Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Samoistny mysi model anaplastycznego raka tarczycy

2.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64607

⸱

3 lutego 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Biotherapy and Cancer Center, West China Hospital, Sichuan University and Collaborative Innovation Center, 2Division of Thyroid Surgery, Laboratory of Thyroid and Parathyroid Disease, Frontiers Science Center for Disease-Related Molecular Network, Department of General Surgery, West China Hospital, Sichuan University, 3Department of Ultrasound, West China Hospital of Sichuan University, Sichuan University, 4Department of Otolaryngology-Head & Neck Surgery and University of Arizona Cancer Center, University of Arizona, 5Center for Translational Medicine, Shenzhen Bay Laboratory, 6Division of Laboratory Medicine/Research Centre of Clinical Laboratory Medicine, West China Hospital, Sichuan University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy standardowy potok do uzyskiwania mysich guzów ATC za pomocą spontanicznych genetycznie modyfikowanych modeli myszy. Ponadto przedstawiamy dynamikę guza i informacje patologiczne o zmianach pierwotnych i przerzutowych. Model ten pomoże naukowcom zrozumieć proces powstawania nowotworów i ułatwi odkrywanie leków.

Streszczenie

Rak anaplastyczny tarczycy (ATC) jest rzadkim, ale śmiertelnym nowotworem złośliwym o fatalnych rokowaniach. Istnieje pilna potrzeba bardziej dogłębnych badań nad kancerogenezą i rozwojem ATC, a także metod terapeutycznych, ponieważ standardowe metody leczenia są zasadniczo wyczerpane u pacjentów z ATC. Jednak niska częstość występowania utrudniła dokładne badania kliniczne i pobieranie próbek tkanek, dlatego osiągnięto niewielki postęp w tworzeniu skutecznych metod leczenia. Wykorzystaliśmy inżynierię genetyczną do stworzenia warunkowo indukowalnego mysiego modelu ATC (mATC) na tle C57BL/6. Mysi model ATC został zgenotypowany przez TPO-cre/ERT2; BrafCA/wt; Trp53ex2-10/ex2-10 i indukowane przez dootrzewnowe wstrzyknięcie tamoksyfenu. Za pomocą modelu mysiego zbadaliśmy dynamikę guza (wielkość guza wahała się od 12,4 mm2 do 32,5 mm2 po 4 miesiącach indukcji), przeżycie (mediana okresu przeżycia wynosiła 130 dni) i krzywe przerzutów (przerzuty do płuc wystąpiły u 91,6% myszy) i cechy patologiczne (charakteryzujące się barwieniem immunohistochemicznym Cd8, Foxp3, F4/80, Cd206, Ki67 i kaspazą-3). Wyniki wskazują, że spontaniczne mATC ma bardzo podobną dynamikę guza i mikrośrodowisko immunologiczne do ludzkich guzów ATC. Podsumowując, przy dużym podobieństwie cech patofizjologicznych i ujednoliconych genotypach, model mATC w pewnym stopniu rozwiązał problem niedoboru klinicznej niejednorodności tkanek ATC i próbek. W związku z tym ułatwiłoby to badania nad mechanizmem i translacją ATC oraz umożliwiłoby podejście do badania potencjału terapeutycznego leków małocząsteczkowych i środków immunoterapeutycznych w przypadku ATC.

