Artykuł metodologiczny

Generacja modelu spontanicznego autoimmunologicznego zapalenia tarczycy u myszy

DOI:

10.3791/64609

⸱

17 marca 2023

 ,  ,  ,  , 
1Thyroid and Parathyroid Surgery Center, West China Hospital of Sichuan University, 2The Laboratory of Thyroid and Parathyroid Disease, West China Hospital of Sichuan University, 3State Key Laboratory of Biotherapy and Cancer Center, West China Hospital, Sichuan University and Collaborative Innovation Center

W tym artykule

Informacja o sprostowaniu

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ustalono kilka typów zwierzęcych modeli zapalenia tarczycy Hashimoto, podobnie jak spontaniczne autoimmunologiczne zapalenie tarczycy u myszy NOD. Myszy H-2h4 to prosty i niezawodny model do indukcji HT. W tym artykule opisano to podejście i oceniono proces patologiczny w celu lepszego zrozumienia mysiego modelu SAT.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ostatnich latach zapalenie tarczycy typu Hashimoto (HT) stało się najczęstszą autoimmunologiczną chorobą tarczycy. Charakteryzuje się naciekaniem limfocytów i wykrywaniem swoistych autoprzeciwciał w surowicy. Chociaż potencjalny mechanizm wciąż nie jest jasny, ryzyko zapalenia tarczycy typu Hashimoto jest związane z czynnikami genetycznymi i środowiskowymi. Obecnie istnieje kilka rodzajów modeli autoimmunologicznego zapalenia tarczycy, w tym eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie tarczycy (EAT) i spontaniczne autoimmunologiczne zapalenie tarczycy (SAT).

EAT u myszy jest powszechnym modelem HT, który jest immunizowany lipopolisacharydem (LPS) w połączeniu z tyreoglobuliną (Tg) lub uzupełniany kompletnym adiuwantem Freunda (CFA). Model myszy EAT jest szeroko stosowany u wielu typów myszy. Jednak postęp choroby jest bardziej prawdopodobny związany z odpowiedzią przeciwciał Tg, która może się różnić w różnych eksperymentach.

SAT jest również szeroko stosowany w badaniu RR w NOD. Mysz H-2h4. Skinienie głową. Mysz H2h4 to nowy szczep uzyskany ze skrzyżowania myszy z nieotyłym cukrzycą (NOD) z witaminą B10. A(4R), który jest znacząco indukowany dla HT z jodem podawanym lub bez niego. Podczas indukcji NOD. Mysz H-2h4 ma wysoki poziom TgAb, któremu towarzyszy naciek limfocytów w tkance pęcherzykowej tarczycy. Jednak w przypadku tego typu modelu mysiego istnieje niewiele badań, które kompleksowo oceniają proces patologiczny podczas indukcji jodu.

W tym badaniu ustalono mysi model SAT do badań nad HT, a proces zmiany patologicznej jest oceniany po długim okresie indukcji jodu. Dzięki temu modelowi naukowcy mogą lepiej zrozumieć patologiczny rozwój HT i badać nowe metody leczenia HT.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zapalenie tarczycy (HT) Hashimoto, znane również jako przewlekłe limfocytarne zapalenie tarczycy lub autoimmunologiczne zapalenie tarczycy, zostało po raz pierwszy opisane w 1912 roku1. HT charakteryzuje się naciekaniem limfocytów i uszkodzeniem tkanki pęcherzykowej tarczycy. Badania laboratoryjne objawiają się głównie zwiększeniem stężenia przeciwciał specyficznych dla tarczycy, w tym przeciwciała przeciwko tyreoglobulinie (TgAb) i przeciwciała przeciwko peroksydazie tarczycowej (TPOAb)2. Częstość występowania HT mieści się w przedziale 0,4%-1,5%, co stanowi 20%-25% wszystkich chorób tarczycy, a wartość ta wzrosła w ostatnich latach3. Ponadto wiele badań wykazało, że HT jest związany z onkogenezą i nawrotami raka brodawkowatego tarczycy (PTC)4,5; Potencjalne mechanizmy wciąż budzą kontrowersje. Autoimmunologiczne zapalenie tarczycy jest również ważnym czynnikiem niepłodności kobiet6. W związku z tym patogeneza HT musi być jasna, dla czego niezbędny jest stabilny i prosty model zwierzęcy.

