markerów proapoptotycznych, w płucach9. Dlatego potrzebny jest wiarygodny, rozsądny i powtarzalny model zwierzęcy, aby dokładniej zbadać patogenezę krzemicy.

Niniejsze badanie opisuje metodę naśladowania procesu chorobowego u pacjentów z krzemicą poprzez wdychanie krzemionki przez całe ciało, cząsteczki dostarczane powietrzem w komorze inhalacyjnej, która składała się z generatora krzemionki dostarczanego powietrzem, komory całego ciała i systemu usuwania odpadów. Ta metoda jest prosta, łatwa w obsłudze i skutecznie naśladuje patologiczny dynamiczny proces ewolucji krzemicy. Za pomocą tej metody zidentyfikowano również wiele możliwych mechanizmów i patogenezę krzemicy10,11,12. Oczekuje się, że proponowany protokół pomoże w dalszych badaniach w pokrewnej dziedzinie badań nad krzemicą.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem Narodowych Instytutów Zdrowia Stanów Zjednoczonych dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych oraz zatwierdzone przez Komitet ds. Etyki Północnochińskiego Uniwersytetu Nauki i Technologii (kod protokołu LX2019033 i 2019-3-3 zatwierdzenia). Do niniejszego badania wykorzystano samce szczurów rasy Wistar w wieku 3 tygodni. Wszystkie szczury trzymano w statycznych klatkach z wiórami drzewnymi. Zwierzęta utrzymywano w cyklu 12 godzin/12 godzin światło/ciemność i dostarczano im jedzenie i wodę ad libitum. Eksperymenty kontrolne przeprowadzono po 1 tygodniu karmienia adaptacyjnego.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Po przyjeździe umieść wszystkie szczury w specjalnym pomieszczeniu wolnym od patogenów (SPF).
  2. Losowo podziel zdrowe szczury na dwie grupy (n = 10): szczury kontrolne wdychające czyste powietrze i szczury z krzemicą wdychające krzemionkę.

2. Przygotowanie krzemionki

UWAGA: Pył krzemionkowy wdychany przez ludzkie ciało może uszkodzić płuca. Dlatego podczas operacji należy nosić kombinezony, rękawice medyczne i maski ochronne (N95).

  1. Cząstki krzemionki (patrz Tabela materiałów) zmielić zaprawą agatową przez 1,5 godziny przed każdą ekspozycją. Dzieje się tak dlatego, że świeżo spłukany kwarc wytwarza większe ilości aktywnych form tlenu niż starzejący się kwarc13, a krzemionka o średnicy 1-5 μm jest najbardziej patogenna.
  2. Po zmieleniu zważyć krzemionkę (30 g) za pomocą wagi elektronicznej, umieścić ją w szklanym pojemniku i piec w temperaturze 180 °C przez 6 godzin w suszarce z elektrycznym ogrzewaniem powietrznym (patrz tabela materiałów) w celu wyeliminowania patogenów z powierzchni cząstek krzemionki.