Wprowadzenie

Rak tarczycy jest jednym z najczęstszych nowotworów złośliwych układu hormonalnego1, wywodzący się z nabłonka tarczycy. W ostatnich latach zachorowalność na raka tarczycy gwałtownie wzrosła na całym świecie2. Raka tarczycy można podzielić na różne typy w zależności od stopnia zróżnicowania komórek nowotworowych. Na podstawie zachowania klinicznego i histologii raki tarczycy dzieli się na raki dobrze zróżnicowane, w tym rak brodawkowaty tarczycy (PTC) i rak pęcherzykowy tarczycy (FTC), rak słabo zróżnicowany (PDTC) oraz rak niezróżnicowany lub anaplastyczny tarczycy (ATC)3. W przeciwieństwie do PTC, który jest powszechnym typem o łagodnym zachowaniu i lepszym rokowaniu4, ATC jest rzadkim i wysoce agresywnym nowotworem złośliwym, który stanowi od 2% do 3% wszystkich nowotworów tarczycy5. Chociaż ATC jest rzadki, jest odpowiedzialny za około 50% zgonów związanych z rakiem tarczycy, z fatalnym przeżyciem (6-8 miesięcy)6,7. Ponad 50% przypadków ATC diagnozuje się jako przerzuty do płuc8. Oprócz agresywnego charakteru ATC, w klinice opracowano ograniczone skuteczne leczenie. W związku z tym pacjenci z ATC mają ponure rokowania9,10,11. Sugeruje to, że pilnie potrzebne są dalsze dogłębne badania nad mechanizmami molekularnymi leżącymi u podstaw rozwoju ATC i leczenia.

Nowotworzenie ATC jest dynamicznym procesem odróżnicowania. Trudności w pobieraniu próbek ludzkich nowotworów na każdym etapie badań klinicznych utrudniają zrozumienie mechanizmu rozwoju od raków dobrze zróżnicowanych do niezróżnicowanych. Natomiast zastosowanie mysich modeli ATC (mATC) sprzyja pobieraniu próbek mATC w całym przebiegu nowotworzenia. Dlatego możemy lepiej zrozumieć mechanizmy powstawania nowotworów, analizując dynamiczny proces odróżnicowania. Ponadto niejednorodność klinicznych próbek ATC również przyczyniła się do trudności w zrozumieniu mechanizmu molekularnego. Niemniej jednak myszy miały to samo podłoże genetyczne i były utrzymywane w podobnym środowisku życia, co zapewniało spójność każdego guza. Ułatwia to zbadanie uogólnionej roli rozwoju ATC12,13,14. Dodatkowo, mATC jest modelem guza in situ, który może przywrócić wpływ lokalizacji anatomicznej i mikrośrodowiska specyficznego dla tkanki. W związku z tym, w porównaniu z powszechnie stosowanymi myszami z niedoborem odporności, mATC jest spontanicznym modelem mysim z nienaruszonym układem odpornościowym i mikrośrodowiskiem odpornościowym.

Dlatego skonstruowaliśmy warunkowo indukowany mATC za pomocą szczepu C57BL/6, który jest mysim modelem zdolnym do odtwarzania patologicznych cech odróżnicowanego raka tarczycy. Opierając się na tym modelu, przedstawiliśmy krótki przegląd podstaw molekularnych, pomysłów konstrukcyjnych, cech patologicznych i zastosowań mATC. Ponadto zaobserwowaliśmy i opisaliśmy wzrost guza, czas przeżycia, przerzuty i patologiczne cechy mATC. Wierzymy, że będzie to pouczający przegląd, który pomoże innym badaczom w łatwiejszym korzystaniu z tego modelu.

Skonstruowaliśmy warunkowo indukowalny model mATC, jak po raz pierwszy poinformował McFadden15; początkowo skonstruowaliśmy myszy: TPO-cre/ERT2, Brafflox/wt i Trp53flox/wt. W szczególności myszy TPO-cre / ERT2 zawierały promotor ludzkiej peroksydazy tarczycowej (TPO) (promotor specyficzny dla tarczycy), napędzający ekspresję genu fuzyjnego cre-ERT2 (rekombinaza cre połączonej z domeną wiążącą ligand ludzkiego receptora estrogenowego). Cre-ERT2 jest zwykle ograniczony do cytoplazmy i dostaje się do jądra tylko po wystawieniu na działanie tamoksyfenu, który indukuje cre do wywierania aktywności enzymu rekombinowanego. Kiedy myszy krzyżuje się z myszami przenoszącymi sekwencje po bokach loxP, po indukcji tamoksyfenu, rekombinacja za pośrednictwem cre usuwa zwiotczałe sekwencje w komórkach tarczycy, aby osiągnąć cel wybicia lub wyeliminowania określonych genów.

