Artykuł metodologiczny

Resekcja węzłów chłonnych naczyniowych podkolanowych w kończynie tylnej królika w celu indukcji wtórnego obrzęku limfatycznego

DOI:

10.3791/64576

⸱

30 listopada 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Microsurgery, Jesús Usón Minimally Invasive Surgery Centre, 2Department of Plastic Surgery, Hospital de la Santa Creu i Sant Pau

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisana jest chirurgiczna indukcja stabilnego nabytego obrzęku limfatycznego u tylnej kończyny królika. To eksperymentalne zwierzę może być wykorzystane do dalszego badania wpływu leczenia obrzęku limfatycznego za pomocą technik mikrochirurgicznych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrzęk limfatyczny jest częstym schorzeniem często kojarzonym z rakiem i jego leczeniem, co prowadzi do uszkodzenia układu limfatycznego, a obecne metody leczenia są raczej paliatywne niż lecznicze. Jego wysoka częstość występowania wśród pacjentów onkologicznych wskazuje na konieczność zbadania zarówno prawidłowej funkcji układu limfatycznego, jak i dysfunkcji patologicznej. Aby rozmnażać przewlekły obrzęk limfatyczny, konieczne jest wybranie odpowiedniego zwierzęcia doświadczalnego. Próby stworzenia modeli zwierzęcych są ograniczone zdolnościami regeneracyjnymi układu limfatycznego. Wśród potencjalnych kandydatów tylna kończyna królika jest łatwa w obsłudze i ekstrapolacji na scenariusz kliniczny u ludzi, co czyni ją korzystną. Ponadto wielkość tego gatunku pozwala na lepszy dobór naczyń limfatycznych do resekcji unaczynionych węzłów chłonnych.

W tym badaniu prezentujemy procedurę resekcji węzłów chłonnych naczyniowych w tylnej kończynie królika w celu wywołania wtórnego obrzęku limfatycznego. Znieczulone zwierzęta poddano pomiarowi obwodowemu, infiltracji błękitem patentowym w kształcie litery V i zielonej limfografii indocyjaninowej (ICG-L) przy użyciu fluorescencji w bliskiej podczerwieni w czasie rzeczywistym, techniki umożliwiającej identyfikację pojedynczych węzłów podkolanowych i kanałów limfatycznych. Dostęp do zidentyfikowanych struktur uzyskuje się poprzez wycięcie węzła podkolanowego i podwiązanie przyśrodkowej i bocznej limfy doprowadzającej. Należy zachować szczególną ostrożność, aby każde naczynie limfatyczne, które łączy się z układem limfatycznym kości udowej w obrębie uda, nie wchodząc do węzła podkolanowego, mogło zostać zidentyfikowane i podwiązane.

Ocena pooperacyjna została przeprowadzona po 3, 6 i 12 miesiącach od indukcji przy użyciu pomiarów obwodowych kończyny tylnej i ICG-L. Jak wykazano podczas obserwacji, u zwierząt rozwinął się przepływ zwrotny przez skórę, który utrzymywał się do 12miesiąca, co czyni to zwierzę doświadczalne przydatnym do nowatorskich długoterminowych ocen w leczeniu obrzęku limfatycznego. Podsumowując, opisane tutaj podejście jest wykonalne i powtarzalne. Dodatkowo, w przedstawionym oknie czasowym, może być reprezentatywny dla ludzkiego obrzęku limfatycznego, zapewniając tym samym przydatne narzędzie badawcze.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrzęk limfatyczny jest przewlekłym schorzeniem, które zasługuje na szczególną uwagę, ze względu na jego występowanie na całym świecie, brak leczenia i standaryzacji oraz poważny wpływ na jakość życia pacjentów1,2.