Do zbadania etiologii HT wykorzystano dwa główne rodzaje modeli mysich, w tym eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie tarczycy (EAT) i spontaniczne autoimmunologiczne zapalenie tarczycy (SAT) w obecnych badaniach7,8. Podatne myszy zostały uodpornione specyficznymi antygenami tarczycy (w tym surową tarczycą, oczyszczoną tyreoglobuliną [TG], peroksydazą tarczycową [TPO], rekombinowaną ektodomeną TPO i wybranymi peptydami TPO) w celu ustalenia mysiego modelu EAT. Ponadto adiuwanty, w tym lipopolisacharyd (LPS), kompletny adiuwant Freunda (CFA) i inne nietypowe adiuwanty, są również stosowane podczas immunizacji w celu rozbicia tolerancji immunologicznej9,10,11,12,13,14,15,16,17.

Model SAT jest ważnym modelem do badania spontanicznego rozwoju autoimmunologicznego zapalenia tarczycy, który opiera się na NOD. Myszy H-2h4. Skinienie głową. Mysz H-2h4 to nowy szczep uzyskany ze skrzyżowania NOD i B10. Myszy A(4R), po których następuje wielokrotne krzyżowanie wsteczne z NOD, z genem podatności na autoimmunologiczne zapalenie tarczycy IAk18,19. SKINIENIE. Myszy H-2h4 nie chorują na cukrzycę, ale mają wysoką częstość występowania autoimmunologicznego zapalenia tarczycy i zespołu Sjögrena (SS)19. Badania wykazały, że wewnątrzkomórkowa cząsteczka adhezyjna-1 (ICAM-1) ulega silnej ekspresji w tkance tarczycy NOD. Myszy H-2h4 w wieku 3-4 tygodni. Ponadto, wraz ze wzrostem spożycia jodu, zwiększa się immunogenność cząsteczki tyreoglobuliny, co dodatkowo zwiększa ekspresję ICAM-1, który odgrywa ważną rolę w procesie infiltracji monocytów21. Model ten symuluje proces autoimmunologiczny, jednocześnie weryfikując zależność między dawką jodu a nasileniem choroby. Ustalona metoda jest stabilna, z dużym prawdopodobieństwem sukcesu. Model SAT jest stosowany do wywoływania autoimmunologicznego zapalenia tarczycy od wielu lat i nadal jest skuteczną metodą badania patogenezy autoimmunologicznego zapalenia tarczycy. Jednak obecna metoda budowy modelu EAT jest bardziej skomplikowana i kosztowna; Różne laboratoria stosują różne metody immunizacji i miejsca wstrzyknięć. Co więcej, myszy o różnym pochodzeniu genetycznym mają różne wskaźniki indukcji, które wymagają dalszych badań, aby ujawnić silny mechanizm.

Jednak rozwój zapalenia tarczycy w modelu SAT jest związany z jodkiem sodu, dymorfizmem płciowym i warunkami hodowli. Aby ujawnić właściwe postępowanie w autoimmunologicznym zapaleniu tarczycy w modelu SAT, w artykule opisano metodę indukcji autoimmunologicznego zapalenia tarczycy w różnych stanach. Ponadto pozwala na badanie patogenezy i postępu immunologicznego autoimmunologicznego zapalenia tarczycy w różnych stadiach tej choroby.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół opisany poniżej został zatwierdzony przez wytyczne dotyczące pielęgnacji i użytkowania ustanowione przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Syczuańskiego.

1. Przygotowanie

  1. Umieść wszystkie myszy w określonych warunkach wolnych od patogenów w 12-godzinnych cyklach światła i ciemności (rozpoczynających się odpowiednio o 07:00 i 19:00). Utrzymuj temperaturę w pomieszczeniu na poziomie 22 °C. Zmieniaj materiały pościelowe co tydzień. Zapewnij odpowiednią ilość standardowej karmy dla gryzoni i wody.
  2. Przygotowując roztwór podstawowy NaI w wodzie, odważyć 2,5 g związku i rozpuścić go w 50 ml sterylnej, czystej wody pod wirowaniem, aby uzyskać roztwór podstawowy o stężeniu 5%. Roztwór podstawowy należy przechowywać w zamrażarce o temperaturze 4°C, unikając światła, przez okres do 8 tygodni.
  3. Aby przygotować roztwór roboczy NaI, należy pobrać 2,5 ml roztworu podstawowego i rozpuścić go w 250 ml zwykłej wody jako dziennej wody pitnej dla NOD. H-2h4 myszy, aby uzyskać roztwór roboczy 0,05%.

