Method Article

Wstrzyknięcie domięśniowe w celu zbadania funkcji limfatycznej serca u danio pręgowanego

DOI:

10.3791/64504

⸱

September 20th, 2022

 ,  ,  ,  , 
1Cardiovascular Research Institute, Weill Cornell Medicine, 2Department of Cell and Developmental Biology, Weill Cornell Medicine, 3The Saban Research Institute and Heart Institute, Children's Hospital Los Angeles

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół pozwala na efektywne i stabilne dostarczanie mikrosfer fluorescencyjnych (MS) i kropek kwantowych (QD) do mięśnia sercowego żywych ryb, które mogą być śledzone (śledzone) w czasie.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Danio pręgowany okazał się ważnym modelem do badania tworzenia i funkcjonowania układu sercowo-naczyniowego podczas rozwoju i regeneracji postembrionalnej. Niniejszy protokół opisuje metodę wstrzykiwania fluorescencyjnych znaczników do mięśnia sercowego danio pręgowanego w celu zbadania wchłaniania płynu śródmiąższowego i zanieczyszczeń do naczyń limfatycznych serca. W tym celu do mięśnia sercowego żywego danio pręgowanego wprowadza się mikrosfery (o średnicy 200 nm) i kropki kwantowe (o średnicy <10 nm), które można śledzić za pomocą mikroskopii konfokalnej ex vivo. Znaczniki te są następnie śledzone z przerwami przez kilka godzin, aby śledzić usuwanie z mięśnia sercowego do naczyń limfatycznych serca. Kropki kwantowe są transportowane przez naczynia limfatyczne serca z dala od serca, podczas gdy większe mikrosfery pozostają w miejscu wstrzyknięcia przez ponad trzy tygodnie. Ta metoda wstrzykiwania do mięśnia sercowego może być rozszerzona na inne zastosowania, w tym wstrzykiwanie kapsułkowanego stwardnienia rozsianego lub hydrożeli w celu miejscowego uwolnienia komórek, białek lub związków będących przedmiotem zainteresowania do docelowego regionu serca.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Układ limfatyczny jest niezbędny do utrzymania równowagi tkankowo-płynowej, modulacji odpowiedzi immunologicznej po urazie oraz absorpcji lipidów w jelitach1. Coraz więcej dowodów potwierdza szeroką rolę układu limfatycznego w różnych kontekstach chorobowych i rozwojowych. Jednak badania mechanistyczne są utrudnione, ponieważ naczynia limfatyczne mogą być trudne do uwidocznienia, a ich funkcjonalność może być niepewna. Wczesne techniki obrazowania opierały się na naturalnej zdolności układu limfatycznego do śródmiąższowego wchłaniania wstrzykniętych znaczników, a następnie transportowania ich przez sieć naczyń limfatycznych, umożliwiając wykrywanie i wizualizację1. Metoda ta może być nie tylko wykorzystana do wizualizacji limfy, ale może być również wykorzystana do ilościowego określenia ich zdolności do wchłaniania płynów i makrocząsteczek z tkanki.

Rozległa sieć limfatyczna obejmuje również układ limfatyczny serca, który, jak wykazano, odgrywa integralną rolę w regeneracji danio pręgowanego2,3,4. Zrozumienie różnic i podobieństw w funkcjonowaniu układu limfatycznego u różnych gatunków ma kluczowe znaczenie dla klinicznego wykorzystania tej wiedzy. W związku z tym istnieje potrzeba zbadania technologii, które mogą mierzyć i wizualizować funkcje limfatyczne w różnych organizmach modelowych5,6. Limfatyka to naczynia o końcach, które transportują płyn w jednym kierunku, z dala od tkanki7. Wstrzyknięcie do mięśnia sercowego barwników fluorescencyjnych jest wymagane w celu zaobserwowania drenażu limfatycznego z tkanki serca. Iniekcje domięśniowe były również stosowane klinicznie i przedklinicznie w modelach ssaków do przeszczepiania komórek macierzystych i progenitorowych lub związków egzogennych, takich jak hydrożel, w celu zbadania poprawy czynności serca po zawale mięśnia sercowego8,9,10. Wstrzyknięcie do mięśnia sercowego danio pręgowanego nie zostało szczegółowo opisane, co ograniczyło zastosowanie takich eksperymentalnych podejść do serca danio pręgowanego.