W krajach rozwiniętych obrzęk limfatyczny jest głównie nabyty i wtórny do raka piersi, ze względu na wysokie rozpowszechnienie tego nowotworu; skumulowana częstość występowania obrzęku limfatycznego związanego z rakiem piersi 10 lat po operacji może osiągnąć nawet 41,1%3. Jednak choroby takie jak czerniak, nowotwory ginekologiczne, nowotwory układu moczowo-płciowego oraz nowotwory głowy i szyi są również związane z wysoką częstością występowania tej choroby4. Resekcja regionalnych węzłów chłonnych, jako część niezbędnego leczenia onkologicznego w celu zwiększenia przeżywalności, prowadzi do zakłócenia funkcjonalnego drenażu limfatycznego. W niektórych przypadkach powoduje to mechanizmy kompensacyjne, które zapobiegają lub opóźniają wystąpienie obrzęku limfatycznego5. Jednak po zastosowaniu chemioterapii i radioterapii mechanizmy te nie są w stanie zrekompensować zmiany i w rezultacie dochodzi do obrzęku limfatycznego. Ma to negatywny wpływ na jakość życia pacjentów, wpływając na ich samopoczucie funkcjonalne, społeczne i psychiczne6,7.

Potrzeba skutecznego leku na obrzęk limfatyczny wymaga zrozumienia fizjopatologii układu limfatycznego, a także głębokiego wglądu w złożone mechanizmy komórkowe i ich reakcje zarówno w normalnych, jak i dysfunkcyjnych układach limfatycznych8,9,10. Takie spostrzeżenia można początkowo uzyskać z eksperymentalnych modeli zwierzęcych, które mogą odtwarzać przewlekłe choroby ludzkie11.

Podjęto wiele prób odtworzenia obrzęku limfatycznego w eksperymentalnych modelach zwierzęcych; jednak większość z nich była utrudniona przez pewne ograniczenia, w tym niemożność odtworzenia przewlekłej niewydolności limfatycznej w stabilnym modelu zwierzęcym, koszty badania i co najważniejsze, dużą zdolność regeneracyjną układu limfatycznego, która umożliwia mu przywrócenie krążenia12, 13.

To badanie przedstawia eksperymentalne podejście do chirurgicznego wywoływania stabilnego nabytego obrzęku limfatycznego za pomocą tylnej kończyny królika. Na podstawie przeglądu literatury zwierzę to można uznać za optymalne dla rozwoju obrzęku limfatycznego ze względu na spójną anatomię układu limfatycznego kończyny tylnej, który obejmuje pojedynczy węzeł podkolanowy, który drenuje tylną kończynę i dociera do głównego układu limfatycznego kości udowej w leg14,15.

Specyficzna anatomia tylnej kończyny królika pozwala na reprodukcję zabiegów chirurgicznych wykonywanych u ludzi w celu wywołania wtórnego obrzęku limfatycznego. Dlatego procedura ta może być stosowana w szkoleniach mikrochirurgicznych i badaniach przedklinicznych w celu ekstrapolacji wyników na medycynę ludzką.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez komisję etyczną Centrum Chirurgii Minimalnie Inwazyjnej im. Jesúsa Usóna oraz wytyczne rządu regionalnego, które są oparte na prawodawstwie europejskim.

