Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ciągłe telemetryczne pomiary ciśnienia tchawicy w macicy u płodów jagniąt

958 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64767

⸱

22 grudnia 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Human Sciences, The University of Western Australia, 2Dipartimento di Elettronica, Informazione e Bioingegneria, Politecnico di Milano University, 3NICU, Fondazione IRCCS Ca’ Granda Ospedale Maggiore Policlinico, 4Animal Care Services, The University of Western Australia, 5Medical School, University of Western Australia, 6Telethon Kids Institute

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Optymalizacja ciśnienia i czasu trwania okluzji wymagana do poprawy hipoplazji płuc za pomocą niedrożności tchawicy jest niezbędna do poprawy leczenia korekcyjnego w macicy wrodzonej przepukliny przeponowej (CDH). W badaniu tym opisano nową metodę ciągłego pomiaru ciśnienia tchawicy w niedrożnym i nieokluzowanym modelu chirurgicznym CDH u płodu jagnięcego.

Streszczenie

Normalny rozwój i wzrost płuc w życiu płodowym opiera się na rozszerzaniu przestrzeni powietrznych i kontrolowanym wypływie płuc do przestrzeni owodniowej. Niemowlęta z wrodzoną przepukliną przeponową (CDH) mają również hipoplazję płuc spowodowaną zajęciem jamy klatki piersiowej przez żołądek i jelita, a w najcięższych przypadkach wątrobę. Niedrożność tchawicy balonowej zmniejsza nasilenie hipoplazji płuc u płodów z CDH, ale zwiększa ryzyko przedwczesnego porodu. Zrozumienie optymalnego ciśnienia okluzji i czasu trwania wymaganego do poprawy hipoplazji płuc za pomocą niedrożności tchawicy jest niezbędne do poprawy leczenia korekcyjnego CDH w macicy. W badaniu przedstawiono nową metodę ciągłego pomiaru ciśnienia wewnątrztchawiczego i owodniowego w niezamkniętym i okluzowanym modelu chirurgicznym CDH jagniąt bez zakładania i okluzji. Ciężarne owce merynosów przeszły dwie histerotomie rekonwalescencji: pierwszą w ~ 80 dniu ciąży w celu wytworzenia CDH, a drugą w ~ 101 dniu ciąży w celu zamknięcia tchawicy płodu i wszczepienia urządzenia do pomiaru ciśnienia dotchawiczego i owodniowego. Jagnięta zostały dostarczone po ~142 dniach, a urządzenie do pomiaru ciśnienia zostało usunięte i wyczyszczone. Dane zostały pobrane i przefiltrowane za pomocą 6-godzinnego okna. Obliczono ciśnienie przezoddechowe.

Wprowadzenie

Prawidłowy rozwój i wzrost płuc opiera się na rozszerzaniu potencjalnych przestrzeni powietrznych z płynem płucnym płodu i kontrolowanym wypływie płynu płucnego do przestrzeni owodniowej1,2,3,4,5. Produkcja płynu w płucach płodu i opór górnych dróg oddechowych tworzą ciśnienie w klatce piersiowej in utero1. Historycznie rzecz biorąc, pomiary ciśnienia w drogach oddechowych płodu w macicy uzyskiwano przy użyciu zewnętrznych czujników ciśnienia za pomocą cewników tunelizowanych przez ścianę jamy brzusznej do tchawicy płodu5,6,7,8,9,10,11,12,13. Stosowanie tych cewników i czujników zewnętrznych (dystalnie w stosunku do miejsca pomiaru) może tłumić sygnał ciśnienia i wymagać ograniczonego ruchu owcy w przypadku pomiarów ciągłych lub pomiarów uzyskiwanych w odstępach czasu przez cały okres ciąży. Badanie to miało na celu opracowanie metody, która umożliwia ciągłe monitorowanie ciśnienia wewnątrztchawiczego i owodniowego płodu u nieunieruchomionych ciężarnych zwierząt. Ciągłe pomiary ciśnienia wewnątrztchawiczego i owodniowego płodu zapewnią pełne zrozumienie, jak te ciśnienie zmienia się w ciągu dnia w trakcie ciąży.

Ludzkie płody z wrodzoną przepukliną przeponową (CDH) mają hipoplazję płuc spowodowaną przepukliną żołądka, jelit i wątroby (w najcięższych przypadkach) do jamy klatki piersiowej. Przerost płuc u niemowląt z atrezją tchawicy (zwężeniem tchawicy) uwypuklił potencjał terapeutycznej niedrożności tchawicy w leczeniu przedporodowym CDH14. Niedrożność tchawicy za pomocą balonu dotchawiczego zmniejsza nasilenie hipoplazji płuc u płodów z CDH, ale kosztem zwiększonego ryzyka przedwczesnego porodu15,16,17. Dodatkowe ryzyko zachłyśnięcia się lub uduszenia istnieje, jeśli balon nie zostanie usunięty przed urodzeniem. W związku z tym obecne protokoły niedrożności tchawicy wymagają drugiej procedury płodu w celu usunięcia okluzji balonu przed urodzeniem17. Optymalne ciśnienie okluzji i czas trwania wymagane do poprawy hipoplazji płuc z niedrożnością tchawicy jest nieznane, ale wiedza ta jest niezbędna do optymalizacji leczenia korekcyjnego in utero CDH.

Przetestowaliśmy metodę na płodach jagniąt z chirurgicznie utworzoną przepukliną przeponową z i bez niedrożnej tchawicy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół przestrzegał australijskiego kodeksu Australijskiej Narodowej Rady Zdrowia i Badań Medycznych w zakresie opieki i wykorzystywania zwierząt do celów naukowych18. Komitet ds. Etyki Zwierząt Uniwersytetu Australii Zachodniej prospektywnie zatwierdził protokół (RA3/100/1596). Owce pochodziły z farmy Uniwersytetu Australii Zachodniej (UWA) Ridgefield (2018-2020). Owce zostały wprowadzone do akredytowanego przez AAALAC UWA Large Animal Facility 2-3 tygodnie przed interwencją chirurgiczną. Owce były początkowo trzymane w pomieszczeniach zamkniętych we wspólnych kojcach z podniesioną podłogą, z pojedynczymi kojcami używanymi w okresie okołooperacyjnym. Owce karmiono granulatem, plewami owsianymi i łubinem z mieszanką mineralną liczoną na masę ciała. Pomieszczenia były kontrolowane pod względem temperatury (20,5-21,5 °C) i utrzymywane w cyklu 12:12 godzina światło i ciemność. Ból i samopoczucie oceniano w okresie pooperacyjnym dwa razy dziennie przez 7 dni, a następnie codziennie aż do zakończenia badania. Monitorowane parametry pooperacyjne obejmowały objawy bólu, zaciśnięcie oczodołu, wysiłek oddechowy, temperaturę, tętno, miejsce operacji, apetyt i spożycie wody, aktywność, kulawiznę, stan sierści, konsystencję kału, poród przedwczesny, zachowanie i objawy toksemii ciążowej. Punkty przypisane do każdego parametru uruchamiały interwencję w razie potrzeby.

UWAGA: Wymagane były dwie procedury chirurgiczne: przygotowanie owcy, podejście chirurgiczne i zamknięcie, oraz rekonwalescencja owcy są takie same dla obu procedur chirurgicznych. Pierwszym zabiegiem jest chirurgiczne stworzenie przepukliny przeponowej u płodu jagnięcia. Druga procedura polega na umieszczeniu urządzenia do interwencji płodu i monitorowania ciśnienia. Projekt badania wymagał przeprowadzenia dwóch operacji przeżycia, aby umożliwić przemieszczenie się treści brzusznej do jamy klatki piersiowej po wytworzeniu przepukliny przeponowej tak, aby hipoplazja płuc mogła rozwinąć się przed kolejną operacją interwencyjną.

1. Chirurgiczne stworzenie przepukliny przeponowej u płodu jagniąt

  1. Przygotowanie owiec
    1. W ~ 80 dniu ciąży należy premedykować owcę za pomocą domięśniowego wstrzyknięcia acepromazyny (0,04 mg / kg) i morfiny (0,3 mg / kg).
    2. Znieczulenie należy podać dożylnie ketaminą (5 mg/kg) i midazolamem (0,25 mg/kg).
    3. Zaintubować tchawicę owcy owcy rurką dotchawiczą (średnica wewnętrzna 8 mm [ID]). Utrzymuj znieczulenie izofluranem (1%-3% tlenu) dostarczanym przez wentylację nadciśnieniową (10-12 oddechów/min, objętość oddechowa 8-10 ml/kg).
    4. Ustal monitorowanie owcy za pomocą elektrokardiogramu (EKG), inwazyjnego ciśnienia tętniczego krwi za pomocą cewnika tętniczego ucha, wygasłego CO2, obwodowego wysycenia tlenem i temperatury podczas operacji.
    5. Umieść owcę na wznak na noszach. Owiń liny wokół nóg owcy i delikatnie przymocuj do stołu.
    6. Odetnij wełnę od brzucha i boku owcy, a następnie przypnij ją do skóry.
    7. Usuń brud i lanolinę z brzucha, boku i pachwiny owcy wodą z mydłem.
    8. Podawać cefazolinę (20 mg/kg) dożylnie co 90 minut podczas zabiegu.
    9. Przenieś owcę na salę operacyjną na noszach.
    10. Przenieś owcę z noszy transportowej na stół operacyjny.
    11. Umieść owcę w pozycji leżącej grzbietowej na stole operacyjnym.
    12. Przymocuj wszystkie kończyny do stołu operacyjnego za pomocą miękkich opasek linowych.
    13. Aseptyczne przygotowanie odsłoniętego brzucha: Przemyć 3 razy 4% peelingiem chirurgicznym z chlorheksydyną, usuwając zanieczyszczony roztwór między każdym myciem 70% alkoholem.
    14. Kompletny sterylny preparat poprzez lekkie rozpylenie 10% roztworu jodu na brzuch, bok i pachwiny.
    15. Przykryj owcę sterylną zasłoną chirurgiczną z okienkami, tak aby odsłonięte było tylko miejsce nacięcia brzucha. Upewnij się, że wszystkie narzędzia chirurgiczne, cewniki, strzykawki i roztwory używane podczas operacji są sterylne.
  2. Dostęp chirurgiczny
    1. Ustalić znieczulenie miejscowe z blokadą liniową poprzez miejscowe podskórne i mięśniowe naciekanie bupiwakainy (5%; 9,5 ml) za pomocą strzykawki 10 ml i igły 22 G.
    2. Odsłoń macicę przez nacięcie brzuszne w linii środkowej (8-11 cm) przez skórę owcy, tkankę podskórną i linię białą wykonaną za pomocą ostrza chirurgicznego w rozmiarze 10 z kauteryzacją zgodnie z wymaganiami, aby zminimalizować krwawienie z nacięcia.
  3. Tworzenie przepukliny przeponowej
    1. Zlokalizuj głowę/klatkę piersiową płodu za pomocą badania palpacyjnego.
    2. Przykryj macicę sterylną folią.
    3. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby zrobić okienko (6 cm x 4 cm) w folii.
    4. Wykonaj 5-7 cm nacięcie macicy przez macicę i worek owodniowy z cięciem kauterycznym, omijając naczynia krwionośne macicy i liścienie łożyskowe.
    5. Zewnętrznie zewnętrzizować głowę i kończyny przednie płodu.
    6. Użyj zacisków macicy Babcock, aby uszczelnić krawędzie nacięcia macicy i sterylnego plastiku szczelnie owinąć wokół brzucha płodu, aby zapobiec utracie płynu owodniowego.
    7. Ułóż płód na prawym boku i przykryj drugą sterylną folię na zewnątrz płodu, aby zmniejszyć utratę ciepła i wilgoci. Zidentyfikuj przestrzeń międzyżebrową między 9. a 10. żebrem po lewej stronie i wytnij otwór w plastikowej folii nożyczkami chirurgicznymi, aby uzyskać dostęp do zamierzonego miejsca nacięcia płodu.
    8. Ustalić znieczulenie miejscowe blokowe u płodu poprzez miejscowe podskórne i mięśniowe naciekanie bupiwakainy (5%; 0,25 ml rozcieńczone do 0,5 ml jałowym roztworem soli fizjologicznej; 1 ml sterylnej strzykawki i igły 27 G) w 9. przestrzeni międzyżebrowej bezpośrednio przylegającej do górnej granicy 10. żebra, aby uniknąć naczyń podżebrowych.
    9. Użyj sterylnej strzykawki o pojemności 60 ml, aby wykąpać odsłoniętą skórę płodu ciepłym roztworem Hartmanna (5-10 ml co 5-10 minut), aby utrzymać wilgotność skóry płodu podczas kolejnych etapów.
    10. Wykonać torakotomię lewą tylno-boczną, wykonując 2-4 cm nacięcie skóry z elektrokoagulacją w 9. przestrzeni międzyżebrowej bezpośrednio przylegającej do granicy czaszki 10. żebra.
    11. Użyj hemostatów komarów, aby tępo wypreparować tkankę podskórną, mięśnie międzyżebrowe i błonę opłucnową, aby uzyskać dostęp do przepony.
    12. Użyj dwóch małych hemostatów komara, aby podnieść przeponę na każdym końcu zamierzonego miejsca przepukliny o długości 1 cm i podnieś przeponę czaszkowo, aby utrzymać ją z dala od leżącego poniżej żołądka, wątroby i śledziony.
    13. Wykonaj 1 cm nacięcie między dwoma hemostatykami za pomocą małych kątowych nożyczek.
    14. Zwolnij hemostatyki przytrzymujące membranę.
    15. Użyj atraumatycznych kleszczy Pottsa, aby przeciągnąć żołądek przez otwór w przeponie.
    16. Użyj pojedynczego opaski z wchłanialnego monofilamentu 5-0 polidioksanonu (igła stożkowa RB-1), aby ostrożnie owinąć 9. i 10. żebro, aby przeciwstawić żebra płodu, unikając leżącego poniżej płuca.
    17. Zamknij nacięcie torakotomii szwem materacowym (wchłanialna żyłka 5-0 polidioksanonu).
  4. Zamknięcie chirurgiczne
    1. Zwróć płód do worka owodniowego.
    2. Meloksykam śródoperacyjny (0,25 mg/kg; podskórnie) należy podać owcy w celu znieczulenia pooperacyjnego.
    3. Utracony płyn owodniowy zastąpić podgrzanym roztworem Hartmanna (~50 ml) wraz z doowodniową piperacyliną/tazobaktamem (1000 mg/125 mg).
    4. Przyłóż przeciwległe powierzchnie kosmówki i przyległych ścian macicy i użyj wchłanialnego nici 2-0 w oplocie poliglaktyny 910 z odwróconym szwem materacowym, aby zamknąć razem macicę i worek owodniowy.
    5. Zamknij kresę białą maciorki, tkankę podskórną i skórę (odpowiednio wchłanialna żyłka polidioksanonowa 1, wchłanialna poligłakapron 25 monofilament 3-0 i niewchłanialna żyłka polipropylenowa 2-0).
  5. Odzyskiwanie i monitorowanie owiec
    1. Spryskaj ranę brzuszną po operacji wodoodporną taśmą przytrzymującą opatrunek i przykryj opatrunkiem, aby zmniejszyć ryzyko zakażenia rany pooperacyjnej.
    2. Nałóż transdermalny plaster z fentanylem (100 μg/h) na pachwinę w celu dodatkowego znieczulenia pooperacyjnego.
    3. Odzyskaj owcę i ekstubuj się podczas spontanicznego oddychania, a następnie pozwól mu się obudzić.
    4. Monitoruj owce codziennie, aż do porodu w celu przeprowadzenia operacji interwencji płodu.
    5. Zdejmij szwy po 14 dniach.

2. Umiejscowienie urządzenia do interwencji płodu i monitorowania ciśnienia

  1. Przygotowanie owcy do zabiegu interwencyjnego płodu w 101 dniu ciąży
    1. Medroksyprogesteron (1 ml) należy wstrzyknąć domięśniowo po ~85 dniu ciąży (termin ~147 dni), aby zmniejszyć ryzyko przedwczesnego porodu.
    2. Użyj tej samej procedury znieczulenia i przygotowania chirurgicznego, która jest używana do początkowej operacji tworzenia przepony.
      1. Postępuj zgodnie z podejściem chirurgicznym w krokach 2.1.2.2 i 2.1.2.3, podobnie jak w krokach 1.2.1-1.2.2.
      2. Ustalić znieczulenie miejscowe blokowe poprzez miejscowe podskórne i mięśniowe naciekanie bupiwakainy (5 %; 9,5 ml) za pomocą strzykawki 10 ml i igły 22 G.
      3. Z nacięciem brzusznym w linii środkowej (8 - 11 cm) przylegającym do miejsca nacięcia jamy brzusznej używanego do operacji tworzenia przepony, należy odsłonić macicę przez skórę owcy, tkankę podskórną i linea alba wykonaną za pomocą ostrza chirurgicznego w rozmiarze 10 z kauteryzacją zgodnie z wymaganiami, aby zminimalizować krwawienie z nacięcia.
    3. Dodatkowo należy podać domięśniowo oksytetracyklinę (20 mg/kg) maciorce, aby zapewnić ochronę przeciwbakteryjną płodu przed przewlekle wszczepionym urządzeniem monitorującym.
  2. Aktywacja urządzenia
    1. Aktywuj urządzenie do pomiaru ciśnienia19.
    2. Rurka do pomiaru ciśnienia cęgowego z hemostatykami.
    3. Umieść całe urządzenie w sterylnej misce zawierającej mieszaninę 0,08% kwasu nadoctowego i 1% nadtlenku wodoru na co najmniej 1 godzinę, upewniając się, że całe urządzenie jest przykryte.
    4. Za pomocą sterylnego zacisku przenieś urządzenie do sterylnej miski zawierającej sterylną wodę na co najmniej 10 minut przed implantacją płodu. Upewnij się, że całe urządzenie jest pokryte sterylną wodą.
  3. Dostęp chirurgiczny i interwencja płodu
    1. Egzeryoryzację głowy płodu za pomocą histerotomii przy użyciu tego samego podejścia chirurgicznego, które zastosowano przy początkowej operacji, ale z sąsiednimi nacięciami macicy (kroki 1.1-2.2).
    2. Zewnętrzną głowę i szyję płodu należy owinąć sterylną plastikową zasłoną, aby zminimalizować utratę temperatury i płynów.
    3. Oprzyrząduj tchawicę cewnikiem do pomiarów ciśnienia (Rysunek 1).
      1. W przypadku tchawicy bez tchawicy wykonaj kroki 2.3.3.2-2.3.3.3.
      2. Zaintubować płod jagniąt za pomocą 5 francuskich cewników ssących (1,67 mm ID) z wyjętym łącznikiem ssącym na głębokość 14 cm w kąciku ust jagnięcia.
      3. Podłącz zewnętrzny koniec cewnika za pomocą złącza 1.59 mm (średnica zewnętrzna, średnica zewnętrzna) do 3.18 mm (OD) do rurki silikonowej 3.18 mm (ID) o długości 30 cm.
      4. W przypadku tchawicy z zamknięciem wykonaj kroki 2.3.3.5-2.3.3.6.
      5. Zaintubuj płod jagniąt za pomocą rurki intubacyjnej z mikromankietem 3,0 z łącznikiem usuniętym na głębokość 14 cm do kącika ust jagnięcia.
      6. Połącz zewnętrzny koniec cewnika za pomocą złącza 3.18 mm (OD) do 3.18 mm (OD) (OD) do 30 cm rurki silikonowej 3.18 mm (ID).
    4. Podłącz drugi koniec rurki silikonowej o długości 30 cm i średnicy wewnętrznej 3.18 mm (ID) do urządzenia do pomiaru ciśnienia za pomocą złącza 3.18 mm (OD) do 1.59 mm (OD) na urządzeniu do pomiaru ciśnienia.
    5. Zszyj cewnik w kąciku pyska i szyi jagnięciny (niewchłanialna żyłka nylonowa 4-0).
    6. Przymocuj urządzenie do pomiaru ciśnienia do skóry jagnięcej na klatce piersiowej (niewchłanialna żyłka nylonowa 4-0) (Rysunek 2).
  4. Zamknij nacięcia chirurgiczne płodu i owcy zgodnie z początkową operacją tworzenia przepukliny przeponowej (kroki 1,4-1,5).
  5. Urządzenie testowe
    1. Sprawdź, czy urządzenie przesyła sygnał19.
  6. Odzyskiwanie i monitorowanie owiec
    1. Odzyskaj owcę zgodnie z początkową operacją.
    2. Monitoruj owce codziennie aż do porodu.
    3. Podaj drugą dawkę medroksyprogesteronu (0,5 ml) domięśniowo w ~120 dniu ciąży.
    4. Podawać betametazon (5,7 mg) domięśniowo 48 godzin i 24 godziny przed cesarskim cięciem, aby przyspieszyć dojrzewanie płodu do opieki poporodowej.
  7. Dostawa jagnięciny
    1. W ~142 dniu ciąży (termin ~147-150 dni) premedykuj owce przez domięśniowe wstrzyknięcie acepromazyny (0,03 mg / kg) i morfiny (0,3 mg / kg).
    2. Indukować znieczulenie dożylnie tiopentalem (10-15 mg/kg), intubować owcę rurką dotchawiczą (rozmiar 8,5 mm) i utrzymywać znieczulenie izofluoranem przy odpowiednim monitorowaniu zgodnie z wcześniejszymi środkami znieczulającymi.
    3. Kontynuuj chirurgiczny poród płodu przez histerotomię, jak w poprzednich operacjach, z owcą w pozycji grzbietowej (kroki 1.1 - 2.2).
    4. Usuń urządzenie monitorujące. Wyczyść urządzenie wodą i 70% etanolem.
    5. Humanitarnie zabić owcę za pomocą dożylnego wstrzyknięcia 160 mg/kg roztworu pentobarbitonu sodu.
    6. Resuscytować i przewietrzyć jagnię przez 2-3 godziny, a następnie humanitarnie zabić (160 mg/kg roztworu pentobarbitonu sodu, wstrzyknięcie dożylne).
  8. dane
    1. Pobierz dane na laptopa i przeanalizuj19. Przefiltruj dane dotyczące ciśnienia za pomocą 6-godzinnego okna. Oblicz różnicę ciśnień między ciśnieniem owodniowym a ciśnieniem tchawicy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

U 28 płodów owiec wykonano stworzenie przeponowej przepukliny wrodzonej oraz wprowadzenie urządzenia do pomiaru ciśnienia (14 bez okluzji i 14 z okluzją balonową). Piętnaście płodów owiec (6 bez okluzji i 9 z okluzją balonową) przeżyło do okresu bliskiego terminowi (142 dni gestacji; termin ~147 dni gestacji). Pomiary ciśnienia prowadzone przez 14 dni zakończyły się sukcesem u 8 płodów owiec (4 bez okluzji i 4 z okluzją balonową).

Po zakończeniu protokołu chirurgicznego przeanalizowano pomiary...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Płyn płucny płodu wypełnia potencjalne przestrzenie powietrzne podczas ciąży i jest niezbędny do prawidłowego rozwoju płuc1. Zmiana normalnej ilości płynu i ciśnienia w płucach wpływa na wzrost płuc płodu: zwężenie lub zwężenie tchawicy płodu prowadzi do przerostu płuc; I odwrotnie, małowodzie i przewlekły drenaż płynu płucnego powodują hipoplazję płuc 20,21,22,23. Niedr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie występuje konflikt interesów.

Podziękowania

Autorzy dziękują za chirurgiczną pomoc Jane Choi (University of Western Australia), Ellen Williams (University of Western Australia) i Veeny Kurup (University of Western Australia), a także opiekę nad zwierzętami personelu Animal Care Services na Uniwersytecie Australii Zachodniej. Badanie to było wspierane przez Telethon Perth Children's Research Fund, National Health and Medical Research Council RF 1077691 (JJP), Metropolitan Health and Medical Research Infrastructure Fund (rząd Australii Zachodniej) oraz Australian International Research Training Program (MD).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Złącze 1,59 mm (średnica zewnętrzna) do 3,18 mm (średn. zewn.)Qosina11913
Złącze 3,18 mm (średn.) do 3,18 mm (średnQosina11684
70 % alkoholuHenry Schein1127067
Wchłanialna żyłka poliglekapronowa 25 3-0Riverpoint MedicalQ316
Wchłanialna żyłka polidioksanonowa 1Riverpoint MedycznyD879
Wchłanialna poliglaktyna 910 pleciona 2-0Riverpoint MedicalV317
Wchłanialna żyłka z polidioksanonu 5-0Riverpoint MedicalD303
AcepromazynaCeva Zdrowie zwierząt NrAPVMA: 36680
Babcock, kleszcze do macicy 6,25 calaRobozRS-8022
BetametazonMerck Sharp & DohmeAust R 18777
Ostrze, rozmiar 10Becton Dickinson371110
Ostrze, rozmiar 15Becton Dickinson371115
BupiwakainaPfizer Australia Pty LtdAUST R 11312
CefazolinaAFT farmaceutykiAUST R 171582
ChlorheksydynaHenry Schein0404-0175-02
Rurka dotchawicza (rozmiar 8,0)  Jörgen Kruuse272411
Kleszcze, Potts-SmithRobozRS-5314
Roztwór jodu (10 %)Henry Schein6907281
IsofluranePiramal Critical Care Nr APVMA: 53120/112272
Nr ML: 220/AP/MD/96/B& F/R
KetaminaCeva Zdrowie zwierzątAPVMA 37711/58317
KETALAB04
Hartmanns SolutionBaxter AUST R 48510
Hemostatyki, kleszcze do komarów zakrzywione delikatneRobozRS-7271
Octan medroksyprogesteronuPfizer Australia Pty LtdAUST R 12300
MeloxicamIliumAPVMA Nr zatwierdzenia: 62535/127884
LI0119V1
MethocelColorcon 
Rurka dotchawicza z mikromankietem (3,0)Fał35111
MidazolamMylanAUST R 160205
MorfinaPfizer Australia Pty LtdAUST R 101240
Igła, 22 GIgła 305155
, 27 GBecton Dickinson305109
Niewchłanialny nylon monofilament 4-0Riverpoint Medical662BL
Niewchłanialna żyłka polipropylenowa 2-0Riverpoint MedicalP8411
OpSite Przezroczysta foliaSmith and Nephew66000040
OxytetracyklinaNorbrookAPVMA Nr zatwierdzenia: 53087/49616
Pentobarbiton sodowy 300 mg/mlJuroxAPVMA 36208
Kwas nadoctowy/nadtlenek wodoruMedivators Inc Nr ref.: 78401-649
Piperacylina/Tazobaktam Sandoz Pty LtdAUST R 140840
Nożyczki, Metzenbaum Chirurgiczne 7-calowe prosteNożyczki RobozRS-6955SC
, Vannas Szerokość końcówki 0,15 mmRurka silikonowa RobozRS-5618
(średnica wewnętrzna 1,59 mm)QosinaT2013
Cewnik ssący (5 francuskich)Strzykawka Covidien30500
, 1 mlBecton Strzykawka Dickinson309659
, 10 mlBecton Dickinson309604
, 60 mlBecton Dickinson309654
Urządzenie telemetrycznePolitecnico di Milano-Niedostępnew handlu
Tiopenton soduJurox Pty LtdAPVMA nr 51520/5g/0809
Transdermalny plasterfentanylowyJanssen-Cilag Pty LtdAUST R 112371
.) ID34435Becton Dickinson Strzykawka

Bibliografia

  1. Harding, R., Hooper, S. B. Regulation of lung expansion and lung growth before birth. J Appl Physiol (1985). 81 (1), 209-224 (1996).
  2. Olver, R. E., Strang, L. B. Ion fluxes across the pulmonary epithelium and the secretion of lung liquid in the foetal lamb. J Physiol. 241 (2), 327-357 (1974).
  3. Schittny, J. C. Development of the lung. Cell Tissue Res. 367 (3), 427-444 (2017).
  4. Vilos, G. A., Liggins, G. C. Intrathoracic pressures in fetal sheep. J Dev Physiol. 4 (4), 247-256 (1982).
  5. Dawes, G. S., Fox, H. E., Leduc, B. M., Liggins, G. C., Richards, R. T. Respiratory movements and rapid eye movement sleep in the foetal lamb. J Physiol. 220 (1), 119-143 (1972).
  6. Bowes, G., et al. Development of patterns of respiratory activity in unanesthetized fetal sheep in utero. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 50 (4), 693-700 (1981).
  7. Clewlow, F., Dawes, G., Johnston, B., Walker, D. Changes in breathing, electrocortical and muscle activity in unanaesthetized fetal lambs with age. J Physiol. 341, 463-476 (1983).
  8. Chapman, R. L., Dawes, G. S., Rurak, D. W., Wilds, P. L. Breathing movements in fetal lambs and the effect of hypercapnia. J Physiol. 302, 19-29 (1980).
  9. Badalian, S. S., Fox, H. E., Chao, C. R., Timor-Tritsch, I. E., Stolar, C. J. Fetal breathing characteristics and postnatal outcome in cases of congenital diaphragmatic hernia. Am J Obstet Gynecol. 171, 970-976 (1994).
  10. Badalian, S. S., Fox, H. E., Zimmer, E. Z., Fifer, W. P., Stark, R. I. Patterns of perinasal fluid flow and contractions of the diaphragm in the human fetus. Ultrasound Obstet Gynecol. 8 (2), 109-113 (1996).
  11. Fox, H. E., Moessinger, A. C. Fetal breathing movements and lung hypoplasia: preliminary human observations. Am J Obstet Gynecol. 151 (4), 531-533 (1985).
  12. Fox, H. E., Badalian, S. S. Ultrasound prediction of fetal pulmonary hypoplasia in pregnancies complicated by oligohydramnios and in cases of congenital diaphragmatic hernia: A review. Am J Perinatol. 11 (2), 104-108 (1994).
  13. Fox, H. E., Badalian, S. S., Fifer, W. P. Patterns of fetal perinasal fluid flow in cases of congenital diaphragmatic hernia. Am J Obstet Gynecol. 176 (4), 807-813 (1997).
  14. Carmel, J. A., Friedman, F., Adams, F. H. Fetal tracheal ligation and lung development. Am J Dis Child. 109, 452-456 (1965).
  15. Deprest, J. A., et al. Randomized trial of fetal surgery for moderate left diaphragmatic hernia. N Engl J Med. 385 (2), 119-129 (2021).
  16. Deprest, J. A., et al. Randomized trial of fetal surgery for severe left diaphragmatic hernia. N Engl J Med. 385 (2), 107-118 (2021).
  17. Van Calster, B., et al. The randomized TOTAL-trials on fetal surgery for congenital diaphragmatic hernia: re-analysis using pooled data. Am J Obstet Gynecol. 226 (4), 560.e1-560.e24 (2021).
  18. NHMRC. National Health and Medical Research Council (2013) Australian Code for the Care and Use of Animals for Scientific Purposes. , 8th edition, National Health and Medical Research Council. Canberra. (2021).
  19. Robbiani, S., et al. An implantable electronic device for monitoring fetal lung pressure in a lamb model of Congenital Diaphragmatic Hernia. IEEE Transactions on Instrumentation and Measurement. 71, 1-10 (2022).
  20. Moessinger, A. C., Harding, R., Adamson, T. M., Singh, M., Kiu, G. T. Role of lung fluid volume in growth and maturation of the fetal sheep lung. J Clin Invest. 86 (4), 1270-1277 (1990).
  21. Dickson, K. A., Harding, R. Fetal breathing and pressures in the trachea and amniotic sac during oligohydramnios in sheep. J Appl Physiol (1985). 70 (1), 293-299 (1991).
  22. Alcorn, D., et al. Morphological effects of chronic tracheal ligation and drainage in the fetal lamb lung. J Anatomy. 123 (3), 649-660 (1977).
  23. Wigglesworth, J. S., Desai, R., Hislop, A. A. Fetal lung growth in congenital laryngeal atresia. Pediatr Pathol. 7 (5-6), 515-525 (1987).
  24. Khan, P. A., Cloutier, M., Piedboeuf, B. Tracheal occlusion: a review of obstructing fetal lungs to make them grow and mature. Am J Med Genet C Semin Med Genet. 145C (2), 125-138 (2007).
  25. De Paepe, M. E., Johnson, B. D., Papadakis, K., Luks, F. I. Lung growth response after tracheal occlusion in fetal rabbits is gestational age-dependent. Am J Respir Cell Mol Biol. 21 (1), 65-76 (1999).
  26. Probyn, M. E., Wallace, M. J., Hooper, S. B. Effect of increased lung expansion on lung growth and development near midgestation in fetal sheep. Pediatr Res. 47 (6), 806-812 (2000).
  27. Hashim, E., Laberge, J. M., Chen, M. F., Quillen, E. W. Jr Reversible tracheal obstruction in the fetal sheep: effects on tracheal fluid pressure and lung growth. J Pediatr Surg. 30 (8), 1172-1177 (1995).
  28. Hellmeyer, L., et al. Telemetric monitoring of tracheal pressure after tracheal occlusion for treatment of severe congenital diaphragmatic hernia. Arch Gynecol Obstet. 275 (4), 245-248 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Monitorowanie telemetryczneniedrożność tchawicywrodzona przepona brzusznahipoplazja płucciśnienie płynu owodniowegociśnienie transrespiracyjnechirurgia płodowaurządzenie do pomiaru ciśnienia
Ciągłe telemetryczne pomiary ciśnienia tchawicy w macicy u płodów jagniąt
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.