2. Indukcja zapalenia tarczycy

  1. Model satelitarny
    1. Przygotuj NOD. Myszy H-2h4 (w wieku 8 tygodni) do badania polegającego na trzymaniu wszystkich myszy tej samej płci (bez dymorfizmu płciowego) w klatkach barierowych (pięć zwierząt na klatkę) w warunkach żywienia opisanych w kroku 1.1.
    2. Aby wywołać autoimmunologiczne zapalenie tarczycy w NOD. Myszy H-2h4, karm wszystkie myszy 0,05% NaI przez 8 tygodni. Zmieniaj wodę NaI co tydzień i oceniaj stan myszy co tydzień, w tym wygląd, wagę, apetyt, stan psychiczny i mobilność.
  2. Model EAT
    1. Przygotować myszy BALB/c (w wieku 8 tygodni) do badania, trzymając wszystkie myszy tej samej płci (bez dymorfizmu płciowego) w klatkach barierowych (pięć zwierząt w klatce) w warunkach żywienia opisanych w kroku 1.1. Karm wszystkie myszy 0,05% NaI przez 8 tygodni.
    2. Przez pierwsze 2 tygodnie raz w tygodniu wstrzykiwać podskórnie mieszaninę CFA i Tg (200 μl).
    3. Od trzeciego tygodnia należy wstrzykiwać podskórnie mieszaninę IFA i Tg (200 μl) raz w tygodniu przez 3 tygodnie.