Ponadto, myszy Brafflox/wt są allelem dominacji ludzkiego Brafa opartym na systemie cre-loxP. Mysi transkrypt Brafflox / wt jest kodowany przez endogenne eksony 1-14 i ludzkie eksony 15-18 flankowane loxP. Po wycięciu obszarów floksowanych za pośrednictwem Cre, do wytworzenia transkryptów wykorzystuje się zmutowany ekson 15 (zmodyfikowany podstawieniem aminokwasu V600E połączonym z konstytutywnie aktywnym BrafV600E w nowotworach u ludzi) i endogenne eksony 16-18. Co więcej, myszy Trp53flox / wt są allelami nokautującymi ludzkiego Trp53 i mają miejsca loxP flankujące egzony 2-10 Trp53. Po skrzyżowaniu z myszami z rekombinazą cre, rekombinacja za pośrednictwem cr usuwa sekwencję floxed, aby znokautować Trp53. Następnie skrzyżowano myszy TPO-cre / ERT2, Brafflox / w i Trp53flox / wt w celu uzyskania gruźlicy (TPO-cre / ERT2; Biustonoszflox/wt) myszy i TBP (TPO-cre/ERT2; Biustonoszflox/wt; Trp53flox/wt) myszy, które można wykorzystać do generowania PTC i ATC. Po około 8 tygodniach myszy zostały wywołane przez dootrzewnowe (i.p.) podanie 150 mg/kg tamoksyfenu rozpuszczonego w oleju kukurydzianym przez dwa podania. Wzrost guza można monitorować za pomocą ultrasonografii o wysokiej częstotliwości (pierwszy punkt czasowy ultrasonografii zarejestrowano jako dzień 0). Wstępną ultrasonografię wykonano 40 dni po wprowadzeniu tamoksyfenu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Opisane tutaj procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone za zgodą Komisji Etyki Zwierząt Szpitala Zachodniochińskiego, Uniwersytetu Sichuan, Chengdu, Sichuan, Chiny.

1. Indukcja myszy TBP

  1. Zidentyfikuj genotyp myszy
    1. Po około 3 tygodniach oddziel samice myszy od samców. W tym samym czasie użyj kolczyka clamp, aby zamocować kolczyk. Umieść kolczyki w dolnej połowie i środkowej jednej trzeciej ucha, unikając obszaru o najwyższym stężeniu naczyń włosowatych.
    2. Delikatnie, ale bezpiecznie przytrzymuj myszy. Chwyć mocno u podstawy ogona myszy. Umieść myszy na powierzchni, która pozwoli im się chwycić.
    3. Delikatnie, ale stanowczo połóż wolną rękę na ramionach, a następnie szybko chwyć kark między kciukiem a palcem wskazującym. Przytrzymaj ogon małym palcem.
    4. Przetrzyj ogon alkoholem. Za pomocą sterylnych nożyczek odetnij próbkę skóry <5 mm i umieść ją w czystym pojemniku na próbkę z etykietą. Nie jest konieczne usuwanie sierści myszy. Ściśnij ogon sterylnymi gąbkami, aby uzyskać hemostazę.
    5. Następnie poddaj lizie mysi ogon i przeprowadź reakcję łańcuchową polimerazy (PCR) w celu identyfikacji genotypu.
      UWAGA: Po obcięciu jednego mysiego ogona, powierzchnię nożyczek należy przetrzeć bawełną nasączoną alkoholem, aby uniknąć wzajemnego zanieczyszczenia genów między mysimi ogonami. Po umieszczeniu ich w klatce myszy należy obserwować przez 5 minut, aby poszukać oznak krwawienia w miejscu rany. Zapoznaj się z Tabelą 1, aby zapoznać się z listą starterów i ustawieniami PCR użytymi w tym badaniu.
  2. Myszy TBP wywołane tamoksyfenem
    1. Odważyć 0,3 g tamoksyfenu i rozpuścić go w 15 ml oleju kukurydzianego za pomocą ultradźwięków (moc = 20%, czas trwania = 20 min, temperatura = 4 °C) w stężeniu 20 mg/ml. Przechowywać w temperaturze 4 °C.
      UWAGA: Tamoksyfen jest wrażliwy na światło i należy go umieścić w brązowym pojemniku.
    2. W wieku około 8 tygodni zważyć myszy za pomocą wagi elektronicznej i podać im zastrzyk domięśniowy tamoksyfenu w dawce 150 mg / kg, podawany dwukrotnie w odstępie 1 tygodnia.

