Artykuł metodologiczny

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego: mysi model przewlekłego bólu neuropatycznego w celu zbadania antynocyceptywnego działania nowych terapii

DOI:

10.3791/64555

⸱

6 października 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 2Department of Anesthesiology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 3Neuroscience Graduate Interdisciplinary Program, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 4Comprehensive Pain and Addiction Center, The University of Arizona, Tucson, 5Department of Anesthesiology and Pain Management, University of Texas Southwestern Medical Center

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego wywołuje długotrwały przewlekły ból neuropatyczny, charakteryzujący się przesadnymi reakcjami na bodźce termiczne i mechaniczne. Ten mysi model bólu neuropatycznego jest powszechnie stosowany do badania innowacyjnych terapii leczenia bólu. W tym artykule szczegółowo opisano procedurę chirurgiczną w celu poprawy standaryzacji i odtwarzalności.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zarządzanie przewlekłym bólem pozostaje wyzwaniem do dnia dzisiejszego, a obecne metody leczenia wiążą się z negatywnymi skutkami, w tym tolerancją i uzależnieniem. Przewlekły ból neuropatyczny wynika ze zmian lub chorób w układzie somatosensorycznym. Aby zbadać potencjalne terapie o zmniejszonych skutkach ubocznych, modele bólu u zwierząt są złotym standardem w badaniach przedklinicznych. W związku z tym dobrze scharakteryzowane i dobrze opisane modele mają kluczowe znaczenie dla rozwoju i walidacji innowacyjnych terapii.

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego (pSNL) to procedura, która wywołuje przewlekły ból neuropatyczny u myszy, charakteryzujący się nadwrażliwością mechaniczną i termiczną, ciągłym bólem i zmianami temperatury kończyn, co czyni ten model doskonałym wyborem do badania bólu neuropatycznego przed kliniką. pSNL jest korzystnym modelem do badania bólu neuropatycznego, ponieważ odtwarza wiele objawów obserwowanych u ludzi z bólem neuropatycznym. Co więcej, zabieg chirurgiczny jest stosunkowo szybki i prosty do wykonania. Jednostronny pSNL jednej kończyny pozwala na porównanie łap ipsilateralnych i przeciwległych, a także ocenę uczulenia ośrodkowego.

Aby wywołać przewlekłą nadwrażliwość neuropatyczną, używa się niewchłanialnej nylonowej nici 9-0 do podwiązania grzbietowej trzeciej części nerwu kulszowego. W artykule opisano procedurę chirurgiczną i scharakteryzowano rozwój przewlekłego bólu neuropatycznego za pomocą wielu powszechnie stosowanych testów behawioralnych. Ponieważ obecnie bada się mnóstwo innowacyjnych terapii w leczeniu bólu przewlekłego, niniejszy artykuł zawiera kluczowe pojęcia dotyczące standaryzacji i dokładny opis operacji wymaganych do wywołania bólu neuropatycznego.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przewlekły ból jest poważnym problemem zdrowotnym na całym świecie i jest jednym z najbardziej kosztownych problemów zdrowotnych w Stanach Zjednoczonych. Ból przewlekły jest lepiej leczony, gdy zarówno metody farmakologiczne, jak i niefarmakologiczne są wykorzystywane w sposób multidyscyplinarny1. Leczenie bólu przewlekłego jest trudne, a w niektórych przypadkach nie leczy odpowiednio bólu2. W związku z tym potrzebne są nowe i uzupełniające się metody, aby poprawić leczenie bólu przewlekłego, a modele zwierzęce mają kluczowe znaczenie dla badania innowacyjnych terapii.

Przewlekły ból neuropatyczny wynika z uszkodzeń lub chorób w układzie somatosensorycznym, w tym cukrzycy, infekcji, ucisku nerwów lub chorób autoimmunologicznych3. Ból neuropatyczny opiera się zarówno na obwodowych, jak i ośrodkowych mechanizmach uczulenia i pochodzi z uszkodzenia nerwów. Ból ten może być charakteryzowany zarówno przez hiperalgezję i allodynię wywołaną dotykiem, jak i termicznie, ciągły ból i zmiany temperatury kończyny dotkniętej chorobą4. Aby lepiej zrozumieć mechanizmy i opracować nowe metody leczenia, opracowano kilka modeli na gryzoniach, które naśladują objawy i przyczyny bólu neuropatycznego5. Na przykład ból neuropatyczny można wywołać za pomocą zastrzyków z chemioterapeutyku, podwiązania nerwu rdzeniowego (SNL), przewlekłego uszkodzenia zwężonego (CCI) nerwu kulszowego, pSNL, oszczędzonego uszkodzenia nerwu, przecięcia nerwu kulszowego i trisekcji nerwu kulszowego6. Warto zauważyć, że podwiązanie nerwu kulszowego odtwarza wiele cech bólu neuropatycznego obserwowanego u ludzi, takich jak nadwrażliwość mechaniczna i termiczna lub zmiany temperatury dotkniętej kończyny, charakterystyczne dla złożonego zespołu bólu regionalnego (CRPS)7. Tak więc model ten dobrze nadaje się do badania CRPS lub innych dolegliwości związanych z uszkodzeniem nerwów, które wywołują przewlekły ból neuropatyczny. Model został po raz pierwszy opracowany przez Seltzera w 1990 roku8 i jest szeroko stosowany w badaniach nad bólem w celu zbadania nowych związków przeciwbólowych lub oceny efektów poznawczych przewlekłego bólu9,10,11,12,13. Model charakteryzuje się wysoką odtwarzalnością, a częściowa ligacja zachowuje reakcje behawioralne na bodźce obwodowe6.

Wiele z obecnie używanych modeli ma niedociągnięcia, których nie zaobserwowano w pSNL. Model CCI ma znacznie większą zmienność obrażeń między każdym zwierzęciem w zależności od ciasnoty dusiciela, a autotomia zmienia palce tylnej łapy, co sprawia, że model nie nadaje się do analizy behawioralnej6. Model SNL jest znacznie bardziej skomplikowaną i dłuższą operacją, która nie tylko wymaga zaawansowanych umiejętności technicznych, ale także niesie ze sobą wysokie ryzyko poważnych deficytów motorycznych3. Tych niedociągnięć nie widać w modelu pSNL. Łatwość odtwarzalności, krótki czas trwania operacji i zmniejszone ryzyko deficytów motorycznych obserwowanych po operacji sprawiają, że model ten jest cenny do badania obwodowego bólu neuropatycznego8,14. Niemniej jednak sama procedura częściowego podwiązania może mieć zmienność między eksperymentatorami, co skutkuje mniejszą spójnością liczby podwiązanych włókien nerwowych. W związku z tym przedstawienie szczegółów operacji ma kluczowe znaczenie dla zwiększenia powtarzalności między badaniami.

Aby wywołać przewlekłą neuropatię, stosuje się niewchłanialny nylonowy szew 9-0 do podwiązania jednej trzeciej szerokości nerwu kulszowego. Po operacji reakcje na bodźce termiczne i mechaniczne są przesadzone, począwszy od 1 dnia po operacji i trwają dłużej niż 50 dni8. W tym przypadku zarówno wrażliwość termiczną, jak i mechaniczną oceniano w ciągu 28 dni za pomocą testów Hargreavesa, gorącej płyty i filamentu von Freya. Wszystkie testy behawioralne wykazały spójność długotrwałej nadwrażliwości. Wykazano, że model ten ma zależne od dawki działanie zarówno morfiny, jak i ibuprofenu, co potwierdza, że dobrze nadaje się do przedklinicznych badań nad bólem. Warto zauważyć, że ten artykuł opisuje instrukcje dotyczące unikalnego, ręcznie robionego szklanego narzędzia, określanego jako "haczyk ze szkła nerwowego". To narzędzie jest używane zamiast kleszczy do manipulowania nerwem i zapobiegania niezamierzonym dodatkowym uszkodzeniom nerwów podczas operacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Arizony i są zgodne z wytycznymi dotyczącymi użytkowania zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health (publikacja NIH nr 80-23, 1966). Wolne od patogenów, dorosłe myszy C57Bl6/J (waga w testach: 22-28 g) były trzymane w standardowych klatkach dla myszy w wiwarium (pięć myszy na klatkę) w pomieszczeniach o kontrolowanym klimacie w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność i miały dostęp do pożywienia i wody ad libitum. Wszystkie eksperymenty behawioralne zostały przeprowadzone przez eksperymentatorów ślepych na warunki leczenia.

1. Linia bazowa: miara czułości mechanicznej

  1. Po przybyciu myszy pozwól im przyzwyczaić się do obiektu dla zwierząt przez 1 tydzień. Następnie przyzwyczaj zwierzęta do obchodzenia się z nimi przez ≥7 dni.
  2. Przyzwyczaj myszy do aparatury testowej von Freya przez 1 godzinę przed badaniem, umieszczając je w przezroczystych pudełkach z pleksiglasu, na siatce drucianej, w tym samym pomieszczeniu co pomieszczenie testowe - najlepiej z eksperymentatorem obecnym w pomieszczeniu podczas habituacji.
  3. Ustalić podstawowy próg wycofania łapy metodą "góra-dół" przy użyciu włókien von Freya opisanych w tabeli uzupełniającej S1, zaczynając od włókna o średnicy 3,61 (3,9 mN).
    1. Zmierz reakcję na wycofanie się z sondowania środkowej podeszwowej tylnej łapy za pomocą serii skalibrowanych cienkich (von Frey) żyłek. Przyłóż każde włókno prostopadle raz do podeszwowej powierzchni tylnej łapy ipsilateralnej pSNL zwierząt trzymanych w zawieszonych klatkach z siatki drucianej. Oceń czułość mechaniczną za pomocą metody "góra-dół"15: określ próg wycofania, sekwencyjnie zwiększając lub zmniejszając siłę bodźca, odpowiadającą rozmiarowi filamentu. Kolejno nakładaj każdy filament raz.
      UWAGA: Eksperymentator musi unikać stymulowania któregokolwiek z opuszków stóp, aby uzyskać spójne wyniki między zwierzętami.
    2. Na przykład, jeśli zwierzę nie reaguje na włókno 3,61, użyj grubszego włókna 4,08 (9,8 mN) (reakcja jest odnotowywana wizualnie jako wycofanie, potrząśnięcie lub lizanie dotkniętej łapy); jeśli zwierzę zareagowało za pierwszym razem, użyj cieńszego włókna 3,22 (1,6 mN). Kontynuuj stosowanie coraz grubszych lub coraz grubszych włókien, w zależności od tego, czy zwierzę miało odpowiednio pozytywne, czy negatywne odpowiedzi. Odpowiedzi negatywne i pozytywne należy zgłaszać w arkuszu danych przedstawionym w tabeli uzupełniającej S1. Przetestuj tę samą łapę 4x z różnymi filamentami po pierwszej pozytywnej odpowiedzi.

2. Linia bazowa: miara wrażliwości termicznej za pomocą testu Hargreavesa

  1. Po przybyciu myszy pozwól im przyzwyczaić się do obiektu dla zwierząt przez 1 tydzień. Następnie przyzwyczaj zwierzęta do obchodzenia się z nimi przez ≥7 dni.
  2. Przyzwyczaj myszy do aparatury testowej Hargreaves przez 1 godzinę przed badaniem, umieszczając je w przezroczystych pudełkach z pleksiglasu, w tym samym pomieszczeniu co pomieszczenie testowe - najlepiej z eksperymentatorem obecnym w pomieszczeniu podczas habituacji.
    UWAGA: Test Hargreavesa wymaga, aby zwierzę stało nieruchomo przez kilka sekund. W przypadku myszy przyzwyczajenie jest kluczem do udanego eksperymentu. Tak więc, jeśli myszy pozostają bardzo aktywne po 1 godzinie przyzwyczajenia, pozwól im zaaklimatyzować się dłużej, jeśli to konieczne.
    1. Określ opóźnienia wycofania łapy zgodnie z opisem Hargreaves et al.16. Zaaklimatyzuj myszy w obudowach z pleksiglasu na przezroczystej płycie z pleksiglasu.
    2. Skoncentruj promiennikowe źródło ciepła (lampę projektora o dużej intensywności) na podeszwowej powierzchni tylnej łapy w kierunku bocznym do pSNL. Dostosuj intensywność źródła ciepła, aby uzyskać linię bazową opóźnienia wycofania łapy wynoszącą około 10 s. Następnie utrzymuj intensywność na stałym poziomie przez pozostałą część eksperymentu.
    3. Poczekaj, aż czujnik ruchu automatycznie zatrzyma bodziec i timer, gdy łapa zostanie wycofana. Użyj maksymalnego odcięcia 33,5 s, aby zapobiec uszkodzeniu tkanek.
      UWAGA: Granica jest określana na podstawie poprzednich eksperymentów i artykułów, aby uniknąć dodatkowych uszkodzeń skóry11,17,18. Przy intensywności użytej w tym badaniu, 33,5 jest punktem odcięcia, odpowiadającym intensywności bodźca 30 (50 W) przy użyciu aparatu Hargreavesa. Obserwowane zachowanie jest zachowaniem odruchowym, a nie dobrowolnym.
    4. Ustal wyjściowe opóźnienia wyjmowania łapy za pomocą aparatu Hargreavesa i celując w podeszwową powierzchnię ipsilateralnej tylnej łapy pSNL. Rozpocznij stymulację termiczną i rejestruj opóźnienie wypłaty. Aby uniknąć wpływu na temperaturę bodźca cieplnego, oczyść mocz podczas prób.