3. Pomiary

  1. Przygotowanie próbek krwi obwodowej
    1. Po indukcji znieczulić myszy objętością 0,01 ml / g środka znieczulającego przez wstrzyknięcie dootrzewnowe. Przygotuj środek znieczulający, mieszając midazolam (40 μg/100 μl do sedacji), medetomidynę (7,5 μg/100 μl do sedacji) i winian butorfanolu (50 μg/100 μl do analgezji) w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).
      UWAGA: Specyficzne stężenia każdego składnika w mieszaninie anestezjologicznej to: midazolam 13,33 μg / 100 μL, medetomidyna 2,5 μg / 100 μl i butorfanol 16,7 μg / 100 μL. W przypadku konkretnych dawek stosowanych u myszy dawki to: midazolam 4 μg / g, medetomidyna 0,75 μg / g i butorfanol 1,67 μg / g. Głębokość znieczulenia została potwierdzona, gdy mięśnie kończyn myszy rozluźniły się, wąsy nie reagowały na dotyk i nastąpiła utrata odruchu pedałowania.
    2. Po znieczuleniu myszy przygotuj próbki krwi obwodowej, przytrzymując mysz jedną ręką i naciskając skórę oka, aby wystawała gałka oczna. Następnie włóż rurkę kapilarną do wewnętrznego kącika oka i wniknij pod kątem 30-45 stopni do płaszczyzny nozdrza. Wywieraj nacisk, delikatnie obracając rurkę kapilarną. Krew będzie przepływać do rurki poprzez działanie kapilarne.
    3. Umieścić krew w lodówce o temperaturze 4 °C na 2 godziny, a następnie odwirować przy 1 000 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C w celu uzyskania próbki. W celu dalszej analizy należy przechowywać pozostałą część próbki w temperaturze -80 °C.
  2. Przygotowanie próbek tkanek tarczycy
    1. Humanitarna eutanazja zwierzęcia zgodnie z polityką instytucjonalną. Następnie należy wyciąć ścianę klatki piersiowej, aby odsłonić serce, rozciąć prawy przedsionek i wlać sól fizjologiczną do lewej komory za pomocą igły do infuzji dożylnej przymocowanej do strzykawki o pojemności 20 ml, aż tkanka stanie się biała.
    2. Zamocuj mysz na stole sekcyjnym za pomocą szpilek. Wysterylizuj szyję 75% etanolem. Przetnij skórę myszy wzdłuż środkowej linii szyi od górnej części mostka do dolnej szczęki nożyczkami do tkanek, aby całkowicie odsłonić tkankę szyi.
    3. Obserwuj parę różowych gruczołów, gruczołów podżuchwowych, poniżej których znajduje się przedni mięsień tchawicy. Oddziel gruczoły i mięśnie nożyczkami okulistycznymi i kleszczami, aby odsłonić tchawicę i chrząstkę tarczycy.
    4. Oddziel tkankę pod chrząstką, używając zakrzywionych kleszczy, aby zebrać razem chrząstkę i tchawicę. Przeciąć odpowiednio dystalne i proksymalne końce chrząstki i tchawicy i usunąć tarczycę wraz z tchawicą.
    5. Zanurz gruczoły w 4% paraformaldehydzie na 12-24 godziny. Następnie przenieś tkankę do 70% etanolu.
    6. Umieścić poszczególne płaty materiału do biopsji tarczycy w kasetach procesowych i odwodnić przez następujący szeregowy gradient alkoholu: 70%, 80%, 90%, 95%, 100%, 100%, etanol przez 40 min każdy; 1/2 ksylen + 1/2 etanol absolutny przez 2 godziny; 100% ksylen przez 1,5 h; 100% ksylen przez 1,5 h; 1/2 ksylen + 1/2 parafina przez 2 godziny; piec w temperaturze 40 ° C przez 40 min; parafina I przez 30 min; i parafina II przez 30 min. Osadź je w blokach wosku parafinowego.
    7. Przed barwieniem należy odparafinować skrawki tkanki tarczycy o grubości 5 μm w ksylenie (w następujący sposób) i ponownie nawodnić za pomocą następujących malejących stężeń etanolu: ksylen I przez 10 min; ksylen II przez 10 min; ksylen III przez 10 min; etanol bezwzględny I przez 5 min; etanol bezwzględny II przez 5 min; 90% alkoholu przez 5 min; 80% alkoholu przez 5 min; 70% alkoholu przez 5 min; i 50% alkoholu przez 5 min.
    8. Wybarwić tkanki hematoksyliną i eozyną (H&E). Plamić hematoksyliną przez 15 min, płukać wodą z kranu przez 15 min, dodawać 1% etanolu kwasu solnego przez 10 s, płukać bieżącą wodą, a następnie 50%, 70% i 80% etanolem, każdy przez 3 min. Wykonać barwienie etanolem 0,5% eozyny przez 2 min i spłukać bieżącą wodą. Skrawki parafiny umieszczać kolejno w 75% etanolu przez 2 min, 85% etanolu przez 2 min, etanolu absolutnym przez 5 min i ksylenie przez 5 min. Przymocuj plastry za pomocą neutralnej gumy i szkiełek szkiełkowych.
    9. Aby ocenić zakres limfocytarnego zapalenia tarczycy, należy ocenić skrawki tarczycy w następujący sposób: 0: niewielka lub żadna infiltracja limfocytów w tkance tarczycy; 1+: więcej niż 1/8 gruczołu jest naciekana w jednym lub kilku ogniskach; 2+: nie więcej niż 1/4 gruczołu jest naciekana limfocytami; 3+: 1/4-1/2 gruczołu jest naciekana limfocytami; 4+: Zniszczeniu ulega więcej niż 1/2 gruczołu.
      UWAGA: Zaleca się usunięcie chrząstki tarczycy, aby zachować całą strukturę tarczycy myszy, która jest zbyt mała, aby usunąć ją z tchawicy.
  3. Pomiar TPOAb
    UWAGA: Komórki jajnika chomika chińskiego (CHO) stabilnie eksprymujące TPO myszy zostały ustalone w naszym laboratorium. Mysie TPO cDNA zostało wycięte przez XbaI i NheI. Następnie cDNA przeniesiono do pcDNA5/FRT. Po pomyślnym skonstruowaniu plazmidu przetoczono go do komórek CHO i wyselekcjonowano za pomocą higromycyny B (100 g / ml).
    1. Po zbudowaniu komórek mTPO-CHO rozcieńczyć surowice myszy z kroku 3.1.3 (1:50) i inkubować z komórkami mTPO-CHO przez 2 godziny. Po inkubacji wykluczyć barwienie komórek jodkiem propidyny (1 g / ml) i przeanalizować próbkę za pomocą cytometrii przepływowej przy użyciu sprzężonej z izotiocyjanianem fluoresceiny, oczyszczonej z powinowactwa koziej anty-mysiej IgG. Przesiewaj ocalałe populacje pojedynczych komórek za pomocą kanałów FSC-A i SSC-A i wybierz komórki oznaczone FITC- i PI z populacji pojedynczych komórek21.
    2. Uwzględnij surowicę nieuodpornionych myszy BALB/c lub C57BL/6 związanych z IgG jako kontrolę ujemną. Uwzględnij mysie przeciwciała monoklonalne przeciwko ludzkiemu TPO22 jako pozytywne kontrole, które rozpoznają mysie TPO23. Wyraź dane powiązania TPO jako średnie geometryczne.
  4. Pomiar TgAb
    UWAGA: Użyj zestawu ELISA, aby wykryć tyreoglobulinę, postępując zgodnie z instrukcjami producenta.
    1. Rozcieńczyć próbki wzorcowe w probówce mikrowirówki zgodnie z instrukcją. Wyjmij zestaw z lodówki i przechowuj go w temperaturze pokojowej przez 30 minut.
    2. Ustaw studzienki standardowe, studzienki ślepe i studzienki testowe. Ślepe studzienki otrzymują tylko bufor, podczas gdy standardowe studnie otrzymują standardowe roztwory. Dodać 10 μl próbek do studzienek testowych. Podczas dodawania próbek staraj się nie dotykać ścianek studzienek i delikatnie potrząśnij płytką, aby przesunąć próbki na dno studzienek.
    3. Uwzględnij surowicę od myszy BALB/c uodpornioną Tg, CFA i IFA24 jako kontrolę pozytywną i surowicę od 8-tygodniowego NOD. Myszy H-2h4 na zwykłej wodzie jako kontrola ujemna.
    4. Próbki inkubować w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 30 minut. Rozcieńczyć bufor płuczący wodą destylowaną w stosunku 1:30. Następnie usuń folię uszczelniającą, strząśnij płyn znajdujący się wewnątrz płytki enzymatycznej i osusz na papierze chłonnym, a następnie dodaj 350 μl buforu myjącego przez 30 s. Powtórz tę procedurę pięć razy, a następnie osusz studzienki.
    5. Dodać 50 μl odczynnika do znakowania enzymów do każdej studzienki, z wyjątkiem studzienek ślepych, i inkubować w łaźni wodnej o temperaturze 37 ° przez 30 minut. Usunąć folię uszczelniającą, strząsnąć płyn z płytki enzymatycznej i osuszyć na bibułę chłonną.
    6. Dodać 50 μl wywoływacza A do każdego dołka, a następnie 50 μl wywoływacza B i delikatnie wstrząsać studzienkami, aby mieszać przez 5 minut. Dodawać 50 μl roztworu terminacyjnego do każdej studzienki przez 15 minut, aby zatrzymać reakcję. Zmierzyć absorbancję (OD) każdej studzienki przy długości fali 450 nm za pomocą czytnika mikropłytek. Przedstaw dane TgAb jako gęstość optyczną (OD) przy 490 nm.
  5. Pomiar T4 i hormonu tyreotropowego (TSH)
    UWAGA: Zmierz poziomy T4 i TSH (w podwielokrotnościach 10 μl) za pomocą testu ELISA, postępując zgodnie z instrukcjami producenta.
    1. Rozcieńczyć sprzężony enzym w stosunku 1:11 rozcieńczalnikiem do oznaczania; rozcieńczyć próbki do pomiaru (1:100) przy użyciu 0,01 M PBS.
    2. Dodać 10 μl wzorca i próbkę do odpowiednich studzienek, dodać 100 μl sprzężonego enzymu do każdej studzienki i inkubować w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę.
    3. Wylej płyn do studzienek i wyczyść go trzykrotnie buforem myjącym.
    4. Dodać 100 μl 3,3',5,5'-tetrametylobenzydyny (TMB) i inkubować w temperaturze pokojowej przez 15 minut.
    5. Dodaj 50 μl roztworu zatrzymującego i delikatnie mieszaj przez 15-20 s.
    6. Oznaczyć absorbancję (OD) za pomocą czytnika mikropłytek o długości fali 450 nm i obliczyć stężenie próbki.
    7. Użyj oprogramowania statystycznego do wykonania testu t lub testu sumy rang i wykreśl wyniki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zmiany histologiczne były uderzająco różne u kobiet i mężczyzn, czas przyjmowania jodu i roztwór NaI. Jak pokazano w Rysunek 1, ~10% NOD. Myszy H-2h4 rozwinęły SAT nawet bez indukcji jodu w wieku 24 tygodni, a wszystkie myszy ostatecznie rozwinęło zapalenie tarczycy. Po podaniu zwykłej wody nie było znaczącej różnicy w zmianach histologicznych między samcami i samicami. Dodanie NaI do wody pitnej przyspieszyło rozwój zapalenia tarczycy. W roztworach 0,005%, 0,05% i 0,5% SAT osiągnął maksymal...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

HT występuje z powodu zaburzenia układu autoimmunologicznego spowodowanego przez limfocyty naciekające tarczycę, co dodatkowo upośledza funkcję tarczycy, jednocześnie wytwarzając przeciwciała specyficzne dla tarczycy. Poziomy TSH, TgAb i TPOAb w surowicy u pacjentów z HT są znacznie podwyższone27. Obecnie dwa główne rodzaje modeli mysich są szeroko stosowane do badania etiologii autoimmunologicznego zapalenia tarczycy: EAT i SAT29. Myszy EAT są w większości immunizowane prz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszyscy autorzy deklarują, że nie mają sprzecznych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mysie przeciwciała monoklonalne przeciwko ludzkiemu TPO (używane jako kontrola pozytywna) zostały dostarczone przez Dr. P. Caryona i Dr. J. Rufa (Marsylia, Francja). Autorzy dziękują wszystkim uczestnikom tego badania oraz członkom naszego zespołu badawczego. Prace te były częściowo wspierane przez granty z Funduszu Wsparcia Podoktorskiego Szpitala Zachodniochińskiego, Uniwersytet Sichuan, Chiny (2020HXBH057) oraz Programu Wsparcia Nauki i Technologii Prowincji Syczuan (projekt nr 2021YFS0166)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Winian butorfanoluSupelcoL-044 
Chlorowodorek deksmedetomidyny Sigma-Aldrich145108-58-3
Test immunoenzymatyczny (ELISA) dobrzeSigma-AldrichM9410-1CS
Etanolmacklin64-17-5 
Freund' s Adiuwant, Kompletny Sigma-AldrichF5881 
Freund' s Adiuwant, niekompletny Sigma-AldrichF5506
Koza anty-mysia IgG invitrogenSA5-10275 
Roztwór midazolamu SupelcoM-908 
Mysz/szczur tyroksyna (T4) ELISACalbiotechDKO045
Paraformaldehydmacklin30525-89-4 
Jodek propidynySigma-AldrichP4864
Jodek soduSigma-Aldrich 7681-82-5
TyreoglobulinaSigma-Aldrich T1126
Tyreoglobulina  Zestaw ELISAThermo ScientificEHTGX5
TSH ELISACalbiotechDKO200
Ksylenmacklin1330-20-7