2. Sekcja i obrazowanie mysich guzów tarczycy i guzów przerzutowych

  1. preparat
    1. Przygotuj narzędzia do preparacji: sterylne nożyczki i kleszcze, sterylne ostrze, butelkę z rozpylaczem 75% nasączonym alkoholem, prostą krawędź 20 cm, suwmiarki z noniuszem, ręczniki papierowe i bawełnę nasączoną alkoholem.
    2. Roztwór utrwalający tkankę myszy: przygotuj 4% roztwór utrwalający tkanki paraformaldehydu.
    3. Wyczyść 10-centymetrowe naczynie wypełnione około 10 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) do tymczasowego przechowywania tkanek i umyj krew na powierzchni tkanki.
  2. Ekstrakcja tarczycy
    1. Poddaj myszy eutanazji dwutlenkiem węgla przy natężeniu przepływu 2,0 l/min przez 5 minut. Wyjmij myszy z klatki i wykonaj zwichnięcie szyjki macicy.
    2. Umieść mysz na desce sekcyjnej brzuszną stroną skierowaną do góry, z głową z dala od eksperymentatora, a następnie przymocuj kończyny do deski sekcyjnej za pomocą sterylnych igieł strzykawkowych. W celu wygodniejszego usunięcia tkanki tarczycy użyj innej sterylnej igły strzykawkowej, aby zamocować głowę.
    3. Zdezynfekuj szyję trzema naprzemiennymi rundami peelingu chlorheksydynowego lub powidonowo-jodowego, a następnie podawaj 75% alkohol. Następnie wykonaj małe nacięcie powyżej środka obojczyka sterylnymi nożyczkami i kleszkami.
    4. Kontynuuj nacięcie w linii środkowej aż do ust. Znajdź gruczoł podżuchwowy i usuń go, aby odsłonić anatomiczne położenie tarczycy, która znajduje się w pobliżu chrząstki tarczycy i tchawicy.
    5. Znajdź tarczycę, ostrożnie odetnij tarczycę od reszty okolicy szyi sterylnymi nożyczkami, a następnie umieść usuniętą tarczycę w 10-centymetrowym naczyniu wypełnionym 10 ml sterylnego PBS.
      UWAGA: Podczas usuwania tarczycy należy działać delikatnie i powoli oraz unikać przecinania naczyń krwionośnych szyi. Jeśli naczynia szyjne zostaną przecięte, szyja zostanie natychmiast wypełniona krwią, a krew należy natychmiast usunąć gąbkami nasączonymi alkoholem, aby odsłonić anatomiczne położenie tarczycy. Przed usunięciem tkanki tarczycy należy uważnie obserwować charakterystykę lewego i prawego płata tarczycy (rozmiar, kształt itp.), aby uniknąć niemożności rozróżnienia lewego i prawego płata tarczycy po usunięciu.
    6. W sterylnym PBS usuń krew z powierzchni tkanki tarczycy sterylnymi nożyczkami i ostrożnie odetnij tchawicę. Następnie umieść tkankę tarczycy na sterylnej szmatce i zmierz rozmiar lewego i prawego płata tarczycy za pomocą suwmiarki z noniuszem.
