Artykuł metodologiczny

Optyczna koherentna tomografia pod kontrolą obrazu do oceny zmian strukturalnych w siatkówkach gryzoni

DOI:

10.3791/64783

⸱

10 lutego 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Ophthalmology, Optometry, and Vision Science, Eye Hospital, Wenzhou Medical University, 2Department of Ophthalmology, The First People's Hospital of Guiyang

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiony tutaj protokół szczegółowo opisuje procedury zbierania danych i analizy danych dla optycznej koherentnej tomografii sterowanej obrazem (OCT) i demonstruje jego zastosowanie w wielu modelach chorób oczu u gryzoni

.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chorobom oczu, takim jak zwyrodnienie plamki żółtej związane z wiekiem, jaskra, barwnikowe zwyrodnienie siatkówki i zapalenie błony naczyniowej oka, zawsze towarzyszą zmiany strukturalne siatkówki. Choroby te wpływające na dno oka zawsze wykazują typowe nieprawidłowości w niektórych typach komórek siatkówki, w tym w komórkach fotoreceptorów, komórkach zwojowych siatkówki, komórkach naczyń krwionośnych siatkówki i komórkach naczyniówki. Nieinwazyjne, wysoce wydajne i elastyczne techniki obrazowania są wymagane zarówno w praktyce klinicznej, jak i w badaniach podstawowych. Optyczna koherentna tomografia pod kontrolą obrazu (OCT) spełnia te wymagania, ponieważ łączy w sobie fotografię dna oka i OCT o wysokiej rozdzielczości, zapewniając dokładną diagnozę drobnych zmian, a także ważnych zmian w architekturze siatkówki. Badanie to szczegółowo opisuje procedury gromadzenia i analizy danych dla OCT sterowanego obrazem i demonstruje jego zastosowanie w modelach gryzoni z neowaskularyzacją naczyniówkową (CNV), zmiażdżeniem nerwu wzrokowego (ONC), zwyrodnieniem siatkówki wywołanym światłem i eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniem błony naczyniowej oka (EAU). Technika ta pomaga naukowcom zajmującym się oczami w wygodny, niezawodny i możliwy sposób identyfikować zmiany strukturalne siatkówki gryzoni.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby oczu wpływające na dno oka zawsze wykazują typowe nieprawidłowości w niektórych typach komórek siatkówki, takich jak komórki fotoreceptorów, komórki zwojowe siatkówki, komórki w naczyniach krwionośnych siatkówki i komórki w naczyniach krwionośnych naczyniówki, co może następnie wpływać na ostrość widzenia pacjentów1. Aby uniknąć nieodwracalnego upośledzenia wzroku, wymagana jest szybka diagnoza i odpowiednie leczenie1. Optyczna koherentna tomografia (OCT) jest szeroko stosowana w klinice do oceny szeregu chorób oczu, w tym między innymi zwyrodnienia plamki żółtej związanego z wiekiem, barwnikowego zwyrodnienia siatkówki, jaskry, zapalenia błony naczyniowej oka i odwarstwienia siatkówki2,3,4. Ten rodzaj nieinwazyjnej, wysoce wydajnej i elastycznej techniki obrazowania jest również potrzebny do terminowej oceny warunków chorobowych u zwierząt doświadczalnych5,6,7,8,9,10.

Optyczna koherentna tomografia (OCT) wykorzystuje interferometrię do tworzenia przekrojowych obrazów siatkówk zwierząt w rozdzielczości podłużnej 1,8 μm i osiowej 2 μm. Ma co najmniej trzy zalety w badaniu zmian w architekturze siatkówki2,3,4,5,6,7,8,9,10. Po pierwsze, jest to nieinwazyjna technika, która pozwala badaczom dynamicznie śledzić interesujące lokalizację w siatkówce tego samego zwierzęcia5,6,7,8,9,10. Po drugie, ta cecha znacznie zmniejsza wielkość próby dla każdego eksperymentu3. Tymczasem oszczędza to znacznie czasu i wysiłku w projektach badawczych2,3,4,5,6,7,8,9,10. Po trzecie, OCT sterowany obrazem pozyskuje kolorowe obrazy dna oka podczas przechwytywania obrazów OCT, zapewniając w ten sposób użytkownikom dokładne i wiarygodne wyniki.