3. Linia bazowa: miara czułości termicznej za pomocą testu płyty grzejnej

  1. Przyzwyczaj zwierzęta do pomieszczenia do przeprowadzania testów na 1 godzinę przed badaniem.
    UWAGA: Ponieważ temperatura w pomieszczeniu jest ważna i może wpływać na reakcje na test płyty grzejnej, upewnij się, że temperatura w pomieszczeniu wynosi stale około 22 °C w okresie przyzwyczajenia i przez cały okres testowania.
  2. Ustaw płytę grzejną na 52 °C, ponieważ wykazano, że ta temperatura idealnie wywołuje awersyjną reakcję termiczną19.
  3. Umieść zwierzę w komorze testowej i uruchom chronometr.
  4. Obserwuj zachowania nocyfencywne (np. wycofanie łapy, lizanie, potrząsanie). Ponieważ operacja pSNL dotyczy kończyny tylnej, należy zignorować wszelkie zachowania obserwowane w kończynach przednich (zwłaszcza lizanie kończyn przednich).
  5. Zatrzymaj chronometr, gdy tylko zaobserwuje się zachowanie nocyfencyjne.
  6. Wyjmij zwierzę z komory i zapisz opóźnienie tego zachowania.
    UWAGA: Wyjmij zwierzęta z komory po maksymalnie 30 sekundach, aby zapobiec uszkodzeniu tkanek. Dodatkowo ważne jest, aby pamiętać, że obserwowane zachowanie jest zachowaniem odruchowym, a nie dobrowolnym.
  7. Wyczyść komorę testową 70% etanolem między zwierzętami, aby zmniejszyć behawioralny wpływ zapachów. Aby uniknąć wpływu na temperaturę bodźca cieplnego, należy oczyścić aparat z moczu między każdym badanym zwierzęciem.
  8. Aby potwierdzić wyniki, nagraj filmy ze zwierzętami w komorze z płytą grzejną podczas testowania do wglądu po przetestowaniu zwierząt.
    UWAGA: Korzystając z przeglądu wideo do ilościowego określania opóźnień, eksperymentator może wielokrotnie obserwować test i dokładnie analizować zachowania nocyfencywne, które mogły zostać pominięte podczas obserwacji w czasie rzeczywistym.

4. Przygotowanie przedoperacyjne

UWAGA: Upewnij się, że dostępne są czyste klatki do rekonwalescencji myszy po operacji. Oczyść obszar operacyjny 70% etanolem, zdezynfekuj ręce 70% etanolem, używaj sterylnych rękawiczek, noś odpowiednie środki ochrony osobistej (PPE) (fartuch laboratoryjny, siatka na włosy, ochraniacze na buty) i ćwicz sterylne techniki podczas całego zabiegu.

  1. Przygotuj narzędzia (rysunek uzupełniający S1) i dodatkowe zasoby (gaza) do użycia w chirurgii, sterylizując je wcześniej w autoklawie.
  2. Wywołaj znieczulenie za pomocą lotnego izofluranu i dostosuj w razie potrzeby, aby utrzymać płaszczyznę chirurgiczną. Upewnij się, że tlen ma odpowiednie natężenie przepływu.
  3. Aby upewnić się, że zwierzę jest znieczulone, uszczypnij palce u nóg tylnej łapy pęsetą, aby upewnić się, że nie ma odruchu łapy i sprawdź odruch mrugania rogówki przed nałożeniem smarującej maści okulistycznej.
    UWAGA: Leki przeciwbólowe nie mogą być oferowane w tym badaniu, ponieważ mogą zmienić ścieżkę bólu, która ma być analizowana, a nawet neutralizować i unieważniać zachowanie mierzone zgodnie z celami badań nad bólem20,21,22.
  4. Po wybraniu strony, po której chcesz wykonać operację (po lewej pokazano tutaj), ogol tylną nogę zwierzęcia wokół uda, niżej w kierunku rzepki, wyżej w kierunku biodra i powyżej kości udowej. Przetrzyj 3x chlorheksydyną w jednym kierunku trzema oddzielnymi gazami, na przemian z ciepłą sterylną solą fizjologiczną.
    UWAGA: Idąc dalej, upewnij się, że każde zwierzę ma operację wykonaną po tej samej stronie, aby zachować spójność.
  5. Wsuń nogę przez szczelinę wykonaną w sterylnej serwety o wymiarach 10 cm x 10 cm, aby stworzyć sterylne pole wokół wybranej nogi.

5. Zabieg chirurgiczny

  1. Za pomocą cienkich nożyczek chirurgicznych (rysunek uzupełniający S1F) wykonaj małe 2 mm nacięcie skóry w linii środkowej bocznej części uda. Wsuń nożyczki pod skórę okrężnymi ruchami, aby przebić się przez powięź i utworzyć prześwit, powiększając przestrzeń nacięcia.
  2. Za pomocą kleszczy do wiązania (rysunek uzupełniający S1H) wykonaj ostre nacięcie pionowo pod kątem 90° w mięśniach ud o głębokości 1 cm.
  3. Włóż cienkie małe nożyczki (rysunek uzupełniający S1G) w to samo nacięcie, również pod kątem 90°, i delikatnie je rozłoż, aby rozdzielić mięśnie. Kontynuuj to, aż nerw kulszowy zostanie uwidoczniony.
  4. Zlokalizuj nerw kulszowy, który może wydawać się błyszczący i cienki, biegnący równolegle do pionowego uda, w kierunku biodra do kolana. Przed kontynuowaniem usuń nożyczki i kleszcze do wiązania z ciała.
  5. Użyj bardzo cienkich kleszczyków (rysunek uzupełniający S1D) i haczyka ze szkła nerwowego (rysunek uzupełniający S1E), aby odizolować nerw od spodu. Ostrożnie uwolnij nerw z otaczających tkanek łącznych w miejscu w pobliżu krętarza kości udowej, który znajduje się najbliżej biodra i najdalej od kolana.
  6. Pozwól nerwowi spocząć na szklanym pręcie i upewnij się, że koniec pręta zapobiega staczaniu się nerwu.
  7. Umieść węzeł chirurgiczny, aby związać 1/3 szerokości nerwu kulszowego za pomocą nylonowego szwu 9-0, przed podziałem na wspólne gałęzie nerwu strzałkowego, piszczelowego i łydkowego3.
    UWAGA: Rozgałęzienie występuje, gdy nerw kulszowy biegnie w dół kolana, z dala od biodra. Ponieważ te trzy gałęzie nerwu mają trzy różne unerwienie, konieczne jest umieszczenie węzła chirurgicznego przed rozgałęzieniem, aby zapewnić takie same deficyty nerwowe we wszystkich operacjach na zwierzętach.
  8. Uważaj, aby trzymać nici blisko węzła podczas mocnego naciągania nici, aby nie szarpać nerwu z nadmierną siłą, aby uniknąć zsunięcia nerwu ze szklanego pręta i uniknąć dalszych urazów rozciągających.
  9. Ostrożnie zsuń nerw ze szklanego pręta, gdy węzeł jest już gotowy, i wsuń go z powrotem w pierwotne miejsce na poziomie poniżej oddzielonych mięśni.
  10. Zszyj nacięcie mięśnia za pomocą wchłanialnego poliglikolowego szwu 5-0. Oddzielnie zszyj skórę za pomocą niewchłanialnego szwu polipropylenowego 6-0.
  11. Zapisz czas zakończenia operacji i znieczulenia. Pozwól myszy się obudzić, samodzielnie w klatce odzyskiwania, zanim włożysz ją z powrotem do nowej, czystej klatki.
    UWAGA: Przez cały czas trwania operacji należy ściskać palce u nóg zwierzęcia, aby potwierdzić odpowiednie utrzymanie znieczulenia i monitorować jego oddech i perfuzję ciała (czerwona, różowa, blada). Jeśli oddychanie jest znacznie zmniejszone lub zwierzę wydaje się blade, należy rozważyć zmniejszenie przepływu znieczulenia lub zwiększenie przepływu tlenu i przygotować strzykawkę wypełnioną solą fizjologiczną do wstrzyknięcia podskórnego w celu nawodnienia zwierzęcia. Przez cały czas zwierzę powinno mieć pod sobą umieszczone źródło ciepła, aby utrzymać ciepło ciała.

6. Fikcyjna procedura chirurgiczna dla zwierząt kontrolnych

  1. Postępuj zgodnie z krokami 5.1-5.11 procedury chirurgicznej; wyklucz kroki 5.4-5.9.

7. Pooperacyjne testy behawioralne

UWAGA: Upewnij się, że eksperymentator jest zaślepiony na jakiekolwiek leczenie. Przewlekły ból neuropatyczny rozwija się w ciągu 2 tygodni po operacji, po czym można przeprowadzić testy behawioralne po podaniu interesujących go związków.

  1. Użyj testu von Freya, Hargreavesa lub płyty grzejnej, aby ocenić zarówno nadwrażliwość termiczną, jak i mechaniczną oraz jej potencjalne odwrócenie.
  2. Należy usunąć każde zwierzę z badania, jeśli spełnia kryteria punktu końcowego opisane przez instytucjonalną komisję ds. opieki nad zwierzętami i ich wykorzystywania.
  3. Poddaj zwierzęta eutanazji zgodnie z procedurami opisanymi przez instytucjonalną komisję ds. opieki i wykorzystania zwierząt po zakończeniu testów behawioralnych.

8. Analiza danych

  1. Von Frey:
    1. Przeanalizuj dane przy użyciu nieparametrycznej metody Dixona, zgodnie z opisem Chaplana i współpracowników23, i wyraź dane jako średni próg wycofania.
      1. Na stronie głównej oprogramowania, do którego się odwołuje (patrz Spis materiałów), wybierz wszystkie filamenty, które zostały użyte do badania (2.44, 2.83, 3.22, 3.61, 4.08, 4.31 i 4.56). W panelu grupy wybierz filament odpowiadający ostatniej symulacji. W pustym polu podaj odpowiedzi pozytywne (X) i negatywne (o). Zapisz progi podane w polu po lewej stronie zaobserwowanego wzorca odpowiedzi.
        UWAGA: Przykład wzoru i kwantyfikacji przedstawiono na rysunku uzupełniającym S2.
  2. Hargreaves i płyta grzewcza:
    1. Raportuj opóźnienia w arkuszu kalkulacyjnym w celu dalszej analizy statystycznej.
    2. Wykreślić wyniki jako średnią czułości (progów lub opóźnień) w funkcji czasu.

9. Instrukcje, jak zrobić haczyk ze szkła nerwowego

UWAGA: Ćwicz bezpieczeństwo przeciwpożarowe podczas tego procesu. W razie potrzeby noś odpowiednią ochronę, taką jak żaroodporne rękawice lub okulary.

  1. Włącz palnik Bunsena.
  2. Przytrzymaj jeden koniec szklanego pręta (A) do ognia jedną ręką. Gdy ten szklany pręt topi się, użyj innego szklanego pręta (B) w drugiej ręce, aby poprowadzić i pociągnąć za topiące się szkło na pręcie A. Wyjmij szklany pręt A z ognia i pozwól, aby koniec stopionej części naturalnie toczył się do wewnątrz, tworząc mały kształt kuli. Użyj szklanego pręta B, aby poprowadzić ten kształt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przewlekły ból neuropatyczny został wywołany przez częściowe podwiązanie nerwu kulszowego samców myszy C57Bl6/J (Rysunek 1A). Czułość mechaniczną oceniano za pomocą filamentów von Freya i metody "góra-dół". Wrażliwość termiczną na ciepło oceniano za pomocą testów Hargreavesa i płyty grzejnej. Wszystkie dane analizowano za pomocą dwukierunkowej ANOVA z poprawką Geissera-Greenlare'a, aby porównać wpływ operacji pSNL na pozorowane zwierzęta w czasie lub wpływ różnych dawek morfiny i ibuprofenu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Leczenie bólu przewlekłego często wymaga długotrwałych leków, co sprawia, że leczenie bólu jest trudne. W związku z tym modele przedkliniczne są niezbędnym narzędziem do oceny potencjalnych korzyści płynących z innowacyjnych terapii opartych na podejściach farmakologicznych lub niefarmakologicznych. Liczne modele przewlekłego bólu neuropatycznego stanowią wyzwanie ze względu na zwiększoną zmienność technik chirurgicznych wśród różnych badaczy, co prowadzi do zmniejszonej odtwarzalności. W związku z tym konieczne jest sch...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do zgłoszenia konfliktu interesów. Żaden z autorów manuskryptu nie otrzymał żadnego wynagrodzenia ani zwrotu lub honorarium w jakikolwiek inny sposób. Autorzy nie są powiązani z żadnym dostawcą ani firmą farmaceutyczną związaną z tym badaniem.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez National Center for Complementary and Integrative Health [R01AT009716, 2017] (M.M.I.), Comprehensive Chronic Pain and Addiction Center-University of Arizona (M.M.I.), oraz Medical Scientist Training Program (MSTP) na University of Arizona, College of Medicine, Tucson.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
5/0, FS-2, 30" Niebarwiony PGA Pleciony Kwas poliglikolowy Syntetyczny wchłanialny szewCP Medical421Ahttps://cpmedical.com/suturesearch/product/421a-visorb-50-fs-2-30/
6/0, P-1, 18" Niebieski polipropylenowy monofilament niewchłanialnyCP Medical8697Phttps://cpmedical.com/suturesearch/product/8697p-polypro-60-p-1-18/
9/0 (0,3 metra) Nylon Monofilament SzewCrestpoint OkulistykaMANI 1407https://crestpointophthalmics.com/mani-1407-suture-trape-spatula-nylon-black-mono-box-of-12.html
Allodynia Software National Instruments, LabView 2015Kwantyfikacja średnich progów wycofania (dane Von Freya)
Myszy C57Bl6/J Laboratorium Jacksona, Bar Harbor, ME000664https://www.jax.org/strain/000664
Uchwyt na igły CastroviejoFine Science Tools12565-14https://www.finescience.com/en-US/Products/Wound-Closure/Needle-Holders/Castroviejo-Needle-Holder/12565-14
Test zimnej gorącej płytyBiosebBIO-CHPhttps://www.bioseb.com/en/pain-thermal-allodynia-hyperalgesia/563-cold-hot-plate-test.html
Podwyższony stojak z siatki metalowej do Von FreyBiosebBIO-STD2-EVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1689-elevated-metal-mesh-stand-30-cm-height-to-fit-up-to-2-pvf-cages.html
Bardzo cienkie kleszcze GraefeFine Science Tools11152-10https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-curved-medium-point-general-purpose-forceps/16100110
Drobny uchwyt na igły CastroviejoSimovision/Geuder17565https://simovision.com/assets/Uploads/Brochure-Geuder-Ophthalmic-Surgical-Instruments-EN2.pdf
Cienkie nożyczki (11,5 cm)Fine Science Tools14558-11https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-11
Cienkie nożyczki (9 cm)Narzędzia do nauki o naczyniu14558-09https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-09
Kleszcze do tęczówkiNarzędzia do nauki o nakryciu11064-07https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Fine-Forceps/Iris-Forceps/11064-07
Kleszcze Micro AdsonNarzędzia do nauki392487https://www.fishersci.com/shop/products/micro-adson-tissue-forceps-1x2-teeth-german-steel/13820072#?keyword=adson%20forceps
Modułowe klatki dla szczurów i myszyBiosebBIO-PVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1206-modular-holder-cages-for-rats-and-mice.html
Moretti/Effetre #240 Pręty szklane Light Cobalt Blue 4 mmEbayN/Ahttps://www.ebay.com/itm/402389491328?hash=item5db0485e80:g:agYAAOS
w9CtfnIVJ& amdata=enc
%3AAQAHAAAAwCoqvgWRo
NTe5Vq8PWOgfE4ygWeW4tL
k81J1AFu%2Fkcbsk6pxYtJi6
digE5TL9SzlgMzYUMNDr%2B
dku2%2B%2FEvB1qXqFmebE
020SGs9LPDXLL5w21un7jrM0
9xfWY vIzBYQYh6FRWyUJngC
uuA9Bkjb9lxtZoYlg5y6PyFR2P
34xFk5xaNC5ib65M1%2Fr%2F
4w2Iw45QqsSyXH2cuUKRom0
AGBoBaIr%2BbJw1VnlMjGuc9dtx
4fbPbqoBNSWjj3RbZPOPTYS8Q
%3D%3D%7Ctkp% 3ABk9SR4q6-
6LfYA
Test podeszwowy do stymulacji termicznej - Hargreaves ApparatusUgo Basile37570https://ugobasile.com/products/categories/pain-and-inflammation/plantar-test-for-thermal-stimulation
Test sensoryczny do testów dotykowych, zestaw 20 monofiliNorth Coast MedicalNC12775-99https://www.ncmedical.com/products/touch-test-sensory-evaluators_1278.html
Kleszcze do wiązaniaDuckworth & Kent2-504ER8https://duckworth-and-kent.com/product/tying-forceps-9/

