Ciągły zapis ciśnienia tętniczego krwi pozwala na badanie wpływu różnych parametrów hemodynamicznych. W niniejszym raporcie przedstawiono zastosowanie ciągłego monitorowania ciśnienia tętniczego krwi w dużym zwierzęcym modelu udaru niedokrwiennego w celu określenia patofizjologii udaru, wpływu różnych czynników hemodynamicznych oraz oceny nowych podejść do leczenia.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Monitorowanie i modulacja ciśnienia krwi w czasie rzeczywistym w króliczym modelu udaru niedokrwiennego
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Kontrola ciśnienia krwi, zarówno pod względem wartości bezwzględnych, jak i jego zmienności, wpływa na wyniki u pacjentów z udarem niedokrwiennym. Wyzwaniem pozostaje jednak zidentyfikowanie mechanizmów, które prowadzą do słabych wyników, lub ocena środków, za pomocą których można złagodzić te skutki ze względu na zaporowe ograniczenia nieodłącznie związane z danymi z badań na ludziach. W takich przypadkach modele zwierzęce mogą być wykorzystywane do przeprowadzania rygorystycznych i powtarzalnych ocen chorób. W tym miejscu przedstawiamy udoskonalenie wcześniej opisanego modelu udaru niedokrwiennego u królików, który jest wzbogacony o ciągłą rejestrację ciśnienia krwi w celu oceny wpływu modulacji na ciśnienie krwi. W znieczuleniu ogólnym tętnice udowe są odsłaniane przez chirurgiczne nacięcia w celu obustronnego umieszczenia osłonek tętniczych. Pod wpływem wizualizacji fluoroskopowej i wskazówek mapy drogowej mikrocewnik jest wprowadzany do tętnicy tylnego krążenia mózgu. Angiogram wykonuje się poprzez wstrzyknięcie przeciwległej tętnicy kręgowej w celu potwierdzenia niedrożności tętnicy docelowej. Gdy cewnik okluzyjny pozostaje w pozycji przez określony czas, ciśnienie krwi jest rejestrowane w sposób ciągły, aby umożliwić ścisłe miareczkowanie manipulacji ciśnieniem krwi, zarówno za pomocą środków mechanicznych, jak i farmakologicznych. Po zakończeniu okresu okluzji mikrocewnik jest usuwany, a zwierzę jest utrzymywane w znieczuleniu ogólnym przez określoną długość reperfuzji. W przypadku ostrych badań zwierzę jest następnie poddawane eutanazji i pozbawiane głowy. Mózg jest pobierany i przetwarzany w celu zmierzenia objętości zawału pod mikroskopem świetlnym, a następnie oceniany za pomocą różnych barwień histopatologicznych lub przestrzennej analizy transkryptomicznej. Protokół ten zapewnia powtarzalny model, który można wykorzystać do bardziej szczegółowych badań przedklinicznych nad wpływem parametrów ciśnienia krwi podczas udaru niedokrwiennego. Ułatwia również skuteczną ocenę przedkliniczną nowych interwencji neuroprotekcyjnych, które mogą poprawić opiekę nad pacjentami z udarem niedokrwiennym.
Wprowadzenie
Udar niedokrwienny (IS) jest główną przyczyną zgonów i długotrwałej niepełnosprawności na całym świecie, a jego częstość występowania ma rosnąć wraz ze starzeniem się społeczeństwa1. Chociaż poczyniono znaczne postępy w zakresie ostrych interwencji i strategii prewencji wtórnej, wspomagające leczenie neuroprotekcyjne nie nastąpiło szybko2,3,4,5,6,7. Potrzebne są dalsze badania nad patobiologią udaru mózgu, ponieważ mechanizmy, dzięki którym terapie mogą okazać się skuteczne lub nie, są słabo poznane. Wynika to w dużej mierze z niejednorodnego charakteru populacji pacjentów po udarze, z których wielu ma liczne choroby współistniejące, które zakłócają analizę1. Jednym z czynników powodujących ograniczenia w badaniach jest brak danych na poziomie tkanek – złotego standardu w badaniach biomedycznych – ze względu na zaporową zachorowalność na pobieranie próbek tkanek z ludzkiego ośrodkowego układu nerwowego. W szczególności pobranie tkanki naczyniowej od żywego człowieka spowodowałoby udar, więc tkanka naczyniowa jest zwykle uzyskiwana tylko podczas autopsji, która jest niewystarczająco reprezentatywna dla populacji ogólnej i skłania się w kierunku bardziej zaawansowanej choroby u starszych pacjentów ze współistniejącymi diagnozami.
W takich przypadkach, gdy nie można wykorzystać wystarczającej ilości danych na ludziach, modele zwierzęce mogą wypełnić luki w danych. Duże zwierzęce modele udaru są ograniczone, ponieważ większość dużych zwierząt wykorzystywanych w badaniach to zwierzęta kopytne posiadające mirabile rete mirabile, które uniemożliwia bezpośredni wewnątrznaczyniowy dostęp do tętnic mózgowych8,9,10,11,12,13,14,15,16,17. Króliki mają długą historię stosowania do badania chorób sercowo-naczyniowych, w tym patologii wewnątrzczaszkowych8,9,10,11,12,13,14,15,16,17. Króliki stanowią idealny model dla chorób naczyniowo-mózgowych, ponieważ są wystarczająco duże, aby umożliwić wewnątrznaczyniowe cewnikowanie i nie mają rete mirabile, co wyklucza dostęp wewnątrzczaszkowy u innych dużych ssaków9,15,16,17. Były one wcześniej wykorzystywane specjalnie do badania IS poprzez precyzyjną i dobrze kontrolowaną okluzję tętnicy wewnątrzczaszkowej za pomocą mikrocewnika18.
Kontrola ciśnienia krwi (BP), zarówno poprzez modulację bezwzględnej wartości ciśnienia tętniczego, jak i zmienność ciśnienia krwi (BPV), stopień, w jakim ciśnienie tętnicze waha się wokół średniego ciśnienia tętniczego, jest wyłaniającym się potencjalnym celem terapeutycznym dla pacjentów z IS po doniesieniach o gorszych wynikach u osób ze źle kontrolowanym ciśnieniem tętniczym lub BPV19,20,21,22. Brakuje mechanistycznych badań nad tym, w jaki sposób zmiany prowadzą do złych wyników leczenia u pacjentów z IS. Wynika to częściowo z trudności w uzyskaniu danych na poziomie tkankowym i przeprowadzeniu dobrze kontrolowanych analiz u ludzi. Aby przetestować interwencje, które modulują ciśnienie krwi lub ciśnienie krwi, należy wykorzystać modele zwierzęce w celu przezwyciężenia tych ograniczeń. Niniejszy raport opisuje udane sparowanie wcześniej zwalidowanego króliczego modelu IS przy użyciu kontrolowanej okluzji tylnej tętnicy mózgowej w połączeniu z ciągłym pomiarem wewnątrztętniczym BP18. Przedstawiona tutaj metoda ulepsza poprzednie podejścia do patofizjologii udaru poprzez zastosowanie zwalidowanego i odtwarzalnego modelu udaru do systemu, w którym można uzyskać precyzyjny pomiar i kontrolę ciśnienia tętniczego. W tym udoskonalonym modelu obciążenie zawałem można ocenić za pomocą pozabiegowego barwienia histopatologicznego pobranego mózgu, który jest również podatny na różne barwienia i bardziej zaawansowane analizy, takie jak transkryptomika przestrzenna. Dodatkowo, niedrożna tętnica krążenia tylnego może być również wybrana do oceny do analizy chorobowości po procedurach przeżycia.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Ten protokół został zatwierdzony przez Institutional Animal Care and Use Committee (University of Utah IACUC Protocol Number 21-09021). Dojrzałe króliki nowozelandzkie białe pozyskiwane są od komercyjnych sprzedawców.
1. Pozyskiwanie zwierząt
- Zaaklimatyzować zwierzęta przez wymagany czas po przyjeździe zgodnie z protokołem instytucjonalnym, trzymając zwierzęta społecznie w wiwarium ze standardową dietą karmową. Okres aklimatyzacji w naszej placówce wynosi 2 tygodnie.
2. Znieczulenie i monitorowanie
- Wywołaj ogólne znieczulenie dotchawicze za pomocą domięśniowego wstrzyknięcia buprenorfiny (0,03 mg/kg), a następnie około 30 minut później ketaminy (25-35 mg/kg) i ksylazyny (3 mg/kg) wstrzyknięcie domięśniowe. Utrzymuj znieczulenie z 1%-5% izofluranem w tlenie podawanym przez rurkę dotchawiczą. Podczas indukcji należy użyć 100% FiO2, a następnie miareczkować do najniższego FiO2, który utrzymuje 100% SpO2,
UWAGA: Nieprzerwane znieczulenie jest konieczne, aby zapobiec ruchom zwierzęcia, tak aby udar był jedynym zakłóceniem procesu indukcji udaru. Zapobiega to również skokom ciśnienia tętniczego, które wynikałyby z pobudzenia, które mogłoby wynikać z nieodpowiedniego znieczulenia. Konsekwentne natlenienie jest również ważne do kontrolowania w celu uzyskania porównywalnych uderzeń. Wszystkie te środki są uwzględnione w reprezentatywnych wynikach opisanych poniżej. - Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, przykładając szkodliwe bodźce do palca u nogi. Nałóż weterynaryjną maść na oczy na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
- Monitoruj saturację tlenem za pomocą pulsoksymetru umieszczonego na uchu. Uzyskaj dostęp dożylny za pomocą angiocewnika w żyle usznej. Upewnij się, że jest zabezpieczony szwem lub samoprzylepnym przezroczystym opatrunkiem foliowym. Aby złagodzić skurcz naczyń krwionośnych, po indukcji znieczulenia umieść 0,25 cala transdermalnej nitrogliceryny po wewnętrznej stronie ucha.
- Płyny konserwacyjne należy podawać ze zwykłą solą fizjologiczną w ilości 1 cm³/kg/h. Umieścić sondę temperatury przełyku, aby monitorować temperaturę ciała. Utrzymuj normotermię (33-37 °C) w razie potrzeby za pomocą rozgrzewających umieszczonych pod zwierzęciem.
3. Przygotowanie chirurgiczne
- Ułóż królika w pozycji leżącej na stole operacyjnym zgodnym z fluoroskopią. Wysuń głowę, optymalizując ustawienie dla kolejnych widoków angiograficznych. Króliki mają wyjątkowo wrażliwe tętnice podatne na skurcz naczyń krwionośnych po instrumentacji.
- Usuń sierść z obu okolic pachwinowych za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia. Następnie należy wykonać badanie dotykowe obustronnych impulsów tętnicy udowej, aby potwierdzić odpowiedni klirens poprzez obustronne przycinanie. Przygotuj skórę za pomocą peelingów z chlorheksydyny i alkoholu, a następnie ułóż skórę w zwykły sterylny sposób.
- Podawać znieczulenie miejscowe, wstrzykując podskórnie 2 ml 1% lidokainy w obustronne okolice pachwinowe. Wykonaj 5-centymetrowe nacięcie chirurgiczne ostrzem numer 10 w miejscu, w którym wstrzyknięto lidokainę. Użyj sekcji, aby odsłonić pęczek nerwowo-naczyniowy (Ryc. 1A). W razie potrzeby przedłuż nacięcie, aby odpowiednio odsłonić odcinek tętnicy wystarczająco duży, aby można było uzyskać dostęp.
- Po odizolowaniu pęczka nerwowo-naczyniowego wlej kilka kropli 1% lidokainy na tętnicę, aby zapobiec skurczowi naczyń. Delikatnie oddziel tętnicę od żyły i sąsiedniego nerwu za pomocą kleszczy. Zidentyfikuj tętnicę po charakterystycznym wyglądzie jej mięśniowej ściany w porównaniu z cienkimi ścianami żyły. Tętnica będzie miała jaśniejszą krew, podczas gdy żyła będzie zawierała ciemniejszą krew.
4. Dostęp do arterii
- Po odizolowaniu tętnicy przełóż kleszcze pod kątem prostym pod naczyniem. Chwyć instrumentem dwie pętle naczyń krwionośnych i delikatnie przełóż je pod tętnicą. Umieścić po jednym na górnym i dolnym końcu odsłoniętego statku.
- Poddaj tętnicę delikatnemu trakcji, pociągając za pętle naczynia. W tym momencie sprawdź, czy w naczyniu nie ma resztek tkanki i usuń je delikatną sekcją (Rysunek 1B). Zwiększa to szanse na udany dostęp.
- Użyj angiocewnika 22 G, aby uzyskać dostęp. Nieznacznie przesuń sam cewnik nad igłę wewnętrzną, ponieważ często przykleja się on po całkowitym osadzeniu i może przesunąć urządzenie podczas prób dostępu.
- Po wypreparowaniu naczynia i przygotowaniu angiocewnika ponownie wlej lidokainę na naczynie. Tętnica widocznie się rozszerzy, co zwiększa szanse na udany dostęp i założenie osłonki za pomocą techniki Seldingera.
- Zastosuj delikatną trakcję do pętli naczynia znajdującego się za nim, aby napęcznieć tętnicę poprzez zmniejszenie odpływu. To również stabilizuje statek przed próbą dostępu. Powoli wsuń igłę angiocewnika do środka odsłoniętego odcinka tętnicy (Rysunek 1C). Gdy w angiocewniku i komorze w jego piaście pojawi się błysk krwi, należy przesunąć cewnik nad igłą do światła tętnicy.
- Jeśli próba dostępu nie powiedzie się, osiągnij hemostazę, stosując trakcję na pętli statku znajdującego się przed nim. Przepłucz angiocewnik solą fizjologiczną i zastąp go igłą wprowadzającą w celu podjęcia dodatkowych prób.
- Po pomyślnym umieszczeniu angiocewnika w naczyniu do jego piasty, przeprowadź mikrodrut Cope przez światło angiocewnika do aorty (Rysunek 1D). Wyjmij angiocewnik z drutu i zastąp go 5 francuską cienką osłoną hydrofilową (Rysunek 1E).
- Potwierdź powrót krwi tętniczej przez rurkę ramienia bocznego, otwierając zawór trójdrogowy. Przepłukać osłonę 0,9% solą fizjologiczną i zablokować zawór zamknięty podczas płukania.
- Przymocuj piastę pochewki do sąsiedniej skóry za pomocą dodatkowego jedwabnego szwu 3-0. Powtórz ten proces dla przeciwległej tętnicy udowej. Aby osiągnąć wyższą wydajność, dwóch operatorów może pracować jednocześnie, skupiając się na jednej tętnicy.
5. Angiografia szyjno-mózgowa i dostęp wewnątrzczaszkowy
- Pod wizualizacją fluoroskopową przesuń 4-francuski cewnik ślizgowy nad drutem ślizgowym o średnicy 0,035 cala wprowadzonym przez lewą pochewkę udową. Umieść końcówkę cewnika ślizgowego w bliższej lewej tętnicy kręgowej. Usuń drut i przepłucz cewnik heparynizowaną solą fizjologiczną o stężeniu 0,9%.
- Wykonaj angiografię, ręcznie wstrzykując lewą tętnicę kręgową z jodowym kontrastem w małym powiększeniu, aby uwidocznić całą głowę i szyję (Ryc. 2A). Moduluj wstrzykiwanie roztworu kontrastowego, zaczynając od wstrzyknięcia niskociśnieniowego, które crescenda uwidacznia całe naczynia krwionośne.
UWAGA: Potrzebne jest wystarczające wstrzyknięcie, aby uwidocznić refluks w dół prawej tętnicy kręgowej, ponieważ ten obraz angiograficzny zostanie wykorzystany do wskazówek dotyczących mapy drogowej, aby skutecznie wybrać właściwą tętnicę kręgową. Konieczne jest delikatne wstrzyknięcie, aby zminimalizować skurcz naczyń krwionośnych lub głębsze obrażenia. Ponadto nadmierna siła lub objętość może wywołać przejściowy ruch zwierzęcia nawet w głębokim znieczuleniu. - W przypadku wstrzyknięcia do lewego kręgu wstrzyknąć 50% kontrast rozcieńczony w roztworze soli fizjologicznej z delikatnym crescendo ze strzykawki o pojemności 3 cm3. Zazwyczaj wystarcza wstrzyknięcie 1-2 cm³ rozcieńczonego kontrastu. Określić odpowiednią ilość wstrzyknięcia, sprawdzając refluks w dół prawej tętnicy kręgowej i do prawej tętnicy podobojczykowej. Podczas tego wstrzyknięcia należy również zwrócić uwagę na tylną tętnicę mózgową i górną tętnicę móżdżku, z których jedna będzie celem do zamknięcia za pomocą mikrocewnika.
- Przygotuj 2,4-calowy francuski mikrocewnik sterowany przepływem z mikrodrutem o średnicy 0,010 cala. Wykonaj kształt litery C na końcówce mikrodrutu. Zgodnie ze wskazówkami mapy drogowej przesuń mikrocewnik wewnątrz 4-francuskiego cewnika ślizgowego przez prawą osłonkę kości udowej i przez drut do prawej tętnicy kręgowej. Ze względu na skłonność do skurczu naczyń krwionośnych wywołanego cewnikiem, należy zminimalizować czas manipulacji urządzeniem i liczbę wykonywanych prób cewnika.
- Przeprowadź mikrocewnik przez odcinek szyjny prawej tętnicy kręgowej. Aby jak najlepiej wykonać ostry skręt z segmentu V2 do V3, należy przesunąć sam mikrocewnik, podczas gdy mikrodrut znajduje się z powrotem proksymalnie do jego końcówki. Prowadzenie mikrodrutem w tym miejscu często powoduje wybór małych bocznych gałęzi tętnicy kręgowej i może być źródłem znacznego skurczu naczyń.
- Po przejściu ostrego zakrętu od V2 do V3 mikrocewnik często łatwo przechodzi do bliższej tętnicy podstawnej. W tym momencie przesuń mikrodrut i wybierz żądaną tylną tętnicę mózgową lub górną tętnicę móżdżku. Nie zaleca się wstrzykiwań mikrocewnikowych ze względu na delikatny charakter tętnic wewnątrzczaszkowych.
- Przesuń mikrocewnik przez mikrodrut do tętnicy docelowej. Wybierz pozycję proksymalną, ponieważ zazwyczaj najbezpieczniej jest komunikować się z tyłu ze względu na kątowanie u początku. Głębsza pozycja jest możliwa w tętnicy móżdżku górnej (Ryc. 2B).
- Powtórz angiogram, wstrzykując cewnik do lewej tętnicy kręgowej w dużym powiększeniu nad głową, aby potwierdzić niedrożność tętnicy docelowej (Rysunek 2B-C). Aby uzyskać optymalne obrazowanie, wstrzyknij kontrast o pełnej sile do strzykawki o pojemności 3 cm3. Zazwyczaj nie więcej niż 1 cm³ będzie wymagane do odpowiedniego zmętnienia wszystkich tętnic wewnątrzczaszkowych.
- Delikatnie wyjmij mikrodrut z mikrocewnika pod wizualizacją fluoroskopową, aby potwierdzić stabilną pozycję. Umieść kran na piaście mikrocewnika i zamknij kurek, aby zapobiec utracie krwi w wyniku wstecznego przepływu krwi. Usuń cewnik lewego kręgu, aby udostępnić lewą osłonę dostępu do kości udowej.
- W następnym okresie okluzji należy uzyskać przerywane obrazy fluoroskopowe, aby potwierdzić stabilną pozycję mikrocewnika okluzyjnego. Wyniki okresów niedrożności tylnej tętnicy mózgowej w zakresie od 60 do 240 minut zostały opublikowane wcześniej18.
6. Pomiar i modulacja ciśnienia krwi
- Podczas gdy jedno miejsce dostępu do kości udowej jest wykorzystywane do okluzyjnego mikrocewnika wewnątrzczaszkowego, do pomiaru ciśnienia tętniczego należy użyć osłonki przeciwstawnej.
- Rejestruj ciągłe odczyty ciśnienia tętniczego za pomocą czujnika piezorezystancyjnego o rozmiarze 3 French, umieszczonego przez osłonkę kości udowej i przesuwanego do momentu, gdy końcówka czujnika znajdzie się w dolnej części aorty piersiowej. Podłącz ten czujnik do sprzętu do akwizycji danych i wizualizuj zmierzone ciśnienie za pomocą powiązanego z nim oprogramowania. Obserwuj ciśnienie krwi w oknie wizualizacji ciśnienia. Zapisy BP można eksportować do arkusza kalkulacyjnego w celu wizualizacji w oprogramowaniu statystycznym.
- Alternatywnie, jeśli pożądana jest mechaniczna manipulacja ciśnieniem tętniczym za pomocą cewnika balonowego, należy wprowadzić 4 francuskie cewniki balonowe Fogarty'ego o średnicy 5 mm przez dostępną osłonkę kości udowej. Umieść balon w aorcie podnerkowej. Użyj wewnętrznego prześwitu 0,025 cala do śledzenia ciśnienia, aby w sposób ciągły monitorować ciśnienie krwi przed balonem i 4 średnice francuskie balonu dla drugiej linii śledzenia ciśnienia krwi, która ma być podłączona do osłony w celu ciągłego monitorowania ciśnienia krwi za balonem.
7. Eutanazja i pobieranie tkanek
- Po 3 godzinach należy usunąć mikrocewnik okluzyjny, a następnie kontynuować pomiar i modulację ciśnienia tętniczego przez dodatkowy pożądany okres. Standardowy okres rekonwalescencji wynoszący 3 godziny służy do wizualizacji zakończonego zawału w późniejszej histologii.
- Po upływie zalecanego czasu okluzji i rekonwalescencji, upewnij się, że zwierzę znajduje się w chirurgicznej płaszczyźnie znieczulenia i przeprowadź eutanazję (utrwalanie perfuzji roztworem buforowanym fosforanem, a następnie dekapitacja po potwierdzeniu braku aktywności serca). Alternatywnie wykonaj fiksację perfuzyjną, podając perfuzat przez osłonkę kości udowej, a następnie przecinając żyłę szyjną, żyłę główną dolną lub prawy przedsionek.
UWAGA: Perfuzja może być preferowana w przypadku niektórych analiz pośmiertnych, ponieważ roztwór może mieć wpływ na ekspresję genów lub wartości biomarkerów. Obie techniki zostały z powodzeniem wykonane przez naszą grupę. - W ostrych procedurach z natychmiastowym pobraniem mózgu potwierdź eutanazję i odetnij głowę zwierzęcia. Usuń kalwarię w sposób fragmentaryczny za pomocą rongeurs, zaczynając od grzbietu potylicznego i pracując do przodu, aż mózg będzie mógł zostać pobrany w stanie nienaruszonym. Umieść mózg w formalinie lub roztworze o optymalnej temperaturze cięcia i błyskawicznie zamroź, w zależności od pożądanego rodzaju analizy tkanki.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W początkowych eksperymentach z tym modelem, nasza grupa z powodzeniem osiągnęła pożądany rezultat niedrożności tylnej tętnicy mózgowej lub górnej u 12 z 14 zwierząt (85,7%). W eksperymencie przebadano siedmiu mężczyzn i siedem kobiet. Średnia masa ciała zwierzęcia wynosiła 3,6 kg (± 0,46 kg). U dwóch zwierząt, u których nie osiągnięto sukcesu, głęboki skurcz naczyń wywołany cewnikiem uniemożliwił bezpieczny dostęp do krążenia wewnątrzczaszkowego. U jednego królika nie można było uzyskać dostępu wewnątrzczaszkowego z pow...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Poczyniono znaczne postępy w leczeniu IS, w szczególności biorąc pod uwagę postępy w zakresie strategii interwencji doraźnej i prewencji wtórnej. Można jednak zrobić więcej, aby poprawić opiekę nad pacjentami z IS. Ograniczony postęp w innych aspektach leczenia IS, szczególnie w dziedzinie neuroprotekcji, prawdopodobnie wynika z ograniczeń w patofizjologicznym zrozumieniu procesów mechanistycznych na poziomie tkankowym i molekularnym. Istotne dane od ludzi są nierealistyczne i prawdopodobnie niemożliwe do uzyskania. W ta...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
MDA, GH i MAJ są konsultantami Certus Critical Care, Inc. MDA jest konsultantem firmy Johnson & Johnson.
Podziękowania
Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Center for Advancing Translational Sciences of the National Institutes of Health pod numerami nagród UL1TR002538 i KL2TR002539 oraz przez Transformational Grant 19TPA34910194 od American Heart Association.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 3-0 Szew jedwabny | Ethicon | A184H | |
| Buprenorfina | Sigma-Aldrich | B9275 | |
| Cewnik | Terumo | CG415 | Cewnik ślizgowy 4F |
| Czujnik ciśnienia wewnątrznaczyniowego | Millar | SPR-524 | |
| Euthasol | Virbac | PVS111 | |
| Prowadnica | Terumo | GR1804 | |
| Iohexol | ThermoFisher | 466651000 | Jodowany kontrast |
| Ketamina | Biorbyt | orb61131 | |
| Oprogramowanie LabChart | ADInstruments | ||
| Spektrum | lidokainy | Mikrocewnik LI102 | |
| Medtronic | EV3 105-5056 | Marathon | |
| Microwire | Medtronic | EV3 103-0608 | Mikroprzewód Mirage |
| PowerLab | ADInstruments | ||
| Mózg królika 2mm Matryca do cięcia koronalnego | Ted Pella | 15026 | |
| Saline | FisherScientific | 23-535435 | |
| Osłona | Merit Medical | PSI-5F-11 | |
| Ksylazyna | ThermoFisher | J61430.14 |
Bibliografia
- the American Heart Association. Heart Disease and Stroke Statistics-2022 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 145 (8), 153(2022).
- Jadhav, A. P., Campbell, B. C. V. Ongoing advances in medical and interventional treatments of large vessel occlusion stroke. Stroke. 52 (3), 1115-1117 (2021).
- Caprio, F. Z., Sorond, F. A. Cerebrovascular disease: Primary and secondary stroke prevention. The Medical Clinics of North America. 103 (2), 295-308 (2019).
- Kleindorfer, D. O., et al. Guideline for the prevention of stroke in patients with stroke and transient ischemic attack: A guideline from the American Heart Association/American Stroke Association. Stroke. 52 (7), 364(2021).
- Kitagawa, K. Blood pressure management for secondary stroke prevention. Hypertension Research: Official Journal of the Japanese Society of Hypertension. 45 (6), 936-943 (2022).
- Buchan, A. M., Pelz, D. M. Neuroprotection in acute ischemic stroke: A brief review. The Canadian Journal of Neurological Sciences. 49 (6), 741-745 (2021).
- Paul, S., Candelario-Jalil, E. Emerging neuroprotective strategies for the treatment of ischemic stroke: An overview of clinical and preclinical studies. Experimental Neurology. 335, 113518(2021).
- Zabriskie, M., et al. New Zealand White rabbits fed high cholesterol diets develop morbid systemic diseases before intracranial atherosclerosis is detected. Journal of Veterinary Science & Medical Diagnosis. 8 (3), (2019).
- McNally, J. S., et al. Rabbit models of intracranial atherosclerotic disease for pathological validation of vessel wall MRI. The Neuroradiology Journal. 34 (3), 193-199 (2020).
- Brousseau, M. E., Hoeg, J. M. Transgenic rabbits as models for atherosclerosis research. Journal of Lipid Research. 40 (3), 365-375 (1999).
- Ji, D., Zhao, G., Songstad, A., Cui, X., Weinstein, E. J. Efficient creation of an APOE knockout rabbit. Transgenic Research. 24 (2), 227-235 (2015).
- Abela, G. S., et al. Triggering of plaque disruption and arterial thrombosis in an atherosclerotic rabbit model. Circulation. 91 (3), 776-784 (1995).
- Aliev, G., Burnstock, G. Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: a model of atherosclerosis. Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).
- Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: Utility of the rabbit elastase aneurysm model in pre-clinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of Neurointerventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
- Zabriskie, M. S., Wang, C., Wang, S., Alexander, M. D. Apolipoprotein E knockout rabbit model of intracranial atherosclerotic disease. Animal Models and Experimental Medicine. 3 (2), 208-213 (2020).
- Zabriskie, M. S., Cooke, D. L., Wang, C., Alexander, M. D. Spatially resolved transcriptomics for evaluation of intracranial vessels in a rabbit model: Proof of concept. bioRxiv. , (2022).
- Alexander, M. D., Darflinger, R. D., Sun, Z., Cooke, D. L. Assessment of cell yield among different devices for endovascular biopsy to harvest endothelial cells. Biotechniques. 66 (1), 34-36 (2017).
- English, J. D., et al. A novel model of large vessel ischemic stroke in rabbits: microcatheter occlusion of the posterior cerebral artery. Journal of Neurointerventional Surgery. 7 (5), 363-366 (2015).
- Peng, T. J., Ortega-Gutiérrez, S., de Havenon, A., Petersen, N. H. Blood pressure management after endovascular thrombectomy. Frontiers in Neurology. 12, 723461(2021).
- Nepal, G., Shrestha, G. S., Shing, Y. K., Muha, A., Bhagat, R. Systolic blood pressure variability following endovascular thrombectomy and clinical outcome in acute ischemic stroke: A meta-analysis. Acta Neurologica Scandinavica. 144 (4), 343-354 (2021).
- Bennett, A. E., et al. Increased blood pressure variability after endovascular thrombectomy for acute stroke is associated with worse clinical outcome. Journal of Neurointerventional Surgery. 10 (9), 823-827 (2018).
- de Havenon, A., et al. Increased blood pressure variability contributes to worse outcome after intracerebral hemorrhage. Stroke. 49 (8), 1981-1984 (2018).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
