Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pobieranie wysięków z korzenia lucerny w celu zbadania wpływu ftalanu di(2-etyloheksylu) na produkcję metabolitów

2.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64470

⸱

2 czerwca 2023

 ,  ,  , 
1Key Laboratory of Soil Environment and Pollution Remediation, Institute of Soil Science, Chinese Academy of Sciences, 2College of Resources and Environment, University of Chinese Academy of Sciences

W tym artykule

Podsumowanie

Wydzielanie wysięków z korzeni jest zazwyczaj zewnętrzną strategią detoksykacji roślin w warunkach stresu. Protokół ten opisuje, w jaki sposób można ocenić wpływ ksenobiotyków na lucernę za pomocą niecelowanej analizy metabolomicznej.

Streszczenie

Wysięki korzeniowe są głównym medium komunikacji, komunikacji i transferu energii między korzeniami roślin a otaczającym środowiskiem. Zmiana wydzielania wysięków korzeniowych jest zwykle zewnętrzną strategią detoksykacji roślin w warunkach stresowych. Protokół ten ma na celu wprowadzenie ogólnych wytycznych dotyczących zbierania wysięków z korzenia lucerny w celu zbadania wpływu ftalanu di(2-etyloheksylu) (DEHP) na produkcję metabolitów. Po pierwsze, sadzonki lucerny są uprawiane pod wpływem stresu DEHP w eksperymencie z kulturą hydroponiczną. Po drugie, rośliny przenosi się do probówek wirówkowych zawierających 50 ml wysterylizowanej ultraczystej wody przez 6 godzin w celu zebrania wysięków z korzeni. Roztwory są następnie liofilizowane w liofilizatorze próżniowym. Zamrożone próbki ekstrahuje się i derywatyzuje odczynnikiem bis(trimetylosilili)) trifluoroacetamidu (BSTFA). Następnie derywatyzowane ekstrakty są mierzone za pomocą systemu chromatografu gazowego sprzężonego ze spektrometrem mas czasu przelotu (GC-TOF-MS). Pozyskane dane metabolitowe są następnie analizowane w oparciu o metody bioinformatyczne. Zróżnicowane metabolity i znacząco zmienione szlaki metaboliczne powinny być dogłębnie zbadane, aby ujawnić wpływ DEHP na lucernę w świetle wysięków korzeniowych.

Wprowadzenie

ftalan Di(2-etyloheksylu) (DEHP) to syntetyczny związek chemiczny, który jest szeroko stosowany w różnych tworzywach sztucznych i polimerach jako plastyfikator poprawiający ich plastyczność i wytrzymałość. W ciągu ostatnich kilku lat coraz więcej badań sugerowało, że DEHP jest substancją zaburzającą funkcjonowanie układu hormonalnego i ma niekorzystny wpływ na układ oddechowy, nerwowy i rozrodczy ludzi i innych zwierząt1,2,3. Biorąc pod uwagę ryzyko dla zdrowia, Agencja Ochrony Środowiska Stanów Zjednoczonych, Unia Europejska i Chińskie Centrum Monitorowania Środowiska sklasyfikowały DEHP na liście priorytetowych zanieczyszczeń. Gleba została uznana za ważny pochłaniacz DEHP w środowisku, ze względu na stosowanie ściółkowania z tworzyw sztucznych i nawozów organicznych, nawadnianie ściekami i stosowanie osadów w gospodarstwach rolnych4. Zgodnie z oczekiwaniami, DEHP został powszechnie wykryty w glebach rolnych, których zawartość sięga nawet miligramów na kilogram wysuszonej gleby w niektórych regionach Chin5,6. DEHP może wnikać do roślin głównie przez korzenie i ulegać biomagnifikacji na różnych poziomach troficznych w ekosystemach glebowych7. W związku z tym w ostatnich dziesięcioleciach pojawiły się poważne obawy dotyczące stresu wywołanego przez DEHP w roślinach.

Rośliny są zazwyczaj narażone na działanie DEHP. Zaobserwowano, że stres DEHP wywiera niekorzystny wpływ na kiełkowanie nasion i prawidłowy metabolizm, hamując w ten sposób wzrost i rozwój roślin8,9. Na przykład DEHP może indukować uszkodzenia oksydacyjne komórek mezofilu, zmniejszać zawartość chlorofilu i osmolitów oraz zwiększać aktywność enzymów antyoksydacyjnych, co ostatecznie prowadzi do spadku plonów i jakości roślin jadalnych10,11. Jednak większość wcześniejszych badań nad reakcją roślin na stres DEHP koncentrowała się na stresie oksydacyjnym oraz cechach fizjologicznych i biochemicznych. Odpowiednie mechanizmy związane z metabolizmem roślin są mniej zbadane. Wysięki korzeniowe to ogólny termin opisujący związki, które korzenie roślin wydzielają i uwalniają do środowiska. Zostały one uznane za pożywki interakcji między roślinami a glebą ryzosferową, odgrywając ważną rolę we wspieraniu wzrostu i rozwoju roślin12. Powszechnie wiadomo, że wysięki korzeniowe stanowią około 30%-40% całego węgla fotosyntetycznego13. W zanieczyszczonym środowisku wysięki korzeniowe biorą udział w poprawie tolerancji roślin na stres związany z zanieczyszczeniami poprzez metabolizm lub wykluczenie zewnętrzne14. W związku z tym dogłębne zrozumienie reakcji wysięków korzeni roślin na stres związany z zanieczyszczeniem może pomóc w ujawnieniu podstawowych mechanizmów związanych z biochemią komórki i zjawiskami biologicznymi15.

Technologia metabolomiczna zapewnia skuteczną strategię jednoczesnego pomiaru dużej liczby małych molekułowych metabolitów w komórkach16,17, tissues18, a nawet wysięków organizmów19, w tym cukrów, kwasów organicznych, aminokwasów i lipidów. W porównaniu z tradycyjnymi lub klasycznymi metodami analizy chemicznej, podejście metabolomiczne znacznie zwiększa liczbę metabolitów, które można wykryć20, co może pomóc w identyfikacji metabolitów w sposób bardziej przepustowy i identyfikacji kluczowych szlaków metabolicznych. Metabolomika jest szeroko stosowana w dziedzinie badań nad reakcją biologiczną w środowiskach stresowych, takich jak metale ciężkie21, nowe zanieczyszczenia22 i nanocząstki19. Większość z tych badań na roślinach koncentrowała się na zmianach metabolicznych w wewnętrznych tkankach roślinnych, podczas gdy niewiele z nich dotyczyło reakcji wysięków korzeniowych na stres środowiskowy. W związku z tym celem niniejszej pracy jest przedstawienie ogólnych wytycznych dotyczących pobierania wysięków z korzenia lucerny w celu zbadania wpływu DEHP na produkcję metabolitów. Wyniki posłużą jako wytyczne dotyczące metody dla dalszych badań metabolomiki roślin prowadzonych przez DEHP.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Celem tego protokołu jest zapewnienie ogólnego procesu, od eksperymentu z hodowlą hydroponiczną do analizy metabolomicznej, kwantyfikując wpływ DEHP na wysięki z korzenia lucerny.

1. Eksperyment z kulturą hydroponiczną

UWAGA: Ten protokół przedstawia przykład eksperymentu z hydroponiczną hodowlą lucerny, mającego na celu uzyskanie sadzonek lucerny (Medicago sativa) pod wpływem różnych stężeń DEHP. Przeprowadzono trzy zabiegi: kontrolę bez żadnych dodatków oraz pożywkę wzbogaconą o 1 mg kg-1 i 10 mg kg-1 di(DEHP. Stężenia DEHP zostały ustalone zgodnie z rzeczywistą zawartością DEHP w soil23. Każda terapia składała się z sześciu powtórzeń.

  1. Nasiona lucerny sterylizować 0,1% podchlorynem sodu przez 10 min i 75% alkoholem etylowym przez 30 minut.
    1. Wysterylizowane nasiona kilkakrotnie przepłukać wodą destylowaną, a następnie wykiełkować na wilgotnej bibule filtracyjnej na sterylnej szalce Petriego w temperaturze 30 °C w ciemności.
  2. Przenieść 20 jednolitych, kiełkujących, pulchnych nasion do koszyka do szczepienia w butelce hodowlanej wypełnionej pożywką, składającej się z (w μM): Ca(NO3)2,3,500; NH4H2PO4, 1,000; 3 węzłyKNO, 6 000; MgSO 4,000; Na2Kwas Fe-etylenodiaminotetraoctowy (EDTA), 75; H3BO3, 46; MnSO4, 9.1; ZnSO4,8; CuSO4, 0,3; oraz (NH4 )6Mo7O24, 0,02. Dostosować pH roztworu do 7,0 za pomocą 0,1 M KOH. Odnawiaj wszystkie rozwiązania co tydzień.
  3. Umieścić wszystkie butelki hodowlane w kontrolowanej komorze wzrostowej o natężeniu światła 150-180 μmol m-2 s-1 z fotoperiodem wynoszącym 16 godzin każdego dnia, w temperaturze 27 °C i 20 °C, reprezentującej odpowiednio dzień (16 godzin) i noc (8 godzin).
  4. Po 2 tygodniach przenieś 15 jednolitych sadzonek lucerny do nowej szklanej butelki w celu przeprowadzenia eksperymentów hodowlanych w warunkach stresu DEHP 1 mg kg-1 i 10 mg kg-1. Owiń szklane butelki folią aluminiową i parafilmem, aby zapobiec fotolizie i ulatnianiu się DEHP. Aby zastosować te same warunki, owiń również butelki kontrolne folią aluminiową i parafolią. Codziennie uzupełniaj pożywkę, aby utrzymać poziom płynów.
  5. Losowo umieszczaj i obracaj butelki co 2 dni, aby zapewnić stałe warunki wzrostu sadzonek lucerny.
  6. Po 7 dniach uprawy wyjmij sadzonki lucerny z butelek i kilkakrotnie umyj ultraczystą wodą, przygotowując się do zbioru wysięków korzeniowych.

2. Zbieranie, ekstrakcja i analiza metabolomiczna wysięków korzeniowych

UWAGA: Ten protokół jest podzielony na trzy części: eksperyment z kolekcją, eksperyment z ekstrakcją i analiza metabolomiczna wysięków korzeniowych. Celem eksperymentu polegającego na pobieraniu jest przeniesienie metabolitów wydzielanych w próbkach roślinnych do systemu roztworu w celu późniejszej ekstrakcji.

  1. Eksperyment z kolekcją
    1. Przenieś 10 jednolitych sadzonek lucerny do probówek wirówkowych wypełnionych 50 ml wysterylizowanej wody dejonizowanej. Zanurz korzenie w wodzie, aby zebrać wysięk korzeniowy na 6 godzin; Utrzymuj rurki w pozycji pionowej. Wykonać co najmniej sześć powtórzeń dla każdego zabiegu.
    2. Owiń probówki wirówkowe folią aluminiową, aby chronić korzenie przed światłem.
    3. Usuń rośliny i liofilizuj zebraną ciecz w celu profilowania metabolitów.
  2. Eksperyment ekstrakcyjny
    1. Dodać 1,8 ml roztworu ekstrakcyjnego (metanol:H2O= 3:1, V/V) do probówek i wirować przez 30 s.
    2. Przykładaj fale ultradźwiękowe do rurek przez 10 minut w lodowatej kąpieli wodnej.
    3. Odwirować próbki w temperaturze 4 °C i 11 000 × g przez 15 minut.
    4. Ostrożnie przenieść 200 μl supernatantu do probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml. Pobrać 45 μl supernatantu z każdej próbki i wymieszać go z próbkami kontroli jakości (QC) o końcowej objętości 270 μl, która służy do kalibracji danych metabolomu próbek.
    5. Liofilizuj ekstrakty w koncentratorze próżniowym. Kontynuować suszenie za pomocą 5 μl wzorca wewnętrznego (rybonukleolu).
    6. Po odparowaniu w koncentratorze próżniowym dodać 30 μl chlorowodorku metoksyamiminacji (rozpuszczonego w pirydynie o stężeniu 20 mg mL-1) do probówek i inkubować probówki w temperaturze 80 °C przez 30 minut. Następnie dodać 40 μl odczynnika bis(trimetylosililo)trifluoroacetamidu (BSTFA) (z 1% trimetylochlorosilanem [TMC], V/V) do próbek i umieścić probówki w temperaturze 70 °C na 1,5 godziny w celu derywatyzacji.
    7. Schłodzić próbki do temperatury pokojowej i dodać 5 μl estrów metylowych kwasów tłuszczowych (FAME) (w chloroformie) do próbek kontroli jakości.
  3. Analiza metabolomiczna
    1. Wstrzyknąć 1,0 μl derywatyzowanych ekstraktów do systemu chromatografu gazowego sprzężonego ze spektrometrem mas czasu przelotu (GC-TOF-MS) w celu analizy profilowania metabolomicznego w trybie bezpodziałowym.
      1. Do oddzielania wysięków korzeniowych należy użyć kolumny kapilarnej (30 m x 250 μm x 0,25 μm), z helem jako gazem nośnym o natężeniu przepływu 1,0 ml min-1. Ustawić temperaturę wtrysku na 280 °C i utrzymywać temperaturę przewodu przesyłowego i temperaturę źródła jonów odpowiednio na poziomie 280 °C i 250 °C.
      2. Do separacji należy użyć następującego programu pieca: 1 min ogrzewania izotermicznego w temperaturze 50 °C, 10 °C/min-1 rampy piekarnika do 310 °C i końcowe ogrzewanie izotermiczne w temperaturze 310 °C przez 8 minut.
      3. Wykonaj tryb zderzenia elektronów z energią -70 eV. Uzyskaj widma masowe w trybie pełnego monitorowania skanowania z zakresem skanowania masowego 50-500 m/z z szybkością 12,5 widma/s.
    2. Filtruj poszczególne szczyty, aby usunąć szumy. Wartość odchylenia jest filtrowana na podstawie przedziału międzykwartylowego.
    3. Wypełnij brakujące wartości połową wartości minimalnych, ustandaryzuj i znormalizuj dane.
    4. Zaimportuj końcowe dane w .csv formacie do oprogramowania do analizy statystycznej w celu przeprowadzenia analizy wielowymiarowej.
    5. Wyszukaj metabolity w bazie danych Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG) (zasób bazy danych do zrozumienia funkcji wysokiego poziomu i użyteczności systemu biologicznego) i sklasyfikuj metabolity do różnych kategorii, takich jak węglowodany, kwasy, lipidy, alkohole i aminy. Użyj oprogramowania do analizy statystycznej, aby skonstruować wykres kołowy, aby wskazać procent każdej kategorii we wszystkich wysiękach korzeniowych.
    6. Zastosuj nadzorowane rzuty ortogonalne do analizy dyskryminacji struktur utajonych (OPLS-DA), aby pokazać różnice między grupami.
    7. Badanie przesiewowe istotnie zmieniało metabolity jako metabolity różnicowe w oparciu o zmienne znaczenie w projekcji (VIP) > 1 i p < 0,05 (test Studenta).
    8. Wykorzystaj dane metabolomu do skonstruowania map cieplnych za pomocą oprogramowania do analizy statystycznej i wykorzystaj zmiany fałdowania pod różnymi zabiegami do skonstruowania histogramów.
    9. Wyszukaj metabolity różnicowe w bazie danych KEGG i Pubchem i skompiluj szlaki metaboliczne zawierające metabolity różnicowe. Wykonaj analizę wzbogacania ścieżek lub analizę topologii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tym doświadczeniu wysięki korzeni lucerny zostały zebrane, wyekstrahowane i przeanalizowane zgodnie z powyższymi metodami (Rysunek 1). Utworzono trzy grupy badawcze: kontrolną, z niskim stężeniem DEHP (1 mg L−1) oraz z wysokim stężeniem DEHP (10 mg L−1).

W chromatogramie kontrolnym wykryto łącznie 778 pików, z czego na podstawie widm masowych zidentyfikowano 314 metabolitów. Jak pokazano na Rysunku 2, metabolit...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten zawiera ogólne wskazówki dotyczące zbierania i pomiaru wysięków korzeniowych lucerny pod wpływem stresu DEHP, a także sposobu analizowania danych metabolomu. Należy zwrócić szczególną uwagę na kilka krytycznych kroków w tym protokole. W eksperymentach z kulturą hydroponiczną sadzonki lucerny hodowano hydroponicznie w szklanych butelkach wypełnionych pożywkami o różnych stężeniach DEHP. Szklane butelki powinny być chronione przed światłem poprzez przykrycie ich folią aluminiową przez cały okres hodowli, w cel...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie są im znane żadne konkurencyjne interesy finansowe ani powiązania osobiste, które mogłyby mieć wpływ na pracę opisaną w tym artykule.

Podziękowania

Ta praca była wspólnie wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (41877139), Główne Projekty Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (41991335), Narodowy Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Chin (2016YFD0800204), Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Jiangsu (No. BK20161616), Plan "135" oraz Program Granic Chińskiej Akademii Nauk (ISSASIP1615).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AdonitolSIGMA≥ 99%
Nasiona lucernyJiangsu Academy of Agricultural Sciences (Nanjing, Chiny)
Waga analitycznaSartoriusBSA124S-CW
BSTFAREGIS Technologiesz 1% TMCS, v/v
WirówkaThermo Fisher ScientificHeraeus Fresco17
Kolumna chromatograficznaAgilentDB-5MS (30 m i czasy; 250 μ m i razy; 0,25 &m; m)
ftalan di(2-etyloheksylu)Dr. Ehrenstorfer
FAMEsDr. Ehrenstorfer
Chromatografia gazowa (GC)Agilent7890A
Przyrząd szlifierskiShanghai Jingxin Technology Co., LtdJXFSTPRP-24
Spektrometr masowy (MS)LECOPEGASUS HT
MetanolCNW TechnologiesHPLC
Chlorowodorek metoksyaminatioTCIAR
Probówka do mikrowirówekEppendorfEppendorf Quality1,5 ml
PiekarnikShanghai Yiheng Scientific Instrument Co., LtdDHG-9023A Pirydyna
AdamasOprogramowanie
HPLC ROprogramowanie do analizy statystycznej (wzbogacanie ścieżek, topologia)
SIMCA16.0.2 oprogramowanie do analizy statystycznej (OPLS-DA itp.)
Zamrażarka niskotemperaturowaThermo Fisher ScientificForma 900 seria
UltradźwiękiShenzhen Fangao Microelectronics Co., LtdYM-080S Suszarka próżniowa
Taicang Huamei fabryka instrumentów biochemicznychLNG-T98

Bibliografia

  1. Yin, X. H., Zeb, R., Wei, H., Cai, L. Acute exposure of di(2-ethylhexyl) phthalate (DEHP) induces immune signal regulation and ferroptosis in oryzias melastigma. Chemosphere. 265, 129053(2021).
  2. Seyoum, A., Pradhan, A. Effect of phthalates on development, reproduction, fat metabolism and lifespan in Daphnia magna. The Science of the Total Environment. 654, 969-977 (2019).
  3. van T Erve, T. J., et al. Phthalates and phthalate alternatives have diverse associations with oxidative stress and inflammation in pregnant women. Environmental Science & Technology. 53 (6), 3258-3267 (2019).
  4. He, L., et al. Contamination and remediation of phthalic acid esters in agricultural soils in China: a review. Agronomy for Sustainable Development. 35 (2), 519-534 (2015).
  5. Liu, S. S., et al. Di-(2-ethylhexyl) phthalate as a chemical indicator for phthalic acid esters: an investigation into phthalic acid esters in cultivated fields and e-waste dismantling sites. Environmental Toxicology and Chemistry. 38 (5), 1132-1141 (2019).
  6. Li, K. K., Ma, D., Wu, J., Chai, C., Shi, Y. X. Distribution of phthalate esters in agricultural soil with plastic film mulching in Shandong Peninsula, East China. Chemosphere. 164, 314-321 (2016).
  7. Sun, J., Wu, X., Gan, J. Uptake and metabolism of phthalate esters by edible plants. Environmental Science & Technology. 49 (14), 8471-8478 (2015).
  8. Kim, D., Cui, R., Moon, J., Kwak, J. I., An, Y. J. Soil ecotoxicity study of DEHP with respect to multiple soil species. Chemosphere. 216, 387-395 (2019).
  9. Gao, M. L., Qi, Y., Song, W. H., Xu, H. R. Effects of di-n-butyl phthalate and di (2-ethylhexyl) phthalate on the growth, photosynthesis, and chlorophyll fluorescence of wheat seedlings. Chemosphere. 151, 76-83 (2016).
  10. Zhang, Y., et al. Effects of diethylphthalate and di-(2-ethyl)hexylphthalate on the physiology and ultrastructure of cucumber seedlings. Environmental Science and Pollution Research. 21 (2), 1020-1028 (2014).
  11. Gao, M. L., Liu, Y., Dong, Y. M., Song, Z. G. Physiological responses of wheat planted in fluvo-aquic soils to di (2-ethylhexyl) and di-n-butyl phthalates. Environmental Pollution. 244, 774-782 (2019).
  12. Lundberg, D. S., Teixeira, P. J. P. L. Root-exuded coumarin shapes the root microbiome. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (22), 5629-5631 (2018).
  13. Canarini, A., Kaiser, C., Merchant, A., Richter, A., Wanek, W. Root exudation of primary metabolites: mechanisms and their roles in plant responses to environmental stimuli. Frontiers in Plant Science. 10, 157(2019).
  14. Chai, Y. N., Schachtman, D. P. Root exudates impact plant performance under abiotic stress. Trends in Plant Science. 27 (1), 80-91 (2022).
  15. Olanrewaju, O. S., Ayangbenro, A. S., Glick, B. R., Babalola, O. O. Plant health: feedback effect of root exudates-rhizobiome interactions. Applied Microbiology and Biotechnology. 103 (3), 1155-1166 (2019).
  16. Chamberlain, C. A., Hatch, M., Garrett, T. J. Metabolomic and lipidomic characterization of Oxalobacter formigenes strains HC1 and OxWR by UHPLC-HRMS. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 411 (19), 4807-4818 (2019).
  17. vander Hooft, J. J. J., Goldstone, R. J., Harris, S., Burgess, K. E. V., Smith, D. G. E. Substantial extracellular metabolic differences found between phylogenetically closely related probiotic and pathogenic strains of Escherichia coli. Frontiers in Microbiology. 10, 252(2019).
  18. Liu, N., Zhu, L. Metabolomic and transcriptomic investigation of metabolic perturbations in Oryza sativa L. triggered by three pesticides. Environmental Science & Technology. 54 (10), 6115-6124 (2020).
  19. Zhao, L., et al. H-1 NMR and GC-MS based metabolomics reveal defense and detoxification mechanism of cucumber plant under nano-Cu stress. Environmental Science & Technology. 50 (4), 2000-2010 (2016).
  20. Llanes, A., Arbona, V., Gómez-Cadenas, A., Luna, V. Metabolomic profiling of the halophyte Prosopis strombulifera shows sodium salt- specific response. Plant Physiology and Biochemistry. 108, 145-157 (2016).
  21. Zhang, Y., et al. Zinc stress affects ionome and metabolome in tea plants. Plant Physiology and Biochemistry. 111, 318-328 (2017).
  22. Wright, R. J., Bosch, R., Gibson, M. I., Christie-Oleza, J. A. Plasticizer degradation by marine bacterial isolates: a proteogenomic and metabolomic characterization. Environmental Science & Technology. 54 (4), 2244-2256 (2020).
  23. He, L., et al. Contamination and remediation of phthalic acid esters in agricultural soils in China: a review. Agronomy for Sustainable Development. 35 (2), 519-534 (2015).
  24. Koch, K. E. Carbohydrate-modulated gene expression in plants. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. 47, 509-540 (1996).
  25. Wang, Y. T., et al. Nontargeted metabolomic analysis to unravel the impact of di (2-ethylhexyl) phthalate stress on root exudates of alfalfa (Medicago sativa). The Science of the Total Environment. 646, 212-219 (2019).
  26. Yu, Q., et al. Photolysis of bis(2-ethylhexyl) phthalate in aqueous solutions at the presence of natural water photoreactive constituents under simulated sunlight irradiation. Environmental Science and Pollution Research International. 26 (26), 26797-26806 (2019).
  27. Zhang, S. H., Guo, A. J., Fan, T. T., Zhang, R., Niu, Y. J. Phthalates in residential and agricultural soils from an electronic waste-polluted region in South China: distribution, compositional profile and sources. Environmental Science and Pollution Research. 26 (12), 12227-12236 (2019).
  28. Liu, S. S., et al. Di-(2-ethylhexyl) phthalate as a chemical indicator for phthalic acid esters: An investigation into phthalic acid esters in cultivated fields and e-waste dismantling sites. Environmental Toxicology and Chemistry. 38 (5), 1132-1141 (2019).
  29. Fan, T. W., Lane, A. N., Pedler, J., Crowley, D., Higashi, R. M. Comprehensive analysis of organic ligands in whole root exudates using nuclear magnetic resonance and gas chromatography-mass spectrometry. Analytical Biochemistry. 251 (1), 57-68 (1997).
  30. Bobille, H., et al. Evolution of the amino acid fingerprint in the unsterilized rhizosphere of a legume in relation to plant maturity. Soil Biology and Biochemistry. 101, 226-236 (2016).
  31. Zhang, Z., et al. Effects of two root-secreted phenolic compounds from a subalpine coniferous species on soil enzyme activity and microbial biomass. Chemistry and Ecology. 31 (7), 636-649 (2015).
  32. Yuan, J., et al. Organic acids from root exudates of banana help root colonization of PGPR strain Bacillus amyloliquefaciens NJN-6. Scientific Reports. 5, 13438(2015).
  33. van Dam, N. M., Bouwmeester, H. J. Metabolomics in the rhizosphere: tapping into belowground chemical communication. Trends in Plant Science. 21 (3), 256-265 (2016).
  34. Shen, X., Yang, F., Xiao, C., Zhou, Y. Increased contribution of root exudates to soil carbon input during grassland degradation. Soil Biology & Biochemistry. 146, 107817(2020).
  35. Oburger, E., Jones, D. L. Sampling root exudates-mission impossible. Rhizosphere. 6, 116-133 (2018).
  36. Zhang, L. Effects of root exudates of wheat stressed by Cd on the germination of crop seeds. International Symposium on Water Resources and the Urban Environment. , Wuhan, China. 319-321 (2003).
  37. Shinano, T., et al. Metabolomic analysis of night-released soybean root exudates under high- and low-K conditions. Plant and Soil. 456, 259-276 (2020).
  38. Adeleke, R., Nwangburuka, C., Oboirien, B. Origins, roles and fate of organic acids in soils: A review. South African Journal of Botany. 108, 393-406 (2017).
  39. Rico, C. M., et al. Cerium oxide nanoparticles modify the antioxidative stress enzyme activities and macromolecule composition in rice seedlings. Environmental Science & Technology. 47 (24), 14110-14118 (2013).
  40. Mortimer, M., Kasemets, K., Vodovnik, M., Marinsek-Logar, R., Kahru, A. Exposure to CuO nanoparticles changes the fatty acid composition of protozoa Tetrahymena thermophila. Environmental Science & Technology. 45 (15), 6617-6624 (2011).
  41. Liao, Q. H., et al. Root exudates enhance the PAH degradation and degrading gene abundance in soils. Science of the Total Environment. 764, 144436(2021).
  42. Ding, Y., et al. Adaptive defence and sensing responses of host plant roots to fungal pathogen attack revealed by transcriptome and metabolome analyses. Plant, Cell & Environment. 44 (12), 3526-3544 (2021).
  43. Rugova, A., Puschenreiter, M., Koellensperger, G., Hann, S. Elucidating rhizosphere processes by mass spectrometry-A review. Analytica Chimica Acta. 956, 1-13 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

stres wywo any DEHPprofilowanie metabolit wmetabolomika nietargetowanahodowla hydroponicznachromatografia gazowaspektrometria masmetabolity r nicoweszlaki metabolicznedetoksykacja ro lin
Pobieranie wysięków z korzenia lucerny w celu zbadania wpływu ftalanu di(2-etyloheksylu) na produkcję metabolitów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.