    7. Podziel lewy i prawy płat tarczycy na dwie części za pomocą sterylnego ostrza. Umieść jedną część w 2 ml 4% roztworu paraformaldehydu w celu utrwalenia, a drugą część umieść w ciekłym azocie w celu konserwacji.
  3. Ekstrakcja płuc i wątroby
    1. Zdezynfekuj brzuch trzema naprzemiennymi rundami peelingu z chlorheksydyną lub jodowidonem i 75% alkoholem. Następnie uszczypnij tuż nad penisem myszy i wykonaj małe nacięcie, przetnij wzdłuż linii środkowej brzucha do kości podobojczykowej i odsłoń jamę brzuszną.
    2. Znajdź wątrobę w górnej części brzucha i ostrożnie ją usuń. Umieść wątrobę w sterylnym PBS.
    3. Ostrożnie przeciąć przeponę wzdłuż żeber, aby odsłonić klatkę piersiową. Następnie chwyć za mostek i podciągnij się, aby jeszcze bardziej poszerzyć przestrzeń. Znajdź płuco i usuń je. Umieścić usunięte płuco w sterylnym PBS.
    4. Dokładnie obserwuj, czy nie ma przerzutów do płuc i wątroby. Policz liczbę przerzutów i wykonaj zapis cyfrowy. Następnie za pomocą sterylnego ostrza podziel tkanki płuc i wątroby na dwie części. Umieść jedną część w 3 ml 4% roztworu paraformaldehydu w celu utrwalenia, a drugą część w ciekłym azocie w celu konserwacji.
    5. Odwodnienie tkanek
      1. Włóż chusteczki do pojemnika na odwadnianie. Włóż pudełko do odwadniania do kosza przy gradientowym odwadnianiu alkoholem w następujący sposób: 70% alkoholu przez 1 godzinę; 80% alkoholu przez 1 h; 95% alkoholu przez 30 min; 95% alkoholu przez 30 min; bezwodny etanol I przez 30 min; bezwodny etanol II przez 30 min; ksylen I przez 20 min; ksylen II przez 20 min; wosk parafinowy I przez 30 min; wosk parafinowy II przez 1 h; wosk parafinowy III przez 30 min.
    6. Zanurz chusteczki nasączone woskiem w maszynie do zatapiania.
      1. Najpierw włóż stopiony wosk do ramki do zatapiania. Zanim wosk stwardnieje, wyjmij chusteczkę z pudełka do odwadniania i włóż ją do ramki do zatapiania, a następnie przyklej etykietę.
      2. Pozostawić wosk do ostygnięcia w temperaturze -20 °C na stole do zamrażania. Po zastygnięciu wosku usuń blok wosku z ramy osadzającej i przytnij go.
    7. Umieść przycięty blok wosku na krajalnicy parafinowej, ustawiony na grubość 5 μm i rozmiar 2 cm x 2 cm. Po podziale na sekcje pozostawić skrawki na rozsiewaczu z ciepłą wodą o temperaturze 45 °C w celu spłaszczenia tkanki. Weź chusteczkę za pomocą szkiełka i piecz plastry w piekarniku w temperaturze 65 °C przez 2 godziny.
    8. Po wyschnięciu wody i stopieniu wosku usuń szkiełko z tkanką i użyj go do barwienia hematoksyliną i eozyną (HE) oraz immunohistochemiczną (IHC)16. Upewnij się, że sekcje są przyklejone do szkiełek w celu zabarwienia.