1. Przygotowanie przedoperacyjne i chirurgiczne

  1. Trzymanie dziewięciu samic królików rasy białej nowozelandzkiej o wadze 4–4,5 kg i w wieku 4 miesięcy w oddzielnych klatkach utrzymywanych w temperaturze 22–25 °C, ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody. Upewnij się, że w klatkach znajduje się taca z polisulfonu o powierzchni 3m2 i wysokości 40 cm, a także łóżko z wiórami drzewnymi.
    1. Zidentyfikuj klatki za pomocą kodu projektu i numeru identyfikacyjnego zwierzęcia.
    2. Zaaklimatyzuj zwierzęta przez 1 tydzień przed zabiegiem, aby zapobiec problemom wywołanym stresem. Zbierz przedoperacyjne wartości laboratoryjne próbek krwi, aby upewnić się, że każde zwierzę jest w dobrym zdrowiu przed znieczuleniem.
  2. Upewnij się, że wszystkie króliki przestrzegają 12-godzinnego postu przed każdym zabiegiem chirurgicznym.
    1. Po premedykacji należy wstępnie dotlenić króliki za pomocą maski na twarz (maska Halla) przez 5 minut ze 100% tlenem i strumieniem świeżego gazu 3-5 l/min. Przeprowadzić fazę koindukcji z midazolamem (0,3 mg/kg) i propofolem (10 mg/kg) dożylnie.
  3. Zaintubować króliki za pomocą 3,0-3,5 rurki dotchawiczej z pneumutaponacją, podłączone do półzamkniętego obwodu kołowego połączonego z respiratorem z przepływem świeżych gazów o prędkości 1 l/min przez początkowe 5 minut, a następnie ustawić na 0,5 l/min.
    1. Znieczulenie podtrzymujące należy wykonać poprzez inhalację sewofluranu w stężeniu 3%-3,5% ustawionym na parowniku.
  4. Przez cały czas trwania zabiegu chirurgicznego należy podawać ciągły wlew roztworu mleczanu Ringera (2-4 ml/kg/h) przez żyłę brzeżną ucha.
    1. Użyj maści ochronnej do oczu, aby chronić powierzchnię oka.
  5. Monitorowanie znieczulenia ogólnego: za pomocą termometru doodbytniczego monitoruj temperaturę w zakresie 38,7-39,7 °C, sprawdź kolor błony śluzowej i monitoruj nasycenieO2na poziomie >95% i tętno przy 180-240 uderzeniach na minutę za pomocą pulsoksymetru królika.
  6. Umieść podparcie termiczne, aby zwierzę utrzymywało stałą temperaturę przez cały czas trwania zabiegu.
  7. Podawać ketorolak (1,5 mg/kg) i tramadol (3 mg/kg) dożylnie w celu znieczulenia śródoperacyjnego.
  8. Antybiotyki (7,5 mg/(kg∙dobę) enrofloksacyny podawać podskórnie [podskórnie]) przed zabiegiem chirurgicznym i 5 dni po zabiegu, a także analgezję pooperacyjną (10 μg/(kg∙dobę) buprenorfiny s.c.) przez 5 dni.
  9. Ułóż króliki w pozycji leżącej na plecach i ogol tylne kończyny i pachwinowe okolice zwierzęcia. Umieść zwierzę w pozycji leżącej na grzbiecie/na plecach i przytnij włosy z kończyn tylnych i pachwinowych.
  10. Wykonaj antyseptykę skóry, nakładając 0,5% chlorheksydyny i 70% etanolu na wcześniej ogoloną skórę. Po zdezynfekowaniu obszaru przykryj królika sterylną szmatką, z wyjątkiem lewej tylnej kończyny.