3. Narażenie szczurów na krzemionkę

  1. Podłączyć wtrysk i dostępne na rynku systemy generatora (patrz Tabela materiałów) i umieścić krzemionkę (30 g) w generatorze. Sprawdź, czy rurociąg połączeniowy jest normalny, przewód zasilający jest podłączony, a zasilacz jest normalny.
    1. Sprawdzić ręcznie poziom wody w wieży natryskowej i nawilżaczu urządzenia do oczyszczania gazów odlotowych (patrz tabela materiałów) i dolać wody, jeśli jest niewystarczająca (nie do standardowej linii).
    2. Dodaj wodę z kranu do wieży natryskowej urządzenia do oczyszczania gazów odlotowych i wodę destylowaną do nawilżacza (Rysunek 1).
  2. Włączyć urządzenie odprowadzające spaliny (patrz Tabela materiałów) i przełącznik źródła powietrza, aby potwierdzić, czy wnętrze szafy osłonowej jest w stanie podciśnienia.
    1. Upewnij się, że zawory sterujące przepływem cieczy i proszku, czystego gazu i zawory odprowadzające ścieki pod komorą inhalacyjną są zamknięte.
  3. Umieść łącznie 10 szczurów w komorze inhalacyjnej (patrz tabela materiałów) i zamknij komorę inhalacyjną oraz ekranowane drzwi szafki.
  4. Ustaw następujące parametry eksperymentalne na tablicy rozdzielczej lub w komputerze: ciśnienie w szafie: od -50 do -30 Pa; stężenie tlenu: 21%; temperatura w szafie: 26-30 °C; wilgotność: 30%-70%; szybkość wchodzenia pyłu: 2,0-2,5 mL/min; oraz stężenie pyłu w szafie: 60 ± 5 mg/m3,
    UWAGA: Podczas eksperymentu należy stale obserwować dane eksperymentalne i stan sprzętu. Alarm awarii sprzętu skłonił do terminowego przetworzenia.
    1. Wystawiaj każde zwierzę na działanie krzemionki w sposób ciągły przez 3 godziny dziennie, 5 dni w tygodniu i pozwól zwierzętom w grupie kontrolnej wdychać czyste powietrze.
  5. Po zakończeniu eksperymentu zamknij zawór sterujący przepływem zmieszanego gazu i otwórz zawór przepływu czystego gazu. Czysty gaz należy wstrzykiwać w sposób ciągły do komory inhalacyjnej.
    UWAGA: W niniejszym badaniu strumień czystego gazu (7,0-7,5 m3/h) był wstrzykiwany przez co najmniej 20 minut, aż trujący gaz w komorze inhalacyjnej został całkowicie zastąpiony.
    1. Zamknij zawór czystego przepływu powietrza, otwórz drzwi, wyjmij szczury i wyślij je z powrotem do pomieszczenia wolnego od patogenów.
  6. Wyjmij kolejno stojak na szczury i elementy rury odgałęzionej i umieść je w zlewie w celu wyczyszczenia. Po spłukaniu zamknij zawór automatycznego czyszczenia i otwórz właz.
    1. Wytrzyj wewnętrzną ścianę czystą szmatką lub włącz czysty gaz, aby wysuszyć zbiornik. Na koniec przeprowadź dezynfekcję. Po oczyszczeniu i dezynfekcji 75% etanolem należy zamknąć zasuwę wyciągową i jak najszybciej lekko uchylić drzwi kabiny inhalacyjnej w celu odparowania wilgoci, tak aby wnętrze kabiny inhalacyjnej pozostało suche.
  7. Dwa razy w tygodniu sprawdzaj stężenie krzemionki w komorze za pomocą kompleksowego próbnika atmosferycznego zgodnie z instrukcjami producenta (patrz Tabela materiałów), aby zapewnić stabilność stężenia krzemionki podczas eksperymentu. Skalibrować próbnik atmosferyczny przed pobraniem próbek.
    1. Do oznaczania grawimetrycznego należy używać cyfrowej wagi analitycznej z pojedynczą szalką. Obliczone stężenie krzemionki wynosiło 65 mg/m3 (Rysunek 1 i Tabela 1).
      UWAGA: Zważyć bibułę filtracyjną przed i po absorpcji krzemionki. Stężenie krzemionki obliczono za pomocą następującego wzoru12:
      figure-protocol-1
      gdzie W2 = masa bibuły filtracyjnej po pobraniu próbki, W1 = masa bibuły filtracyjnej przed pobraniem próbki, a V = objętość powietrza.

4. Pozyskiwanie i utrwalanie tkanek płucnych

  1. Poddać szczury eutanazji przez dootrzewnowe wstrzyknięcie pentobarbitalu (100 mg/kg masy ciała) i lidokainy (4 mg/kg masy ciała). Oceń zgon na podstawie utraty bicia serca14.
  2. Pod koniec eksperymentu przymocuj prawe dolne płuco, nerkę, wątrobę, śledzionę i kość za pomocą 4% paraformaldehydu przez co najmniej 24 godziny, zanurz w parafinie i pokrój na odcinki 5 μm7,15.

5. Barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E)

  1. Odparafinować skrawki parafiny w ksylolu (patrz Tabela Materiałów) dwa razy przez 10 minut każdy16, a następnie ponownie uwodnić w 100% etanolu, 95% etanolu, 90% etanolu, 80% etanolu, 70% etanolu i wodzie destylowanej przez 3 minuty każdy.
  2. Skrawki należy barwić hematoksyliną (patrz Tabela Materiałów) przez 5 minut, a następnie umyć skrawki wodą10.
  3. Umieść sekcje w 2% alkoholu solnym, a następnie w wodzie destylowanej, aż kolor zmieni się na niebieski.
  4. Zabarwić skrawki eozyną przez 1 minutę, odwodnić je 95% etanolem, uczynić przezroczystymi ksylenem, uszczelnić neutralną gumą i obserwować pod mikroskopem świetlnym12.

6. Barwienie immunohistochemiczne

  1. Rutynowo myj skrawki parafiny wodą.
  2. Wystawić antygeny na działanie wysokiego ciśnienia (60 kPa) i wysokiej temperatury (100 °C) przez 80 sekund, a następnie zablokować endogennym blokerem peroksydazy (3%) przez 15 minut, aby wyeliminować endogenne peroksydazy7.
  3. Inkubować próbki z przeciwciałami skierowanymi przeciwko CD68 (rozcieńczenie 1:200 - dodać 4 μl CD68 do 396 μl rozcieńczalnika przeciwciał; patrz tabela materiałów) w temperaturze 4 °C przez noc.
  4. Inkubować próbki z przeciwciałem drugorzędowym (kozi polimer anty-mysi IgG sprzężony z HRP; patrz tabela materiałów) w temperaturze 37 °C przez 30 minut, a następnie przemyć próbki 1x PBS.
  5. Wizualizacja immunoreaktywności za pomocą 3,3-diaminobenzydyny (DAB; patrz tabela materiałów). Po nałożeniu DAB na tkankę obserwuj zabarwienie tkanki pod mikroskopem świetlnym10.
    UWAGA: Czas barwienia wahał się od kilku sekund do kilku minut w zależności od czasu barwienia tkanki. Procedura barwienia została przerwana poprzez umieszczenie skrawków w wodzie. W tym badaniu brązowe zabarwienie tkanki reprezentowało pozytywną ekspresję CD68. Wszystkie przeciwciała rozcieńczono w 1x PBS.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zastosowując proponowaną metodę, zbadano potencjalne mechanizmy oraz patogenezę krzemicy u szczurów. Schemat komory inhalacyjnej przedstawiono na Rysunku 1. Komora składała się z generatora krzemionki dostarczanej z powietrzem, komory dla całego ciała oraz systemu utylizacji odpadów, zgodnie z wcześniejszym opisem17. Funkcje płuc, poziomy czynników zapalnych w surowicy i płucach, odkładanie kolagenu oraz różnicowanie miofibroblastów zostały opisane w poprzednich badan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Jako główna przyczyna krzemicy, krzemionka odgrywa decydującą rolę w formowaniu. Cząsteczki krzemionki wdychane przez pacjentów z pylicą płuc są świeżymi, wolnymi cząstkami krzemionki wytwarzanymi przez cięcie mechaniczne. Krzemionka może wytwarzać reaktywne formy tlenu bezpośrednio na świeżo rozszczepionych powierzchniach cząstek lub pośrednio poprzez wpływ na makrofagi25. Dlatego mielenie cząstek krzemionki ma duże znaczenie. W proponowanym protokole krzemionka była mielona zaprawą agatową przez...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82003406), Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Hebei (H2022209073) oraz Projekt Nauki i Technologii Departamentu Edukacji Hebei (ZD2022127).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Detektor powietrza (próbnik sprężającego powietrza)Qingdao Xuyu Environmental Protection Technology Co. LTD
Stół  Żadna konkretna marka nie jest zalecana.
Przeciwciało CD68Abcamab201340
DABZSGB-BIOZLI-9018
Elektryczna suszarka powietrzna do ogrzewaniaShanghai Yiheng Scientific Instrument Co., LTD
Waga elektronicznaOHRUS
Maszyna do zatapianialeica
Urządzenie do odprowadzania spalin  NADZIEJA Przemysł i Handel Co., Sp. z o.o.
Systemy generatorów NADZIEJA Przemysł i Handel Co., Sp. z o.o.
Rękawice (cienkie rękawice laboratoryjne)secco medical
Hematoxylin i eozynaBaSO Diagnostics Inc.BA4025
HOPE MED 8050 aparatura do kontroli ekspozycjiHOPE Industry and Trade Co., Ltd.
Komora inhalacyjna NADZIEJA Przemysł i Handel Co., Sp. z o.o.
Strzykawka  Żadna konkretna marka nie jest zalecana.
Mikroskop świetlny olympus
Object slideshitai
PV-6000 (polimer anty-mysi IgG sprzężony z HRP)Beijing Zhongshan Jinqiao Biotechnology Co., Ltds5631
Dwutlenek krzemuSigma-Aldrich
KrajalnicaLeicaRM2255
Urządzenie do oczyszczania gazów odlotowychHOPE Industry and Trade Co., Ltd.
Mokre pudełkoSpółdzielnia wyrobów z tworzyw sztucznych Fabryka
XylolTianjin Yongda Chemical Reagent Co., LTD
anatomiczny iniekcyjna

Bibliografia

  1. Li, J., et al. The burden of pneumoconiosis in China: an analysis from the Global Burden of Disease Study. BMC Public Health. 22 (1), 1114(2019).
  2. The Lancet Respiratory Medicine. The world is failing on silicosis. The Lancet. Respiratory Medicine. 7 (4), 283(2019).
  3. Li, T., Yang, X., Xu, H., Liu, H. Early identification, accurate diagnosis, and treatment of silicosis. Canadian Respiratory Journal. 3769134, (2022).
  4. Adamcakova, J., Mokra, D. New insights into pathomechanisms and treatment possibilities for lung silicosis. International Journal of Molecular Sciences. 22 (8), 4162(2021).
  5. Li, Y., et al. Thalidomide alleviates pulmonary fibrosis induced by silica in mice by inhibiting ER stress and the TLR4-NF-κB pathway. International Journal of Molecular Sciences. 23 (10), 5656(2022).
  6. Zhang, E., et al. Exosomes derived from bone marrow mesenchymal stem cells reverse epithelial-mesenchymal transition potentially via attenuating Wnt/β-catenin signaling to alleviate silica-induced pulmonary fibrosis. Toxicology Mechanisms and Methods. 31 (9), 655-666 (2021).
  7. Li, S., et al. N-Acetyl-Seryl-Asparyl-Lysyl-Proline regulates lung renin angiotensin system to inhibit epithelial-mesenchymal transition in silicotic mice. Toxicology and Applied Pharmacology. 408, 408(2020).
  8. Walters, E. H., Shukla, S. D. Silicosis: Pathogenesis and utility of animal models of disease. Allergy. 76 (10), 3241-3242 (2021).
  9. Langley, R. J., Mishra, N. C., Peña-Philippides, J. C., Hutt, J. A., Sopori, M. L. Granuloma formation induced by low-dose chronic silica inhalation is associated with an anti-apoptotic response in Lewis rats. Journal of Toxicology and Environmental Health, Part A. 73 (10), 669-683 (2010).
  10. Jin, F., et al. Ac-SDKP Attenuates activation of lung macrophages and bone osteoclasts in rats exposed to silica by inhibition of TLR4 and RANKL signaling pathways. Journal of Inflammation Research. 14, 1647-1660 (2021).
  11. Xu, H., et al. A new anti-fibrotic target of Ac-SDKP: inhibition of myofibroblast differentiation in rat lung with silicosis. PloS One. 7 (7), e40301(2012).
  12. Li, S., et al. Ac-SDKP increases α-TAT 1 and promotes the apoptosis in lung fibroblasts and epithelial cells double-stimulated with TGF-β1 and silica. Toxicology and Applied Pharmacology. 369, 17-29 (2019).
  13. Vallyathan, V., Shi, X. L., Dalal, N. S., Irr, W. Generation of free radicals from freshly fractured silica dust. Potential role in acute silica-induced lung injury. The American Review of Respiratory Disease. 138 (5), 1213-1219 (1988).
  14. Khoo, S. Y., Lay, B. P. P., Joya, J., et al. Local anesthetic refinement of pentobarbital euthanasia reduces abdominal writhing without affecting immunohistochemical endpoints in rats. Lab Anim. 2018 (52), 152-162 (2018).
  15. Chooi, K. F., Rajendran, D. B. K., Phang, S. S. G., Toh, H. H. A. The dimethylnitrosamine induced liver fibrosis model in the rat. Journal of Visualized Experiments. 112 (112), (2016).
  16. Valentin, J., Frobert, A., Ajalbert, G., Cook, S., Giraud, M. -N. Histological quantification of chronic myocardial infarct in rats. Journal of Visualized Experiments. 118 (118), (2016).
  17. Zhang, H., et al. silicosis decreases bone mineral density in rats. Toxicology and Applied Pharmacology. 348, 117-122 (2018).
  18. Zhang, B., et al. Targeting the RAS axis alleviates silicotic fibrosis and Ang II-induced myofibroblast differentiation via inhibition of the hedgehog signaling pathway. Toxicology Letters. 313, 30-41 (2019).
  19. Li, S., et al. Silica perturbs primary cilia and causes myofibroblast differentiation during silicosis by reduction of the KIF3A-repressor GLI3 complex. Theranostics. 10 (4), 1719-1732 (2020).
  20. Gao, X., et al. Pulmonary silicosis alters microRNA expression in rat lung and miR-411-3p exerts anti-fibrotic effects by inhibiting MRTF-A/SRF signaling. Molecular therapy. Nucleic Acids. 20, 851-865 (2020).
  21. Cai, W., et al. Differential expression of lncRNAs during silicosis and the role of LOC103691771 in myofibroblast differentiation induced by TGF-β1. Biomedicine & Pharmacotherapy. 125, (2020).
  22. Cai, W., et al. Transcriptomic analysis identifies upregulation of secreted phosphoprotein 1 in silicotic rats. Experimental and Therapeutic. 21 (6), (2021).
  23. Li, Y., et al. Minute cellular nodules as early lesions in rats with silica exposure via inhalation. Veterinary Sciences. 9 (6), 251(2022).
  24. Mao, N., et al. Glycolytic reprogramming in silica-induced lung macrophages and silicosis reversed by Ac-SDKP treatment. International Journal of Molecular Sciences. 22 (18), 10063(2021).
  25. Hamilton, R. F., Thakur, S. A., Holian, A. Silica binding and toxicity in alveolar macrophages. Free Radical Biology and Medicine. 44 (7), 1246-1258 (2008).
  26. Park, R., et al. Exposure to crystalline silica, silicosis, and lung disease other than cancer in diatomaceous earth industry workers: a quantitative risk assessment. Occupational and Environmental. 59 (1), 36-43 (2002).
  27. Honnons, S., Porcher, J. M. In vivo experimental model for silicosis. Journal of Environmental Pathology, Toxicology and. 19 (4), 391-400 (2000).
  28. Lakatos, H. F., et al. Oropharyngeal aspiration of a silica suspension produces a superior model of silicosis in the mouse when compared to intratracheal instillation. Experimental Lung Research. 32 (5), 181-199 (2006).
  29. Li, B., et al. A suitable silicosis mouse model was constructed by repeated inhalation of silica dust via nose. Toxicology Letters. 353, 1-12 (2021).
  30. Hoy, R. F., Chambers, D. C. Silica-related diseases in the modern world. Allergy. 75 (11), 2805-2817 (2020).
  31. Davis, G. S. Pathogenesis of silicosis: current concepts and hypotheses. Lung. 164 (3), 139-154 (1986).
  32. Moss, O. R., James, R. A., Asgharian, B. Influence of exhaled air on inhalation exposure delivered through a directed-flow nose-only exposure system. Inhalation Toxicology. 18 (1), 45-51 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Inhalacja krzemionkiekspozycja całego organizmukomora inhalacyjnaproces patologicznyzmiany włóknistemikroskopia w świetle spolaryzowanymbarwienie immunohistochemicznepogrubienie ścian pęcherzyków płucnych
Ustalenie modelu szczura krzemicy poprzez wystawienie całego ciała na działanie krzemionki respirabilnej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.