3. Barwienie HE pierwotnego guza i płuca

  1. Deparafinowanie
    1. Szkiełka z sekcjami umieścić w ksylenie na 10 minut.
    2. Włożyć do bezwodnego alkoholu (100%) (dwie butelki) na około 3 minuty każda.
    3. Przenieś do 95% alkoholu (dwie butelki) na około 3 minuty każda.
    4. Przejdź do 80% alkoholu na około 3 min.
    5. Przejść do 50% alkoholu na około 3 min.
    6. Wejdź do wody z kranu i zmywaj alkohol przez około 1 minutę.
  2. Barwienia
    1. Przenieś szkiełka do hematoksyliny na 8 minut.
    2. Przenieś szkiełka do wody na 1 minutę, aby zmyć hematoksylinę; tkanka zmieni kolor z niebieskiego na czerwony.
    3. Przenieś szkiełka do 1% alkoholu kwasu solnego na około 30 s.
    4. Przenieś szkiełka do wody, myjąc przez 5 minut.
    5. Przenieś szkiełka do eozyny na 90 s, a następnie umyj je wodą przez 5 minut.
    6. Przenieś szkiełka do 50% alkoholu, 80% alkoholu, 95% alkoholu (dwie butelki) i alkoholu bezwodnego (100%) (dwie butelki) na 1 minutę każda.
    7. Przenieś szkiełka do ksylenu na 5 minut.
    8. Po wyschnięciu szkiełek uszczelnij je neutralną żywicą.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Indukowaliśmy mATC, aby zbadać wzrost guza, czas przeżycia myszy oraz cechy patologiczne. Po indukcji myszy zostały uśpione, a próbki (tarczycy, płuc i wątroby) pobrano po wystąpieniu jednego z następujących warunków: 1) niewydolności oddechowej spowodowanej uciskiem guza; 2) spadku apetytu i nieprawidłowej wokalizacji; 3) nadmiernej letargii; oraz 4) utraty masy ciała powyżej 20%. Podczas procesu pobierania próbek stwierdzono, że u wszystkich myszy (12/12) po indukcji pomyślnie rozwinęły się guzy. Zapisano czas przeżyci...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Krytyczne kroki w protokole rozwarstwienia guza tarczycy
Podczas sekcji należy prawidłowo zrozumieć anatomiczne położenie tarczycy. Tarczyca to gruczoł w kształcie motyla znajdujący się po grzbietowej stronie gruczołu podżuchwowego w pobliżu chrząstki tarczycy i tchawicy. Podczas zabiegu starannie unikano przecinania tętnic krwionośnych po obu stronach szyi.