2. Operacja resekcji węzłów chłonnych naczyń podkolanowych (Rysunek 1)

  1. Naciekać śródskórnie 0,2-0,3 ml zieleni indocyjaninowej (ICG) w drugą i trzecią przestrzeń międzypalcową lewej kończyny tylnej. Masuj, delikatnie zegnij i wyprostuj tylną kończynę przez kilka minut, aby ułatwić wchłanianie barwnika do naczyń limfatycznych. Użyj kończyny przeciwległej jako kontroli.
  2. Użyj kamery fluorescencyjnej w bliskiej podczerwieni w czasie rzeczywistym, aby zobrazować i oznaczyć (za pomocą markera chirurgicznego) naczynia limfatyczne przecinające się na poziomie kolana i węzła chłonnego podkolanowego (PLN) na skórze (Ryc. 2).
  3. Wstrzyknąć błękit patentowy V (0,2 ml) w obszar międzypalcowy w celu późniejszej identyfikacji naczyń limfatycznych i węzłów chłonnych.
  4. Po zidentyfikowaniu PLN za pomocą kamery fluorescencyjnej w bliskiej podczerwieni w czasie rzeczywistym (Rysunek 3), wykonaj 2-centymetrowe nacięcie w środku dołu podkolanowego, podłużne do długiej osi kończyny tylnej przez żyłę kulszową, która jest widoczna przez skórę.
    1. Aby uzyskać panoramiczne obrazy układu limfatycznego w czasie rzeczywistym za pomocą kamery fluorescencyjnej w bliskiej podczerwieni w czasie rzeczywistym, użyj głowicy optycznej wyposażonej w laser klasy 1 jako źródła światła wzbudzającego i czułej kamery bliskiej podczerwieni, od kostki do kolana tylnej kończyny zwierzęcia.
    2. Wizualizuj naczynia limfatyczne nad powięzią mięśniową, wycinając podskórną tkankę tłuszczową5. Naczynia limfatyczne wydają się niebieskie z powodu opatentowanego niebieskiego barwienia literą V w kroku 2.3.
    3. Użyj kleszczyków mikrochirurgicznych, aby rozciągnąć nacięcie i odsłonić PLN, w tym szypułki naczyniowe i doprowadzające limfatyczne. Zapewnij wyraźną widoczność wszystkich struktur limfatycznych i naczyniowych (Rysunek 4).
    4. Zidentyfikuj PLN o średnicy 0,8 mm pod żyłą kulszową oraz między mięśniem dwugłowym uda a mięśniami przyśrodkowych ścięgien podkolanowych.
  5. Zidentyfikuj dwa główne naczynia limfatyczne po przyśrodkowej stronie PLN. Naczynia te znajdują się równolegle do dystalnej żyły odpiszczelowej i dzielą się na sieć mikronaczyń w miarę zbliżania się do PLN (Ryc. 5).
  6. Wypreparuj szypułkę węzłów chłonnych, unikając uszkodzenia otaczających tkanek i naczyń (Ryc. 6).
  7. Podwiązywać tętnicę przyśrodkową (gałąź tętnicy podkolanowej) i żyłę odpiszczelową boczną dystalnie i proksymalnie za pomocą nylonowych niewchłanialnych szwów 10/0.
  8. Zidentyfikuj i kauteryzuj dwie grupy doprowadzających naczyń limfatycznych, które bezpośrednio łączą się z układem limfatycznym kości udowej w obrębie uda, ale nie wchodzą do PLN (Rysunek 7).
    UWAGA: Pierwsza grupa odpowiada przyśrodkowym doprowadzającym naczyniom limfatycznym, które odprowadzają limfę z górnej części nogi i łydki. Druga grupa składa się z naczyń limfatycznych w mięśniach kończyn dolnych. Naczynia te biegną wzdłuż mięśnia brzuchatego łydki, wraz z żyłą odpiszczelową.
  9. Potwierdź całkowite zakłócenie układu limfatycznego, powtarzając obrazowanie fluorescencyjne w bliskiej podczerwieni w czasie rzeczywistym.
  10. Całkowicie usuń otaczającą tkankę tłuszczową, aby uniknąć możliwej limfangiogenezy.
  11. Zszyj nacięcie skóry wchłanialnymi szwami plecionkowymi 4-0 kwasu poliglikolowego (PGA) (za pomocą trójkątnej igły 16 mm 3/8) przy użyciu ciągłego wzoru śródskórnego, aby uniknąć pooperacyjnego autookaleczenia.
  12. Po operacji króliki należy trzymać pojedynczo w klatkach; przechowywać je pod nadzorem i w temperaturze pokojowej między 16 a 22 °C.

3. Ocena pooperacyjna

  1. Wykonaj oceny pooperacyjne po 3, 6 i 12 miesiącach od indukcji.
  2. Znieczulić króliki, postępując zgodnie z krokami stosowanymi wcześniej (kroki 1.2-1.7).
  3. Zmierz obwody tylnych kończyn znieczulonych królików za pomocą taśmy mierniczej. Wykonuj pomiary co 2 cm, przy czym pierwszy punkt znajduje się przy kostce, a ostatni przy kolanie. Oblicz całkowitą objętość, korzystając ze wzoru na ścięty stożek.
  4. Użyj zielonej limfografii indocyjaninowej (ICG-L) do oceny funkcji układu limfatycznego.
    1. Naciekać śródskórnie 0,2-0,3 ml ICG do drugiej i trzeciej przestrzeni międzypalcowej i delikatnie masować przez 1 minutę, aby ułatwić wchłanianie ICG do naczyń limfatycznych.
  5. Zbierz obrazy po 15 minutach za pomocą systemu fluorescencji w bliskiej podczerwieni w celu oceny przepływu wstecznego przez skórę.
  6. Po zakończeniu badań kontrolnych należy poddać królika eutanazji zgodnie z tym samym protokołem znieczulenia, który zastosowano w interwencji. Po osiągnięciu pożądanej płaszczyzny znieczulenia należy podać dożylnie chlorek potasu do żyły usznej w średniej dawce 2 meq/kg.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziewięć królików przeszło indukcję obrzęku limfatycznego w tym badaniu, jednak trzy króliki zmarły w okresie bezpośrednio po operacji i nie mogły być ocenione. Dane z badania zostały uzyskane po 3, 6 i 12 miesiącach od operacji przez trzech niezależnych badaczy. Pomiary obwodowych kończyn tylnych i ICG-L wykonano w znieczuleniu ogólnym w celu oceny funkcji układu limfatycznego i przepływu wstecznego skóry.

Dane uzyskane przez ICG-L po 3 miesiącach od operacji wykazały cofanie się przez skórę ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Resekcja PLN u zwierzęcia doświadczalnego jest stosunkowo nową procedurą, która może wywołać wtórny obrzęk limfatyczny kończyn w celu oceny i badania. Po resekcji węzłów chłonnych następuje okres zmiany funkcjonalności układu limfatycznego, akumulacji limfy i zmian histologicznych naczyń limfatycznych, które wydają się rozszerzone. Kiedy ta akumulacja limfy osiągnie odpowiedni poziom, charakterystyczny przepływ wsteczny skóry obrzęku limfatycznego, podobny do obserwowanego u ludzi, można zaobserwować za pomocą obiektywny...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten projekt badawczy został przeprowadzony w Centrum Chirurgii Minimalnie Inwazyjnej im. Jesúsa Usóna (CCMIJU), które jest częścią ICTS Nanbiosis. Badanie przeprowadzono przy udziale następujących jednostek nanbiozy: U21 – eksperymentalna sala operacyjna i U22 – pomieszczenia dla zwierząt. Prace te były wspierane przez Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Prace te zostały częściowo sfinansowane przez Junta de Extremadura, Europejski Fundusz Rozwoju Regionalnego (grant nr GR21201). Fundator odegrał rolę w projektowaniu badania, gromadzeniu danych, analizie, podejmowaniu decyzji o publikacji i przygotowaniu manuskryptu. Szczególne podziękowania kierujemy do Maríi Pérez za przygotowanie figur oraz do Oddziału Mikrochirurgii JUMISC za nieustanne wsparcie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Bleu Patente V sodique (Guerbet)Guerbet. Villepinte, Francja2,5 g/100 ml
buprenorfiny (Bupaq)Richter Pharma. Wels, Austria0820645AA3 mg/10 ml
FluobeamFluoptics. Grenoble, FrancjaObrazowanie fluorescencyjne
Oprogramowanie IBM SPSSIBMwersja 21.0
Zieleń indocyjaninowa (Verdye, Diagnostic Green GmbH)Diagnostic Green GmbH. Aschheim-Dornach, Niemcy5 mg/ml
Ketorolaco  (Normon) Normon, S.A. Madryt, HiszpaniaT01H30 mg/ml
Microsoft ExcelMicrosoftwersja 16.66.1
Midazolam (Normon) Normon, S.A. Madryt, HiszpaniaT35M15 mg/3 mL
Mikroskop Pentero 800, moduł fluorescencyjnyCarl Zeiss Meditec AG. Goeschwitzer Strasse 51-52. Jena, Niemcy302581-9245-000
Chlorek potasu (Braun)B.Braun. Barcelona, Hiszpania1926201020 mmol/10 ml
Propofol (Propomitor, Orion Pharma) Orion Pharma. Spoo, Finlandia20R039B200 mg/20 mL
RÜ Rurki dotchawicze SCH TeleflexMedical IDA Park Biznesowo-Technologiczny. Athione, Irlandia.12CE12 Rozmiar Rurka 4.0 ID mm
Sevoflurano (SevoFlo, Zoetis)Zoetis Belgia. Luvain-la-Neuve, Belgia60935591000 mg/g (250 ml)
Tramadol (Normon)Normon, S.A. Madryt, HiszpaniaT08U100 mg/2 ml

