Artykuł metodologiczny

Karmienie sztuczną membraną kleszcza dla Ixodes scapularis

DOI:

10.3791/64553

⸱

30 listopada 2022

 ,  , 
1Division of Environmental Health Sciences, School of Public Health, University of Minnesota, 2Department of Entomology, College of Food, Agricultural and Natural Resources, University of Minnesota

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiona tutaj jest metoda nawożenia kleszczy krwią in vitro za pomocą systemu sztucznej błony, aby umożliwić częściowe lub pełne zagęszczenie różnych etapów życia kleszcza.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kleszcze i związane z nimi choroby są ważnym tematem badań ze względu na ich obciążenie dla zdrowia publicznego i weterynaryjnego. Jednak wymagania żywieniowe kleszczy zarówno podczas badania, jak i hodowli mogą ograniczać pytania eksperymentalne lub zdolność laboratoriów do badania kleszczy i związanych z nimi patogenów. System żywienia opartego na sztucznej membranie może zmniejszyć te problemy i otworzyć nowe ścieżki badań, które mogły nie być możliwe w przypadku tradycyjnych systemów żywienia zwierząt. Badanie to opisuje system żywienia oparty na sztucznej błonie, który został udoskonalony pod kątem powodzenia karmienia i obrzęku na wszystkich etapach życia Ixodes scapularis. Co więcej, opisany w tym badaniu system karmienia sztuczną błoną może być zmodyfikowany do stosowania z innymi gatunkami kleszczy poprzez proste udoskonalenie pożądanej grubości błony. Korzyści płynące z systemu żywienia opartego na sztucznej membranie są równoważone przez pracochłonność systemu, dodatkowe czynniki środowiskowe, które mogą wpływać na sukces karmienia, oraz potrzebę udoskonalenia techniki dla każdego nowego gatunku i etapu życia kleszczy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby przenoszone przez kleszcze silnie wpływają na zdrowie ludzi i zwierząt na całym świecie, odpowiadając za ponad dwie trzecie wszystkich chorób związanych z wektorami w USA w latach 2004-20161. Ponadto w ostatnich latach rośnie liczba przypadków, a coraz więcej osób i zwierząt gospodarskich jest dotkniętych kleszczami i związanymi z nimi chorobami2,3. Chociaż prawdopodobnie istnieje wiele przyczyn tendencji wzrostowej liczby przypadków, ważnym czynnikiem jest zmieniający się klimat3,4. Przewidywany ciągły wzrost liczby zachorowań na choroby przenoszone przez kleszcze podkreśla potrzebę opracowania nowych narzędzi do badania związków między kleszczami a przenoszonymi przez nie patogenami.

Wiadomo, że u kleszczy zachodzą zmiany w fizjologii i ekspresji genów podczas żerowania i że te zmiany odgrywają rolę w przenoszeniu patogenów5,6. Przeprowadzenie badań, które badają wpływ pełnego i częściowego żywienia na przenoszenie i nabywanie patogenów przy użyciu modeli zwierzęcych, może być trudne, szczególnie w sytuacjach, gdy modele gryzoni nie są podatne na zakażenie określonym patogenem. Na przykład szczep Anaplasma phagocytophilum Variant-1 jest naturalnie przenoszony między Ixodes scapularis a jeleniem, ale nie jest w stanie zainfekować myszy, co komplikuje infekcję kleszczami w lab7. Systemy sztucznego żywienia mogą być również stosowane do badania patogenów, takich jak Borrelia burgdorferi, poprzez wykorzystanie transgenicznych mutantów, które mają delecje genów hamujące transmisję lub infekcję8. Korzystanie ze sztucznego systemu żywienia pomaga naukowcom wyizolować rolę genów, pozwalając na infekcję lub transmisję tylko po stronie kleszcza, izolując w ten sposób wszelką reakcję gospodarza, która może zakłócić takie badania.

Podobnie, niektóre etapy życia kleszczy biorących udział w chorobach i przenoszeniu zwierząt mogą nie być nakłonione do żywienia się popularnymi gatunkami laboratoryjnymi. Samice Ixodes scapularis, na przykład, muszą być karmione większymi zwierzętami, zazwyczaj królikami9. Chociaż często są one dostępne do eksperymentów laboratoryjnych, wymagania administracyjne i hodowlane związane z wykorzystaniem królików przewyższają wymagania dotyczące małych gryzoni i mogą być zaporowe dla niektórych laboratoriów. Inne gatunki kleszczy, szczególnie te o znaczeniu weterynaryjnym, muszą być karmione bydłem lub innymi dużymi zwierzętami, które nie są praktyczne do wykorzystania w większości laboratoriów. Metody żywienia in vitro i infekcji, takie jak karmienie sztuczną błoną, stanowią alternatywę dla wykorzystywania dużych lub egzotycznych zwierząt żywicielskich.

Dodatkowo, użycie systemu sztucznego żywienia pozwala na pewne analizy, które mogą nie być możliwe przy użyciu tradycyjnych metod żywienia zwierząt. Jednym z takich przykładów jest to, że poprzez oddzielenie źródła krwi od mechanizmu karmienia, możliwe staje się zbadanie roli, jaką krew różnych gospodarzy może odgrywać w transmisji B. burgdorferi<sup class="xref">10. To badanie krwi gospodarza i roli, jaką sama krew odgrywa przy braku odpowiedzi immunologicznej gospodarza, jest ważnym czynnikiem w zrozumieniu cykli przenoszenia patogenów i jednym z tych, w których sztuczne systemy żywienia są w stanie pomóc odpowiedzieć11. Możliwe staje się również ilościowe określenie dokładnych liczb transmisji patogenu podczas karmienia, a nie tylko badanie sukcesu transmisji i zadomowienia się w host8,12.

Niektóre z pierwszych sztucznych membran do karmienia dla twardych kleszczy zostały wykonane ze skór zwierzęcych lub membran pochodzenia zwierzęcego w latach 1950. i 196013,14. Ze względu na biologiczny charakter tych membran wystąpiły problemy zarówno z produkcją nowych membran, jak i okresem przydatności do spożycia. W latach dziewięćdziesiątych XX wieku opracowano w pełni sztuczne membrany, które wykorzystywały podłoże z siatki, papieru lub tkaniny z impregnacją silikonową15,16. Silikon był idealny, ponieważ jego właściwości fizyczne naśladują rozciągliwość skóry i lekką lepkość, a także jego biologiczną naturę. Opierając się na tym, Krober i Guerin, na których pracy opierała się ta technika, opisali technikę karmienia membraną ze sztucznego jedwabiu impregnowaną silikonem do sztucznego karmienia I. ricinus17.

Udoskonalenie metod dla I. scapularis, blisko spokrewnionego gatunku, doprowadziło do zauważalnych różnic w twardości silikonu używanego do impregnacji membran, przepisie produkcji membrany, wymiarach komory i stymulatorze mocowania. Chociaż udoskonalenia zgłoszone w tym badaniu zaowocowały podobnymi cechami membrany, jak te zgłoszone przez Andrade i wsp., którzy również opracowali membranę na bazie silikonu na bazie Krobera i Guerina do stosowania w I. scapularis, istnieje różnica w etapach impregnacji silikonu, co pozwala na elastyczność wykorzystania tego protokołu dla niedojrzałych etapów życia I. scapularis15, 18. W tym badaniu opisano również dodatki i zmiany techniczne oparte na wielokrotnym stosowaniu tej metody, najlepsze praktyki, które skutkują udanym kanałem, oraz rozwiązywanie problemów, które mogą się pojawić. Ta metoda została wykorzystana do karmienia wszystkich aktywnych etapów życia, zakażania kleszczy bakteriami chorobotwórczymi i wystawiania kleszczy na wielokrotne dawki antybiotyków19,20. Podczas gdy przedstawiona metoda karmienia sztuczną błoną dotyczy I. scapularis, metodę tę można łatwo dostosować do innych gatunków kleszczy z niewielkimi modyfikacjami grubości błony.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie komory membranowej dla kleszczy

  1. Przygotuj płaską, nieporowatą powierzchnię, taką jak płaszczyzna szkła lub metalowa podstawa pokryta ceramiką stojaka na ramię, przecierając ją 70% etanolem, a następnie przykryj pojedynczą warstwą folii, upewniając się, że folia jest płaska i bez pęcherzyków lub zmarszczek (patrz Rysunek 1A).
  2. Przyklej 100% papier do czyszczenia soczewek ze sztucznego jedwabiu do przygotowanej powierzchni. Upewnij się, że jest płaski i lekko napięty taśmą ze wszystkich czterech stron papieru. Dwa kawałki papieru do soczewek o wymiarach 4 cale x 6 cali można przekształcić w membrany, korzystając z objętości opisanych w kroku 1.3.
    UWAGA: Jest to wystarczające do stworzenia do 12 komór żywieniowych (patrz Rysunek 1B). Jeśli błona jest przeznaczona dla larw kleszczy, użyj papieru unryu zamiast papieru do czyszczenia soczewek.
  3. Przygotuj mieszaninę silikonu o twardości 00-10, odmierzając 5 ml każdej części zestawu silikonowego do jednorazowego pojemnika, lekko mieszając oba płyny przed dodaniem 1,5 ml heksanu. Kontynuuj mieszanie, aż mieszanina będzie jednorodna i dokładnie wymieszana.
    UWAGA: Jeśli wykonujesz membrany dla dorosłych kleszczy, użyj silikonu o twardości 00-50.
  4. Użyj małej ściągaczki, aby rozprowadzić mieszankę silikonową na papierze do soczewek. Odstawić na 1 minutę, aby upewnić się, że silikon wsiąkł w papier do soczewek. Równomiernie zeskrob nadmiar silikonu na bok za pomocą ściągaczki, używając niewielkiego nacisku w dół. Wykonaj drugie przejście ściągaczką, nie wywierając nacisku w dół, aby usunąć wszelkie linie silikonu i uzyskać gładką warstwę.
    UWAGA: Ten etap procedury może wymagać pewnej praktyki, aby wytworzyć błony o optymalnej grubości dla każdego etapu życia (dorosłe: 150-200 μm; nimfy: 90-120 μm; larwy: 80-100 μm). Grubsza membrana (w granicach tolerancji karmienia na danym etapie życia) zwykle daje lepsze wyniki poprzez zmniejszenie kondensacji w komorze i poprawę charakterystyki samonaprawy membrany.
  5. Tylko w przypadku larw zanurz górną część komory karmienia w żywicy fluoropolimerowej Fluon (PTFE-30) kilka razy, pozwalając jej wyschnąć między aplikacjami w celu wytworzenia jednolitej warstwy.
    UWAGA: Nałożenie Fluonu utworzy nieprzywierającą warstwę żywicy fluoropolimerowej, podobną do nieprzywierającej patelni do gotowania. Zmniejszy to liczbę larw, które wspinają się na szczyt komory21.
  6. Pozostaw membranę do utwardzenia przez co najmniej 24 godziny w środowisku wolnym od kurzu, takim jak zamknięta komora bezpieczeństwa chemicznego lub biologicznego, przed przejściem do następnego kroku. Zobacz Rysunek 1C, aby zobaczyć, jak wygląda papier do soczewek ze sztucznego jedwabiu po pozostawieniu silikonu do wyschnięcia.
  7. Przygotuj mieszankę silikonu o twardości 30, aby przymocować komory do membrany, mieszając równe części mieszanki silikonowej A i B.
  8. Zanurz komory poliwęglanowe na około ćwierć cala (6 mm) w mieszance silikonowej, a następnie umieść na arkuszu membrany, uważając, aby nie zachodzić na żadną część taśmy (Rysunek 1D).
  9. Pozwól mocującemu silikonowi utwardzić się przez co najmniej 24 godziny przed przejściem do kolejnych kroków.
  10. Za pomocą skalpela ostrożnie przetnij membranę wokół każdej z dołączonych komór, przycinając krawędzie tak, aby mogła gładko zmieścić się w studzience płytki 6-dołkowej bez większego skrobania po bokach (Rysunek 1E). Pozostawić wystarczającą ilość materiału na zewnątrz komory, aby zmaksymalizować przyczepność membrany.
    UWAGA: Jeśli pozostanie zbyt dużo materiału zewnętrznego, wielokrotne wyjmowanie komory z płytki 6-dołkowej może spowodować częściowe oderwanie się membrany od komory. Naprawa oderwanych membran jest opisana w punkcie 5.
  11. Wytnij mały kawałek pozostałej membrany z każdego z rogów i środka arkusza membrany. Usuń folię z każdego kawałka. Zmierz kawałki za pomocą mikrometru, aby określić średnią grubość membrany.
    UWAGA: Jeśli grubość membrany nie mieści się w zakresie tolerancji dla etapu życia (patrz krok 1.4), membrany należy wyrzucić i ponownie wykonać. Grubość papieru Unryu jest bardzo zmienna ze względu na grube pasma włókien i cienkie obszary. Chociaż ta cecha pozwala larwom znaleźć obszary o optymalnej grubości, utrudnia określenie rzeczywistej grubości błony.
  12. Umieścić komory karmienia wraz z jednym pierścieniem uszczelniającym o przekroju okrągłym na komorę w szklanej zlewce, która ma być sterylizowana w autoklawie w temperaturze 121 °C przez co najmniej 20 minut w celu sterylizacji. Poczekaj, aż komory ostygną przed ich użyciem.

2. Ustawianie kanału tick

  1. Przygotuj lampę lub pomieszczenie tak, aby światła były włączone przez 16 godzin, a następnie wyłączone przez 8 godzin. Jeśli używasz lampy, upewnij się, że kąpiel wodna w następnym kroku jest w ciemności przez te 8 godzin.
  2. Ustawić łaźnię wodną o temperaturze 34 °C i z podporami, tak aby 6-dołkowa płytka mogła w niej siedzieć i lekko unosić się na wodzie. Użyj małych szklanych zlewek zatopionych w łaźni wodnej jako podpór. Użyj przezroczystej pokrywy do kąpieli wodnej, aby utrzymać cykl jasno-ciemny dla kleszczy; w razie potrzeby użyj stojaka pod literę T i folii, aby zrobić pokrowiec. Aby zmniejszyć ryzyko zanieczyszczenia, dodać 0,02% chlorku benzalkoniowego do łaźni wodnej i ustawić kolejną łaźnię wodną na 36 °C w celu ogrzania schłodzonej krwi.
  3. Wyjmij wstępnie przygotowane, autoklawowane komory membranowe, umieszczając O-ring wokół komory (Rysunek 1F), a następnie napełnij każdą komorę wystarczającą ilością 70% etanolu, aby pokryć membranę. Pozostaw w 6-dołkowej płytce na 5 minut, a następnie poszukaj wszelkich nieszczelności między komorą a membraną oraz w samej membranie.
    UWAGA: Jeśli membrana przecieka, etanol będzie gromadził się w podstawie studni. Nieszczelne membrany należy wyrzucić.
  4. Opróżnij etanol z komór, a następnie pozostaw go do wyschnięcia na powietrzu w komorze bezpieczeństwa biologicznego lub okapie z przepływem laminarnym.
    UWAGA: Może to potrwać kilka minut w zależności od wilgotności otoczenia.
  5. Podczas oczekiwania należy dokonać inaktywacji termicznej dopełniacza we krwi, ogrzewając go w temperaturze 56 °C przez 40 min. Uzupełnić mechanicznie defibrynowaną krew bydlęcą w dawce 2 g/l glukozy.
  6. Po wyschnięciu membrany nanieść ~20 μL fagostymulantu do wnętrza komory, a następnie rozprowadzić go po powierzchni poprzez przechylenie komory. Patrz punkt 6 w celu uzyskania instrukcji dotyczących przygotowania fagostymulantu z kleszcza frass.
  7. Poczekaj, aż fagostymulant wyschnie, zanim dodasz kleszcze do komory za pomocą szczoteczki lub kleszczy. Pracuj tak szybko, jak to możliwe, przenosząc kleszcze do komory, aby zapobiec ucieczce. Umieść kleszcze w tubie na lodzie na 1-2 minuty przed ich przeniesieniem, aby spowolnić ich zdolność do ucieczki. Po przeniesieniu kleszczy uszczelnij górę parafilmem; Nie należy nadmiernie rozciągać parafilmu, ponieważ ciepło z łaźni wodnej może spowodować jego rozerwanie.
    UWAGA: Kleszcze najlepiej sprawdzają się w przypadku nimfalnych i dorosłych etapów życia, a szczotki najlepiej sprawdzają się w stadiach życia larw.
  8. Dodać 5 ml krwi inaktywowanej termicznie na studzienkę/komorę do stożkowej probówki i umieścić w łaźni wodnej o temperaturze 36 °C. Doprowadzić schłodzoną krew do temperatury co najmniej pokojowej przed wystawieniem kleszczy na jej działanie. Odłóż cztery komory na płytkę 6-dołkową, aby ułatwić obsługę komór. Należy unikać większej liczby komór na płytkę, jednak w zależności od wielkości łaźni wodnej można użyć większej liczby płytek.
  9. Dodać do probówki 5 μl 3 mM ATP i 50 μl 100x zapasu penicyliny/streptomycyny/fungizonu na 5 ml krwi.
  10. Przenieś 4,5 ml krwi do studzienki z 6-dołkową płytką, a następnie delikatnie umieść komorę w studzience, regulując wysokość O-ringu na komorze tak, aby membrana znajdowała się we krwi, ale poziom krwi po stronie nie wychodził poza studzienkę. Umieść studzienkę we krwi pod kątem, aby uniknąć tworzenia się pęcherzyków powietrza między krwią a błoną.
    UWAGA: Ukończona tabliczka jest pokazana w Rysunek 2.
  11. Umieścić pokrywkę płytki 6-dołkowej na górze komór do karmienia, a następnie włożyć płytkę 6-dołkową z komorami do przygotowanej łaźni wodnej o temperaturze 34 °C i zamknąć pokrywę.
    UWAGA: Pokrywka na górze pomoże zapobiec kontaktowi skondensowanej wody z parafilmem i rozcieńczeniu krwi w studzienkach.

3. Utrzymanie żerujących kleszczy poprzez zmianę krwi co 12 godzin

  1. Porcję 5 ml krwi inaktywowanej termicznie na studzienkę do probówki i podgrzać w łaźni wodnej o temperaturze 36 °C. W tym samym czasie rozmrozić ATP i penicylinę/streptomycynę/grzyb w łaźni wodnej.
  2. Dodać 5 μl 3 mM ATP i 50 μL 100x zapasu penicyliny/streptomycyny/fungizonu na studzienkę do probówki z krwią. Przenieś 4,5 ml krwi do studzienki świeżej płytki 6-dołkowej.
  3. Wyjąć 6-dołkową płytkę z komorą na kleszcze z łaźni wodnej. Wyjmij komorę ze studzienki i przepłucz zewnętrzną część komory i membrany 10 ml sterylnego 1x PBS w celu usunięcia krwi.
  4. Używając autoklawowanej bibuły filtracyjnej, delikatnie osusz membranę i komorę, aby usunąć nadmiar PBS. Wymień parafilm na górze komory. Jeśli w komorze jest dużo kondensacji, osusz mokre miejsca autoklawowaną bibułą filtracyjną przed uszczelnieniem świeżym parafilmem.
  5. Umieść komorę na kleszcze w nowej 6-dołkowej płytce ze świeżą krwią, w razie potrzeby regulując wysokość O-ringu. Powtórz kroki 3.3-3.5 dla każdej komory na płytce. Umieść pokrywkę płytki 6-dołkowej na wierzchu komór. Przenieść nową płytkę 6-dołkową z powrotem do łaźni wodnej o temperaturze 34 °C.
  6. Powtarzaj kroki 3.1-3.5 co 12 godzin, aż do zakończenia karmienia kleszczy. Poczekaj, aż kleszcze same oderwą się od błony, gdy są nabrzmiałe, lub delikatnie usuń je z błony za pomocą miękkiej w dotyku pęsety, gdy są nadal przyczepione, aby uzyskać częściowo nabrzmiałe kleszcze.

4. Leczenie przeciwgrzybicze

UWAGA: Wykonuj tylko wtedy, gdy na membranie widoczny jest wzrost grzyba. Grzyb prawdopodobnie utworzy się po krwi stronie błony, jeśli karmienie trwa wystarczająco długo. Pierwszą oznaką zanieczyszczenia grzybiczego są małe (1-3 mm) płatki skrzepłej krwi widoczne na błonie. W przypadku zauważenia zanieczyszczenia grzybiczego leczenie przeciwgrzybicze może przedłużyć czas trwania eksperymentu i poprawić powodzenie obrzęku.

  1. Rozpuść 10 000 U nystatyny na ml w wodzie destylowanej, 5 ml na komorę karmienia. Sterylizacja filtra za pomocą filtra strzykawkowego 0,1 μm.
  2. Dodać 5 ml roztworu nystatyny na dołek nowej płytki 6-dołkowej, po jednym dołku na każdą komorę karmienia.
  3. Umieść komory przepłukane PBS w roztworze. Odstaw na 10 minut.
  4. Przepłukać poddane działaniu środka błony PBS przed ponownym włożeniem do świeżej krwi.
  5. Kurację przeciwgrzybiczą należy powtarzać co 2-3 dni (w zależności od stopnia zanieczyszczenia grzybiczego) aż do zakończenia eksperymentu.

5. Ponowne przyleganie oderwanych membran za pomocą kleju cyjanoakrylowego

UWAGA: Wykonuj tylko wtedy, gdy zauważy się odłączenie membrany.

  1. Membrany mogą częściowo odczepić się od komór podających, zwłaszcza podczas wyjmowania z płytki 6-dołkowej. Jeśli tak się stanie, przepłucz błonę krwi PBS.
  2. Delikatnie osusz dotknięty obszar. Nie musi być idealnie suchy, ale obecność wilgoci powoduje, że klej szybciej twardnie.
    UWAGA: Ponowne przyklejenie membrany ogranicza czas pracy, jednak w zależności od wielkości odklejenia pożądany może być szybszy czas wiązania.
  3. Wyciśnij niewielką ilość kleju cyjanoakrylowego w szczelinę, w której membrana odsunęła się od komory. Przytrzymaj w miejscu przez ~2 minuty, aby klej stwardniał.
  4. Umieść komorę z powrotem we krwi na płytce 6-dołkowej.

6. Wytwarzanie fagostymulantu

UWAGA: Wykonaj na końcu kanału lub przed rozpoczęciem podawania membranowego.

  1. Zbierz odchody kleszczy z wcześniejszego pokarmu membranowego lub innego źródła żerowania kleszczy. Przechowywać kał w temperaturze -20 °C przed przygotowaniem fagostymulantu. Zmiażdż granulki kału kleszczy i wymieszaj 0,1 g na 1 ml wody. Dodaj 1 mM glutationu o zredukowanej liczbie tripeptydów, rozpuść i dokładnie wymieszaj przez wirowanie.
  2. Sterylizacja filtra za pomocą filtra strzykawkowego 0,1 μm.
  3. Zamrażać w temperaturze -20 °C do czasu, gdy będzie to potrzebne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udane karmienie zależy od tego, czy pożądane jest częściowe czy pełne natarcie. Pomyślnie karmiony I. scapularis zmienia odcień brązowo-szary dla dorosłych i samodzielnie odrywa się od błony. Jeśli jednak są co najmniej wielkości ziarnka grochu, można je odłączyć od membrany po zakończeniu karmienia. W przypadku niedojrzałych stadiów I. scapularis, rozmiar w pełni nabrzmiałych kleszczy jest różny, a ponieważ, w przeciwieństwie do dorosłych, nie wykazują one zmiany koloru, oderwanie jest najlepszym sposo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sztuczne karmienie kleszczy błoną zapewnia użyteczne narzędzie w różnych procedurach eksperymentalnych, ale prawdopodobnie nie zastąpi karmienia zwierząt we wszystkich zastosowaniach. Utrzymywanie dużych kolonii kleszczy na wszystkich etapach życia bez karmienia zwierząt jest generalnie nie do utrzymania. Zamiast tego system sztucznego żywienia jest cenny do innych celów, takich jak zakażanie kleszczy patogenami, które nie są wspierane przez modelowych gospodarzy, ocena wpływu kontrolowanych dawek związków lub mikroorgan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
00-10 Twardość SilikonSmooth-OnEcoflex 00-10Rozmiar próbny z Smooth-On Store
00-50 Twardość SilikonSmooth-OnEcoflex 00-50Rozmiar próbny z Smooth-On Store
30 Twardość SilikonowaSmooth-OnStar 30Rozmiar próbny z Smooth-On Store
6-dołkowe płytki do hodowli komórkowychCorning Incorporated3516
Adenozynotrifosforan (ATP)Milipore SigmaA1852-1VLSłuży do sporządzania wodnego roztworu 3 mM ATP, który został wysterylizowany filtrem za pomocą filtra 0,2 mikometru
HemoStatkrwi bydlęcejDBB500Defibrynowany mechanicznie; 500 ml zwykle wystarcza na jeden eksperyment
ClingwrapFisherbrand22-305654 
Papier filtracyjnyFisherbrand09-790-2CAutoklaw i pozostaw do ostygnięcia przed użyciem. Można użyć dobrej jakości zamiast medium Fluon
(wodny politetrafluoroetylen)Bioquip2871Dostępne z innych źródeł, takich jak https://canada-ant-colony.com/products/fluon-ptfe-10ml
Gliniak glukozySigmaG8270-100G
HexaneMillipore Sigma139386-100ML
Papier do soczewekFisherbrand11-995100% sztuczny jedwab
Nystatyna  Gold BiotechnologyN-750-10
ParafilmFisherbrandS37440 
Penicylina/streptomycyna/fungizonGibco15240-096Lub równoważny generyczny o stężeniu w następujący sposób (10 000 jednostek/ml penicyliny, 10 000 &mikro; g/ml streptomycyny oraz 25 &mikro; g/ml amfoterycyny B)
Fagostymulantwyprodukowany we własnym zakresieZebrany z poprzednich karm dla kleszczy
Rura poliwęglanowaMcMaster-Carr8585K204 Przyciąć do długości 45 mm, średnicy zewnętrznej 1,25 cala, średnicy wewnętrznej 1 cala. Cięcie wymaga tarczy szlifierskiej z piłą do cięcia.
O-ringi gumoweMcMaster-Carr9452K38 Grubość 5 mm, średnica wewnętrzna 1,25 cala
Miękkie kleszczykiVWR470315-238 
Super klejklej cyjanoakrylowy
papier Unryu Artykuły artystyczne przechowujewłókno morwy 10 g/m2. Zakupiony w sklepie z artykułami artystycznymi Wet Paint, St. Paul, MN, USA
forma

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rosenberg, R., et al. Vital signs: trends in reported vectorborne disease cases - United States and territories, 2004-2016. Morbidity and Mortality Weekly Report. 67 (17), 496-501 (2018).
  2. Busch, J. D., et al. Widespread movement of invasive cattle fever ticks (Rhipicephalus microplus) in southern Texas leads to shared local infestations on cattle and deer. Parasites & Vectors. 7, 188(2014).
  3. Süss, J., Klaus, C., Gerstengarbe, F. W., Werner, P. C. What makes ticks tick? Climate change, ticks, and tick-borne diseases. Journal of Travel Medicine. 15 (1), 39-45 (2008).
  4. Gray, J. S., Dautel, H., Estrada-Peña, A., Kahl, O., Lindgren, E. Effects of climate change on ticks and tick-borne diseases in Europe. Interdisciplinary Perspectives on Infectious Diseases. 2009, 593232(2009).
  5. Sonenshine, D. E. Biology of Ticks. , Oxford University Press. New York. (1991).
  6. Schwan, T. G., Piesman, J., Golde, W. T., Dolan, M. C., Rosa, P. A. Induction of an outer surface protein on Borrelia burgdorferi during tick feeding. Proceedings of the National Academy of Sciences. 92 (7), 2909-2913 (1995).
  7. Massung, R. F., Priestley, R. A., Miller, N. J., Mather, T. N., Levin, M. L. Inability of a variant strain of Anaplasma phagocytophilum to infect mice. The Journal of Infectious Diseases. 188 (11), 1757-1763 (2003).
  8. Koci, J., Bernard, Q., Yang, X., Pal, U. Borrelia burgdorferi surface protein Lmp1 facilitates pathogen dissemination through ticks as studied by an artificial membrane feeding system. Scientific Reports. 8 (1), 1910(2018).
  9. Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory. Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).
  10. Hart, T., Yang, X., Pal, U., Lin, Y. P. Identification of Lyme borreliae proteins promoting vertebrate host blood-specific spirochete survival in Ixodes scapularis nymphs using artificial feeding chambers. Ticks and Tick-Borne Diseases. 9 (5), 1057-1063 (2018).
  11. Hart, T. M., et al. Host tropism determination by convergent evolution of immunological evasion in the Lyme disease system. PLoS Pathogens. 17 (7), (2021).
  12. Bernard, Q., et al. Plasticity in early immune evasion strategies of a bacterial pathogen. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (16), 3788-3797 (2018).
  13. Pierce, A. E., Pierce, M. H. A note on the cultivation of Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Ixodidae: Acarina) on the embyonated hen egg. Australian Veterinary Journal. 32 (6), 144-146 (1956).
  14. Doube, B. M., Kemp, D. H. The influence of temperature, relative humidity and host factors on the attachment and survival of Boophilus microplus (Canestrini) larvae to skin slices. International Journal for Parasitology. 9 (5), 449-454 (1979).
  15. Kröber, T., Guerin, P. M. An in vitro feeding assay to test acaricides for control of hard ticks. Pest Management Science. 63 (1), 17-22 (2007).
  16. Kuhnert, F., Diehl, P. A., Guerin, P. M. The life-cycle of the bont tick Amblyomma hebraeum in vitro. International Journal for Parasitology. 25 (8), 887-896 (1995).
  17. Kröber, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).
  18. Andrade, J. J., Xu, G., Rich, S. M. A silicone membrane for in vitro feeding of Ixodes scapularis (Ixodida: Ixodidae). Journal of Medical Entomology. 51 (4), 878-879 (2014).
  19. Oliver, J. D., et al. Infection of immature Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) by membrane feeding. Journal of Medical Entomology. 53 (2), 409-415 (2016).
  20. Oliver, J. D., et al. Growth dynamics and antibiotic elimination of symbiotic Rickettsia buchneri in the tick Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae). Applied and Environmental Microbiology. 87 (3), (2021).
  21. Graham, E. E., Poland, T. M. Efficacy of Fluon conditioning for capturing cerambycid beetles in different trap designs and persistence on panel traps over time. Journal of Economic Entomology. 105 (2), 395-401 (2012).
  22. Munderloh, U. G., Liu, Y., Wang, M., Chen, C., Kurtti, T. J. Establishment, maintenance and description of cell lines from the tick Ixodes scapularis. Journal of Parasitology. 80 (4), 533-543 (1994).
  23. Lehane, A., et al. Prevalence of single and coinfections of human pathogens in Ixodes ticks from five geographical regions in the United States, 2013-2019. Ticks and Tick-Borne Diseases. 12 (2), (2021).
  24. González, J., Bickerton, M., Toledo, A. Applications of artificial membrane feeding for ixodid ticks. Acta Tropica. 215, (2021).
  25. Król, N., et al. Evaluating transmission paths for three different Bartonella spp. in Ixodes ricinus ticks using artificial feeding. Microorganisms. 9 (5), 901(2021).
  26. Anderson, J. F., Magnarelli, L. A. Biology of ticks. Infectious Disease Clinics of North America. 22 (2), 195-215 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Nasycenie kleszczynara enie kleszczy na patogenygrubo b onystadia rozwojowe kleszczyprzygotowanie b ony silikonowejsystem karmienia kleszczyhodowla kleszczyeksperymentalne metody badania kleszczy

Powiązane artykuły