Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie frakcjonowania gęstości gleby do oddzielenia odrębnych rezerwuarów węgla w glebie

4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64759

⸱

16 grudnia 2022

 ,  ,  , 
1Department of Crop and Soil Sciences, Oregon State University, 2USDA Forest Service

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Frakcjonowanie gęstości gleby rozdziela materię organiczną gleby na odrębne pule o różnych mechanizmach stabilizacji, chemii i czasach obrotu. Roztwory poliwolframianów sodu o określonych gęstościach umożliwiają oddzielenie wolnej materii organicznej w postaci cząstek stałych od materii organicznej związanej z minerałami, w wyniku czego uzyskuje się frakcje materii organicznej odpowiednie do opisania reakcji gleby na zarządzanie i zmiany klimatu.

Streszczenie

Materia organiczna gleby (SOM) to skomplikowana mieszanina różnych związków, które obejmują zakres od wolnych, częściowo zdegradowanych składników roślinnych, przez bardziej mikrobiologicznie zmienione związki przechowywane w agregatach glebowych, aż po wysoko przetworzone mikrobiologiczne produkty uboczne o silnym powiązaniu z reaktywnymi minerałami glebowymi. Naukowcy zajmujący się glebą starali się znaleźć sposoby na rozdzielenie gleby na frakcje, które są łatwe do zmierzenia i przydatne do modelowania węgla w glebie (C). Coraz częściej stosuje się frakcjonowanie gleby na podstawie gęstości, które jest łatwe do wykonania i daje pule C w oparciu o stopień powiązania między SOM a różnymi minerałami; w związku z tym frakcjonowanie gęstości gleby może pomóc w scharakteryzowaniu SOM i zidentyfikowaniu mechanizmów stabilizacji SOM. Jednak zgłoszone protokoły frakcjonowania gęstości gleby znacznie się różnią, co sprawia, że wyniki różnych badań i ekosystemów są trudne do porównania. W tym miejscu opisujemy solidną procedurę frakcjonowania gęstości, która oddziela cząstki stałe i materię organiczną związaną z minerałami, oraz wyjaśniamy zalety i wady dzielenia gleby na dwie, trzy lub więcej frakcji gęstości. Frakcje takie często różnią się składem chemicznym i mineralnym, czasem obrotu i stopniem przetworzenia mikrobiologicznego, a także stopniem stabilizacji minerałów.

Wprowadzenie

Gleba jest największym magazynem węgla ziemskiego (C), zawierającym ponad 1,500 Pg węgla w górnej części 1 m i prawie dwukrotnie większą ilość na głębszych poziomach globalnie, co oznacza, że gleba zawiera więcej C niż biomasa roślinna i atmosfera razem wzięte1. Materia organiczna gleby (SOM) zatrzymuje wodę i składniki odżywcze gleby i jest niezbędna dla produktywności roślin i funkcjonowania ekosystemu lądowego. Pomimo globalnego uznania znaczenia odpowiednich zasobów SOM dla zdrowia gleby i wydajności rolnictwa, zasoby gleby C zostały znacznie uszczuplone z powodu niezrównoważonej gospodarki leśnej i rolnej, zmian krajobrazu i ocieplenia klimatu2,3. Rosnące zainteresowanie przywracaniem zdrowia gleby i wykorzystaniem retencji węgla w glebie jako kluczowego gracza w naturalnych rozwiązaniach klimatycznych doprowadziło do wysiłków na rzecz zrozumienia czynników kontrolujących sekwestrację i stabilizację gleby C w różnych środowiskach4,5.

Materia organiczna gleby (SOM) to skomplikowana mieszanina różnych związków, które obejmują zakres od wolnych, częściowo zdegradowanych składników roślinnych do bardziej mikrobiologicznie zmienionych związków znajdujących się w agregatach glebowych (zdefiniowanych tutaj jako materiał utworzony przez połączenie oddzielnych jednostek lub elementów) do wysoko przetworzonych mikrobiologicznych produktów ubocznych o silnych powiązaniach z reaktywnymi minerałami glebowymi6. W przypadkach, w których niepraktyczne jest zidentyfikowanie pełnego zestawu poszczególnych związków w SOM, badacze często koncentrują się na identyfikacji mniejszej liczby funkcjonalnych pul C, które istnieją jako rzeczywistość fizyczna i które różnią się w zależności od szybkości obrotu, ogólnego składu chemicznego i stopnia stabilizacji składnikami mineralnymi gleby1, 7. Aby baseny mogły być krytycznie interpretowane i modelowane, ważne jest, aby oddzielone pule były małe, były mierzalne bezpośrednio, a nie tylko teoretyczne, oraz wykazywały wyraźne różnice w składzie i reaktywności8.

Wiele różnych technik, zarówno chemicznych, jak i fizycznych, zostało wykorzystanych do wyizolowania znaczących zbiorników gleby C, które zostały dobrze podsumowane przez von Lützow et al.9 oraz Poeplau et al.10. Techniki ekstrakcji chemicznej mają na celu wyizolowanie określonych pul, takich jak C, związanych ze słabo krystalicznym lub krystalicznym Fe i Al11. Rozpuszczalniki organiczne zostały użyte do ekstrakcji określonych związków, takich jak lipidy12, a hydroliza lub utlenianie SOM zostały użyte jako miara labilnej puli C13,14. Jednak żadna z tych metod ekstrakcji nie kategoryzuje wszystkich pul C na frakcje mierzalne lub modelowalne. Fizyczne frakcjonowanie gleby kategoryzuje całą glebę C w baseny na podstawie wielkości i zakłada, że rozkład resztek roślinnych powoduje rozdrobnienie i coraz mniejsze cząstki. Chociaż sam rozmiar nie jest w stanie oddzielić wolnych szczątków roślinnych od minerałów SOM15, ilościowe określenie tych dwóch basenów ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia stabilizacji gleby C ze względu na powszechne przestrzenne, fizyczne i biogeochemiczne różnice w powstawaniu i obrocie16.

Frakcjonowanie gleby C na podstawie gęstości jest coraz częściej stosowane, łatwe do przeprowadzenia i identyfikuje różne pule C na podstawie stopnia powiązania z różnymi minerałami17,18,19; dlatego frakcjonowanie gęstości gleby może pomóc wyjaśnić różne mechanizmy stabilizacji gleby C. Podstawowym wymogiem frakcjonowania gleby jest zdolność do pełnego rozproszenia cząstek organicznych i mineralnych. Po zdyspergowaniu zdegradowana materia organiczna, która jest stosunkowo wolna od minerałów, unosi się w roztworach lżejszych niż ~1,85 g/cm3, podczas gdy minerały zwykle mieszczą się w zakresie 2-4,5 g/cm3, chociaż tlenki żelaza mogą mieć gęstość do 5,3 g/cm3. Frakcja lekka lub wolna frakcja cząstek ma zwykle krótszy czas obrotu (chyba że występuje znaczne zanieczyszczenie węglem drzewnym) i wykazano, że jest wysoce wrażliwa na uprawę i inne zakłócenia. Frakcja ciężka (>1,85 g/cm3) lub związana z minerałami często ma dłuższy czas obrotu ze względu na odporność na rozkład za pośrednictwem mikroorganizmów, która powstaje, gdy cząsteczki organiczne wiążą się z reaktywnymi powierzchniami mineralnymi. Jednak frakcja ciężka może się nasycić (tj. osiągnąć górną granicę zdolności kompleksowania minerałów), podczas gdy frakcja lekka może teoretycznie gromadzić się prawie w nieskończoność. W ten sposób zrozumienie fizycznego rozmieszczenia materii organicznej w rezerwuarach materii organicznej związanej z minerałami i cząstkami stałymi pomaga wyjaśnić, którymi ekosystemami można zarządzać w celu efektywnej sekwestracji dwutlenku węgla i jak różne systemy będą reagować na zmiany klimatyczne i zmieniające się wzorce zakłóceń antropogenicznych20.

Chociaż użycie frakcjonowania gęstości przy użyciu roztworów politungmianu sodu o różnych gęstościach znacznie wzrosło w ciągu ostatniej dekady, techniki i protokoły znacznie się różnią, co utrudnia porównywanie wyników z różnych badań i różnych ekosystemów. Chociaż wykazano, że gęstość 1,85 g/cm3 pozwala odzyskać największą ilość frakcji wolnego światła przy minimalnym włączeniu mineralnej materii organicznej (MAOM)17, w wielu badaniach stosowano gęstości w zakresie 1,65-2,0 g/cm3. Podczas gdy większość badań podzieliła gleby na zaledwie dwa baseny (frakcję lekką i frakcję ciężką, dalej LF i HF), inne badania wykorzystywały wielokrotne gęstości, aby dalej rozdrobnić frakcję ciężką w baseny, które różnią się minerałami, z którymi są związane, względnym stosunkiem minerałów do powłoki organicznej lub stopniem agregacji (np. Sollins et al.17, Sollins et al.18, Hatton et al.21, Lajtha et al.22, Yeasmin et al.23, Wagai et al.24, Volk et al.25). Ponadto zasugerowano bardziej złożone procedury frakcjonowania, które łączą separację zarówno wielkości, jak i gęstości, co skutkuje większą liczbą pul (np. Yonekura i in.26, Virto i in.27, Moni i in.15, Poeplau i in.10), ale także więcej miejsca na błędy, zarówno w metodologii, jak i w odniesieniu do wielkości puli. Co więcej, autorzy stosowali również sonikację o różnej intensywności i czasie w celu rozproszenia agregatów i MAOM z powierzchni mineralnych28,29,30.

Tutaj opisujemy solidną procedurę frakcjonowania gęstości, która identyfikuje, po pierwsze, dwie unikalne pule węgla glebowego (LF i HF, lub POM i MAOM), i oferujemy zarówno techniki, jak i argumenty do dalszego podziału puli HF na dodatkowe frakcje, które różnią się w zależności od ich mineralogii, stopnia powłoki organicznej lub agregacji. Wykazano, że zidentyfikowane tutaj frakcje różnią się pod względem składu chemicznego, czasu obrotu, stopnia przetworzenia mikrobiologicznego i stopnia stabilizacji minerałów18,19.

Poniższa procedura rozdziela glebę na cząstki materii organicznej (POM) i mineralną materię organiczną (MAOM) poprzez zmieszanie znanej ilości gleby w roztworze o określonej gęstości. Skuteczność procedury mierzy się poprzez łączny odzysk masy gleby i węgla w stosunku do początkowej masy próbki gleby i zawartości węgla. Gęsty roztwór uzyskuje się przez rozpuszczenie poliwolframianu sodu (SPT) w wodzie dejonizowanej. Gleba jest początkowo mieszana z gęstym roztworem SPT i mieszana w celu dokładnego wymieszania i rozproszenia agregatów glebowych. Wirowanie jest następnie stosowane do oddzielenia materiałów glebowych, które unoszą się na wodzie (frakcja lekka) lub toną (frakcja ciężka) w roztworze. Etapy mieszania, izolacji, odzysku i mycia są powtarzane wielokrotnie, aby zapewnić oddzielenie frakcji lekkich i ciężkich, wraz z usunięciem SPT z materiału. Na koniec frakcje gleby są suszone, ważone i analizowane pod kątem zawartości węgla. Frakcjonowany materiał może być wykorzystany do kolejnych procedur i analiz.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Sporządzanie roztworów podstawowych poliwolframianu sodu (SPT)

UWAGA: SPT jest substancją drażniącą i jest szkodliwa w przypadku połknięcia lub wdychania. Jest toksyczny dla organizmów wodnych; unikać jego uwalniania do środowiska.

  1. Aby przygotować 1 l roztworu SPT o gęstości 1,85 g/cm3, rozpuść 1,051 g skrystalizowanego SPT w około 600 ml dejonizowanej wody destylowanej (DDI). Mieszać roztwór, aż SPT całkowicie się rozpuści, przez około 15 minut, a następnie doprowadzić objętość roztworu do 1 l za pomocą DDI.
    UWAGA: Odzysk węgla przy użyciu gęstości roztworu <1,85 g/cm3 może zaniżać rekrutację lekkiej frakcji węgla pochodzącej z cząstek materii organicznej17,18, błędnie przedstawiając w ten sposób ilość węgla w próbce. W związku z tym sugeruje się, że gęstość roztworu SPT wynosi 1,85 g/cm3 8,17, aby w typowej próbce gleby (tj. większości piasku, mułu i gliny o zawartości C <10%).
  2. Aby przygotować 1 l roztworu SPT o gęstości 2,40 g/cm3, rozpuść 1,803 g stałego SPT w około 500 ml wody DDI. Mieszać roztwór, aż SPT całkowicie się rozpuści, a następnie doprowadzić objętość roztworu do 1 l za pomocą DDI.
    UWAGA: Poza potencjalnym zastosowaniem do frakcjonowania gleby, roztwór o gęstości większej niż 1,85 g/cm3 jest często wymagany do dostosowania roztworu SPT na późniejszych etapach protokołu (patrz krok 3.2). Jeśli pozostanie dodatkowy roztwór o stężeniu 2,40 g/cm3, roztwór można rozcieńczyć do 1,85 g/cm3 wodą dejonizowaną i użyć do frakcjonowania gleby.
  3. Przed użyciem do frakcjonowania należy przeanalizować SPT pod kątem zawartości C i N. Analizę tę należy przeprowadzić przy użyciu analizatora pierwiastkowego ciał stałych lub cieczy (przykładowe metody: ISO 10694:1995, ISO 20236:2018).
    1. Wykonać rozcieńczenie roztworu w stosunku 1:100 z kroku 1.1 dla analizatorów pierwiastkowych cieczy, aby zmniejszyć pogorszenie stanu płuczek elementarnych i katalizatorów. Tolerancja na zanieczyszczenie C i N w roztworze SPT będzie zależeć od próbki i późniejszych zastosowań frakcji glebowych. Zazwyczaj roztwór SPT o zawartości C i N odpowiednio <1 ppm i <0,1 ppm jest uważany za odpowiedni do użycia, ponieważ roztwory takie jak to mają minimalną zdolność do zmiany znacznie większych basenów C i N w glebie.

2. Rozpuszczenie gleby w SPT

  1. Dodać 50 g gleby, która jest wysuszona na powietrzu i przesiana na 2 mm do stożkowej probówki wirówkowej z polipropylenu o pojemności 250 ml. Zapisać masę z dokładnością do co najmniej czterech cyfr znaczących. Nie używaj gleby suszonej w piekarniku, ponieważ może to zwiększyć zawartość rozpuszczalnego węgla w wyniku lizy komórek wywołanej ciepłem31.
    UWAGA: Można użyć wilgotnej gleby polowej31, ale w późniejszych krokach wymagana jest dalsza regulacja, aby utrzymać docelową gęstość roztworu SPT. Zaleca się przesiewanie materiału glebowego do 2 mm w celu usunięcia dużego materiału, który może zniekształcić wyniki frakcjonowania, takiego jak skały i gruz drzewny.
    1. Dostosować masę gleby, aby zapewnić odzyskanie odpowiedniej masy każdej frakcji, aby uniknąć znacznego błędu w oznaczaniu ilościowym. Najczęstszym powodem regulacji masy jest niska zawartość POM (np. <2% całkowitej masy gleby). W przypadku takich gleb należy zapewnić dodatkową masę gleby, aby dokładnie określić ilościowo odzysk POM. Ogólnie rzecz biorąc, dopuszczalne jest dostosowanie masy gleby dla każdej pojedynczej próbki, ponieważ zmiana masy próbki nie zmieni proporcji POM do MAOM. Jednak często przydatne jest użycie stałej masy, aby wspomóc zrównoważenie wirówki.
    2. Traktuj gleby bogate w węglany, aby usunąć węglany nieorganiczne przed frakcjonowaniem32.
  2. Dodaj 50 ml SPT o gęstości 1,85 g/cm3 do probówki wirówkowej i szczelnie załóż pokrywkę. Podobnie jak w przypadku ilości gleby, w razie potrzeby dostosuj objętość SPT. W glebach powierzchniowych bogatych w POM (np. wiele gleb leśnych strefy umiarkowanej) należy zastosować większy stosunek gleby do SPT (np. 30 g gleby na 60 ml SPT), aby uzyskać odpowiednią separację materiałów frakcji lekkiej i ciężkiej.
  3. Potrząsaj energicznie rurką ręcznie przez ~60 s, aby rozbić niestabilne dla wody agregaty. Pożądane jest silne zderzenie agregatów glebowych z bocznymi ściankami probówki wirówkowej, co oznacza, że samo wirowanie roztworu może być niewystarczające.
  4. Przymocuj rurkę do wytrząsarki platformowej. Często umieszczenie rurki na boku pomaga w dyspersji gleby poprzez zwiększenie siły chlupotania roztworu i zmniejszenie wysokości stojącej warstwy gleby. Upewnij się, że rurka jest szczelnie zamknięta i potrząsaj przez 2 godziny z prędkością 40-120 obr./min. Okresowo wyjmuj rurkę z wytrząsarki i energicznie potrząsaj ręcznie, aby zwiększyć mieszanie gęstszego zagregowanego materiału.

3. Przeprowadzanie frakcjonowania gleby gruboziarnistej

  1. Wyjmij rurkę z shakera. Wyrównaj masy probówek wirówek, ostrożnie dodając dodatkowy roztwór SPT, aby osiągnąć stałą masę w zestawie probówek do odwirowania, zapewniając energiczne potrząsanie ręką przez 30 s po dodaniu roztworu SPT. Wirować przez 10 minut przy 3 000 x g w wirówce z odchylanym wiadrem.
  2. Przed zasysaniem próbki należy zbadać gęstość supernatantu, pobierając pipetą 5 ml roztworu i sprawdzając masę na wadze. W razie potrzeby dostosuj gęstość SPT, aby osiągnąć żądaną gęstość. Wstrząsnąć i ponownie odwirować, jeśli przeprowadzono regulację gęstości roztworu.
  3. Podłącz kolbę boczną o pojemności 1 l do pompy próżniowej. Umieść filtr z włókna szklanego o średnicy 110 mm (wielkość porów 0.7 μm) w porcelanowym lejku Buchnera o średnicy wewnętrznej 12 cm. Ostrożnie uszczelnić lejek za pomocą stożkowej gumowej uszczelki na kolbie bocznej.
    UWAGA: Filtry z włókna szklanego należy wstępnie umyć w suszarce w temperaturze 150 °C i przed użyciem spłukać DDI.
  4. Ustaw jedną dodatkową butelkę na broń boczną o pojemności 1 litra podłączoną do odkurzacza. Umieść gumowy korek w górnej części kolby z wystającą rurką o długości ~0,5 m przymocowaną do aspiracji.
    UWAGA: Pomocne może być przymocowanie plastikowej końcówki (takiej jak jednorazowa końcówka do pipety o pojemności 5 ml, z końcem odciętym pod kątem) do końca rurki aspiracyjnej, aby poprawić kontrolę ssania podczas zasysania (patrz Rysunek 1).
  5. Delikatnie zassać sklarowany sklarowany i zawieszony materiał, który osiadł w górnej warstwie roztworu wzdłuż boków probówki wirówkowej, uważając, aby nie dotknąć końcówką probówki aspiracyjnej do granulowanej powierzchni gleby pod spodem.
    UWAGA: W przypadku omyłkowego zasysania jakiegokolwiek granulatu glebowego (frakcji ciężkiej) wraz z materiałem zawieszonym (frakcja lekka), procedurę frakcjonowania należy powtórzyć. Jeśli taki błąd nie zostanie zauważony, będzie to skutkowało większą niż oczekiwano masą frakcji lekkiej o niższej niż oczekiwano zawartości węgla, co może być widoczne w analizie danych próbek o podobnych właściwościach gleby.
    1. Aby wyczyścić rurkę zasysającą między próbkami, szybko zanurz końcówkę rurki (np. zanurz na 0,1 s) w wodzie DDI i wciągnij ~5 ml wody DDI przez linię przy włączonej pompie próżniowej. Powtarzaj, aż cały materiał zostanie wypłukany z rury próżniowej.
    2. Zdjąć gumowy korek i nasadkę rurki aspiracyjnej z kolby bocznej i wlać zawartość do górnej części lejka Buchnera przy włączonej pompie próżniowej.
    3. Przepłukać kolbę wodą DDI, zawirować i wlać zawartość kolby do lejka Buchnera. Powtarzać tę czynność, aż wszystkie pozostałości przyklejone do ścianek kolby zostaną usunięte.
  6. Dodaj 50 ml SPT do probówki wirówkowej i energicznie potrząsaj ręcznie przez 60 s (lub użyj stołu do wytrząsania, jeśli gleba nie rozprasza się szybko), upewniając się, że rozdrobniłeś twarde granulki na dnie probówki, aby cała pozostałość została ponownie zawieszona. Wirować przez 10 minut przy 3 000 x g.
  7. Powtórz krok 3.5. Wlać zawartość kolby do tego samego lejka Buchnera, który został użyty w kroku 3.5.2.
  8. Dodaj 50 ml SPT do probówki wirówkowej i energicznie wstrząśnij ręcznie, upewniając się, że rozdrobniłeś twarde osady na dnie probówki. Wirować przez 10 minut przy 3 000 x g.
  9. Powtórz krok 3.5. Wlać zawartość kolby do tego samego lejka Buchnera, który został użyty w kroku 3.5.2.

4. Dodatkowe separacje gęstości przy użyciu SPT o większej gęstości

UWAGA: Jeśli wykonujesz więcej niż jedną dodatkową frakcję gęstości, kolejne frakcjonowanie musi być wykonywane w kolejności rosnącej gęstości. Tutaj pokazano kroki izolacji przy użyciu SPT o gęstości 1,85-2,4 g/cm3 i >2,4 g/cm3

.
  1. Dodać 50 ml 2,4 g/cm3 SPT do probówki wirówkowej zawierającej materiał glebowy o gramaturze >1,85 g/cm3 z kroku 3. Energicznie wstrząśnij ręką (>60 s), upewniając się, że rozdrobniłeś twardy granul na dnie tuby. Wirować przez 10 minut przy 3 000 x g.
  2. Przed zasysaniem próbki należy zbadać gęstość supernatantu, pobierając pipetą 5 ml roztworu i sprawdzając masę na wadze. W razie potrzeby dostosuj gęstość SPT, aby osiągnąć żądaną gęstość. Wstrząsnąć i ponownie odwirować, jeśli przeprowadzono regulację gęstości roztworu.
  3. Powtórzyć krok 3, używając roztworu SPT o stężeniu 2,4 g/cm3 zamiast roztworu 1,85 g/cm3 SPT stosowanego poprzednio. Pod koniec kroku 3 materiał wyizolowany w lejku Buchnera będzie miał gęstość w zakresie 1,85-2,4 g/cm3, podczas gdy materiał pozostały w probówce wirówkowej będzie miał gęstość >2,4 g/cm3.

5. Mycie SPT z próbek frakcji ciężkiej i lekkiej

UWAGA: Następujące kroki mycia muszą być wykonane dla całego frakcjonowanego materiału. Jeśli roztwór SPT nie zostanie całkowicie wypłukany z materiału, odpowiednie masy frakcji będą niedokładne.

  1. Dodaj 50 ml wody DDI do probówki wirówkowej z ciężkim materiałem frakcji i energicznie wstrząśnij ręcznie (60 s), upewniając się, że rozdrobniłeś twarde osady na dnie probówki. Wirować przez 10 minut przy 3 000 x g.
  2. Odsysać jak w kroku 3.5. W tym momencie cały materiał frakcji lekkiej powinien zostać usunięty. Wyrzuć klarowny zasysacz do wiadra na odpady zamiast dodawać go do lejka filtra.
  3. Powtórz kroki 5.1-5.2 dwukrotnie. Przed ostatecznym zasysaniem roztworu do probówki, należy użyć pipety transferowej, aby pobrać 25 ml supernatantu i sprawdzić gęstość, dzieląc masę roztworu przez objętość, aby upewnić się, że SPT został odpowiednio usunięty z próbki. Jeśli gęstość wynosi <1,01 g/ml, przejdź do następnego kroku. Jeśli gęstość wynosi 1.01 g/ml lub więcej, wykonaj dodatkowe płukanie wodą, jak powyżej, aż gęstość będzie mniejsza niż 1.01 g/ml.
  4. Aby zapewnić całkowite usunięcie SPT z frakcji lekkiej, napełnij każdy lejek Buchnera wodą DDI i przefiltruj zawartość przez filtry z włókna szklanego. Gdy woda całkowicie się przefiltruje, powtórz to jeszcze dwa razy. Jeśli gleba jest bogata w materię organiczną, filtracja może trwać do 48 godzin.

6. Zbieranie materiału o ciężkiej frakcji

  1. Ostrożnie zeskrob ziemię z probówki wirówkowej do czystej, oznakowanej szklanej zlewki lub słoika. Wlej tyle wody DDI do rurki, aby poluzować pozostałą glebę; Załóż nakrętkę i wstrząśnij, a następnie dodaj zawiesinę do szklanego pojemnika. Wypłucz całą pozostałą glebę z probówki wirówkowej i przenieś do szklanego pojemnika za pomocą wody dejonizowanej.
  2. Umieścić szklany pojemnik w suszarce w temperaturze 40-60 °C. Suszyć do osiągnięcia stałej suchej masy, zwykle przez 24-72 godziny.

7. Zbiór materiału frakcji lekkiej

  1. Wyłączyć pompę próżniową i wyjąć lejek z kolby bocznej. Trzymając lejek poziomo nad oznakowaną szklaną zlewką lub słoikiem, delikatnie spłucz cząstki z filtra za pomocą butelki do mycia wody DDI.
    UWAGA: Może być konieczne delikatne zeskrobanie filtra za pomocą szpatułki i przepłukanie obu stron filtra w celu usunięcia wszystkich pozostałości.
  2. Umieścić szklany pojemnik w suszarce w temperaturze 40-60 °C. Suszyć do osiągnięcia stałej suchej masy, zwykle przez 24-72 godziny.

8. Ważenie suchej masy frakcjonowanego materiału

  1. Delikatnie zeskrob cały wysuszony materiał z każdego pojemnika do plastikowej łódki wagowej. Zapisz masę z dokładnością do czwartego miejsca po przecinku. Umieść próbkę w oznaczonej fiolce lub torbie do przechowywania.
  2. Powtórzyć te czynności dla wszystkich wysuszonych próbek.

9. Gromadzenie i analiza danych dla całkowitego węgla organicznego

  1. Postępować zgodnie z procedurami analizy zgodnie z przyrządem, który ma być używany do analizy zawartości pierwiastka C (np. ISO 10694:1995).
    UWAGA: Mielenie wysuszonego materiału frakcji na drobny proszek jest powszechną praktyką mającą na celu zapewnienie jednorodności frakcjonowanej próbki przed analizą pierwiastkową.
  2. Upewnij się, że łączna masa wszystkich frakcji jest równa co najmniej ~90% pierwotnej masy próbki gleby. Jeśli ubytki materiału wynoszą >10%, zaleca się dodatkowe frakcjonowanie replikowane.
  3. Określ ilościowo skumulowany odzysk węgla organicznego w glebie (SOC) we frakcjach. Straty SOC mogą nie być idealnie skorelowane z ubytkiem masy ze względu na nieproporcjonalną utratę materiału frakcji i utratę rozpuszczonego węgla organicznego. Jednak straty SOC powinny również wynosić <10 % początkowego SOC w próbce gleby.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Frakcjonowanie gęstości gleby idealnie nadaje się do badania, jak gleby różnią się pod względem zawartości cząstek stałych i materii organicznej związanej z minerałami. Rozdzielenie SOC na te dwie odrębne pule zapewnia drogę do wyjaśnienia zmian w zawartości C w glebie i dynamice stabilizacji, które w przeciwnym razie mogłyby być niejasne podczas obserwacji trendów w zawartości C w glebie w masie. Dalsza separacja materiału ciężkiego (gęstość >1,85 g/cm3) zapewnia dodatkowy wgląd w zmiany i tendencje w stab...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W całym protokole frakcjonowania gęstości gleby istnieje kilka konkretnych procedur, które muszą być ściśle monitorowane, aby pomóc zmniejszyć błędy w rozdzielaniu i analizie frakcji gleby. Krytycznym krokiem w procedurze frakcjonowania gęstości gleby jest wielokrotna weryfikacja gęstości roztworu SPT. Wilgoć w próbce gleby często rozcieńcza roztwór SPT, obniżając w ten sposób gęstość SPT. Dlatego badacz musi zawsze upewnić się, że po odwirowaniu osiągnięto całkowite oddzielenie lekkich i ciężkich roztworów. Jeśli frakcj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dla tej pracy, wsparcie zostało udzielone przez National Science Foundation Grants DEB-1257032 dla K.L. i DEB-1440409 dla programu H. J. Andrews Long Term Ecological Research.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aspirator/wężyk próżniowy 1/4 x 1/2"Kimble10847-216
Stożkowa polipropylenowa probówka wirówkowa, 250mLThermo Scientific376814
Stożkowa gumowa uszczelka do kolb filtracyjnychDWK Nauki Przyrodnicze292020001
Szpatułka/skrobak ze stali nierdzewnej z podwójnym płaskim zakończeniemFisher Scientific14-373-25A
Filtr z włókna szklanego, klasa GF/F, 110 mmSzklany słoik z masonem WhatmanWHA1825110
, 16 uncjiBall CorporationZlewka 500 ml lub szklane naczynie do ważenia są również odpowiednie 
Polipropylenowy stożkowy adapter do butelek, 250 mlBeckman Coulter369385
Porcelanowy lejek buchner, 90mmFisherBrandFB966F
Wytrząsarka szablasta, 2-biegowaEberbachE6000.00
Kolba boczna, 1000mLVWR89000-386
Poliwolfram sodu, krystalicznySometuSPT-0 lub SPT-1, patrz Dyskusja dla Wybór SPTWysyłka za pośrednictwem FedEx z Niemiec
Wirówka z wiadrem wahadłowym Beckman Coulter3362020

Bibliografia

  1. Jackson, R. B., et al. The ecology of soil carbon: Pools, vulnerabilities, and biotic and abiotic controls. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 48, 419-445 (2017).
  2. Crowther, T. W., et al. Quantifying global soil carbon losses in response to warming. Nature. 540 (7631), 104-108 (2016).
  3. Deng, L., Zhu, G., Tang, Z., Shangguan, Z. Global patterns of the effects of land-use changes on soil carbon stocks. Global Ecology and Conservation. 5, 127-138 (2016).
  4. Griscom, B. W., et al. Natural climate solutions. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (44), 11645-11650 (2017).
  5. Fargione, J. E., et al. Natural climate solutions for the United States. Science Advances. 4 (11), (2018).
  6. Kögel-Knabner, I., Rumpel, C. Advances in molecular approaches for understanding soil organic matter composition, origin, and turnover: A historical overview. Advances in Agronomy. 149, 1-48 (2018).
  7. Schmidt, M. W. I., et al. Persistence of soil organic matter as an ecosystem property. Nature. 478 (7367), 49-56 (2011).
  8. Billings, S. A., et al. Soil organic carbon is not just for soil scientists: Measurement recommendations for diverse practitioners. Ecological Applications. 31 (3), 02290(2021).
  9. von Lützow, M., et al. SOM fractionation methods: Relevance to functional pools and to stabilization mechanisms. Soil Biology and Biochemistry. 39 (9), 2183-2207 (2007).
  10. Poeplau, C., et al. Isolating organic carbon fractions with varying turnover rates in temperate agricultural soils - A comprehensive method comparison. Soil Biology and Biochemistry. 125, 10-26 (2018).
  11. Heckman, K., Lawrence, C. R., Harden, J. W. A sequential selective dissolution method to quantify storage and stability of organic carbon associated with Al and Fe hydroxide phases. Geoderma. 312, 24-35 (2018).
  12. Frostegård, Å, Tunlid, A., Bååth, E. Microbial biomass measured as total lipid phosphate in soils of different organic content. Journal of Microbiological Methods. 14 (3), 151-163 (1991).
  13. Plante, A. F., Conant, R. T., Paul, E. A., Paustian, K., Six, J. Acid hydrolysis of easily dispersed and microaggregate-derived silt- and clay-sized fractions to isolate resistant soil organic matter. European Journal of Soil Science. 57 (4), 456-467 (2006).
  14. Eusterhues, K., Rumpel, C., Kögel-Knabner, I. Stabilization of soil organic matter isolated via oxidative degradation. Organic Geochemistry. 36 (11), 1567-1575 (2005).
  15. Moni, C., Derrien, D., Hatton, P. -J., Zeller, B., Kleber, M. Density fractions versus size separates: does physical fractionation isolate functional soil compartments. Biogeosciences. 9 (12), 5181-5197 (2012).
  16. Lavallee, J. M., Soong, J. L., Cotrufo, M. F. Conceptualizing soil organic matter into particulate and mineral-associated forms to address global change in the 21st century. Global Change Biology. 26 (1), 261-273 (2020).
  17. Sollins, P., et al. Organic C and N stabilization in a forest soil: Evidence from sequential density fractionation. Soil Biology and Biochemistry. 38 (11), 3313-3324 (2006).
  18. Sollins, P., et al. Sequential density fractionation across soils of contrasting mineralogy: evidence for both microbial- and mineral-controlled soil organic matter stabilization. Biogeochemistry. 96 (1-3), 209-231 (2009).
  19. Crow, S. E., Swanston, C. W., Lajtha, K., Brooks, J. R., Keirstead, H. Density fractionation of forest soils: methodological questions and interpretation of incubation results and turnover time in an ecosystem context. Biogeochemistry. 85 (1), 69-90 (2007).
  20. Cotrufo, M. F., Ranalli, M. G., Haddix, M. L., Six, J., Lugato, E. Soil carbon storage informed by particulate and mineral-associated organic matter. Nature Geoscience. 12 (12), 989-994 (2019).
  21. Hatton, P. -J., et al. Transfer of litter-derived N to soil mineral-organic associations: Evidence from decadal 15N tracer experiments. Organic Geochemistry. 42 (12), 1489-1501 (2012).
  22. Lajtha, K., et al. Changes to particulate versus mineral-associated soil carbon after 50 years of litter manipulation in forest and prairie experimental ecosystems. Biogeochemistry. 119 (1-3), 341-360 (2014).
  23. Yeasmin, S., Singh, B., Johnston, C. T., Sparks, D. L. Organic carbon characteristics in density fractions of soils with contrasting mineralogies. Geochimica et Cosmochimica Acta. 218, 215-236 (2017).
  24. Wagai, R., Kajiura, M., Asano, M., Hiradate, S. Nature of soil organo-mineral assemblage examined by sequential density fractionation with and without sonication: Is allophanic soil different. Geoderma. 241-242, 295-305 (2015).
  25. Volk, M., Bassin, S., Lehmann, M. F., Johnson, M. G., Andersen, C. P. 13C isotopic signature and C concentration of soil density fractions illustrate reduced C allocation to subalpine grassland soil under high atmospheric N deposition. Soil Biology and Biochemistry. 125, 178-184 (2018).
  26. Yonekura, Y., et al. Soil organic matter dynamics in density and particle-size fractions following destruction of tropical rainforest and the subsequent establishment of Imperata grassland in Indonesian Borneo using stable carbon isotopes. Plant and Soil. 372 (1-2), 683-699 (2013).
  27. Virto, I., Moni, C., Swanston, C., Chenu, C. Turnover of intra- and extra-aggregate organic matter at the silt-size scale. Geoderma. 156 (1-2), 1-10 (2010).
  28. Poeplau, C., et al. Reproducibility of a soil organic carbon fractionation method to derive RothC carbon pools. European Journal of Soil Science. 64 (6), 735-746 (2013).
  29. Cerli, C., Celi, L., Kalbitz, K., Guggenberger, G., Kaiser, K. Separation of light and heavy organic matter fractions in soil - Testing for proper density cut-off and dispersion level. Geoderma. 170, 403-416 (2012).
  30. Kaiser, K., Guggenberger, G. Distribution of hydrous aluminium and iron over density fractions depends on organic matter load and ultrasonic dispersion. Geoderma. 140 (1-2), 140-146 (2007).
  31. Helbling, E., Pierson, D., Lajtha, K. Sources of soil carbon loss during soil density fractionation: Laboratory loss or seasonally variable soluble pools. Geoderma. 382, 114776(2021).
  32. Nelson, D. W., Sommers, L. E. Total carbon, organic carbon, and organic matter. Methods of Soil Analysis: Part 3 Chemical Methods. Sparks, D. L., Page, A. L., Helmke, P. A., Loeppert, R. H. , Soil Science Society of America, Inc., American Society of Agronomy, Inc. 539-579 (2015).
  33. Pierson, D., et al. Mineral stabilization of soil carbon is suppressed by live roots, outweighing influences from litter quality or quantity. Biogeochemistry. 154 (3), 433-449 (2021).
  34. Kramer, M. G., Lajtha, K., Thomas, G., Sollins, P. Contamination effects on soil density fractions from high N or C content sodium polytungstate. Biogeochemistry. 92 (1-2), 177-181 (2009).
  35. Throop, H. L., Lajtha, K., Kramer, M. Density fractionation and 13C reveal changes in soil carbon following woody encroachment in a desert ecosystem. Biogeochemistry. 112 (1-3), 409-422 (2013).
  36. Amelung, W., Zech, W. Minimisation of organic matter disruption during particle-size fractionation of grassland epipedons. Geoderma. 92 (1-2), 73-85 (1999).
  37. Kaiser, M., Asefaw Berhe, A. How does sonication affect the mineral and organic constituents of soil aggregates?-A review. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 177 (4), 479-495 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

frakcjonowanie materii organicznejmateria organiczna zwi zana z minera amicz steczkowa materia organicznastabilizacja w gla w glebieseparacja w wir wceanaliza izotopowamodelowanie w gla w glebieorganiczny w giel glebowy

Powiązane artykuły