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ralli, M., et al. Hashimoto's thyroiditis: An update on pathogenic mechanisms, diagnostic protocols, therapeutic strategies, and potential malignant transformation. Autoimmunity Reviews. 19 (10), 102649(2020).
  2. Zhang, Q. Y., et al. Lymphocyte infiltration and thyrocyte destruction are driven by stromal and immune cell components in Hashimoto's thyroiditis. Nature Communications. 13 (1), 775(2022).
  3. Ruggeri, R. M., et al. Autoimmune comorbidities in Hashimoto's thyroiditis: different patterns of association in adulthood and childhood/adolescence. European Journal of Endocrinology. 176 (2), 133-141 (2017).
  4. Resende de Paiva, C., Grønhøj, C., Feldt-Rasmussen, U., von Buchwald, C. Association between Hashimoto's thyroiditis and thyroid cancer in 64,628 patients. Frontiers in Oncology. 7, 53(2017).
  5. Ehlers, M., Schott, M. Hashimoto's thyroiditis and papillary thyroid cancer: are they immunologically linked. Trends in Endocrinology and Metabolism. 25 (12), 656-664 (2014).
  6. Medenica, S., et al. The role of cell and gene therapies in the treatment of infertility in patients with thyroid autoimmunity. International Journal of Endocrinology. 2022, 4842316(2022).
  7. Rose, N. R. The genetics of autoimmune thyroiditis: the first decade. Journal of Autoimmunity. 37 (2), 88-94 (2011).
  8. Kolypetri, P., King, J., Larijani, M., Carayanniotis, G. Genes and environment as predisposing factors in autoimmunity: acceleration of spontaneous thyroiditis by dietary iodide in NOD.H2(h4) mice. International Reviews of Immunology. 34 (6), 542-556 (2015).
  9. Terplan, K. L., Witebsky, E., Rose, N. R., Paine, J. R., Egan, R. W. Experimental thyroiditis in rabbits, guinea pigs and dogs, following immunization with thyroid extracts of their own and of heterologous species. The American Journal of Pathology. 36 (2), 213-239 (1960).
  10. Alexopoulos, H., Dalakas, M. C. The immunobiology of autoimmune encephalitides. Journal of Autoimmunity. 104, 102339(2019).
  11. Noviello, C. M., Kreye, J., Teng, J., Prüss, H., Hibbs, R. E. Structural mechanisms of GABA receptor autoimmune encephalitis. Cell. 185 (14), 2469-2477 (2022).
  12. Pudifin, D. J., Duursma, J., Brain, P. Experimental autoimmune thyroiditis in the vervet monkey. Clinical and Experimental Immunology. 29 (2), 256-260 (1977).
  13. Esquivel, P. S., Rose, N. R., Kong, Y. C. Induction of autoimmunity in good and poor responder mice with mouse thyroglobulin and lipopolysaccharide. The Journal of Experimental Medicine. 145 (5), 1250-1263 (1977).
  14. Kong, Y. C., et al. HLA-DRB1 polymorphism determines susceptibility to autoimmune thyroiditis in transgenic mice: definitive association with HLA-DRB1*0301 (DR3) gene. The Journal of Experimental Medicine. 184 (3), 1167-1172 (1996).
  15. Kotani, T., Umeki, K., Hirai, K., Ohtakia, S. Experimental murine thyroiditis induced by porcine thyroid peroxidase and its transfer by the antigen-specific T cell line. Clinical and Experimental Immunology. 80 (1), 11-18 (1990).
  16. Ng, H. P., Banga, J. P., Kung, A. W. C. Development of a murine model of autoimmune thyroiditis induced with homologous mouse thyroid peroxidase. Endocrinology. 145 (2), 809-816 (2004).
  17. Ng, H. P., Kung, A. W. C. Induction of autoimmune thyroiditis and hypothyroidism by immunization of immunoactive T cell epitope of thyroid peroxidase. Endocrinology. 147 (6), 3085-3092 (2006).
  18. Ellis, J. S., Braley-Mullen, H. Mechanisms by which B cells and regulatory T Cells influence development of murine organ-specific autoimmune diseases. Journal of Clinical Medicine. 6 (2), 13(2017).
  19. Fang, Y., Yu, S., Braley-Mullen, H. Contrasting roles of IFN-gamma in murine models of autoimmune thyroid diseases. Thyroid. 17 (10), 989-994 (2007).
  20. Fang, Y., Zhao, L., Yan, F. Chemokines as novel therapeutic targets in autoimmune thyroiditis. Recent Patents on DNA & Gene Sequences. 4 (1), 52-57 (2010).
  21. Chen, C. R., et al. Antibodies to thyroid peroxidase arise spontaneously with age in NOD.H-2h4 mice and appear after thyroglobulin antibodies. Endocrinology. 151 (9), 4583-4593 (2010).
  22. Ruf, J., et al. Relationship between immunological structure and biochemical properties of human thyroid peroxidase. Endocrinology. 125 (3), 1211-1218 (1989).
  23. McLachlan, S. M., Aliesky, H. A., Chen, C. R., Chong, G., Rapoport, B. Breaking tolerance in transgenic mice expressing the human TSH receptor A-subunit: thyroiditis, epitope spreading and adjuvant as a 'double edged sword'. PLoS One. 7 (9), e43517(2012).
  24. McLachlan, S. M., Aliesky, H. A., Chen, C. R., et al. Breaking tolerance in transgenic mice expressing the human TSH receptor A-subunit: thyroiditis, epitope spreading and adjuvant as a 'double edged sword’[J]. PLoS One. 7 (9), e43517(2012).
  25. Hutchings, P. R., et al. Both CD4(+) T cells and CD8(+) T cells are required for iodine accelerated thyroiditis in NOD mice. Cellular Immunology. 192 (2), 113-121 (1999).
  26. Xue, H., et al. Dynamic changes of CD4+CD25 + regulatory T cells in NOD.H-2h4 mice with iodine-induced autoimmune thyroiditis. Biological Trace Element Research. 143 (1), 292-301 (2011).
  27. Hou, X., et al. Effect of halofuginone on the pathogenesis of autoimmune thyroid disease in different mice models. Endocrine, Metabolic & Immune Disorders Drug Targets. 17 (2), 141-148 (2017).
  28. McLachlan, S. M., et al. Dissociation between iodide-induced thyroiditis and antibody-mediated hyperthyroidism in NOD.H-2h4 mice. Endocrinology. 146 (1), 294-300 (2005).
  29. Danailova, Y., et al. Nutritional management of thyroiditis of hashimoto. International Journal of Molecular Sciences. 23 (9), 5144(2022).
  30. Carayanniotis, G. Molecular parameters linking thyroglobulin iodination with autoimmune thyroiditis. Hormones. 10 (1), 27-35 (2011).
  31. Verginis, P., Li, H. S., Carayanniotis, G. Tolerogenic semimature dendritic cells suppress experimental autoimmune thyroiditis by activation of thyroglobulin-specific CD4+CD25+ T cells. Journal of Immunology. 174 (11), 7433-7439 (2005).
  32. Flynn, J. C., et al. Superiority of thyroid peroxidase DNA over protein immunization in replicating human thyroid autoimmunity in HLA-DRB1*0301 (DR3) transgenic mice. Clinical and Experimental Immunology. 137 (3), 503-512 (2004).
  33. Akeno, N., et al. IFN-α mediates the development of autoimmunity both by direct tissue toxicity and through immune cell recruitment mechanisms. Journal of Immunology. 186 (8), 4693-4706 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Sprostowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formal Correction: Erratum: Generation of a Mouse Spontaneous Autoimmune Thyroiditis Model
Posted by JoVE Editors on 6/05/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Generation of a Mouse Spontaneous Autoimmune Thyroiditis Model. The Protocol section was updated.

Step 3.1.1 of the Protocol was updated from:

After the induction, anesthetize the mice with a volume of 0.01 mL/g anesthetic by intraperitoneal injection. Prepare the anesthetic by mixing midazolam (40 µg/100 µL for sedation), medetomidine (7.5 µg/100 µL for sedation), and butorphanol tartrate (50 µg/100 µL for analgesia) in phosphate-buffered saline (PBS).

to

After the induction, anesthetize the mice with a volume of 0.01 mL/g anesthetic by intraperitoneal injection. Prepare the anesthetic by mixing midazolam (40 µg/100 µL for sedation), medetomidine (7.5 µg/100 µL for sedation), and butorphanol tartrate (50 µg/100 µL for analgesia) in phosphate-buffered saline (PBS).
NOTE: The specific concentrations of each component in the anesthesia mixture are: midazolam 13.33µg/100µL, medetomidine 2.5µg/100µL, and butorphanol 16.7µg/100µL. For specific dosages used in mice, the doses are: midazolam 4µg/g, medetomidine 0.75µg/g, and butorphanol 1.67µg/g. Anesthesia depth was confirmed when the mouse's limb muscles relaxed, the whiskers had no touch response, and there was loss of  pedal reflex.

Step 3.1.2 of the Protocol was updated from:

After the mice are anesthetized, cut off their whiskers with ophthalmic scissors to prevent blood from flowing down the whiskers and causing hemolysis. Fix the mouse with one hand and press the skin of the eye to make the eyeball protrude. Quickly remove the eyeball and draw 1 mL of blood into the microcentrifuge tube via a capillary tube.

to

After the mice are anesthetized, prepare the peripheral blood samples, by fixing the mouse with one hand and pressing the eye skin to protrude the eyeball. Then, insert the capillary tube into the inner corner of the eye and penetrate at a 30-45 degree angle to the plane of the nostril. Apply pressure while gently rotating the capillary tube. Blood will flow into the tube via capillary action.

Step 3.2.1 of the Protocol was updated from:

Dissect the chest wall to expose the heart, cut open the right atrium, and infuse saline into the left ventricle by an intravenous infusion needle attached to a 20 mL syringe until the tissue turns white.

to

Humanely euthanize the animal according to the institutional policies. Then, dissect the chest wall to expose the heart, cut open the right atrium, and infuse saline into the left ventricle by an intravenous infusion needle attached to a 20 mL syringe until the tissue turns white.

Tagi

Hashimotoowskie zapalenie tarczycymodel mysimysz NOD H 2h4indukcja jodemprzeciwcia a przeciwko tyroglobulinieprzeciwcia a przeciwko peroksydazie tarczycowejnaciek limfocytarnyizolacja tkanki tarczycy

Powiązane artykuły