Prezentowany tutaj jest protokół do określania absorpcji, translokacji i dystrybucji imidakloprydu w pszenicy w warunkach hydroponicznych przy użyciu chromatografii cieczowej z tandemową spektrometrią mas (LC-MS-MS). Wyniki pokazały, że imidaklopryd może być wchłaniany przez pszenicę, a imidaklopryd wykryto zarówno w korzeniach, jak i liściach pszenicy.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Oznaczanie absorpcji, translokacji i dystrybucji imidakloprydu w pszenicy
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Neonikotynoidy, klasa insektycydów, są szeroko stosowane ze względu na ich nowatorskie sposoby działania, wysoką aktywność owadobójczą i silne pobieranie przez korzenie. Imidachlopryd, najczęściej stosowany środek owadobójczy na świecie, jest reprezentatywnym neonikotynoidem pierwszej generacji i jest stosowany w zwalczaniu szkodników upraw, warzyw i drzew owocowych. Przy tak szerokim zastosowaniu imidachloprydu, jego pozostałości w uprawach przyciągają coraz większą kontrolę. W niniejszym badaniu 15 siewek pszenicy umieszczono w pożywce zawierającej 0,5 mg/l lub 5 mg/l imidakloprydu do hydrohodowli. Zawartość imidakloprydu w korzeniach i liściach pszenicy oznaczono po 1 dniu, 2 dniach i 3 dniach hydrokultury w celu zbadania migracji i rozmieszczenia imidakloprydu w pszenicy. Wyniki wykazały, że imidachlopryd wykryto zarówno w korzeniach, jak i liściach rośliny pszenicy, a zawartość imidakloprydu w korzeniach była wyższa niż w liściach. Ponadto stężenie imidakloprydu w pszenicy wzrastało wraz ze wzrostem czasu ekspozycji. Po 3 dniach ekspozycji korzenie i liście pszenicy w grupie otrzymującej dawkę 0,5 mg/l zawierały odpowiednio 4,55 mg/kg ± 1,45 mg/kg i 1,30 mg/kg ± 0,08 mg/kg imidachloprydu, podczas gdy korzenie i liście w grupie poddanej działaniu 5 mg/l zawierały odpowiednio 42,5 mg/kg ± 0,62 mg/kg i 8,71 mg/kg ± 0,14 mg/kg imidachloprydu, odpowiednio. Wyniki niniejszego badania pozwalają na lepsze zrozumienie pozostałości pestycydów w uprawach i stanowią odniesienie do danych do oceny ryzyka środowiskowego związanego z pestycydami.
Wprowadzenie
W dzisiejszej agronomii, stosowanie pestycydów jest niezbędne do zwiększenia plonów. Neonikotynoidowe środki owadobójcze zmieniają równowagę potencjału błonowego poprzez kontrolowanie nikotynowych receptorów acetylocholiny w układzie nerwowym owadów, hamując w ten sposób normalne przewodnictwo ośrodkowego układu nerwowego owadów, prowadząc do paraliżu i śmierci owadów1. W porównaniu z tradycyjnymi insektycydami, neonikotynoidy mają takie zalety, jak nowatorskie sposoby działania, wysoka aktywność owadobójcza i silna absorpcja korzeni, dzięki czemu odnoszą duże sukcesy na rynku pestycydów2,3. Wielkość sprzedaży neonikotynoidów stanowiła 27% światowego rynku pestycydów w 2014 r. Średnia roczna stopa wzrostu neonikotynoidów wyniosła 11,4% od 2005 do 2010 roku, z czego około 7% zarejestrowano w Chinach4,5,6. Od końca 2016 r. do pierwszej połowy 2017 r. sprzedaż pestycydów w Chinach zaczęła odbijać się po spadku, a ceny pestycydów nadal rosły, wśród których znaczny wzrost cen wykazały insektycydy neonikotynoidowe7. Do tej pory opracowano trzy generacje insektycydów neonikotynoidowych, z których każda zawiera odpowiednio grupy nikotyny chlorku pirydyny, tiazolylu i tetrahydrofuranu8.
Imidaklopryd reprezentuje pierwszą generację insektycydów neonikotynoidowych, których wzór cząsteczkowy to C9H10ClN5O2 i jest bezbarwnym kryształem. Imidaklopryd jest używany głównie do zwalczania szkodników, takich jak mszyce, skoczki, larwy mącznika i wciornastki9 i może być stosowany do upraw takich jak ryż, pszenica, kukurydza, bawełna i warzywa, takie jak ziemniaki, a także drzewa owocowe. Ze względu na długotrwałe, znaczne i ciągłe stosowanie pestycydów, zarówno pożyteczne owady, jak i naturalni wrogowie szkodników zostały szybko zredukowane, a niektóre szkodniki rolnicze stały się odporne na pestycydy, co spowodowało błędne koło stosowania ciągłych i rosnących ilości pestycydów10. Ponadto szerokie stosowanie pestycydów doprowadziło do pogorszenia jakości gleby, trwałych pozostałości pestycydów w produktach rolnych i innych problemów ekologicznych, które nie tylko powodują znaczne szkody w rolniczym środowisku ekologicznym11, ale także stanowią poważne zagrożenie dla zdrowia ludzkiego12. Opryskiwanie pestycydami ma poważny wpływ na wzrost i jakość mikroorganizmów glebowych i zwierząt glebowych13. Nieuzasadnione lub nadmierne stosowanie pestycydów spowodowało poważne zagrożenia dla bezpieczeństwa gleby i środowiska wodnego, zwierząt i roślin, a nawet życia ludzkiego14. W ostatnich latach problem nadmiernych pozostałości pestycydów w uprawach stał się bardziej dotkliwy w związku z intensywnym stosowaniem pestycydów. Gdy imidaklopryd był stosowany w celu zwiększenia plonów warzyw, szybkość wchłaniania imidakloprydu w warzywach wzrastała wraz ze wzrostem ilości i reszty imidakloprydu15. Ponieważ pszenica jest główną uprawą żywności, zarówno produkcja, jak i bezpieczeństwo pszenicy mają kluczowe znaczenie. W związku z tym należy wyjaśnić politykę w zakresie pozostałości i dystrybucji pestycydów stosowanych w uprawie pszenicy.
W ostatnich latach opracowano wiele metod ekstrakcji pozostałości imidakloprydu z wody, gleby i roślin. Metoda QuEChERS (szybka, łatwa, tania, skuteczna, wytrzymała i bezpieczna) to nowa metoda, która łączy technologię mikroekstrakcji do fazy stałej i technologię rozproszonej ekstrakcji do fazy stałej i polega na użyciu acetonitrylu jako rozpuszczalnika ekstrakcyjnego oraz usunięciu zmieszanych zanieczyszczeń i wody w próbce za pomocą odpowiednio NaCl i bezwodnego MgSO416. Metoda QuEChERS wymaga minimalnej ilości szkła i składa się z prostych etapów eksperymentalnych, co czyni ją jedną z najpopularniejszych metod ekstrakcji pestycydów17. Dla wykrywania imidakloprydu granicę wykrywalności wynoszącą zaledwie 1 × 10−9 g18 osiągnięto za pomocą chromatografii cieczowej (LC), a za pomocą chromatografii gazowej (GC) osiągnięto granicę wykrywalności 1 × 10−11 g19. Ze względu na wysoką rozdzielczość i czułość, LC-MS i GC-MS wykazały jeszcze niższe granice wykrywalności imidakloprydu wynoszące 1 × 10-13 do 1 × 10-14 g20,21; Techniki te są zatem dobrze przystosowane do analizy śladowych reszt imidakloprydu.
W obecnym badaniu, imidaklopryd został wybrany jako docelowe zanieczyszczenie, a pszenica została wybrana jako uprawa testowa do zbadania rozkładu pozostałości imidakloprydu w pszenicy. Protokół ten szczegółowo opisuje metodę kompleksowej analizy wzbogacania i przenoszenia pestycydu imidachloprydu w pszenicy poprzez badanie wchłaniania i przechowywania imidakloprydu w różnych częściach roślin pszenicy uprawianych w warunkach hydroponicznych. Niniejsze badania mają na celu zapewnienie teoretycznych podstaw do oceny ryzyka pozostałości pestycydów w pszenicy, ukierunkowanie racjonalnego stosowania pestycydów w działalności rolniczej w celu zmniejszenia pozostałości pestycydów oraz poprawy bezpieczeństwa produkcji roślinnej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Kiełkowanie nasion pszenicy
- Wybrać 1 000 ziaren pszenicy (Jimai 20) o pełnych ziarnach, nieuszkodzonych zarodkach i jednolitym rozmiarze (długość: 6 mm ± 0,5 mm).
- Przenieść 333,3 mL 30% roztworu H2O2 do kolby miarowej o pojemności 1 L i rozcieńczyć wodą dejonizowaną, aby przygotować 1 L 10% roztworu H2O2. Zanurzyć ziarna pszenicy w 10% roztworze H2O2 na 15 min w celu dezynfekcji powierzchni nasion (Rysunek 1).
- Płukać ziarna pszenicy 5 razy pod bieżącą sterylną wodą przez 10 s przy każdym płukaniu.
- Rozłożyć ziarna pszenicy równomiernie zarodkami do góry w szalkach Petriego z wilgotnym sterylnym papierem filtrowanym (Rysunek 2). Umieścić szalki Petriego w inkubatorze klimatycznym w temperaturze 30 °C i przy 80% wilgotności względnej. Inkubować ziarna pszenicy w ciemności przez 3 dni, aż wykiełkują i wypuszczą korzenie.
Rysunek 1: Dezynfekcja nasion pszenicy. Nasiona pszenicy namaczano w 10% roztworze H2O2 (w zlewce) przez 15 min w celu dezynfekcji powierzchni nasion. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 2: Kiełkowanie nasion pszenicy. Nasiona pszenicy rozprowadzono równomiernie w szklanej szalce Petri zawierającej wilgotny, sterylny papier filtracyjny. Szalkę Petri umieszczono w inkubatorze z kontrolowanym klimatem w celu przeprowadzenia kiełkowania nasion pszenicy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
2. Hodowla siewek pszenicy
- Rozpuścić 551 mg podstawowej mieszaniny soli Hoaglanda w 1 L wody dejonizowanej, aby przygotować połowiczną (1/2) pożywkę Hoaglanda (zawierającą 0,75 mmol/L K2SO4, 0,1 mmol/L KCl, 0,6 mmol/L MgSO4, 4,0 × 10−2 mmol/L FeEDTA, 1,0 × 10−3 mmol/L H3BO3, 1,0 × 10−3 mmol/L MnSO4, 1,0 × 10−3 mmol/L ZnSO4, 1,0 × 10−4 mmol/L CuSO4 oraz 5,0 × 10−6 mmol/L Na2 MoO4).
- Po wykiełkowaniu nasion pszenicy (krok 1.4), umieścić 15 siewek pszenicy w urządzeniu do hydroponiki (patrz Tabela materiałów) zawierającym 100 mL połowicznej (1/2) pożywki Hoaglanda do hydroponiki (Rysunek 3). Cały aparat hydroponiczny umieścić w inkubatorze z kontrolowanym klimatem (patrz Tabela materiałów) i inkubować przez 7 dni w temperaturze 25 °C i wilgotności względnej 80% przy fotoperiodzie 16 h światła/8 h ciemności.
Rycina 3: Hodowla hydroponiczna siewek pszenicy. Siewki pszenicy były hodowane hydroponicznie przez 0 dni, 3 dni i 7 dni w 100 mL 1/2 roztworu odżywczego Hoaglanda. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
3. Eksperyment polegający na narażeniu roślin pszenicy na roztwór imidakloprydu
- Po 7-dniowym okresie hydroponiki, przesadź rośliny pszenicy do 1/2 roztworu odżywczego Hoaglanda zawierającego 0,5 mg/L lub 5 mg/L imidakloprydu w celu przeprowadzenia eksperymentów z ekspozycją na imidaklopryd. Wyhoduj 15 roślin pszenicy w każdym urządzeniu hydroponicznym. Przygotuj 15 urządzeń hydroponicznych dla każdej grupy stężenia imidakloprydu, aby zapewnić pobranie odpowiedniej liczby próbek podczas próbkowania.
- Umieść cały sprzęt hydroponiczny w inkubatorze klimatycznym na 3 dni w temperaturze 25 °C i 80% wilgotności względnej przy fotoperiodzie 16 h światła/8 h ciemności.
- Przez cały okres ekspozycji codziennie pobieraj korzenie pszenicy (0,2 g na roślinę) i liście (0,5 g na roślinę). Połącz próbki pszenicy z każdego piątego urządzenia hydroponicznego jako grupę równoległą i wyznacz zawartość imidakloprydu w próbkach.
4. Procedura ekstrakcji imidakloprydu z pszenicy
- Ekstrakcja imidachloprydu z korzeni pszenicy
- Aby uniknąć błędów eksperymentalnych, przemyj korzenie pszenicy 4 razy bieżącą sterylną wodą przez 10 s za każdym razem, aby usunąć imidachlopryd zaadsorbowany na powierzchni korzeni.
- Poszatkuj korzenie pszenicy nożyczkami na kawałki o długości około 1 cm (Rysunek 4). Odważ 10,00 g poszatkowanych korzeni pszenicy i umieść je w probówce wirówkowej o pojemności 50 mL.
- Dodaj do probówki wirówkowej 10 mL acetonitrylu i mieszaj na wortexie przez 1 min. Następnie dodaj do probówki 4 g bezwodnego MgSO4 oraz 1,5 g NaCl i natychmiast wymieszaj na wortexie przez 30 s. Wirował próbkę przez 5 min przy 6,000 x g.
- Odsącz nadsącz za pomocą jednorazowej strzykawki i przepuść go przez filtr strzykawkowy (rozmiar porów 0,22 µm), aby otrzymać próbkę.
- Ekstrakcja imidachloprydu z liści pszenicy (Rysunek 5)
- Poszatkuj świeże liście pszenicy nożyczkami na kawałki o długości około 1 cm (Rysunek 4). Odważ 10,00 g poszatkowanych liści pszenicy i umieść je w probówce wirówkowej o pojemności 50 mL.
- Dodaj do probówki wirówkowej 10 mL acetonitrylu i mieszaj na wortexie przez 1 min.
- Dodaj do probówki 4 g bezwodnego MgSO4 oraz 1,5 g NaCl i natychmiast wymieszaj na wortexie przez 30 s.
- Wirował próbkę przez 5 min przy 6,000 x g.
- Po wirowaniu dodaj 2 mL nadsączu do probówki wirówkowej o pojemności 5 mL zawierającej 50 mg grafitowanego węgla aktywnego (GCB) i 150 mg bezwodnego MgSO4 (w celu usunięcia pigmentu i wilgoci z próbki), a następnie mieszaj probówkę na wortexie przez 30 s (Rysunek 6). Wirował próbkę przez 5 min przy 6,000 x g.
- Odsącz nadsącz za pomocą jednorazowej strzykawki i przepuść go przez filtr strzykawkowy (rozmiar porów 0,22 µm), aby otrzymać próbkę.
Rycina 4: Poszatkowane korzenie i liście pszenicy. Świeże korzenie i liście pszenicy zostały poszatkowane nożyczkami na kawałki o długości około 1 cm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 5: Ekstrakcja imidakloprydu z liści pszenicy. Imidaklopryd w próbkach został wyekstrahowany metodą QuEChERS (kroki 4.2.1-4.2.4 protokołu). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 6: Oczyszczanie imidakloprydu w liściach pszenicy. Środkiem odzyskującym było 50 mg GCB + 150 mg MgSO4. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
5. Oznaczanie ilościowe imidachloprydu
- Ilość imidacloprydu w próbce należy określić za pomocą chromatografii cieczowej sprzężonej z tandemową spektrometrią mas (LC-MS-MS), w oparciu o krzywą wzorcową (y = 696,61x + 56,411, R=1) wyznaczoną dla stężeń imidacloprydu od 0,2 do 250 µg/L (Rysunek 7). Spektrometr mas był wyposażony w kolumnę C18 (100 mm x 2,1 mm, 3 µm) oraz źródło jonizacji rozpylnej (ESI+). Program elucji i parametry źródła jonów przedstawiono w Tabeli 1.
Rycina 7: Chromatogram i spektrogram masowy imidachloprydu w liściach pszenicy. Górny panel przedstawia chromatogram imidachloprydu (czas retencji = 0,93 min). Dolny panel przedstawia spektrogram masowy imidachloprydu w 0,93 min, wykazujący intensywność sygnału produktu (m/z = 208,8) imidachloprydu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
| Temperatura kolumny | 40 °C |
| Rozpuszczalnik A | 99,9% wody/0,1% kwasu mrówkowego (v/v) |
| Rozpuszczalnik B | acetonitryl |
| Program elucji | 0–0,5 min, A = 20% |
| 0,5–2 min, A = 20%–50% | |
| 2–3 min, A = 50% | |
| 3–3,1 min, A = 50%–20% | |
| 3,1–5 min, A=20% | |
| Przepływ (ml/min) | 0.3 |
| Objętość iniekcji (μL) | 5 |
| Temperatura kapilary (°C) | 330 |
| Temperatura parownika (°C) | 350 |
| Przepływ gazu osłonowego (Arb) | 40 |
| Przepływ gazu pomocniczego (Arb) | 20 |
| Napięcie rozpylania (V) | 3900 |
| Ciśnienie gazu zderzeniowego (mTorr) | 1.5 |
| Jon prekursorowy | 256.1 |
| Jon produktowy/Energia kolizyjna (eV) | 208.8/16 |
Tabela 1: Program elucji i parametry źródła jonów w metodzie chromatografii cieczowej sprzężonej z spektrometrią mas.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Granica wykrywalności (LOD) instrumentu dla imidachloprydu wyniosła 5,76 × 10−14 g, a granica wykrywalności metody dla imidachloprydu w korzeniu lub liściu pszenicy wyniosła 0,01 µg/kg; nie zaobserwowano efektu matrycy. Odzyski imidachloprydu w pszenicy przedstawiono w Tabeli 2. Odzyski imidachloprydu z korzeni pszenicy eksponowanych na stężenia imidachloprydu 0,5 mg/L i 5 mg/L wyniosły odpowiednio 94,0%-97,6% oraz 98,8%-99,2%; współczynniki zmienności wyniosły odpowiednio 1,92% i 0,20%. Odzys...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W ostatnich latach często zgłaszano metody obróbki wstępnej i wykrywania pozostałości pestycydu imidachloprydu. Badawy i wsp.23 zastosowali wysokosprawną chromatografię cieczową do określenia zawartości imidakloprydu w owocach pomidorów uprawianych w warunkach szklarniowych i stwierdzili dobrą liniowość dla imidakloprydu w zakresie 0,0125-0,15 μg/ml. Zhai i wsp.24 użyli LC-MS-MS do zbadania pozostałości imidakloprydu w chińskim szczypiorku. W niniejszej pracy wykorzystano m...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie pozostają w konflikcie interesów. Wszyscy autorzy przeczytali i zatwierdzili manuskrypt. Praca ta nie była wcześniej publikowana, ani nie jest rozpatrywana przez żadne inne recenzowane czasopismo.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (nr 42277039).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Acetonitryl | Sigma-Aldrich (Szanghaj) Trading Co., Ltd. | 01-06-1995 | Nadaje się do HPLC, klasa gradientowa, >99,9% |
| Waga analityczna | Sartorius Lab Instruments Co.Ltd. | GL124-1SCN | |
| Inkubator sztucznego klimatu | Szanghaj Badian Instrument Equipment Co., Ltd. | Wirówka HK320 | |
| Eppendorf China Co., Ltd. | Wirówka5804 | ||
| Jednorazowa strzykawka | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co., Ltd. | Z116866 | Pojemność 5 mL, z podziałką 0,2 mL, niesterylny |
| Kwas mrówkowy | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co., Ltd. | Y0001970 | Norma referencyjna Farmakopei Europejskiej |
| Sadza grafityzowana (GCB) | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co., Ltd. | V900058 | 45 μ m |
| H2O2 | Sigma-Aldrich (Szanghaj) Co.Ltd handlowe. | 31642 | 30% (w/w) |
| Hoagland' s Podstawowa mieszanina soli | Shanghai Yu Bo Biotech Co., Ltd. | NS1011 | Bezwodny, odczynnikowy |
| sprzęt hydroponiczny | Jiangsu Rongcheng Rozwój Nauk i Technologii Rolniczych Co.Ltd. | ||
| Kolumna Hypersil BDS C18 | Thermo Fisher Scientific (China) Co., Ltd. | 28103-102130 | |
| Imidaklopryd | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co., Ltd. | Y0002028 | Norma referencyjna Farmakopei Europejskiej |
| MgSO4 | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | 208094 | Bezwodny, odczynnik, >97% |
| NaCl | Sigma-Aldrich (Szanghaj) Trading Co.Ltd. | S9888 | Klasa odczynnika, 99% |
| miernik pH | Shanghai Thunder Magnetic Instrument Factory | PHSJ-3F | |
| Pudełko fitotronowe | Harbin Donglian Electronic Technology Co., Ltd. | Pipety HPG-280B | |
| Eppendorf China Co., Ltd. | Badania plus | ||
| filtr strzykawkowy | Sigma-Aldrich (Szanghaj) Trading Co.Ltd. | SLGV033N | Nylon, 0,22 i mikro; m wielkość porów, 33 mm, niesterylna |
| Ultrasprawna chromatografia cieczowa tandemowa potrójna kwadrupolowa spektrometria mas | Thermo Fisher Scientific (China) Co., Ltd. | Mikser UltiMate 3000 | |
| TSQ Quantum Access MAX | |||
| Vortex | Shanghai Yetuo Technology Co., Ltd. | Vortex-2 | |
| Nasiona pszenicy | LuKe przemysł | Jimai 20 |
Bibliografia
- Lin, P. C., Lin, H. J., Liao, Y. Y., Guo, H. R., Chen, K. T. Acute poisoning with neonicotinoid insecticides: A case report and literature review. Basic & Clinical Pharmacology & Toxicology. 112 (4), 282-286 (2013).
- North, J. H., et al. Value of neonicotinoid insecticide seed treatments in Mid-South corn (Zea mays) production systems. Journal of Economic Entomology. 111 (1), 187-192 (2018).
- Simon-Delso, N., et al. Systemic insecticides (neonicotinoids and fipronil): Trends, uses, mode of action and metabolites. Environmental Science and Pollution Research. 22 (1), 5-34 (2015).
- Bass, C., Denholm, I., Williamson, M. S., Nauen, R. The global status of insect resistance to neonicotinoid insecticides. Pesticide Biochemistry and Physiology. 121, 78-87 (2015).
- Craddock, H. A., Huang, D., Turner, P. C., Quiros-Alcala, L., Payne-Sturges, D. C. Trends in neonicotinoid pesticide residues in food and water in the United States, 1999-2015. Environmental Health. 18 (1), 7(2019).
- Shao, X. S., Liu, Z. W., Xu, X. Y., Li, Z., Qian, X. H. Overall status of neonicotinoid insecticides in China: Production, application and innovation. Journal of Pesticide Science. 38 (1-2), 1-9 (2013).
- Zhao, Y., et al. Urinary neonicotinoid insecticides in children from South China: Concentrations, profiles and influencing factors. Chemosphere. 291, 132937(2022).
- Kurwadkar, S., Evans, A. Neonicotinoids: Systemic insecticides and systematic failure. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology. 97 (6), 745-748 (2016).
- Sadaria, A. M., et al. Passage of fiproles and imidacloprid from urban pest control uses through wastewater treatment plants in northern California, USA. Environmental Toxicology and Chemistry. 36 (6), 1473-1482 (2017).
- Damalas, C. A., Eleftherohorinos, I. G. Pesticide exposure, safety issues, and risk assessment indicators. International Journal of Environmental Research and Public Health. 8 (5), 1402-1419 (2011).
- Hayes, T. B., et al. Demasculinization and feminization of male gonads by atrazine: Consistent effects across vertebrate classes. Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology. 127 (1-2), 64-73 (2011).
- Rani, L., et al. An extensive review on the consequences of chemical pesticides on human health and environment. Journal of Cleaner Production. 283, 124657(2021).
- Xu, Y. Q., et al. Ecotoxicity evaluation of azoxystrobin on Eisenia fetida in different soils. Environmental Research. 194, 110705(2021).
- Yavari, S., Malakahmad, A., Sapari, N. B. Biochar efficiency in pesticides sorption as a function of production variables-A review. Environmental Science and Pollution Research. 22 (18), 13824-13841 (2015).
- Delcour, I., Spanoghe, P., Uyttendaele, M. Literature review: Impact of climate change on pesticide use. Food Research International. 68, 7-15 (2015).
- Zhang, C. Y., et al. The application of the QuEChERS methodology in the determination of antibiotics in food: A review. TrAC-Trends in Analytical Chemistry. 118, 517-537 (2019).
- Wiilkowska, A., Biziuk, M. Determination of pesticide residues in food matrices using the QuEChERS methodology. Food Chemistry. 125 (3), 803-812 (2011).
- Ishii, Y., et al. HPLC determination of the new insecticide imidacloprid and its behavior in rice and cucumber. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 42 (12), 2917-2921 (1994).
- Ko, A. Y., et al. Development of a simple extraction and oxidation procedure for the residue analysis of imidacloprid and its metabolites in lettuce using gas chromatography. Food Chemistry. 148, 402-409 (2014).
- Yuan, W. L., et al. Application of imidacloprid controlled-release granules to enhance the utilization rate and control wheat aphid on winter wheat. Journal of Integrative Agriculture. 19 (12), 3045-3053 (2020).
- Phugare, S. S., Kalyani, D. C., Gaikwad, Y. B., Jadhav, J. P. Microbial degradation of imidacloprid and toxicological analysis of its biodegradation metabolites in silkworm (Bombyx mori). Chemical Engineering Journal. 230, 27-35 (2013).
- Li, Y., et al. Uptake, translocation and accumulation of imidacloprid in six leafy vegetables at three growth stages. Ecotoxicology and Environmental Safety. 164, 690-695 (2018).
- Badawy, M. E. I., Ismail, A. M. E., Ibrahim, A. I. H. Quantitative analysis of acetamiprid and imidacloprid residues in tomato fruits under greenhouse conditions. Journal of Environmental Science and Health Part B-Pesticides Food Contaminants and Agricultural Wastes. 54 (11), 898-905 (2019).
- Zhai, R. Q., et al. Residue, dissipation pattern, and dietary risk assessment of imidacloprid in Chinese chives. Frontiers in Nutrition. 9, 846333(2022).
- Aria, M. M., et al. Uptake and translocation monitoring of imidacloprid to chili and tomato plants by molecularly imprinting extraction - ion mobility spectrometry. Microchemical Journal. 144, 195-202 (2019).
- Chen, Y., et al. Translocation and metabolism of imidacloprid in cabbage: Application of C-14-labelling and LC-QTOF-MS. Chemosphere. 263, 127928(2021).
- Wild, S., Jones, K. Organic chemicals entering agricultural soils in sewage sludges: Screening for their potential to transfer to crop plants and livestock. Science of the Total Environment. 119, 85-119 (1992).
- Gong, W. W., et al. Uptake and dissipation of metalaxyl-M, fludioxonil, cyantraniliprole and thiamethoxam in greenhouse chrysanthemum. Environmental Pollution. 257, 113499(2020).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