Ten manuskrypt opisuje procedury zbierania obrazów i analizy danych dla OCT sterowanego obrazem oraz rozwija jego zastosowanie w mysich i szczurzych modelach neowaskularyzacji naczyniówki (CNV)11,12, zmiażdżenie nerwu wzrokowego (ONC)13,14,15,16, zwyrodnienie siatkówki wywołane światłem17,18,19,20,21, oraz eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie błony naczyniowej oka (EAU)22,23. Dzięki tej wszechstronnej technice naukowcy mogą wygodnie i wydajnie rejestrować obrazy OCT o wysokiej rozdzielczości, a także obrazy dna oka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury na zwierzętach były zgodne z oświadczeniem Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką na temat wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych oraz zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Medycznego w Wenzhou (WMU). Szczury i myszy miały swobodny dostęp do wody i pożywienia o natężeniu światła otoczenia wynoszącym 18 luksów w 12-godzinnym cyklu ciemności/światła.

1. Przygotowanie zwierzęcych modeli oczu

  1. Model neowaskularyzacji naczyniówkowej indukowanej laserem myszy (CNV)11,12
    1. Znieczulenie 4-tygodniowych samic myszy (tło C57BL/6J) ketaminą i ksylazyną, a następnie rozszerzenie źrenic kroplami do oczu z tropikamidem fenylefryną zgodnie z krokiem 3.2. Rozważ, że mysz jest odpowiednio znieczulona, gdy po uszczypnięciu palca u nogi nie zostanie wykryty żaden ruch.
    2. Włącz skrzynkę źródła światła, oprogramowanie i skrzynkę laserową (długość fali: 532 nm), z energią wyjściową dostosowaną do 100 mW i czasem trwania do 100 ms.
    3. Umieść mysz na platformie eksperymentalnej i dostosuj pozycję myszy i platformy, aż widok dna myszy będzie wyraźny.
    4. Naciśnij przycisk Laser ON na ekranie skrzynki laserowej i wyreguluj ostrość czerwonej plamki odniesienia lasera. Przesuń punkt odniesienia lasera i ustaw go na jedną lub dwie średnice brodawkowate od tarczy nerwu wzrokowego. Użyj pedału nożnego, aby spowodować uszkodzenie lasera.
    5. Przeprowadź natychmiastową kontrolę, aby ustalić, czy natychmiast po uderzeniu pojawił się pęcherzyk parowania, co jest oznaką udanego uszkodzenia lasera. Wygeneruj od trzech do pięciu plamek laserowych dla każdego oka.
  2. Model zmiażdżenia nerwu wzrokowego myszy (ONC)13,14,15,16
    1. Znieczulić samice myszy (tło C57BL/6J) w dniu po urodzeniu (P) 21 do P35 zgodnie z krokiem 3.2. Rozważ, że mysz jest odpowiednio znieczulona, gdy po uszczypnięciu palca u nogi nie zostanie wykryty żaden ruch.
    2. Umieść mysz pod mikroskopem chirurgicznym i nacinaj spojówkę jednego oka za pomocą nożyczek sprężynowych, upewniając się, że rozmiar nacięcia spojówki wynosi około 1 mm.
    3. Odsłoń wewnątrzoczodołowy nerw wzrokowy i zmiażdż drobnymi kleszczami przez 5 s w odległości 0,5 mm od tarczy nerwu wzrokowego. Robiąc to, delikatnie odchyl mięśnie oczodołu i inne tkanki, a następnie odłóż je na bok. Unikaj uszkodzenia jakichkolwiek naczyń krwionośnych w oku chirurgicznym.
      UWAGA: Bądź ostrożny, ponieważ gałka oczna będzie się kołysać podczas dotykania lub wyrywania białego, pękniętego nerwu wzrokowego.
    4. Nakładaj maść okulistyczną po operacji, aby uniknąć suchości rogówki.
  3. Model zwyrodnienia siatkówki wywołanego światłem myszy (LIRD)17,18,19,20,21
    1. Przygotowania przed eksperymentem: Klatki na myszy (30 cm x 18 cm x 13 cm) należy otoczyć folią aluminiową i osłoną z żelaznej siatki. Umieść każdą klatkę w papierowym pudełku (52 cm x 35 cm x 30 cm) z białym światłem na górze.
    2. 6-tygodniowe samce myszy przystosowane do ciemności (BALB/c) przez noc w ciemnym pomieszczeniu, a następnie rozszerz oczy za pomocą kropli do oczu z tropikamidu fenylefryny w każdym oku. Całkowicie rozszerz źrenicę, aż 3/4 obszaru rogówki nie zostanie pokryta tęczówką; Często zajmuje to nie więcej niż 3 minuty.
    3. Oświetlaj myszy białym światłem o natężeniu 10 000 luksów przez 2 godziny. Trzymaj myszy w ciemności przez noc po operacji, a następnie wróć do normalnego środowiska ciemnego światła. Aby zapewnić skuteczny bodziec świetlny, trzymaj jedną mysz w klatce przez cały czas.
  4. Eksperymentalny model autoimmunologicznego zapalenia błony naczyniowej oka (EAU) u szczurów
    1. Przygotowania przed eksperymentem: Emulgować 2,5 mg hIRBP161-180 w kompletnym adiuwancie Freunda (1:1 wagowo/objętościowo) z 2,5 mg/ml Mycobacterium tuberculosis H37Ra22,23.
    2. Wstrzyknąć 100 μl emulsji podskórnie w lewą opuszkę stopy każdego samca szczura Lewisa (około 180 g).

2. Konfiguracja modułu OCT

  1. Podłącz światłowód i sterujący OCT między głowicą skanującą OCT a silnikiem OCT (Rysunek 1A). Dopasuj wycięcie na włóknie do szczeliny w złączu i delikatnie włóż końcówkę, aż zostanie osadzona ( Rysunek 1B).
    UWAGA: Przed podłączeniem sterującego wyłącz wyłącznik zasilania silnika OCT. Światłowód jest bardzo delikatny, więc unikaj obu końców końcówki światłowodu (Rysunek 1C). Należy unikać montażu i demontażu głowicy skanującej OCT oraz światłowodu/, jeśli ten moduł jest często używany.
  2. Przykręć soczewkę obiektywu OCT myszy lub szczura do przedniej części korpusu maszyny (Rysunek 1A). Umieść głowicę skanującą OCT na soczewce OCT, tak aby wskaźnik ostrości MR był skierowany w stronę przeciwną do korpusu maszyny (Rysunek 1A).
  3. Zabezpiecz głowicę skanującą OCT dwiema skrzydełkowymi: jedną na obiektywie, a drugą na korpusie aparatu. Mocno zamocuj głowicę skanera.
  4. Włącz główny wyłącznik zasilania, następnie lampę aparatu, a następnie oprogramowanie OCT.
    UWAGA: Aparat potrzebuje trochę czasu na uruchomienie, aby komputer mógł go znaleźć.

3. Przygotowanie zwierząt do eksperymentów OCT

  1. Na 10 minut przed eksperymentami OCT wkraplać do oczu zwierzęcia krople do oczu z fenylefryną tropikamidu i zetrzeć nadmiar kropli do oczu czystym ręcznikiem.
  2. Na 5 minut przed eksperymentem wstrzyknij 200 μl roztworu znieczulającego myszy, a następnie wstrzyknij 2,0 ml szczurowi dootrzewnowo. Rozważ, że mysz/szczur jest odpowiednio znieczulony, gdy po uszczypnięciu palca u nogi nie zostanie wykryty żaden ruch.
    UWAGA: Roztwory znieczulające składały się z ketaminy (12 mg/ml) i ksylazyny (1 mg/ml dla myszy i 2 mg/ml dla szczura) w soli fizjologicznej; zazwyczaj stosuje się 10 μl roztworu znieczulającego na 1 g masy ciała zwierzęcia. Roztwory przechowywano w temperaturze 4 °C maksymalnie przez 2 tygodnie.
  3. Po podaniu znieczulenia nasmaruj rogówkę maścią żelową, aby uniknąć wysuszenia powierzchni oka.

4. Obrazowanie OCT sterowane obrazem

UWAGA: Interfejs oprogramowania został podzielony na trzy części: obraz w jasnym polu, zakładki kontrolne OCT i wyświetlanie OCT (Rysunek 2).

  1. Patrząc na obraz w jasnym polu, w razie potrzeby wpisz adnotację z informacjami o zwierzęciu.
  2. Włącz lub wyłącz elementy sterujące położeniem wiązki za pomocą pola wyboru, aby przechwycić obraz w jasnym polu z nakładką linii na obrazie lub bez niej.
  3. Aby dokładniej ustawić wiązkę skanowania, użyj strzałek Position Nudge (Przesuń pozycję), aby uzyskać precyzyjną kontrolę, aby skierować ją w górę, w dół, w lewo lub w prawo. Wybierz wartości grubości i kolor, a następnie wybierz kąt wiązki skierowany na interesujące Cię miejsce (np. gruby, i 0). Przeciągnij wartość wzmocnienia do 14 db.
  4. Przejdź do zakładek Kontrolka OCT. Z menu wybierz Plik/File_Settings, a następnie utwórz ścieżkę do miejsca, w którym zostaną zapisane obrazy OCT i dna oka.
  5. Określ typ, rozmiar i zwierzę (szczur lub mysz); wybierz Oko (lewe lub prawe) i Imaging Retina.
    UWAGA: OCT może przechwytywać typy skanowania liniowego, kołowego i objętościowego 3D w rozmiarach pełnym, połówkowym, ćwiartkowym i ósmym.
  6. Ustaw elementy sterujące obrazem. Dostosuj wartości: 60 dla kontrastu, 100 dla gamma i 0 dla jasności.
  7. Umieść mysz na platformie eksperymentalnej i dostosuj pozycję myszy i platformy, aż widok dna myszy będzie wyraźny. Dokładnie wyreguluj pozycję, aby zlokalizować tarczę nerwu wzrokowego pośrodku.
  8. Na początku ustaw ramię referencyjne na 850 dla myszy i 830 dla szczurów, a następnie dokładnie dostosuj pozycję, klikając przyciski <-1 lub +1>. Dostosuj obraz OCT w poziomie, a następnie przesuń obraz OCT na górną 1/3 pełnego widoku.
  9. W razie potrzeby przesuń suwak polaryzacji, aby dostosować jasność sygnału przez siatkówkę.
  10. Po zaobserwowaniu wyraźnego i stabilnego obrazu OCT oraz obrazu dna oka, ustaw liczbę klatek (zwykle 20, 50, 80 lub 100), a następnie naciśnij Średnia.
    UWAGA: Przechwycenie obrazów OCT zajmuje kilka sekund. Większa liczba klatek oznacza, że przechwytywanie obrazu trwa dłużej, ale zapewnia wyższą jakość przechwyconego obrazu.
  11. Naciśnij przycisk Zapisz, aby zapisać obrazy OCT i dna oka, a następnie kliknij przycisk Uruchom ponownie, aby przechwycić kolejną próbkę.
    UWAGA: Zwierzętom pozwolono dojść do siebie na płycie grzewczej o temperaturze 37 °C przed przebudzeniem. Zwierzęta nie były pozostawiane bez opieki, dopóki nie odzyskały wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Zwierzęta, które zostały poddane leczeniu, nie zostały zwrócone do systemu chowu innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowiały.

5. Pomiar grubości i analiza ilościowa

UWAGA: Ten OCT ma wbudowane oprogramowanie do analizy. Obrazy OCT można segmentować i analizować za pomocą tego oprogramowania (Rysunek 3).

  1. Otwórz oprogramowanie analityczne i otwórz obraz OCT, który należy przeanalizować.
  2. Wybierz liczbę warstw, a następnie naciśnij Pobierz warstwy początkowe (Rysunek 3A). Oprogramowanie automatycznie narysuje warstwy.
  3. Kliknij ikonę ołówka, a następnie przesuń kropki na warstwie docelowej, aby precyzyjnie dostosować warstwę (Rysunek 3A, B). Ostrożnie zmodyfikuj wszystkie warstwy, jedna po drugiej.
    UWAGA: Dodanie większej liczby warstw jest wykonalne. Kliknij ikonę plusa, narysuj kilka kropek na obrazie OCT, a następnie naciśnij ikonę zaznaczenia. Zostanie utworzona nowa warstwa.
  4. Po zakończeniu drobnych korekt warstw wyeksportuj szczegółowe wartości (format CSV) i różne typy obrazów segmentowanego OCT (Rysunek 3A).
    UWAGA: Możliwe jest eksportowanie różnych typów obrazów, w tym warstw, grubości, mapy grubości, warstw bez OCT i zrzutów ekranu. Wartość pośrodku, która nakłada się na nerw wzrokowy każdego obrazu, musi zostać porzucona i ustawiona na zero, ponieważ nie ma tam warstwy siatkówki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sterowany obrazem OCT może być używany do monitorowania rozwoju plamki laserowej w indukowanej laserem neowaskularyzacji naczyniówkowej (CNV) u myszy. Jak pokazano w Rysunek 1, naczynia krwionośne noworodka przeszły przez błonę Brucha, a także warstwę nabłonka barwnikowego siatkówki (RPE) i utworzyły zwłóknieniową bliznę po urazie laserowym11,12. To miejsce zmiany można uchwycić za pomocą skanowania w pełnym rozmiarze (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten zawiera instrukcje dotyczące zbierania obrazów i pomiaru grubości OCT sterowanego obrazem. Demonstrując cztery najpopularniejsze modele chorób oczu u gryzoni, naukowcy odkryli, że OCT sterowany obrazem zapewnia doskonałą wydajność w badaniu drastycznych zmian strukturalnych siatkówki. W rzeczywistości, w przypadku obrazów o wysokiej rozdzielczości, drobne zmiany można łatwo znaleźć również na obrazach OCT. Za pomocą sterowanego obrazem OCT grupa w laboratorium znalazła również nieprawidłowe miejsca hiperrefl...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Żaden z autorów nie ma do ujawnienia żadnego konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują członkom Państwowego Kluczowego Laboratorium Okulistyki, Optometrii i Nauki o Wzroku za wsparcie techniczne i przydatne komentarze dotyczące manuskryptu. Praca ta była wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (82101169, 81800857, 81870690), Chińskiej Fundacji Nauk Przyrodniczych Prowincji Zhejiang (LGD22H120001, LTGD23H120001, LTGC23H120001), Programu Chińskiego Biura Nauki i Technologii Wenzhou (Y20211159), Projektu Wsparcia Nauki i Technologii Guizhou (Qiankehezhicheng [2020] 4Y146) oraz Projektu Państwowego Kluczowego Laboratorium Okulistyki, Optometria i nauka o widzeniu (nr K03-20220205).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mysz BALB/cBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., LtdPreparaty do modeli zwierzęcych
Mysz C57BL/6JNifdcBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., LtdPreparaty do modeli zwierzęcych
Carbomer Eye GelFabrik GmbH Spółka zależna Bausch & LombZwilż rogówkę 
Kompletny Freund' s adiuwantSigma F5881Eksperyment EAU
Platforma eksperymentalnaPhoenix Technology GroupPreparaty modeli zwierzęcych
hIRBP161-180Shanghai Sangon Biological Engineering Technology & Usługi Co., Sp. z o.o.Eksperyment EAU
KetaminaCeva Sante AnimaleZnieczulenie ogólne Skrzynka
laserowaHaag-Streit GroupMerilas 532αPreparaty modeli zwierzęcych
Lewis ratBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., LtdPreparaty do modeli zwierzęcych
Mycobacterium tuberculosis H37RASigma 344289Eksperyment EAU
Phoneix Micron IV z OCT sterowanym obrazem i laserem sterowanym obrazemPhoenix Technology GroupPreparaty modeli zwierzęcych
Kleszcze do tkanekSuzhou Mingren Medical Instrument Co., LtdMR-F101A-5Preparaty na model zwierzęcy
Krople do oczu tropikamidu fenylefrynySANTEN OY, Japonia
Nożyczkido rozszerzania oczu VannasSuzhou Mingren Medical Instrument Co., LtdMR-S121A Preparatydo modeli zwierzęcych
KsylazynaCeva Sante AnimaleZnieczulenie Ogólne

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cen, L. -P., et al. Automatic detection of 39 fundus diseases and conditions in retinal photographs using deep neural networks. Nature Communications. 12, 4828(2021).
  2. Kashani, A. H., et al. Optical coherence tomography angiography: A comprehensive review of current methods and clinical applications. Progress in Retinal and Eye Research. 60, 66-100 (2017).
  3. Cheng, D., et al. Inner retinal microvasculature damage correlates with outer retinal disruption during remission in Behçet's posterior uveitis by optical coherence tomography angiography. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (3), 1295-1304 (2018).
  4. Lin, R., et al. Relationship between cone loss and microvasculature change in retinitis pigmentosa. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 60 (14), 4520-4531 (2019).
  5. Dietrich, M., et al. Using optical coherence tomography and optokinetic response as structural and functional visual system readouts in mice and rats. Journal of Visualized Experiments. (143), e58571(2019).
  6. Jagodzinska, J., et al. Optical coherence tomography: Imaging mouse retinal ganglion cells in vivo. Journal of Visualized Experiments. (127), e55865(2017).
  7. Ye, Q., et al. In vivo methods to assess retinal ganglion cell and optic nerve function and structure in large animals. Journal of Visualized Experiments. (180), e62879(2022).
  8. Mai, X., Huang, S., Chen, W., Ng, T. K., Chen, H. Application of optical coherence tomography to a mouse model of retinopathy. Journal of Visualized Experiments. (179), e63421(2022).
  9. Allen, R. S., Bales, K., Feola, A., Pardue, M. T. In vivo structural assessments of ocular disease in rodent models using optical coherence tomography. Journal of Visualized Experiments. (161), e61588(2020).
  10. Kokona, D., Jovanovic, J., Ebneter, A., Zinkernagel, M. S. In vivo imaging of Cx3cr1gfp/gfp reporter mice with spectral-domain optical coherence tomography and scanning laser ophthalmoscopy. Journal of Visualized Experiments. (129), e55984(2017).
  11. Yan, M., Li, J., Yan, L., Li, X., Chen, J. -G. Transcription factor Foxp1 is essential for the induction of choroidal neovascularization. Eye and Vision. 9 (1), 10(2022).
  12. Wolf, A., Herb, M., Schramm, M., Langmann, T. The TSPO-NOX1 axis controls phagocyte-triggered pathological angiogenesis in the eye. Nature Communications. 11, 2709(2020).
  13. Li, L., et al. Longitudinal morphological and functional assessment of RGC neurodegeneration after optic nerve crush in mouse. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 109(2020).
  14. Zhang, Y., et al. Elevating growth factor responsiveness and axon regeneration by modulating presynaptic inputs. Neuron. 103 (1), 39-51 (2019).
  15. Wang, J., et al. Robust myelination of regenerated axons induced by combined manipulations of GPR17 and microglia. Neuron. 108 (5), 876-886 (2020).
  16. Tian, F., et al. Core transcription programs controlling injury-induced neurodegeneration of retinal ganglion cells. Neuron. 110 (16), 2607-2624 (2022).
  17. Wu, K. -C., et al. Deletion of miR-182 leads to retinal dysfunction in mice. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 60 (4), 1265-1274 (2019).
  18. Rattner, A., Nathans, J. The genomic response to retinal disease and injury: Evidence for endothelin signaling from photoreceptors to glia. Journal of Neuroscience. 25 (18), 4540-4549 (2005).
  19. Rattner, A., Toulabi, L., Williams, J., Yu, H., Nathans, J. The genomic response of the retinal pigment epithelium to light damage and retinal detachment. Journal of Neuroscience. 28 (39), 9880-9889 (2008).
  20. Hahn, P., et al. Deficiency of Bax and Bak protects photoreceptors from light damage in vivo. Cell Death & Differentiation. 11 (11), 1192-1197 (2004).
  21. Fan, J., et al. Maturation arrest in early postnatal sensory receptors by deletion of the miR-183/96/182 cluster in mouse. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (21), 4271-4280 (2017).
  22. Zhou, J., et al. A combination of inhibiting microglia activity and remodeling gut microenvironment suppresses the development and progression of experimental autoimmune uveitis. Biochemical Pharmacology. 180, 114108(2020).
  23. Okunuki, Y., et al. Retinal microglia initiate neuroinflammation in ocular autoimmunity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (20), 9989-9998 (2019).
  24. Dai, X., et al. Rodent retinal microcirculation and visual electrophysiology following simulated microgravity. Experimental Eye Research. 194, 108023(2020).
  25. Dai, X., et al. Photoreceptor degeneration in a new Cacna1f mutant mouse model. Experimental Eye Research. 179, 106-114 (2019).
  26. Liu, Y., et al. Mouse models of X-linked juvenile retinoschisis have an early onset phenotype, the severity of which varies with genotype. Human Molecular Genetics. 28 (18), 3072-3090 (2019).
  27. Ou, J., et al. Synaptic pathology and therapeutic repair in adult retinoschisis mouse by AAV-RS1 transfer. Journal of Clinic Investigation. 125 (7), 2891-2903 (2015).
  28. Xiang, L., et al. Depletion of miR-96 delays, but does not arrest, photoreceptor development in mice. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 63 (4), 24(2022).
  29. Huang, X. -F., et al. Functional characterization of CEP250 variant identified in nonsyndromic retinitis pigmentosa. Human Mutation. 40 (8), 1039-1045 (2019).
  30. Jonnal, R. S., et al. A review of adaptive optics optical coherence tomography: Technical advances, scientific applications, and the future. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 57 (9), 51(2016).
  31. Dong, Z. M., Wollstein, G., Wang, B., Schuman, J. S. Adaptive optics optical coherence tomography in glaucoma. Progress in Retinal and Eye Research. 57, 76-88 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Retinal Structural ChangesRodent Retina ImagingFundus PhotographyChoroidal NeovascularizationOptic Nerve CrushRetinal DegenerationAutoimmune UveitisPhotoreceptor CellsRetinal Ganglion Cells
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły