Artykuł metodologiczny

Dynamiczne pobieranie w czasie rzeczywistym płynu zewnątrzkomórkowego hipokampa od przytomnych szczurów za pomocą systemu mikrodializy

DOI:

10.3791/64530

⸱

21 października 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Innovative Institute of Chinese Medicine and Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Research Institute of Integrated TCM & Western Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 3School of Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 4School of Ethnic Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół tutaj zapewnia szczegółowe, dynamiczne pobieranie próbek płynu zewnątrzkomórkowego w czasie rzeczywistym z hipokampa obudzonych szczurów za pomocą systemu mikrodializy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Różne choroby ośrodkowego układu nerwowego (OUN) są związane ze zmianami w składzie płynu zewnątrzkomórkowego hipokampa (HECF). Jednak trudności w uzyskaniu HECF w czasie rzeczywistym od przytomnych szczurów od dawna ograniczały ocenę progresji choroby OUN i skuteczność terapii etnomedycznej. Zachęcające jest to, że technika mikrodializy mózgu może być stosowana do ciągłego pobierania próbek z zaletami dynamicznej obserwacji, analizy ilościowej i małego rozmiaru próby. Pozwala to na monitorowanie zmian w zawartości płynu zewnątrzkomórkowego dla związków z tradycyjnych ziół i ich metabolitów w mózgu żywych zwierząt. Celem tego badania było zatem dokładne wszczepienie sondy do mikrodializy płynu mózgowo-rdzeniowego w okolicy hipokampa szczurów Sprague Dawley (SD) za pomocą trójwymiarowego aparatu stereotaktycznego mózgu, odcinającego masy cząsteczkowe większe niż 20 kDa. Wysokiej jakości HECF uzyskano następnie od przytomnych szczurów przy użyciu systemu kontroli pobierania próbek mikrodializy z regulowaną częstotliwością pobierania próbek w zakresie od 2,87 nL/min do 2,98 mL/min. Podsumowując, nasz protokół zapewnia wydajną, szybką i dynamiczną metodę uzyskiwania HECF u wybudzonych szczurów za pomocą technologii mikrodializy, co daje nam nieograniczone możliwości dalszego badania patogenezy chorób związanych z OUN i oceny skuteczności leków.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby ośrodkowego układu nerwowego (OUN) z dużą zachorowalnością, takie jak choroba neurodegeneracyjna, urazowe uszkodzenie mózgu, uszkodzenie mózgu wywołane niedotlenieniem na dużej wysokości i udar niedokrwienny, są głównymi przyczynami rosnącej śmiertelności na całym świecie1,2,3. Monitorowanie w czasie rzeczywistym zmian cytokin i białek w określonych regionach mózgu przyczynia się do dokładności diagnostycznej chorób OUN i badań farmakokinetycznych mózgu po podaniu leków. Tradycyjne badania naukowe wykorzystują homogenat tkanki mózgowej lub ręczne pobieranie śródmiąższowego płynu mózgowego zwierząt w celu wykrycia określonych substancji i do badań farmakokinetycznych. Ma to jednak pewne wady, takie jak ograniczona wielkość próby, brak możliwości dynamicznego obserwowania zmian wskaźników oraz nierówna jakość próbkowania4,5,6. Płyn mózgowo-rdzeniowy, płyn śródmiąższowy, chroni mózg i rdzeń kręgowy przed uszkodzeniami mechanicznymi. Jego skład różni się od składu surowicy ze względu na istnienie bariery krew-mózg (BBB)7. Bezpośrednia analiza próbek płynu mózgowo-rdzeniowego bardziej sprzyja ujawnieniu mechanizmu uszkodzeń OUN i odkryciu leków. Nieuchronnie próbki płynu mózgowo-rdzeniowego, pobierane ręcznie bezpośrednio z cisterna magna i komór mózgowych za pomocą strzykawki, mają wady w postaci zanieczyszczenia krwi, losowej szansy na pobranie próbki, niepewności co do ilości i prawie zerowej możliwości wielokrotnego pobrania8,9. Co ważniejsze, konwencjonalne metody pobierania próbek śródmiąższowego płynu mózgowego nie pozwalają uzyskać próbek z uszkodzonych obszarów mózgu, co utrudnia badanie patogenezy chorób OUN w określonych regionach mózgu i ocenę skuteczności celowanych terapii etnomedycznych9,10.

Mikrodializa mózgu to technika pobierania próbek śródmiąższowego płynu mózgowego u obudzonych zwierząt11. System mikrodializy imituje przepuszczalność naczyń krwionośnych za pomocą sondy wszczepionej do mózgu. Sonda do mikrodializy jest uzbrojona w półprzepuszczalną membranę i jest wszczepiana w określone obszary mózgu. Po perfuzji izotonicznym sztucznym płynem mózgowo-rdzeniowym (ACSF), dializowany śródmiąższowy płyn mózgowy może być korzystnie pobrany z korzyściami płynącymi z małych rozmiarów próbek, ciągłego pobierania próbek i dynamicznej obserwacji12,13. Jeśli chodzi o lokalizację, sondy do mikrodializy mózgu mogą być selektywnie wszczepiane do struktur mózgu lub cystern czaszkowych będących przedmiotem zainteresowania14. Obserwacja nieprawidłowych poziomów endogennej substancji w płynie zewnątrzkomórkowym hipokampa (HECF) sugeruje występowanie chorób OUN lub patogenezę choroby. Kilka badań wykazało, że biomarkery chorób OUN, takie jak D-aminokwasy w schizofrenii, β-amyloid i białka tau w chorobie Alzheimera, łańcuchy lekkie neurofilamentów w urazowym uszkodzeniu mózgu i hydrolaza karboksylowo-końcowa ubikwityny L1 w encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej, mogą być analizowane w płynie mózgowo-rdzeniowym15,16,17. Metoda analizy chemicznej oparta na technice pobierania próbek z mikrodializy mózgu może być wykorzystana do monitorowania dynamicznych zmian związków egzogennych, takich jak aktywne składniki etnomedycyny, które dyfundują i rozprowadzają się w określonych regionach mózgu14.

Ten artykuł przedstawia specyficzny proces dynamicznego pozyskiwania HECF u obudzonych szczurów i mierzy jego ciśnienie osmotyczne, aby zapewnić jakość próbki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół eksperymentalny został przeprowadzony zgodnie z wymaganiami Komitetu ds. Wykorzystania Zwierząt Laboratoryjnych oraz Instytucjonalnej Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu (Numer rekordu: 2021-11). W niniejszym badaniu wykorzystano samce szczurów rasy Sprague Dawley (SD) (280 ± 20 g, w wieku 6-8 tygodni).

1. Operacja wszczepienia sondy do mikrodializy mózgu

  1. Użyj odpowiednio 3% i 1,5% izofluranu do indukcji i utrzymania znieczulenia szczurów, używając systemu znieczulenia zwierzęcego w mieszaninie powietrza i tlenu w tempie 0,6 l/min. Upewnij się, że szczury są głęboko znieczulone bez odruchu bólowego i odruchu rogówkowego. Stosuj maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  2. Usuń sierść z czaszki znieczulonego szczura za pomocą golarki elektrycznej w obszarze przygotowania. Następnie przymocuj znieczulonego szczura do stereotaktycznego lokalizatora mózgu. Zdezynfekuj miejsce operacyjne przed operacją, nakładając powidon-jod i etanol 3x na obszar operacji za pomocą sterylnego wacika. Apply bupiwakaina miejscowo do miejscowego znieczulenia. UWAGA: Cały proces pozyskiwania próbek HECF na podstawie mikrodializy jest zilustrowany na Rysunek 1.
  3. Wykonaj 1,5 cm nacięcie twarzoczaszki pośrodku nożyczkami chirurgicznymi i usuń okostną za pomocą nożyczek chirurgicznych i kleszczy okulistycznych.
  4. Rozważ bregmę jako pozycję podstawową i przebij śródczaszkę, aby wywiercić otwór 2 mm w pozycji przednio-tylnej (AP) (-2 mm), przyśrodkowo-bocznej (ML) (-3,5 mm) i grzbietowo-brzusznej (DV) (-3,5 mm) (region hipokampa CA1) za pomocą wiertła czaszkowego.
  5. Zamocuj trzon cewnika na chwytaku stereotaktycznego lokalizatora mózgu i wyreguluj położenie osłonki mikrodializy w pozycjach AP (-2 mm), ML (-3,5 mm) i DV (0 mm). Dostosuj wartość DV lokalizatora stereo mózgu i wszczep osłonę mikrodializy do regionu CA1 na głębokości 3,5 mm.
    UWAGA: Utrzymuj temperaturę zwierzęcia na poziomie 37 °C podczas operacji za pomocą regulatora temperatury zwierzęcia.
  6. Wywierć trzy kolejne otwory o średnicy 2 mm tak, aby trzy otwory tworzyły trójkąt, w którym otwór sondy jest umieszczony centralnie. Implant wkręca się w otwory na głębokości 1 mm.
  7. Zamocuj cewnik sondy za pomocą cementu dentystycznego i użyj szwu chirurgicznego 4-0, aby zamknąć skórę. Zobacz Rysunek 2, aby dowiedzieć się, jak umieścić sondę.
  8. Umieść szczura w klatkach na 7 dni, aby wyzdrowiał. Bupiwakainę należy podawać miejscowo naciekając (1,5 mg/kg) raz na dobę po zabiegu chirurgicznym. Zapewnij jedzenie i wodę ad libitum. Stosuj krople do oczu z hialuronianem sodu 3 razy dziennie, aby zapobiec wysuszeniu po operacji.
    UWAGA: Wszystkie zabiegi należy wykonywać w sterylnej sali operacyjnej. Nie pozostawiać zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska przytomności na tyle, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku w temperaturze 37 °C. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, w towarzystwie innych zwierząt, dopóki nie zostanie w pełni wyleczone.

2. Podłączenie systemu mikrodializy i sprawdzenie sondy

  1. Podłącz pompę do mikrodializy, mikrostrzykawkę, urządzenie do wybudzenia i kriogeniczny kolektor próbek zgodnie z instrukcjami producenta. Zainstalować mikrostrzykawkę z ACSF na pompie do mikrodializy i ustawić pompę do mikrodializy na szybkość 1 μl/min, aby odprowadzić powietrze do rurociągu.
  2. Podłączyć rurociąg i sondę do mikrodializy mózgu (membrana: PAES; długość membrany: 4 mm; średnica zewnętrzna membrany: 0,5 mm; odcięcie: 20 kDa; długość trzonu: 14 mm). Uruchomić pompę do mikrodializy z szybkością 1 μl/min, aby wstrzyknąć ACSF do sondy, aż powierzchnia sondy będzie lekko wilgotna. Zanurz sondę w roztworze heparyny sodowej do wstrzykiwań w celu późniejszego użycia.
    UWAGA: Jeśli duży strumień ACSF spadnie z półprzepuszczalnej membrany sondy, co widać gołym okiem pod wpływem grawitacji, wymień sondę na nową.

3. Pobranie HECF od obudzonego szczura

  1. Włóż sondę do mikrodializy mózgu do cewnika sondy i umieść szczura w komorze (wysokość: 360 mm; średnica: 400 mm) z wyściółką, aby upewnić się, że szczury mogą się swobodnie poruszać.
  2. Podłącz rurociąg, pompę mikrostrzykawkową i sondę do mikrodializy mózgu. Zaprzęgnij szczura przez otwór w górnej części urządzenia przytrzymującego szczury i krętliki ze stali nierdzewnej.
  3. Włącz wielokanałowy kontroler obrotowy, aby uniknąć splatania rurociągów mikrodializy podczas swobodnego ruchu szczura. Włączyć pompę mikrostrzykawkową i pompować ACSF z szybkością 1 μl/min. Okresowo pobierać HECF po 60-minutowym wyrównaniu systemu pobierania HECF do mikrodializy.
  4. Upewnij się, że natężenie przepływu próbek HECF w chłodzonym kolektorze frakcji jest zgodne z naparem ACSF. Zebrać 20 μl HECF i automatycznie przełączyć się do następnej probówki do pobierania próbek. Zwróć uwagę, aby sprawdzić, czy membrana sondy nie jest uszkodzona podczas wkładania sondy.

4. Pomiar ciśnienia osmotycznego dla HECF

  1. Włącz osmometr i zaloguj się do systemu wykrywania. Kliknij przycisk Cal na ekranie dotykowym i kliknij przycisk Res na stronie, aby wyczyścić poprzednią pamięć kalibracji.
  2. Zainstaluj probówkę o pojemności 1,5 ml zawierającą 100 μl czystej wody bez pęcherzyków na głowicy pomiarowej. Pociągnij głowicę pomiarową na dno pojemnika z zimną hydrazyną.
  3. Wprowadź próbkę o numerze 0 na ekranie dotykowym i potwierdź, aby przeprowadzić test. Szybko zanurz igłę diody w probówce z próbką, a następnie szybko ją wyciągnij, aby wywołać krystalizację próbki w temperaturze -6,2 °C.
  4. Poczekaj na wyświetlenie ekranu: Popchnij głowicę pomiarową do góry i kliknij kolejno Cal i Cal 0, aby skalibrować. Wykonaj pomiary roztworem kalibracyjnym 300 mOsm i zmierz ciśnienie osmotyczne próbek HECF zgodnie z powyższym opisem.
    UWAGA: Po kalibracji lub pomiarze wytrzyj głowicę pomiarową miękkim ręcznikiem papierowym. Próbki HECF bez pęcherzyków powietrza należy dobrze wymieszać.

5. Konserwacja systemu mikrodializy i urządzeń po pobraniu próbek

  1. Wyjąć sondę do mikrodializy mózgu z cewnika sondy po zakończeniu pobierania próbek. Zanurz sondę w wodzie dejonizowanej i przepłucz ją wodą dejonizowaną na 12 godzin, aby usunąć osady soli z rurociągu i sondy.
  2. Wyjąć sondę i umieścić ją w 0,05% roztworze trypsyny o temperaturze 4 °C. Wysuszyć rurociągi w suszarce do suchego powietrza w temperaturze 25 °C i przechowywać je w temperaturze pokojowej.
    UWAGA: Sondy do mikrodializy są drogie i ten krok może zwiększyć możliwość ich wielokrotnego użycia. Białka, które przylegają do powierzchni sondy, mogą być trawione przez roztwór trypsyny, aby zapobiec blokowaniu błony sondy przez białka, a trypsyna nie miała wpływu na materiał sondy.

6. Leczenie zwierząt po pobraniu próbek

  1. Po pobraniu próbek bezboleśnie poddaj szczury eutanazji, zmuszając je do wdychania 1,5% izofluranu, a następnie przedawkowania 5% izofluranu zgodnie z etyką zwierząt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zgodnie z powyższym protokołem eksperymentalnym i parametrami próbkowania ustalonymi w Tabeli 1, uzyskano wodny, bezbarwny i przezroczysty szczurzy HECF przy ustalonej częstotliwości próbkowania (Rysunek 1K). Ciśnienie osmotyczne uzyskanego szczurzego HECF wynosiło 290-310 mOsm/L, co może pośrednio zapewnić jakość próbek18,19.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Patogeneza chorób ośrodkowego układu nerwowego wciąż nie jest w pełni poznana, co utrudnia opracowywanie nowych terapii i leków. Badania wykazały, że większość chorób OUN jest ściśle związana ze zmianami w hipokampie 20,21,22. Proponowana technika mikrodializy mózgu może być ukierunkowana na określone obszary mózgu, zwłaszcza hipokamp, co wyróżnia ją na tle tradycyjnego podejścia do zbierania HECF. Sondy umieszcza się w regionie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82104533), Departament Nauki i Technologii Prowincji Syczuan (2021YJ0175) oraz Chińską Fundację Nauk Podoktoranckich (2020M683273). Autorzy pragną podziękować panu Yuncheng Hongowi, starszemu inżynierowi ds. sprzętu w Tri-Angels D&H Trading Pte. Ltd. (Singapur) za świadczenie usług technicznych w zakresie techniki mikrodializy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
  Piec do suszenia powietrzaSuzhou Great Electronic Equipment Co., LtdGHG-9240A
System znieczulenia zwierzątRayward Life Technology Co., LtdR500IE
Utrzymuje temperaturę zwierzątRayward Life Technology Co., Ltd69020
Sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowyPekin leagene biotech. Co., LtdCZ0522
Sondado mikrodializy mózgu  Cewnik CMA Microdialysis ABT56518
  Mikrodializa CMA ABT56518
Uprząż infuzyjna CovanceInstech Laboratories, Inc.CIH95
Żywice bazowe do protezShanghai Eryi Zhang Jiang Biomaterials Co., Ltd190732
Elektryczna wiertarka czaszkowaRayward Life Technology Co., Ltd78001
Golarka elektrycznaRayward Life Technology Co., LtdCP-5200
Zbiornik o swobodnym ruchu dla zwierząt  CMA Microdialysis ABCMA120
Heparyna sodowa do wstrzykiwańChengdu Haitong Pharmaceutical Co., LtdH51021208
IodophorSichuan Lekang Pharmaceutical Accessories Co., Ltd202201
IsofluranRayward Life Technology Co., LtdR510-22
Cewnik do mikrodializy stylet  CMA Microdialysis AB8011205
Probówka do pobierania mikrodializy  CMA Microdialysis AB7431100
Kolektor do mikrodializy  CMA Microdialysis ABCMA4004
Rurki do mikrodializy fep  CMA Microdialysis AB3409501
Stanowisko do mikrodializy in vitro  CMA Microdialysis ABCMA130
Pompa mikroiniekcyjna do mikrodializy  CMA Microdialysis AB788130
Strzykawka do mikrodializy (1,0 ml)  CMA Microdialysis AB8309020
Adapter rurki do mikrodializy  CMA Microdialysis AB3409500
Niewchłanialne szwy chirurgiczneShanghai Tianqing Biological Materials Co., LtdS19004
Kleszcze okulistyczneRayward Life Technology Co., LtdF12016-15
OsmometrLö serOM 807
Krople do oczu z hialuronianem soduURSAPHARM Arzneimittel GmbHH20150150
Aparat do stereotaksjiRayward Life Technology Co., Ltd68025
Nożyczki chirurgiczneRayward Life Technology Co., LtdS14014-15
Nożyczki chirurgiczneShanghai Bingyu Fluid technology Co., LtdBY-103
Igła strzykawkowa  CMA Microdialysis ABT56518
Roztwór trypsynyBoster
Biological Technology, Ltd.
Myjka ultradźwiękowaGuangdong Goote Ultrasonic Co., LtdKMH1-240W8101
PYG0107

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Erkkinen, M. G., Kim, M. O., Geschwind, M. D. Clinical neurology and epidemiology of the major neurodegenerative diseases. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (4), 033118(2018).
  2. Salehi, A., Zhang, J. H., Obenaus, A. Response of the cerebral vasculature following traumatic brain injury. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (7), 2320-2339 (2017).
  3. Kurtzman, R. A. em3, Caruso, J. L. High-altitude illness death investigation. Academic Forensic Pathology. 8 (1), 83-97 (2018).
  4. Matsumoto, T., et al. Pharmacokinetic study of Ninjin'yoeito: Absorption and brain distribution of Ninjin'yoeito ingredients in mice. Journal of Ethnopharmacology. 279, 114332(2021).
  5. Mahat, M. Y., et al. An improved method of transcutaneous cisterna magna puncture for cerebrospinal fluid sampling in rats. Journal of Neuroscience Methods. 211 (2), 272-279 (2012).
  6. Ceaglio, N., et al. High performance collection of cerebrospinal fluid in rats: evaluation of erythropoietin penetration after osmotic opening of the blood-brain barrier. Journal of Neuroscience Methods. 219 (1), 70-75 (2013).
  7. Bothwell, S. W., Janigro, D., Patabendige, A. Cerebrospinal fluid dynamics and intracranial pressure elevation in neurological diseases. Fluids and Barriers of the CNS. 16 (1), 9(2019).
  8. Barthel, L., et al. A step-by-step guide for microsurgical collection of uncontaminated cerebrospinal fluid from rat cisterna magna. Journal of Neuroscience Methods. 352, 109085(2021).
  9. Zhao, Y., Yang, Y., Wang, D. X., Wang, J., Gao, W. Y. Cerebrospinal fluid amino acid metabolite signatures of diabetic cognitive dysfunction based on targeted mass spectrometry. Journal of Alzheimer's Disease. 86 (4), 1655-1665 (2022).
  10. Lim, N. K., et al. An improved method for collection of cerebrospinal fluid from anesthetized mice. Journal of Visualized Experiments. (133), e56774(2018).
  11. Hendrickx, S., et al. A sensitive capillary LC-UV method for the simultaneous analysis of olanzapine, chlorpromazine and their FMO-mediated N-oxidation products in brain microdialysates. Talanta. 162, 268-277 (2017).
  12. Chefer, V. I., Thompson, A. C., Zapata, A., Shippenberg, T. S. Overview of brain microdialysis. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 7, Unit 7.1 (2009).
  13. Hammarlund-Udenaes, M. Microdialysis as an important technique in systems pharmacology-a historical and methodological review. The AAPS Journal. 19 (5), 1294-1303 (2017).
  14. Anderzhanova, E., Wotjak, C. T. Brain microdialysis and its applications in experimental neurochemistry. Cell and Tissue Research. 354 (1), 27-39 (2013).
  15. Mohammadi, A., Rashidi, E., Amooeian, V. G. Brain, blood, cerebrospinal fluid, and serum biomarkers in schizophrenia. Psychiatry Research. 265, 25-38 (2018).
  16. Lashley, T., et al. Molecular biomarkers of Alzheimer's disease: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 11 (5), 031781(2018).
  17. Kawata, K., Tierney, R., Langford, D. Blood and cerebrospinal fluid biomarkers. Handbook of Clinical Neurology. 158, 217-233 (2018).
  18. Zhao, Q. P., et al. Protective effects of dehydrocostuslactone on rat hippocampal slice injury induced by oxygen-glucose deprivation/reoxygenation. International Journal of Molecular Medicine. 42 (2), 1190-1198 (2018).
  19. Wang, X. B. Protective effects of dehydrocostuslactone on oxygen-glucose deprivation injury in rat hippocampal slices. , Ningxia Medical University. Master's thesis (2017).
  20. Coimbra-Costa, D., Alva, N., Duran, M., Carbonell, T., Rama, R. Oxidative stress and apoptosis after acute respiratory hypoxia and reoxygenation in rat brain. Redox Biology. 12, 216-225 (2017).
  21. Liu, H. Y., Chou, K. H., Chen, W. T. Migraine and the Hippocampus. Current Pain and Headache Reports. 22 (2), 13(2018).
  22. Toda, T., Parylak, S. L., Linker, S. B., Gage, F. H. The role of adult hippocampal neurogenesis in brain health and disease. Molecular Psychiatry. 24 (1), 67-87 (2019).
  23. Wang, P., Lo Cascio, F., Gao, J., Kayed, R., Huang, X. F., F, X. Binding and neurotoxicity mitigation of toxic tau oligomers by synthetic heparin like oligosaccharides. Chemical Communications. 54 (72), 10120-10123 (2018).
  24. Han, J. Y., Li, Q., Ma, Z. Z., Fan, J. Y. Effects and mechanisms of compound Chinese medicine and major ingredients on microcirculatory dysfunction and organ injury induced by ischemia/reperfusion. Pharmacology & Therapeutics. 177, 146-173 (2017).
  25. Peng, T. M., et al. Anti-inflammatory effects of traditional Chinese medicines on preclinical in vivo models of brain ischemia-reperfusion-injury: Prospects for neuroprotective drug discovery and therapy. Frontiers in Pharmacology. 10, 204(2019).
  26. König, M., Thinnes, A., Klein, J. Microdialysis and its use in behavioural studies: Focus on acetylcholine. Journal of Neuroscience Methods. 300, 206-215 (2018).
  27. Liu, M. Z., Wang, P., Yu, X. M., Dong, G. C., Yue, J. Intracerebral microdialysis coupled to LC-MS/MS for the determination tramadol and its major pharmacologically active metabolite O-desmethyltramadol in rat brain microdialysates. Drug Testing and Analysis. 9 (8), 1243-1250 (2017).
  28. de Lima Oliveira, M., et al. Cerebral microdialysis in traumatic brain injury and subarachnoid hemorrhage: state of the art. Neurocritical Care. 21 (1), 152-162 (2014).
  29. Amiridze, N., Dang, Y., Brown, O. R. Hydroxyl radicals detected via brain microdialysis in rats breathing air and during hyperbaric oxygen convulsions. Redox Report. 4 (4), 165-170 (1999).
  30. Chang, H. Y., Morrow, K., Bonacquisti, E., Zhang, W., Shah, D. K. Antibody pharmacokinetics in rat brain determined using microdialysis. MABS. 10 (6), 843-853 (2018).
  31. Wan, H. Y., et al. Pharmacokinetics of seven major active components of Mahuang decoction in rat blood and brain by LC-MS/MS coupled to microdialysis sampling. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 393 (8), 1559-1571 (2020).
  32. Zheng, H. Z., et al. Pharmacokinetic analysis of Huangqi Guizhi Wuwu decoction on blood and brain tissue in rats with normal and cerebral ischemia-reperfusion Injury by microdialysis with HPLC-MS/MS. Drug Design Development and Therapy. 14, 2877-2888 (2020).
  33. Bongaerts, J., et al. Sensitive targeted methods for brain metabolomic studies in microdialysis samples. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 161, 192-205 (2018).
  34. Zhang, Y. Q., Jiang, N., Yetisen, A. K. Brain neurochemical monitoring. Biosensors and Bioelectronics. 189, 113351(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Mikrodializa m zgusonda do mikrodializyaparat stereotaksycznyobszar CA1cz stotliwo pr bkowaniao rodkowy uk ad nerwowyskuteczno lekudynamiczne pr bkowanie

Powiązane artykuły