Modyfikacja i rozwiązywanie problemów z rasą mATC
ATC jest rzadkim i bardzo agresywnym nowotw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Narodowy Program Rozwoju Kluczowych Badań w Chinach (2021YFA1301203); Chińską Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych (82103031, 82103918, 81973408, 82272933); Projekt Inkubacji Badań Klinicznych, Szpital Zachodniochiński, Uniwersytet Syczuański (22HXFH019); Projekt Współpracy Międzynarodowej Miejskiego Biura Nauki i Technologii w Chengdu (2020-GH02-00017-HZ); Fundacja Nauk Przyrodniczych w Syczuanie, 2022NSFSC1314; "1.3.5 project for disciplines of excellence, West China Hospital, Sichuan University" (ZYJC18035, ZYJC18025, ZYYC20003, ZYJC18003); oraz Program Nauki i Technologii Sichuan (2023YFS0098).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
100x  Roztwór do odzyskiwania antygenu cytrynianowego (PH 6,0)MXBCat# MVS-0101
50x roztwór do odzyskiwania antygenu EDTA (pH 9,5)ZSGB-GIOCat# ZLI-9071
Brafflox/wtWspółpraca z Instytutem Nauk Przyrodniczych, eBond Pharmaceutical Technology Ltd, Chengdu, Chiny
Kaspaza-3BeyotimeCat# AC033
CD8Technologia sygnalizacji komórkowejKat# 98941; RRID:AB_2756376
CD206Technologia sygnalizacji komórkowejCat# 24595; RRID:AB_2892682
Komora do indukcji znieczuleniaRWDlifescience
Ulepszony zestaw chromogeniczny DABMXBCat# DAB-2031
Roztwór do barwienia eozynyZSGB-GIOCat# ZLI-9613
F4/80AbcamCat# 100790; RRID:AB_10675322
Technologia sygnalizacji komórkowejFoxp3Cat# 12653; RRID:AB_2797979
Całkowicie zamknięty odwadniacz tkanekLeica BiosystemsASP300S
Roztwór do barwienia hematoksylinyZSGB-GIOCat# ZLI-9610
HistoCore Arcadia w pełni automatyczna maszyna do zatapiania tkanekLeica Biosystems
Ki67BeyotimeCat# AF1738
Krajalnica obrotowaRWDlifescience  Zestawy detekcyjne Minux S700
SPlink (systemy wykrywania HRP biotyny-streptawidyny)ZSGB-GIOCat# SP-9001
TPO-cre/ERT2myszy Współpraca z Instytutem Nauk Przyrodniczych, eBond Pharmaceutical Technology Ltd, Chengdu, Chiny
Trp53flox/wt myszWspółpraca z Instytutem Nauk Przyrodniczych, eBond Pharmaceutical Technology Ltd, Chengdu, Chiny
Ultradźwiękowa kruszarka do komórekNingbo Xinyi Ultrasound Equipment Co., LtdJY92-IIN
Żel ultrasonograficznyKepplerKL-250
System ultrasonograficznyVisualSonicsVevo 3100
myszy