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hassett, A. L., Gevirtz, R. N. Nonpharmacologic treatment for fibromyalgia: patient education, cognitive-behavioral therapy, relaxation techniques, and complementary and alternative medicine. Rheumatic Disease Clinics of North America. 35 (2), 393-407 (2009).
  2. Hylands-White, N., Duarte, R. V., Raphael, J. H. An overview of treatment approaches for chronic pain management. Rheumatology International. 37 (1), 29-42 (2017).
  3. Campbell, J. N., Meyer, R. A. Mechanisms of neuropathic pain. Neuron. 52 (1), 77-92 (2006).
  4. Colloca, L., et al. Neuropathic pain. Nature Review Disease Primers. 3, 17002(2017).
  5. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochimica et Biophysica Acta. 1802 (10), 924-933 (2010).
  6. Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: Pros and cons. International Journal of Neuroscience. 125 (3), 170-174 (2015).
  7. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
  8. Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury. Pain. 43 (2), 205-218 (1990).
  9. Hasnie, F. S., Wallace, V. C., Hefner, K., Holmes, A., Rice, A. S. Mechanical and cold hypersensitivity in nerve-injured C57BL/6J mice is not associated with fear-avoidance-and depression-related behaviour. British Journal of Anaesthia. 98 (6), 816-822 (2007).
  10. Ito, H., et al. Suvorexant and mirtazapine improve chronic pain-related changes in parameters of sleep and voluntary physical performance in mice with sciatic nerve ligation. PLoS One. 17 (2), 0264386(2022).
  11. Martin, L., et al. Conotoxin contulakin-G engages a neurotensin receptor 2/R-type calcium channel (Cav2.3) pathway to mediate spinal antinociception. Pain. 163 (9), 1751-1762 (2021).
  12. Peiser-Oliver, J. M., et al. Glycinergic modulation of pain in behavioral animal models. Frontiers in Pharmacology. 13, 860903(2022).
  13. Ramiro, I. B. L., et al. Somatostatin venom analogs evolved by fish-hunting cone snails: From prey capture behavior to identifying drug leads. Science Advances. 8 (12), (2022).
  14. Chung, J. M. Encyclopedia of Pain. Schmidt, R. F., Willis, W. D. , Springer. Berlin Heidelberg. 1299-1300 (2007).
  15. Zahn, P. K., Brennan, T. J. Primary and secondary hyperalgesia in a rat model for human postoperative pain. Anesthesiology. 90 (3), 863-872 (1999).
  16. Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
  17. Yeomans, D. C., Proudfit, H. K. Characterization of the foot withdrawal response to noxious radiant heat in the rat. Pain. 59 (1), 85-94 (1994).
  18. Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of thermal pain sensation in rats and mice using the Hargreaves test. Bio-Protocol. 7 (16), 2506(2017).
  19. Hook, M. A., et al. The impact of morphine after a spinal cord injury. Behavioural brain research. 179 (2), 281-293 (2007).
  20. Loram, L. C., et al. Prior exposure to repeated morphine potentiates mechanical allodynia induced by peripheral inflammation and neuropathy. Brain, behavior, and immunity. 26 (8), 1256-1264 (2007).
  21. Green-Fulgham, S. M., et al. Oxycodone, fentanyl, and morphine amplify established neuropathic pain in male rats. Pain. 160 (11), 2634-2640 (2019).
  22. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284(2017).
  23. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  24. Jensen, T. S., Finnerup, N. B. Allodynia and hyperalgesia in neuropathic pain: clinical manifestations and mechanisms. Lancet Neurology. 13 (9), 924-935 (2014).
  25. Malmberg, A. B., Gilbert, H., McCabe, R. T., Basbaum, A. I. Powerful antinociceptive effects of the cone snail venom-derived subtype-selective NMDA receptor antagonists conantokins G and T. Pain. 101 (1-2), 109-116 (2003).
  26. Nakamura, Y., et al. Neuropathic pain in rats with a partial sciatic nerve ligation is alleviated by intravenous injection of monoclonal antibody to high mobility group box-1. PLoS One. 8 (8), 73640(2013).
  27. Sherman, K., et al. Heterogeneity in patterns of pain development after nerve injury in rats and the influence of sex. Neurobiology of Pain. 10, 100069(2021).
  28. Ba, X., et al. Cinobufacini protects against paclitaxel-induced peripheral neuropathic pain and suppresses TRPV1 up-regulation and spinal astrocyte activation in rats. Biomedicine Pharmacotherapy. 108, 76-84 (2018).
  29. Hao, Y., et al. Huachansu suppresses TRPV1 up-regulation and spinal astrocyte activation to prevent oxaliplatin-induced peripheral neuropathic pain in rats. Gene. 680, 43-50 (2019).
  30. Guo, J., et al. Effects of resveratrol in the signaling of neuropathic pain involving P2X3 in the dorsal root ganglion of rats. Acta Neurologica Belgica. 121 (2), 365-372 (2021).
  31. Ni, W., Zheng, X., Hu, L., Kong, C., Xu, Q. Preventing oxaliplatin-induced neuropathic pain: Using berberine to inhibit the activation of NF-kappaB and release of pro-inflammatory cytokines in dorsal root ganglions in rats. Experimental and Therapeutic Medicine. 21 (2), 135(2021).
  32. Wang, J., et al. Selective activation of metabotropic glutamate receptor 7 blocks paclitaxel-induced acute neuropathic pain and suppresses spinal glial reactivity in rats. Psychopharmacology. 238 (1), 107-119 (2021).
  33. Sun, C., Wu, G., Zhang, Z., Cao, R., Cui, S. Protein tyrosine phosphatase receptor type D regulates neuropathic pain after nerve injury via the STING-IFN-I pathway. Frontiers in Molecular Neuroscience. 15, 859166(2022).
  34. Coyle, D. E., Sehlhorst, C. S., Mascari, C. Female rats are more susceptible to the development of neuropathic pain using the partial sciatic nerve ligation (PSNL) model. Neuroscience Letters. 186 (2-3), 135-138 (1995).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Neuropathic Pain ModelChronic PainMouse Pain ModelBehavioral Pain TestsVon Frey TestHargreaves TestHot Plate TestSciatic Nerve Surgery

Powiązane artykuły