Artykuł metodologiczny

Chirurgia i testy behawioralne w modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego u szczurów

DOI:

10.3791/64659

⸱

6 stycznia 2023

 ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, University Medical Center Utrecht, Utrecht University, 2Axogen, 3Center for Translational Immunology, University Medical Center Utrecht, Utrecht University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje model transpozycji nerwiaka piszczelowego, który pociąga za sobą uszkodzenie nerwu piszczelowego z późniejszą transpozycją końca nerwu proksymalnego w kierunku podskórnej pozycji przedpiszczelowej lub bocznej. Testy behawioralne bólu nerwiaka i hiperalgezji podeszwowej określa się ilościowo przy użyciu monofili von Freya.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transpozycja nerwiaka piszczelowego (TNT) to model szczurzy, w którym allodynia w miejscu nerwu piszczelowego może być niezależnie oceniana od allodynii na podeszwowej powierzchni tylnej łapy unerwionej przez nienaruszony nerw łydkowy. Ten model TNT jest odpowiedni do testowania terapii bólu nerwiaka, takich jak potencjalna wyższość niektórych terapii chirurgicznych, które są już stosowane w klinice, lub do oceny nowych leków i ich wpływu na obie metody bólu u tego samego zwierzęcia. W tym modelu w nerwie piszczelowym wykonuje się zmianę dystalną (neurotmesis), a koniec nerwu bliższego jest transponowany i mocowany podskórnie i piszczelowo, aby umożliwić ocenę miejsca nerwiaka za pomocą 15 g żyłki Von Freya. Aby ocenić allynię nad nerwem łydkowym, monofile Von Freya można stosować metodą góra-dół na podeszwowym bocznym obszarze tylnej łapy. Po przecięciu nerwu piszczelowego nadwrażliwość mechaniczna rozwija się w miejscu nerwiaka w ciągu 1 tygodnia po zabiegu i utrzymuje się co najmniej do 12 tygodni po zabiegu. Allodynia na unerwionej powierzchni podeszwowej trawy rozwija się w ciągu 3 tygodni po operacji w porównaniu z kończyną przeciwległą. W 12 tygodniu nerwiak tworzy się na bliższym końcu przeciętego nerwu piszczelowego, na co wskazuje dyspersja i wirowanie aksonów. W przypadku operacji na modelu TNT należy wykonać wiele krytycznych kroków (mikro)chirurgicznych i zaleca się pewną praktykę chirurgiczną w znieczuleniu terminalnym. W porównaniu z innymi modelami bólu neuropatycznego, takimi jak model oszczędzonego uszkodzenia nerwu, allodynia nad miejscem nerwu może być niezależnie testowana na podstawie nadwrażliwości nerwu łydkowego w modelu TNT. Jednak miejsce nerwiaka można przetestować tylko u szczurów, a nie u myszy. Wskazówki i wskazówki zawarte w tym protokole mogą pomóc grupom badawczym zajmującym się bólem w skutecznym wdrożeniu modelu TNT w swojej placówce.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Każda rana, począwszy od prostych ran szarpanych, a skończywszy na amputacji całej kończyny, towarzyszy różnym stopniom uszkodzenia nerwów obwodowych. Takie uszkodzenie nerwów może prowadzić do powstania nerwiaka, zdezorganizowanego splątania kiełkujących włókien nerwowych. Nerwiaki stają się bolesne u 8%-30% pacjentów, poważnie wpływając na jakość ich życia1,2,3,4,5. Po amputacji kończyny ból nerwiaka rozwija się u 50% pacjentów6,7,8. Zgłaszane objawy obejmują tkliwość, spontaniczny ból, allodynię, hiperalgezję oraz nadwrażliwość mechaniczną lub termiczną w obszarze unerwionym9. Jeśli nie jest odpowiednio leczony w ciągu 1 roku, ból nerwiaka może przekształcić się w przewlekły stan bólu, powodując wysokie obciążenie społeczne i związane z tym koszty medyczne10,11,12,13,14. Ze względu na słabą skuteczność obecnych interwencji farmakologicznych, ból nerwiaka jest preferowany do leczenia poprzez chirurgiczne usunięcie bolesnego nerwiaka, a nerw jest leczony różnymi technikami chirurgicznymi, zgodnie z opisem w literaturze15. Ważne jest, aby pamiętać, że całkowite ustąpienie bólu jest rzadkie, ból często pogarsza się z czasem, a 40% pacjentów nie odnosi korzyści z operacji, co wskazuje, że potrzebne są nowe metody leczenia1,16.