Bibliografia

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2019. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 69 (1), 7-34 (2019).
  2. Parenti, R., Salvatorelli, L., Magro, G. Anaplastic thyroid carcinoma: Current treatments and potential new therapeutic options with emphasis on TfR1/CD71. International Journal of Endocrinology. 2014, 685396(2014).
  3. Baldini, E., et al. In vitro and in vivo effects of the urokinase plasminogen activator inhibitor WX-340 on anaplastic thyroid cancer cell lines. International Journal of Molecular Sciences. 23 (7), 3724(2022).
  4. Haugen, B. R. American Thyroid Association Management guidelines for adult patients with thyroid nodules and differentiated thyroid cancer: what is new and what has changed. Cancer. 123 (3), 372-381 (2015).
  5. O'Neill, J. P., Shaha, A. R. Anaplastic thyroid cancer. Oral Oncology. 49 (7), 702-706 (2013).
  6. Simoes-Pereira, J., Capitao, R., Limbert, E., Leite, V. Anaplastic thyroid cancer: Clinical picture of the last two decades at a single oncology referral centre and novel therapeutic options. Cancers. 11 (8), 1188(2019).
  7. Fagin, J. A., Wells, S. A. Biologic and clinical perspectives on thyroid cancer. The New England Journal of Medicine. 375 (11), 1054-1067 (2016).
  8. Neff, R. L., Farrar, W. B., Kloos, R. T., Burman, K. D. Anaplastic thyroid cancer. Endocrinology and Metabolism Clinics of North America. 37 (2), 525-538 (2008).
  9. Lareau, C. A., et al. Droplet-based combinatorial indexing for massive-scale single-cell chromatin accessibility. Nature Biotechnology. 37 (8), 916-924 (2019).
  10. Guo, H., et al. Single-cell methylome landscapes of mouse embryonic stem cells and early embryos analyzed using reduced representation bisulfite sequencing. Genome Research. 23 (12), 2126-2135 (2013).
  11. Mooijman, D., Dey, S. S., Boisset, J. -C., Crosetto, N., van Oudenaarden, A. Single-cell 5hmC sequencing reveals chromosome-wide cell-to-cell variability and enables lineage reconstruction. Nature Biotechnology. 34 (8), 852-856 (2016).
  12. Smallridge, R. C., Marlow, L. A., Copland, J. A. Anaplastic thyroid cancer: molecular pathogenesis and emerging therapies. Endocrine-Related Cancer. 16 (1), 17-44 (2009).
  13. Charles, R. -P. Overview of genetically engineered mouse models of papillary and anaplastic thyroid cancers: enabling translational biology for patient care improvement. Current Protocols in Pharmacology. 69, 1-14 (2015).
  14. Tuttle, R. M., Haugen, B., Perrier, N. D. Updated American joint committee on cancer/tumor-nodemetastasis staging system for differentiated and anaplastic thyroid cancer (8th Edition): What changed and why. Thyroid. 27 (6), 751-756 (2017).
  15. McFadden, D. G., et al. p53 constrains progression to anaplastic thyroid carcinoma in a Braf-mutant mouse model of papillary thyroid cancer. Protocols of the National Academy of Sciences. 111 (16), 1600-1609 (2014).
  16. Gunda, V., et al. Combinations of BRAF inhibitor and anti-PD-1/PD-L1 antibody improve survival and tumour immunity in an immunocompetent model of orthotopic murine anaplastic thyroid cancer. British Journal of Cancer. 119 (10), 1223-1232 (2018).
  17. He, Y., et al. High-resolution ultrasonography for the analysis of orthotopic ATC tumors in a genetically engineered mouse model. Journal of Visualized Experiments. (188), e64615(2022).
  18. Zhang, L., et al. Novel recurrent altered genes in Chinese patients with anaplastic thyroid cancer. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 106 (4), 988-998 (2021).
  19. Luo, H., et al. Pan-cancer single-cell analysis reveals the heterogeneity and plasticity of cancer-associated fibroblasts in the tumor microenvironment. Nature Communications. 13 (1), 6619(2022).
  20. Luo, H., et al. Characterizing dedifferentiation of thyroid cancer by integrated analysis. Science Advances. 7 (31), (2021).
  21. Knostman, K. A. B., Jhiang, S. M., Capen, C. C. Genetic alterations in thyroid cancer: the role of mouse models. Veterinary Pathology. 44 (1), 1-14 (2007).
  22. Kim, C. S., Zhu, X. Lessons from mouse models of thyroid cancer. Thyroid. 19 (12), 1317-1331 (2009).
  23. Champa, D., Di Cristofano, A. Modeling anaplastic thyroid carcinoma in the mouse. Hormones and Cancer. 6 (1), 37-44 (2015).
  24. Cabanillas, M. E., Ryder, M., Jimenez, C. Targeted therapy for advanced thyroid cancer: kinase inhibitors and beyond. Endocrine Reviews. 40 (6), 1573-1604 (2019).
  25. Ljubas, J., Ovesen, T., Rusan, M. A systematic review of phase II targeted therapy clinical trials in anaplastic thyroid cancer. Cancers. 11 (7), 943(2019).
  26. Huang, N. -S., et al. An update of the appropriate treatment strategies in anaplastic thyroid cancer: a population-based study of 735 patients. International Journal of Endocrinology. 2019, 8428547(2019).
  27. Subbiah, V., et al. Dabrafenib and trametinib treatment in patients with locally advanced or metastatic BRAF V600-mutant anaplastic thyroid cancer. Journal of Clinical Oncology. 36 (1), 7-13 (2018).
  28. Baldini, E., et al. Effects of selective inhibitors of Aurora kinases on anaplastic thyroid carcinoma cell lines. Endocrine-Related Cancer. 21 (5), 797-811 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mysi model nowotworudynamika guzain ynieria genetycznaprzerzuty nowotworubarwienie immunohistochemicznewycinanie tarczycymikro rodowisko guzaindukcja tamoksyfenemkrzywa prze ywalno ci
Samoistny mysi model anaplastycznego raka tarczycy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.