Zastrzyki do przestrzeni osierdziowej danio pręgowanego i ogólnoustrojowy przepływ krwi w świetle serca zostały wcześniej szczegółowo opisane11,12, i zgłoszono udane wstrzyknięcie do mięśnia sercowego znaczników fluorescencyjnych u dorosłych ryb danio pręgowanego2. Niniejszy artykuł zawiera szczegółowy protokół przeprowadzania iniekcji domięśniowych u dorosłych danio pręgowanego. Kilka transgenicznych linii danio pręgowanego może identyfikować naczynia limfatyczne; Istnieje jednak potrzeba zbadania podejść do zrozumienia drenażu limfatycznego lub wizualizacji układu limfatycznego przy braku markerów transgenicznych. Znaczniki fluorescencyjne, mikrosfery (MS) i kropki kwantowe (QD) są tutaj używane do wizualizacji miejsca wstrzyknięcia i przepływu płynu do układu limfatycznego serca. QD to fluorescencyjne nanokryształy o średnicy <10 nm, których właściwości optyczne można dostroić i dostosować do wielu zastosowań biomedycznych13,14. QD są łatwo wychwytywane przez naczynia limfatyczne, ale nie przez naczynia krwionośne, gdy są wstrzykiwane śródmiąższowo15,16. MS to powlekane fluorescencyjnie kulki polistyrenowe o średnicy około 200 nm15. W związku z tym stwardnienie rozsiane jest znacznie większe niż QD i znacznie bardziej trwałe po wstrzyknięciu do mięśnia sercowego, co pozwala na spójną identyfikację miejsca wstrzyknięcia. Metoda ta jest przydatna do badania funkcji limfatycznych podczas regeneracji serca, ale może być dostosowana do badania różnych aspektów biologii serca przy użyciu stabilnego miejscowego wprowadzania powlekanych kulek, hydrożeli lub preparatów komórkowych.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dla zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Weill Cornell Medicine (protokół 2020-0027) i przestrzegały odpowiednich wytycznych. Następujące doświadczenia przeprowadzono na samcach i samicach AB typu dzikiego w wieku od 14 do 20 miesięcy po zapłodnieniu u dorosłych i 35 dni po zapłodnieniu u osobników młodocianych.

1. Wyciąganie igieł i przygotowanie odczynnika

  1. Przeciągnij standardową kapilę ze szkła borokrzemianowego o średnicy zewnętrznej 1,2 mm za pomocą ściągacza igłowego (Rysunek 1A,B) (patrz tabela materiałów), do dwóch igieł przy optymalnych ustawieniach. W tym przypadku ciepło 525; pociągnąć 65; prędkość 60; czas 250.
  2. Vortex komercyjnie otrzymane podstawowe roztwory koloidalne MS (1% ciał stałych w wodzie) i QD (2 μM, patrz tabela materiałów).
    UWAGA: Roztwór koloidalny MS ma biały kolor i jest łatwo widoczny po wstrzyknięciu.
  3. Przefiltrować 500 μl podstawowego roztworu koloidalnego MS przez filtr strzykawkowy 0,45 μm (patrz tabela materiałów), aby zminimalizować zatkanie igły.
  4. Aby przygotować roboczy roztwór koloidalny tylko MS, rozcieńczyć 100 μl przefiltrowanego roztworu koloidalnego MS 100 μl 1x PBS (sól fizjologiczna buforowana fosforanami).
  5. Aby przygotować roboczy roztwór koloidalny MS i QD, zmieszać 100 μl przefiltrowanego roztworu koloidalnego MS ze 100 μl roztworu koloidalnego QD.
    UWAGA: W zależności od eksperymentu, MS i QD mogą być mieszane lub wstrzykiwane indywidualnie.
  6. Przygotuj i ułóż niezbędne odczynniki i sprzęt: stereoskop, mokrą gąbkę, mikromanipulator, wtryskiwacz, pipetę 20 μl, roztwór trikainy, proste nożyczki do irydektomii, kleszcze, ciągnione igły, femtotipy do mikroładowarek, zbiorniki rekonwalescencyjne i siatki, jak pokazano na Rysunek 1D (patrz Tabela Materiałów).
  7. Włącz dopływ powietrza do wtryskiwacza i ustaw bramkowany impuls wtrysku zamiast czasowego impulsu wtrysku.
    UWAGA: Szczegółowe informacje na temat instrumentu znajdują się w Tabeli materiałów. Niektóre instrumenty wymagają włożenia pedału wtrysku do bramkowanego portu wejściowego z tyłu instrumentu.

2. Przygotowanie stacji iniekcyjnej i przygotowanie danio pręgowanego

  1. Włącz mikroskop preparacyjny i wyreguluj ostrość.
  2. Za pomocą końcówek do pipet do mikroładowarek załaduj roztwór kontrolny (np. 0,05% czerwieni fenolowej w 1x PBS).
  3. Włożyć igłę do uchwytu igły mikrowstrzykiwacza.
  4. Pod mikroskopem preparacyjnym odciąć ciągniętą igłę w odległości 1 mm od końcówki za pomocą kleszczy.
    UWAGA: Cięcie igły tak wąsko, jak to możliwe, jest optymalne do przekłucia mięśnia sercowego. Jeśli jednak igła jest zbyt wąska, może się wygiąć podczas próby wniknięcia w tkankę serca.
  5. Ustaw odpowiednie ciśnienie wtrysku na około 0,50 kPa/7,3 psi, a ciśnienie równoważące na około 0 psi, aby nie było cofania się cieczy do igły (Rysunek 1C).
  6. Po osiągnięciu żądanego ciśnienia należy przetestować konfigurację wtrysku i zanotować czas potrzebny do wstrzyknięcia bolusa roztworu do oleju mineralnego o średnicy mniejszej niż 1 mm (<0,5 μl).
    UWAGA: Idealnie byłoby, gdyby wstrzyknięcie uwolniło płyn z prędkością około 50 nL/s, aby uzyskać przybliżoną średnicę bolusa wynoszącą 0,8 mm w ciągu 5 s. W zależności od średnicy końcówki igły, można dokonać regulacji czasu i ciśnienia, aby wstrzyknąć 0,25-0,3 μl do jednej ryby w ciągu 5 sekund. Wyższe ciśnienie iniekcji, w przeciwieństwie do dłuższego czasu iniekcji, jest pożądane, aby zapewnić przezwyciężenie wysokiego ciśnienia w tkance śródmiąższowej podczas wstrzyknięcia.
  7. Załadować igłę wybraną objętością (np. 10-15 μl, Rysunek 1B) roztworu do wstrzykiwań i powtórzyć kroki 2,5-2,6,
    UWAGA: Wstrzyknięcia z bramką pozwolą na wstrzykiwanie tak długo, jak długo pedał nożny jest wciśnięty, co pozwala na regulację pozycji końcówki, aż do znalezienia odpowiedniego miejsca wstrzyknięcia wewnątrz tkanki.
  8. Wprowadzić igłę z roztworem do wstrzykiwań do uchwytu igły mikrowstrzykiwacza.

3. Wtrysk

  1. Przygotuj rowkowaną gąbkę, rzeźbiąc na środku kontur przypominający rybę.
  2. Przygotować stężenie robocze tricainy, rozcieńczając 4,2 ml roztworu podstawowego (4 mg/ml) w 100 ml wody z obiektu dla ryb (patrz tabela materiałów) w naczyniu krystalizującym.
  3. Znieczulać danio pręgowanego roztworem tricainy, aż ruch skrzeli zostanie zmniejszony i przestanie pływać.
    UWAGA: Uszczypnij ogon, aby potwierdzić utratę odpowiedzi u znieczulonego danio pręgowanego.
  4. Umieść danio pręgowanego brzuszną stroną skierowaną w stronę soczewki obiektywu w wilgotnej rowkowanej gąbce pod mikroskopem preparacyjnym (Rysunek 2A i Rysunek 3A).
  5. Użyj nożyczek do irydektomii, aby wykonać małe poprzeczne cięcie na poziomie płetw piersiowych i otworzyć jamę klatki piersiowej (film uzupełniający 1).
  6. Za pomocą kleszczy delikatnie oderwij osierdzie, aby odsłonić wierzchołek serca (Ryc. 3B).
  7. Trzymając obciążony uchwyt igły w ręku, skierować igłę w kierunku wierzchołka komory pod ostrym kątem <30° do osi ciała.
  8. Wbij igłę 0,1-0,2 mm do serca, nie wnikając zbyt głęboko w komorę (Rysunek 2B i Rysunek 3B).
    UWAGA: Jeśli końcówka igły wypełni się krwią, należy lekko cofnąć igłę, aby uniknąć wstrzyknięcia MS i QD do światła komory.
  9. Z igłą włożoną w wierzchołek serca, lekko unieś komorę od ciała, zmniejszając kąt między igłą a osią ciała, jednocześnie przesuwając końcówkę igły w kierunku podstawy serca (Rysunek 2C i Rysunek 3C).
    UWAGA: Igła może być słabo widoczna przez ścianę mięśnia sercowego.
  10. Popchnąć igłę dalej w kierunku głowy, tak aby końcówka igły przesunęła się w kierunku powierzchni mięśnia sercowego.
  11. Wstrzykiwać, naciskając pedał urządzenia do mikroiniekcji przez ~1-5 s lub do momentu, gdy w tkance serca pojawi się biała plamka (Rysunki 2C i Rysunek 3C, D).
  12. Jeśli jama klatki piersiowej zacznie wypełniać się płynem iniekcyjnym podczas wstrzykiwania, oznacza to, że końcówka igły całkowicie przeniknęła do mięśnia sercowego (Rysunek 2D). Powoli wyjmować igłę, aż w tkance będzie widoczne nagromadzenie mikrogranulek.
  13. Zmień położenie końcówki igły, jeśli płyn jest wstrzykiwany do światła komory i usuwany wraz z kolejnym biciem serca (Rysunek 2E). W takiej sytuacji należy podnieść końcówkę igły i popychać igłę w kierunku główki, aż ciśnienie wstrzyknięcia spowoduje powstanie białej plamki w tkance.
  14. Jeśli nie widać białego płynu ani plamki, oznacza to, że igła do wstrzykiwań jest zablokowana. W takiej sytuacji należy całkowicie wycofać igłę. Aby kontynuować eksperyment, albo lekko złamij końcówkę igły, albo wymień igłę. W obu przypadkach należy sprawdzić przebieg wstrzyknięcia przed ponownym wstrzyknięciem mięśnia sercowego.
  15. Po udanym wstrzyknięciu delikatnie wyjmij igłę z mięśnia sercowego (Rysunek 3F) i natychmiast przenieś danio pręgowanego do zbiornika regeneracyjnego z wodą z obiektu dla ryb.
  16. Monitoruj rybę, aż całkowicie wyzdrowieje z tricainy.
  17. Odzyskane ryby przenieś do zbiornika o pojemności 2,8 l i umieść go w pomieszczeniu dla ryb, aż do pożądanego punktu czasowego ekstrakcji serca.

4. Ekstrakcja serca i obrazowanie

  1. Przygotować stężenie robocze tricainy, rozcieńczając 4,2 ml roztworu podstawowego (4 mg/ml) w 100 ml wody z pomieszczenia dla ryb w naczyniu krystalizującym.
  2. Zespołożenie końcowe znieczulić danio pręgowanego roztworem tricainy, aż ruch skrzeli ustanie i przestanie reagować.
  3. Przenieś danio pręgowanego do zwilżonej rowkowanej gąbki pod mikroskopem preparacyjnym, umieszczonej brzusznie stroną skierowaną w stronę soczewki obiektywu.
  4. Otwórz brzuszną ścianę klatki piersiowej nożyczkami do irydektomii na poziomie płetw piersiowych.
  5. Otwórz worek osierdziowy i zlokalizuj ścieżkę odpływu serca. Użyj kleszczy, aby chwycić aortę przed bulwiastą tętnicą (BA) i ostrożnie pociągnij je do podstawy komory.
  6. Z uniesionym przednim biegunem serca przeciąć aortę brzuszną/zatokę żylną, aby uwolnić serce i umieścić na 35-milimetrowej szalce Petriego zawierającej PBS.
  7. Za pomocą kleszczy usuń wszelkie skrzepy krwi i umocuj serce w 4% PFA (wag./obj.) przez 15 min.
  8. Zobrazuj serca za pomocą mikroskopu zdolnego do pozyskiwania używanych długości fal fluorescencyjnych.
    UWAGA: W przykładowej dacie użyto mikroskopu konfokalnego z liniami laserowymi 405, 488, 567 i 647.
  9. Do analizy obrazu należy użyć oprogramowania ImageJ/Fiji (patrz tabela materiałów).
    UWAGA: Obliczenia wzbogacenia QD lub MS przeprowadzono przy użyciu wysokiego lub niskiego progu i utwórz funkcje selekcyjne z kanałem naczynia limfatycznego, aby najpierw wybrać regiony naczyń limfatycznych i te, które nie mają sygnału naczyniowego. Następnie użyto funkcji Measure do pomiaru intensywności pikseli kanału QD lub MS, z którego obliczono stosunek dwóch selekcji.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Natychmiast po wstrzyknięciu musi być widoczny mały biały obszar ściany mięśnia sercowego (Rysunek 3F). Ten obszar będzie wykazywał jasne fluorescencyjne znakowanie wstrzykniętego MS i QD (Rysunek 4B, E). Ponadto po zabiegu mogą występować słabe i sporadyczne punkty fluorescencji na zewnętrznej powierzchni serca z dowolnego QD i MS w przestrzeni osierdzia (Figura 4B, E). Wstrzyknięte znaczniki można śledzić w czasie. A...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niniejszym artykule opisano metodę wprowadzania materiału egzogennego do mięśnia sercowego danio pręgowanego. Technika ta została opracowana w celu wprowadzenia QD i MS do mięśnia sercowego w celu zbadania funkcji limfatycznej w homeostazie i regeneracji 2,18. Podobne podejście zastosowano również do wprowadzenia QD do mięśnia sercowego myszy w celu zbadania obecności i funkcji limfy po zawale mięśnia sercowego19,20

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Adedeji Afolalu, Chaimowi Shapiro, Soji Hostenowi i Chelsea Quaies za opiekę nad rybami (Weill Cornell Medicine), Caroline Pearson (Weill Cornell Medicine) za krytyczne przeczytanie manuskryptu. Jingli Cao (Weill Cornell Medicine) za korzystanie z lunety sekcyjnej i kamery do nagrywania procedury, a także do krytycznego czytania rękopisu. Nathan Lawson (University of Massachusetts Medical School), Brant Weinstein (NICHD), Elke Ober (University of Copenhagen) i Stephan Schulte-Merker (WWU Münster) za transgeniczne linie do danio pręgowanego. Daniel Castranova (NICHD) za porady dotyczące QD i obrazowania oraz Yu Xia (Weill Cornell Medicine) za wskazówki dotyczące przechwytywania wideo z lunety sekcyjnej. Praca ta była wspierana przez stypendium NYSTEM Fellowship dla NM, American Heart Association Career Development Award (AHA941434), grant National Institutes of Health (NIH) (R01NS126209) oraz Weill Cornell Medicine Startup Fund dla MH.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Naczynie krystalizacyjneVWR89000-288
Zakres preparacjiZeiss495010-0007-000
Woda z obiektu rybnegoN/A/Awoda ro z dodatkiem soli morskiej i wodorowęglanu sodu do przewodności 226uS i pH 7,35
KleszczeDumont11252-20
Kapilary szklane WPI1B120-3bez filamentu
ImageJhttps://imagej.nih.gov/ij/download.html
Nożyczki do irydektomiiFine Scientific Tools15000-00
MikroiniektorWarner Instruments64-1735
Końcówki femtograficzne do mikroładowarekEppendorf5242 956.003
Ściągacz do mikropipet Sutter InstrumentP-97Bramkowane wejście pedału
MikrosferyThermo Fisher ScientificB200Niebieski
PBSCorning46-013-CM
Kropki kwantowe (QD)Thermo Fisher ScientificQ21061MPQtracker705 etykieta naczyniowa
Gąbka dowolny(1,5 & razy; 5 & razy; 3 cm) z rowkiem (0,5 & razy; 2,5 cm)
Filtr strzykawkowyCorning431220
TricaineSigma-AldrichA5040stężenie: 4 mg / ml
N

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Munn, L. L., Padera, T. P. Imaging the lymphatic system. Microvascular Research. 0, 55(2014).
  2. Harrison, M. R., et al. Late developing cardiac lymphatic vasculature supports adult zebrafish heart function and regeneration. eLife. 8, 42762(2019).
  3. Gancz, D., et al. Distinct origins and molecular mechanisms contribute to lymphatic formation during cardiac growth and regeneration. eLife. 8, 44153(2019).
  4. Vivien, C. J., et al. Vegfc/d-dependent regulation of the lymphatic vasculature during cardiac regeneration is influenced by injury context. NPJ Regenerative Medicine. 4, 18(2019).
  5. Cueni, L. N., Detmar, M. The lymphatic system in health and disease. Lymphatic Research and Biology. 6 (3-4), 109(2008).
  6. Schwartz, N., et al. Lymphatic function in autoimmune diseases. Frontiers in Immunology. 10, 519(2019).
  7. Feng, X., Travisano, S., Pearson, C. A., Lien, C. L., Harrison, M. R. M. The lymphatic system in zebrafish heart development, regeneration and disease modeling. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 8 (2), 1-14 (2021).
  8. McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocols. 7 (8), 1479(2012).
  9. Williams, A. R., et al. Intramyocardial stem cell injection in patients with ischemic cardiomyopathy: Functional recovery and reverse remodeling. Circulation Research. 108 (7), 792-796 (2011).
  10. Rodell, C. B., et al. Injectable shear-thinning hydrogels for minimally invasive delivery to infarcted myocardium to limit left ventricular remodeling. Circulation: Cardiovascular Interventions. 9 (10), 004058(2016).
  11. Bise, T., Jaźwińska, A. Intrathoracic injection for the study of adult zebrafish heart. Journal of Visualized Experiments. (147), e59724(2019).
  12. Konantz, J., Antos, C. L. Reverse genetic morpholino approach using cardiac ventricular injection to transfect multiple difficult-to-target tissues in the zebrafish larva. Journal of Visualized Experiments. (88), e51595(2014).
  13. Wagner, A. M., Knipe, J. M., Orive, G., Peppas, N. A. Quantum dots in biomedical applications. Acta Biomaterialia. 94, 44(2019).
  14. Rizvi, S. B., Ghaderi, S., Keshtgar, M., Seifalian, A. M. Semiconductor quantum dots as fluorescent probes for in vitro and in vivo bio-molecular and cellular imaging. Nano Reviews. 1 (1), 5161(2010).
  15. Van Nguyen, T., et al. Size determination of polystyrene sub-microspheres using transmission spectroscopy. Applied Sciences. 10 (15), 5232(2020).
  16. Harrison, M. R. M., et al. Chemokine-guided angiogenesis directs coronary vasculature formation in zebrafish. Developmental Cell. 33 (4), 442-454 (2015).
  17. Gupta, V., et al. An injury-responsive gata4 program shapes the zebrafish cardiac ventricle. Current Biology. 23 (13), 1221-1227 (2013).
  18. El-Sammak, H., et al. A Vegfc-Emilin2a-Cxcl8a signaling axis required for zebrafish cardiac regeneration. Circulation Research. 130 (7), 1014-1029 (2022).
  19. Harris, N. R., et al. VE-Cadherin is required for cardiac lymphatic maintenance and signaling. Circulation Research. 130 (1), 5-23 (2022).
  20. Henri, O., et al. Selective stimulation of cardiac lymphangiogenesis reduces myocardial edema and fibrosis leading to improved cardiac function following myocardial infarction. Circulation. 133 (15), 1484-1497 (2016).
  21. Rao, D. A., Forrest, M. L., Alani, A. W. G., Kwon, G. S., Robinson, J. R. Biodegradable PLGA based nanoparticles for sustained regional lymphatic drug delivery. Journal of Pharmaceutical Sciences. 99 (4), 2018-2031 (2010).
  22. Casley-Smith, J. R. The fine structure and functioning of tissue channels and lymphatics. Lymphology. 13 (4), http://journals.librarypublishing.arizona.edu/lymph/article/id/4218 (1980).
  23. Liu, Y., et al. Experimental vaccine induces Th1-driven immune responses and resistance to Neisseria gonorrhoeae infection in a murine model. Mucosal Immunology. 10, 1594-1608 (2017).
  24. Wang, D., et al. Poly(D,L-Lactic-co-Glycolic Acid) microsphere delivery of adenovirus for vaccination. Journal of Pharmaceutical Sciences. 10 (2), 217-230 (2007).
  25. Li, Q., Chang, B., Dong, H., Liu, X. Functional microspheres for tissue regeneration. Bioactive Materials. , (2022).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Intramyocardial InjectionCardiac Lymphatic FunctionZebrafish ModelFluorescent TracersMyocardial InjectionConfocal MicroscopyQuantum DotsMicrosphere TrackingCardiac RegenerationInterstitial Fluid Uptake
Video Coming Soon

Related Articles