Ustandaryzowany szczurzy model bólu nerwiaka pomaga w zrozumieniu mechanizmów, które napędzają ból nerwiaka, i może pomóc w identyfikacji nowych metod leczenia lub ocenie już istniejących, stosowanych w klinice. Model transpozycji nerwiaka piszczelowego (TNT) został po raz pierwszy opisany przez Dorsi i in. w 2008 roku17 i był używany przez różne grupy badawcze18,19,20. Ogólnym celem tej metody jest możliwość przetestowania różnych technik leczenia bólu nerwiaka. Przewagą modelu w porównaniu np. z modelem SNI (Spared nerve injury) 21, jest to, że pozwala on na badanie allodynii w miejscu nerwiaka. Dzieje się tak, ponieważ model polega na transpozycji zakończenia nerwu proksymalnego nerwu piszczelowego do podskórnej pozycji piszczelowej, gdzie można go sondować za pomocą żyłek von Freya. Ponadto allodynia rozwija się na podeszwowej powierzchni tylnej łapy unerwionej przez nienaruszony nerw łydkowy, który można ocenić niezależnie od bólu nerwiaka u tego samego zwierzęcia. Jest to podobne do objawów bólu nerwiaka u pacjentów, gdzie uporczywy ból neuropatyczny po usunięciu bolesnego nerwiaka jest czasami spowodowany przez sąsiednie nerwy22. Co więcej, allodynia nad przeciętym nerwem z nerwiakiem jest inną modalnością bólu niż allodynia nad nienaruszonym sąsiednim nerwem. Model ten ułatwia tym samym ocenę wpływu nowych terapii zarówno na allodynię obecną w miejscu nerwiaka, jak i na bardziej rozpowszechniony ból neuropatyczny badany na podeszwowej powierzchni tylnej łapy. Ponieważ operacja wykonywana w celu stworzenia modelu TNT może być trudna, w niniejszym artykule omówiono procedurę, która ma pomóc badaczom wdrażającym model w ich placówce.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało przeprowadzone zgodnie z IVD (Instantie voor Dierenwelzijn Utrecht) oraz wytycznymi dotyczącymi badań na zwierzętach, numer projektu AVD1150020198824.

1. Podstawowe pomiary von Freya

  1. Przed zabiegiem należy wykonać pomiary podstawowe zgodnie z procedurą badania von Freya, opisaną poniżej w sekcji 5 i 6.

2. Znieczulenie i przygotowanie

UWAGA: To badanie zostało przeprowadzone na 15 samcach szczurów Sprague Dawley, które miały 12 tygodni.

  1. Znieczulić zwierzęta przez indukcję 5% izofluranem i utrzymać znieczulenie 2%-3% izofluranem.
    UWAGA: Leczenie podtrzymujące 2% izofluranem zwykle skutkuje wystarczającym znieczuleniem i spontanicznym oddechem, bez konieczności intubacji tchawicy lub wentylacji mechanicznej.
  2. Sprawdź odruchy zwierząt, szczypiąc stopę pęsetą. Zanim przejdziesz dalej, upewnij się, że zwierzę nie reaguje. Ogol pole operacyjne od kolana do kostki golarką elektryczną i nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Wstrzyknąć 0,5 mg/kg przeciwbólowego karprofenu podskórnie w okolicę brzucha.
  3. Połóż znieczulonego szczura na plecach z głową w lewo lub w prawo, a nogą, która ma być operowana, w pobliżu chirurga. Wyegzorotuj dolną tylną kończynę tak, aby kostka przyśrodkowa była skierowana do góry. Umieść szczura pod stereoskopowym mikroskopem chirurgicznym z 6-krotnym powiększeniem.
  4. Zdezynfekuj ogolony obszar trzema naprzemiennymi rundami peelingu na bazie jodu, a następnie alkoholem. Umieść sterylny arkusz z otworem operacyjnym na nodze, tak aby widoczne było tylko pole operacyjne. Upewnij się, że te sterylne warunki są zachowane podczas operacji.

3. Chirurgia

  1. Umieść mały bawełniany wacik poniżej kostki, aby utrzymać pole operacyjne w poziomie. Zlokalizuj kolano i delikatnie wykonaj podłużne nacięcie o długości 1-2 cm za pomocą skalpela po przyśrodkowej stronie tylnej łapy od połowy łydki do kostki. W razie potrzeby otwórz skórę i podskórne dalej za pomocą mikronożyczek, aż warstwy mięśni będą widoczne.
  2. Zidentyfikuj powierzchowny pęczek nerwowo-naczyniowy jako dwa lub trzy białe i grubszą fioletowo-czerwoną linię, czasami z niewielkimi odgałęzieniami, które mogą swobodnie poruszać się po warstwach mięśni. Za pomocą elektrokoagulacji (patrz Tabela materiałów) należy skrzepnąć wszelkie aktywne krwawienia lub sączące się w polu operacyjnym. Uważaj, aby nie uszkodzić pęczka nerwowo-naczyniowego.
  3. Tępo rozetnij powięź między mięśniami brzuchatymi łydki, tuż za powierzchownym pęczkiem nerwowo-naczyniowym 3,2. Pomiędzy powięzią mięśni znajduje się nerw piszczelowy. Nerw piszczelowy jest około trzy razy większy niż nerw powierzchowny w pęczku nerwowo-naczyniowym. Użyj kości piszczelowej jako dodatkowego punktu orientacyjnego (nerw piszczelowy leży tuż za kością piszczelową).
  4. Zidentyfikuj nerw piszczelowy i jego rozwidlenie.
    UWAGA: Rozwidlenie jest zwykle widoczne z jaśniejszą linią biegnącą wzdłuż nerwu.
  5. Ostrożnie wypreparuj nerw piszczelowy z otaczających go wiązek naczyniowych. Wykonaj sekcję, tępo przesuwając nerw piszczelowy i przecinając odsłoniętą tkankę, która wykazuje pewne rozciągnięcie podczas poruszania nerwem piszczelowym.
    UWAGA: Jeśli nerw piszczelowy jest przyczepiony do krzyżujących się żył po rozwarstwieniu, żyły te mogą ulec koagulacji w celu odsłonięcia całego nerwu piszczelowego. Uważaj, aby nie skoagulować samej wiązki piszczelowej.
  6. Odsłoń nerw piszczelowy proksymalnie, aż zniknie pod krzyżującą się warstwą mięśni. W tym momencie nerw piszczelowy wydaje się zanurzać głębiej w tylnej łapie w kierunku kolana. Odsłoń nerw piszczelowy dystalnie aż do kostki.
    UWAGA: Gdy nerw piszczelowy jest odsłonięty bardziej dystalnie, ilość krzyżujących się włókien kolagenowych (tj. włókien prostopadłych do kierunku włókien nerwowych) wzrośnie. Te włókna kolagenowe muszą zostać przecięte, aby zapewnić wystarczającą długość do transpozycji nerwu piszczelowego.
    1. Kiedy cały nerw piszczelowy jest odsłonięty, umieść warstwy mięśni z powrotem, aby uniknąć odwodnienia nerwu. Jeśli nerw odwadnia się (tj. staje się bardziej sztywny, matowy i pomarszczony), a pokrycie warstwami mięśni nie wystarcza, dodaj krople soli fizjologicznej, aby go nawodnić.
  7. Za pomocą narzędzia do mikrochirurgii, najlepiej uchwytu do mikroigieł, wypreparuj skórę piszczelową z podskórnej warstwy mięśniowej w celu wykonania podskórnego tunelu. Aby to zrobić, przytrzymaj skórę do góry i wepchnij końcówkę w tkankę, równolegle do skóry. Upewnij się, że koniec tunelu znajduje się przedpiszczelowo lub bardziej bocznie, aby zapewnić łatwy dostęp do obszaru do badania nerwiaka.
  8. Zwiększyć stężenie izofluranu do 5%. Wróć do nerwu piszczelowego i odsłoń go (tj. wróć do miejsca opisanego w kroku 3.6). Przetnij nerw piszczelowy (tj. obie gałęzie podeszwowe) na najbardziej dystalnym poziomie w pobliżu kostki. Zmniejsz izofluran do normalnego poziomu 2%-3%.
  9. Zmień powiększenie mikroskopu na 10x lub 16x. Zidentyfikuj epineurium nerwu piszczelowego proksymalnie do cięcia wykonanego w kroku 3.8 lub, w przypadku bardziej proksymalnej bifurkacji nerwu piszczelowego, zidentyfikuj epineurium zarówno przyśrodkowej, jak i bocznej gałęzi podeszwowej proksymalnie do cięcia w kroku 3.8.
    UWAGA: Epineurium jest bielsze i mocniejsze w porównaniu z włóknami nerwowymi w środku, które są bardziej żółte i miękkie.
  10. Ostrożnie umieść 8-0 nylonowy szew (patrz Tabela materiałów) przez epineurium bliższego końca nerwu, ostrożnie przytrzymując epineurium pęsetą i umieszczając igłę między nerwem a epineurium z ugryzieniem około 0,5 mm. Przeciągnąć szew i ugryźć igłą podskórnie na końcu tunelu podskórnego wykonanego w kroku 3.7. Zrób węzeł, który przetransponuje nerw bocznie do tunelu podskórnego.
    UWAGA: Jeśli obie gałęzie podeszwowe mają wspólne epineurium, jeden szew powinien wystarczyć. Jeśli obie gałęzie podeszwowe mają własne epineurium, każde epineurium powinno być utrwalone indywidualnie. Unikaj umieszczania szwu przez skórę; Naprawiaj go tylko podskórnie.
  11. Umieść grubszy szew o ciemnym kolorze (najlepiej niebieski lub szew 4-0) równo z utrwalonym końcem nerwu, nie wnikając w skórę. Upewnij się, że szew jest widoczny z zewnątrz skóry. Sprawdź, czy nerw pozostaje na swoim miejscu po poruszeniu łapą i mięśniami. Odetnij końce szwu nieco dłuższym końcem szwu na 4-0 niż na 8-0 szew.
  12. Zmień powiększenie mikroskopu z powrotem na 6x. Zamknij skórę szwami śródnaskórkowymi za pomocą 8-0 zszyj i delikatnie oczyść skórę 0,9% NaCl za pomocą bawełnianego wacika.

4. Leczenie pooperacyjne

  1. Umieść szczura w czystej klatce pod ręcznikiem papierowym w wygodnej pozycji. Jeśli w pomieszczeniu jest zimno, umieść poduszkę grzewczą pod częścią klatki (tylko pod częścią klatki, ponieważ zwierzę powinno być w stanie uciec przed ciepłem w razie potrzeby). Zapewnij łatwy dostęp do jedzenia i wody.
  2. Nie pozostawiaj szczura po operacji bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżący mostek. Szczur może wrócić do towarzystwa innych zwierząt, gdy w pełni wyzdrowieje ze znieczulenia po operacji. Dzieje się tak zwykle po 1 godzinie, gdy szczur wykazuje normalny wzorzec chodzenia i zachowanie.
  3. Po 24 godzinach i 48 godzinach od zabiegu należy podać dawkę 0,5 mg/kg karprofenu podskórnie (okolica brzucha) w celu leczenia bólu pooperacyjnego.

5. Von Frey testuje podeszwową stronę tylnych łap

UWAGA: Test von Freya (krok 5 i 6) jest wykonywany przed operacją (dla pomiaru wyjściowego) i od 3 dni po operacji.

  1. Umieść szczury w dolnych klatkach z drutu siatkowego na 1 tydzień przed pomiarem wyjściowym lub 2 tygodnie przed operacją, aby zapewnić aklimatyzację do środowiska testowego.
  2. Zacznij od pomiarów wyjściowych co najmniej 1 tydzień przed zabiegiem. Upewnij się, że trzy niezależne pomiary bazowe są wykonywane w różnych dniach.
  3. Sprawdź, czy szczury są spokojne w dolnych klatkach z siatki. Nałożyć serię monofili Von Freya ze skalą logarytmiczną prostopadłą do powierzchni podeszwowej tylnej łapy.
    1. W celu stymulacji nerwu łydkowego (nadwrażliwość) należy nałożyć żyłkę na boczną stronę w pobliżu granicy włosa. Unikaj dotykania podnóżków, ponieważ są one bardziej wrażliwe.
    2. Aby pobudzić nerw piszczelowy (niedowrażliwość), nałóż żyłkę na środek podeszwowej powierzchni tylnej łapy. Jeśli żyłka zostanie nałożona w najbardziej przyśrodkowym obszarze, może to również stymulować nerw odpiszczelowy, gałąź nerwu udowego (Rysunek 1). Unikaj dotykania podnóżków.
  4. Zacznij od żyłki o gramaturze 4 g. Przyłóż wystarczającą siłę do żyłki, aby włosy się zginały i utrzymywały przez 3 s, a następnie sprawdź reakcje zwierzęcia na żyłkę. Pozytywną reakcją jest nagłe wycofanie łapy, nagłe wzdrygnięcie się, nagłe lizanie łapy lub wokalizacja. W niektórych przypadkach szczur porusza się i próbuje znaleźć/zaatakować żyłkę.
  5. Wybierz następną żyłkę w zależności od reakcji na bodziec metodą góra-dół23. Na przykład, jeśli szczur zareaguje, stymuluj następnie za pomocą 2 g żyłki; Jeśli szczur nie zareaguje, stymuluj za pomocą żyłki 6 g i tak dalej. W sumie zastosuj 5-10 bodźców w zależności od reakcji.

6. Badanie von Freya w miejscu nerwiaka

  1. Ze zwierzętami należy obchodzić się codziennie przez co najmniej 5-7 dni przed rozpoczęciem leczenia lub 2 tygodnie przed zabiegiem chirurgicznym. Upewnij się, że zwierzęta są trzymane zgodnie z opisem w kroku 6.2, tak aby czuły się komfortowo w tej pozycji.
  2. Trzymaj szczury z nosem skierowanym w stronę fałdu łokciowego. Jeśli szczur jest trzymany w prawej ręce, jego lewa tylna łapa powinna swobodnie zwisać między prawym kciukiem a palcem wskazującym (pierwsza przestrzeń sieciowa). Jeśli szczur jest trzymany w lewej ręce, jego prawa tylna łapa powinna swobodnie zwisać między lewym kciukiem a palcem wskazującym.
  3. Zacznij od pomiarów wyjściowych co najmniej 1 tydzień przed zabiegiem. Upewnij się, że trzy niezależne pomiary bazowe są wykonywane w różnych dniach.
  4. Sprawdź, czy szczury są spokojne i wygodne podczas trzymania. Na linii podstawowej delikatnie umieść 15 g żyłki na powierzchni piszczelowej odsłoniętej tylnej łapy. Po zabiegu należy umieścić żyłkę 15 g na widocznym szwie (np. w miejscu nerwiaka). Przyłóż wystarczającą siłę do żyłki, aby włosy się zginały i przytrzymaj przez 1 s.
    1. Rejestruj reakcję na każdy bodziec. Opcje reakcji obejmują brak reakcji, powolne wycofanie, szybkie wycofanie i wokalizację. Zapisz odpowiedź jako 0 punktów za brak reakcji i jeden punkt za powolne wycofanie, szybkie wycofanie lub wokalizację.
  5. Powtórzyć pięć skupisk po pięć aplikacji monofilamentu, z odstępem 2-3 s między każdym zastosowaniem i 2-3 minutami lub więcej między pięcioma skupiskami. W sumie każda tylna łapa powinna mieć 25 aplikacji żyłki z nagranymi odpowiedziami.

7. Pobieranie próbek do badań histologicznych i preparacji

UWAGA: Badanie histologiczne jest wykonywane 12 tygodni po pierwszej operacji.

  1. Wywołać znieczulenie i przygotować zwierzęta zgodnie z opisem w krokach 2.2, 2.3 i 2.4.
  2. Delikatnie wykonaj nacięcie o długości 2-3 cm za pomocą skalpela nad blizną, która powstała w wyniku początkowej operacji, ale uważaj, aby nie ciąć zbyt głęboko, ponieważ nerw jest umieszczony powierzchownie.
  3. Określ położenie nerwiaka, ostrożnie wypreparuj nerwiaka i nerw z otaczającej tkanki bliznowatej, a następnie umieść pobranego nerwiaka w utrwalaczu. Aby ocenić morfologię nerwiaka, tkanka jest korzystnie zanurzona wzdłużnie w parafinie lub żywicy epoksydowej, zgodnie z opisem Tork i wsp.18.
  4. Po pobraniu tkanki szczury należy poddać eutanazji w znieczuleniu końcowym (5% izofluranu) poprzez nakłucie serca lub ścięcie głowy.
    UWAGA: Zaleca się, aby przed zabiciem szczurów najpierw pobrać nerwiaka, ponieważ wtedy łatwiej jest odróżnić nerwiaka od otaczającej go tkanki in vivo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ocena w miejscu nerwiaka wykazała zwiększoną wrażliwość na zastosowanie 15 g żyłki von Freya. Na początku badania szczury zazwyczaj reagowały na 10%-15% (± 13%) z 25 aplikacji żyłki 15 g. Odsetek odpowiedzi wzrósł do 45%-50% (± 24%) 1 tydzień po operacji TNT. Po stronie przeciwnej liczba odpowiedzi po operacji była podobna do tych na początku badania (Figura 2A). U około 20% szczurów nie rozwinął się bolesny nerwiak; odsetek odpowiedzi nie zwiększył się w porównaniu z wartością wyjściową (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krytyczne kroki w protokole
Model TNT polega na przecięciu nerwu piszczelowego i przeniesieniu go na boki i podskórnie do lokalizacji przedpiszczelowej, aby umożliwić badanie wrażliwości nerwiaka, oprócz przesady podeszwowej nad nerwem łydkowym. W modelu TNT kluczowe jest, aby miejsce nerwiaka było widoczne dla badaczy. Dlatego preferowany jest szczep szczura albinosa, ponieważ szwy podskórne są łatwo widoczne przez skórę, a kolor szwu powinien być najlepiej ciemnoniebieski lub.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy informują, że nie mają konfliktu interesów. Chociaż te prace badawcze były częściowo finansowane przez Axogen, firma nie miała wpływu na realizację badania i na jego wyniki.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chcielibyśmy podziękować Sabine Versteeg za pomoc podczas mikrochirurgii oraz Anji van der Sar i Trudy Oosterveld-Romijn z Powszechnego Laboratorium Zwierząt (Gemeenschappelijk Dieren Laboratorium) za pomoc w przygotowaniu mikroskopu i sali operacyjnej oraz opiece nad zwierzętami.

To badanie zostało sfinansowane przez Axogen.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Oprzyrządowanie AesthesioLinton 514007aż do 5140150,6 g aż do 15 g monofile
CarprofenLokalna apteka weterynaryjnan/aLokalna apteka weterynaryjna robi rozcieńczanie kaprofenu
Waciki bawełnianeNobamed974255
ElektrokoagulacjaFine Science Tools18010-00
Etanol 70%Interchema BV
Ethilon 4.0Johnson & Johnson1854GWAŻNE: kolor powinien być niebieski lub
Ethilon 8.0Johnson & JohnsonBV130-5
Isoflo, isoflurane ZoetisDechra Veterinary ProductsB506
Siatkowe klatki dolneStoeltingCo57816 i 57824
Mikro kleszczeFine Science Tools11251-35
Mikrouchwyt na igły Fine Science Tools12076-12
MikronożyczkiFine Science Tools15019-10
Mikro pęsetyFine Science Tools11254-20
NaCl 0.9%TrademedH7 1000-FRE
Uchwyt na igłyFine Science Tools12004-16
Maść okulistyczna Lokalna apteka weterynaryjnan/aLokalna apteka weterynaryjna produkuje maść okulistyczną
SkalpelFine Science Tools10003-12
NożyczkiFine Science Tools14001-12
Stereoskopowy mikroskop chirurgicznyLeicaA60 F
Sterylny arkusz z otworemEvercare OneMed1555-01
Ostrze chirurgiczne nr.15Narzędzia do nauki pięknej10015-00
PęsetaNarzędzia do nauki11617-12
400406

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Stokvis, A., vander Avoort, D. J., van Neck, J. W., Hovius, S. E., Coert, J. H. Surgical management of neuroma pain: a prospective follow-up study. Pain. 151 (3), 862-869 (2010).
  2. Domeshek, L. F., et al. Surgical treatment of neuromas improves patient-reported pain, depression, and quality of life. Plastic and Reconstructive Surgery. 139 (2), 407-418 (2017).
  3. Lame, I. E., Peters, M. L., Vlaeyen, J. W., Kleef, M., Patijn, J. Quality of life in chronic pain is more associated with beliefs about pain, than with pain intensity. European Journal of Pain. 9 (1), 15-24 (2005).
  4. Koch, H., Haas, F., Hubmer, M., Rappl, T., Scharnagl, E. Treatment of painful neuroma by resection and nerve stump transplantation into a vein. Annals of Plastic Surgery. 51 (1), 45-50 (2003).
  5. Fisher, G. T., Boswick, J. A. Neuroma formation following digital amputations. Journal of Trauma. 23 (2), 136-142 (1983).
  6. Bowen, J. B., Ruter, D., Wee, C., West, J., Valerio, I. L. Targeted muscle reinnervation technique in below-knee amputation. Plastic and Reconstructive Surgery. 143 (1), 309-312 (2019).
  7. Jensen, T. S., Krebs, B., Nielsen, J., Rasmussen, P. Phantom limb, phantom pain and stump pain in amputees during the first 6 months following limb amputation. Pain. 17 (3), 243-256 (1983).
  8. Woo, S. L., et al. Regenerative peripheral nerve interfaces for the treatment of postamputation neuroma pain: a pilot study. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 4 (12), 1038(2016).
  9. Arnold, D. M. J., et al. Diagnostic criteria for symptomatic neuroma. Annals of Plastic Surgery. 82 (4), 420-427 (2019).
  10. Liedgens, H., Obradovic, M., De Courcy, J., Holbrook, T., Jakubanis, R. A burden of illness study for neuropathic pain in Europe. Clinicoeconomics and Outcomes Research. 8, 113-126 (2016).
  11. Langley, P. C., Van Litsenburg, C., Cappelleri, J. C., Carroll, D. The burden associated with neuropathic pain in Western Europe. Journal of Medical Economics. 16 (1), 85-95 (2013).
  12. Dworkin, R. H., et al. Interpreting the clinical importance of group differences in chronic pain clinical trials: IMMPACT recommendations. Pain. 146 (3), 238-244 (2009).
  13. Mackinnon, S. E., Dellon, A. L. Results of treatment of recurrent dorsoradial wrist neuromas. Annals of Plastic Surgery. 19 (1), 54-61 (1987).
  14. Harden, R. N. Chronic neuropathic pain. Mechanisms, diagnosis, and treatment. Neurologist. 11 (2), 111-122 (2005).
  15. Poppler, L. H., et al. Surgical interventions for the treatment of painful neuroma: a comparative meta-analysis. Pain. 159 (2), 214-223 (2018).
  16. Eberlin, K. R., Ducic, I. Surgical algorithm for neuroma management: a changing treatment paradigm. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 6 (10), 1952(2018).
  17. Dorsi, M. J., et al. The tibial neuroma transposition (TNT) model of neuroma pain and hyperalgesia. Pain. 134 (3), 320-334 (2008).
  18. Tork, S., et al. Application of a porcine small intestine submucosa nerve cap for prevention of neuromas and associated pain. Tissue Engineering Part A. 26 (9-10), 503-511 (2020).
  19. Miyazaki, R., Yamamoto, T. The efficacy of morphine, pregabalin, gabapentin, and duloxetine on mechanical allodynia is different from that on neuroma pain in the rat neuropathic pain model. Anesthesia and Analgesia. 115 (1), 182-188 (2012).
  20. Tian, J., et al. Swimming training reduces neuroma pain by regulating neurotrophins. Medicine and Science in Sports Exercise. 50 (1), 54-61 (2018).
  21. Decosterd, I., Woolf, C. J. Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain. Pain. 87 (2), 149-158 (2000).
  22. Poublon, A. R., et al. The anatomical relationship of the superficial radial nerve and the lateral antebrachial cutaneous nerve: A possible factor in persistent neuropathic pain. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 68 (2), 237-242 (2015).
  23. Dixon, W. J. Efficient analysis of experimental observations. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 20 (1), 441-462 (1980).
  24. Austin, P. J., Wu, A., Moalem-Taylor, G. Chronic constriction of the sciatic nerve and pain hypersensitivity testing in rats. Journal of Visualized Experiments. (61), e3393(2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

B l neuropatycznyszczurzy model b lunerw suralnynerw piszczelowytesty Von Freyallodynia mechanicznaprzeci cie nerwutechniki mikrochirurgiczneb l neuropatyczny

Powiązane artykuły