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Taylor, G. W. Lymphoedema. Postgraduate Medical Journal. 35 (399), 2-7 (1959).
  2. Weissleder, H., Schuchhardt, C. Lymphedema Diagnosis and Therapy. 2nd ed. , Kagerer Kommunikation. (1997).
  3. Pereira, A. C. P. R., Koifman, R. J., Bergmann, A. Incidence and risk factors of lymphedema after breast cancer treatment: 10 years of follow-up. The Breast. 36, 67-73 (2017).
  4. Coriddi, M., et al. Systematic review of patient-reported outcomes following surgical treatment of lymphedema. Cancers. 12 (3), 565(2020).
  5. Fernández Peñuela, R., Casaní Arazo, L., Masiá Ayala, J. Outcomes in vascularized lymph node transplantation in rabbits: A reliable model for improving the surgical approach to lymphedema. Lymphatic Research and Biology. 17 (4), 413-417 (2019).
  6. Armer, J. M., et al. ONS GuidelinesTM for cancer treatment–related lymphedema. Oncology Nursing Forum. 47 (5), 518-538 (2020).
  7. Villanueva, T. Avoiding lymphedema. Nature Reviews Clinical Oncology. 11 (3), 121(2014).
  8. Clavin, N. W., et al. TGF-β 1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
  9. Schulte-Merker, S., Sabine, A., Petrova, T. V. Lymphatic vascular morphogenesis in development, physiology, and disease. The Journal of Cell Biology. 193 (4), 607-618 (2011).
  10. Padberg, Y., Schulte-Merker, S., Van Impel, A. The lymphatic vasculature revisited—new developments in the zebrafish. Methods in Cell Biology. 138, 221-238 (2017).
  11. Cornelissen, A. J. M., et al. Outcomes of vascularized versus non-vascularized lymph node transplant in animal models for lymphedema. Review of the literature. Journal of Surgical Oncology. 115 (1), 32-36 (2017).
  12. Hadamitzky, C., Pabst, R. Acquired lymphedema: An urgent need for adequate animal models. Cancer Research. 68 (2), 343-345 (2008).
  13. Shin, W. S., Szuba, A., Rockson, S. G. Animal models for the study of lymphatic insufficiency. Lymphatic Research and Biology. 1 (2), 159-169 (2003).
  14. Soto-Miranda, M. A., Suami, H., Chang, D. W. Mapping superficial lymphatic territories in the rabbit. Anatomical Record. 296 (6), 965-970 (2013).
  15. Bach, C., Lewis, G. P. Lymph flow and lymph protein concentration in the skin and muscle of the rabbit hind limb. The Journal of Physiology. 235 (2), 477-492 (1973).
  16. Mayer, J. Use of behavior analysis to recognize pain in small mammals. Lab Animal. 36 (6), 43-48 (2007).
  17. Jones-Bolin, S. Guidelines for the care and use of laboratory animals in biomedical research. Current Protocols in Pharmacology. 59 (1), 4(2012).
  18. Hawkins, P. Recognizing and assessing pain, suffering and distress in laboratory animals: a survey of current practice in the UK with recommendations. Laboratory Animals. 36 (4), 378-395 (2002).
  19. Kohn, D. F., et al. Public statement: Guidelines for the assessment and management of pain in rodents and rabbits. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 46 (2), 97-108 (2007).
  20. Wolfe, J. H., Rutt, D., Kinmonth, J. B. Lymphatic obstruction and lymph node changes–a study of the rabbit popliteal node. Lymphology. 16 (1), 19-26 (1983).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model ko czyny tylnej kr likaw ze podkolanowyligacja naczy limfatycznychlimfografia z u yciem zieleni indocyjaninowejfluorescencja w bliskiej podczerwieniPatent Blue Vchroniczny model obrz ku limfatycznegodermal backflow
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły