Artykuł metodologiczny

Model asfiksji okołoporodowej prosiąt do badania uszkodzenia serca i hemodynamiki po zatrzymaniu krążenia, resuscytacji i powrocie krążenia spontanicznego

2.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64788

⸱

13 stycznia 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Clinical Medicine, Faculty of Medicine, University of Oslo, 2Department of Neonatal Intensive Care, Division of Pediatric and Adolescent Medicine, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 3Department of Pediatric Research, Division of Paediatric and Adolescent Medicine, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 4Department of Pediatrics, Vestfold Hospital Trust, 5Department of Anesthesiology, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 6Department of Pediatrics, Faculty of Medicine and Dentistry, University of Alberta, 7Centre for the Studies of Asphyxia and Resuscitation, Neonatal Research Unit, Royal Alexandra Hospital, 8Division of Paediatric and Adolescent Medicine, Institute of Clinical Medicine, University of Oslo, 9Department of Paediatrics and Adolescent Health, University of Botswana, 10Department of Pediatric Research, Oslo University Hospital, University of Oslo, 11Department of Pediatrics, Robert H Lurie Medical Research Center, Northwestern University Chicago

W tym artykule

Podsumowanie

Ten model prosiąt obejmuje narzędzia chirurgiczne, uduszenie aż do zatrzymania krążenia, resuscytację i obserwację po resuscytacji. Model pozwala na wielokrotne pobieranie próbek na zwierzę, a dzięki zastosowaniu ciągłego inwazyjnego monitorowania ciśnienia tętniczego krwi, EKG i nieinwazyjnego monitorowania rzutu serca, dostarcza wiedzy na temat hemodynamiki i patofizjologii serca w asfiksji okołoporodowej i resuscytacji krążeniowo-oddechowej noworodków.

Streszczenie

Nowonarodzone prosięta były szeroko stosowane jako modele translacyjne dla asfiksji okołoporodowej. W 2007 roku dostosowaliśmy sprawdzony model asfiksji prosiąt, wprowadzając zatrzymanie krążenia. Umożliwiło nam to zbadanie wpływu ciężkiej asfiksji na kluczowe wyniki, w tym czas potrzebny do powrotu spontanicznego krążenia (ROSC), a także wpływ uciskania klatki piersiowej zgodnie z alternatywnymi protokołami resuscytacji krążeniowo-oddechowej. Ze względu na anatomiczne i fizjologiczne podobieństwa między prosiętami a ludzkimi noworodkami, prosięta służą jako dobre modele w badaniach nad resuscytacją krążeniowo-oddechową i monitorowaniem hemodynamicznym. W rzeczywistości ten model zatrzymania krążenia dostarczył dowodów na opracowanie wytycznych poprzez badania nad protokołami resuscytacji, patofizjologią, biomarkerami i nowymi metodami monitorowania hemodynamicznego. Warto zauważyć, że przypadkowe odkrycie, że znaczna część prosiąt ma bezpulsacyjną aktywność elektryczną (PEA) podczas zatrzymania krążenia, może zwiększyć stosowalność modelu (tj. może być on wykorzystany do badania patofizjologii wykraczającej poza okres okołoporodowy). Jednak generowanie modeli jest technicznie trudne i wymaga różnych zestawów umiejętności, oddanego personelu i precyzyjnej równowagi między środkami, w tym protokołami chirurgicznymi i stosowaniem środków uspokajających/przeciwbólowych, aby zapewnić rozsądny wskaźnik przeżycia. W niniejszym artykule szczegółowo opisano protokół, a także doświadczenia związane z adaptacjami do protokołu na przestrzeni lat.

Wprowadzenie

Asfiksja okołoporodowa jest spowodowana przez upośledzoną wymianę gazową (hipoksemia i hiperkapnia) przed, w trakcie i/lub po urodzeniu. Powoduje to zmniejszony przepływ krwi (niedokrwienie) do ważnych narządów, a następnie mieszaną kwasicę oddechową i metaboliczną. Zamartwica okołoporodowa jest częstym powikłaniem porodowym, które rocznie powoduje 580 000 zgonów niemowląt na całym świecie1. Zmniejszenie tej liczby jest niezbędne do zmniejszenia liczby zgonów noworodków i dzieci poniżej 5 roku życia, zgodnie z Celem Zrównoważonego Rozwoju ONZ nr 3.2 (tj. śmiertelność noworodków <12 na 1000 żywych urodzeń i śmiertelność dzieci poniżej 5 roku życia <25 na 1000 żywych urodzeń)2.

Klinicznie, asfiksja objawia się jako encefalopatia niedotlenieniowo-niedokrwienna (HIE), depresja oddechowa i niewydolność krążenia u noworodka3 (tj. objawy i oznaki niedotlenienia-niedokrwienia ważnych narządów)4. W związku z tym uduszone niemowlę może wymagać leczenia encefalopatii, w tym drgawek oraz zaawansowanego wspomagania oddychania i krążenia. Na całym świecie, każdego roku, aż 10 milionów niemowląt wymaga jakiejś formy interwencji, takiej jak stymulacja dotykowa, a 6-7 milionów niemowląt wymaga wspomaganej wentylacji przy urodzeniu5. W związku z tym zamartwica okołoporodowa stanowi ogromne obciążenie dla systemu opieki zdrowotnej, co wiąże się z konsekwencjami społeczno-ekonomicznymi. Aby zmniejszyć globalne obciążenie chorobami przypisywanymi asfiksji okołoporodowej, nasze grupy badawcze uważają, że w badaniach naukowych należy zbadać następujące obszary: profilaktyka, w tym poprawa opieki prenatalnej i położniczej oraz obserwacja; biomarkery prognostyczne oraz zoptymalizowano resuscytację i stabilizację sali porodowej6.

Nowonarodzone prosięta i ludzkie niemowlęta w bliskiej ciąży mają podobną anatomię i patofizjologię7. Chociaż żaden zwierzęcy model asfiksji okołoporodowej i zatrzymania krążenia nie jest w stanie stworzyć pełnego aspektu nieudanego przejścia okołoporodowego prowadzącego do zamartwicy i zatrzymania krążenia, prosięta są dobrymi modelami translacyjnymi.

Już w latach siedemdziesiątych opracowaliśmy model niedotlenienia u dorosłych świń8. Został on pomyślnie udoskonalony przez grupy badawcze9, dostarczając w ten sposób model asfiksji okołoporodowej u prosiąt10,11,12,13,14,15,16,17,18. W 2007 roku pierwsze eksperymenty z zatrzymaniem krążenia u prosiąt przeprowadzono w Instytucie Badań Chirurgicznych w Szpitalu Uniwersyteckim w Oslo11,13,15,16. Model aresztowania dostarczył dowodów na opracowanie wytycznych10,13,15,16,19,20, a także szerokie możliwości badań fizjologicznych i testowania sprzętu/narzędzi diagnostycznych14,21, protokoły resuscytacji (randomizowane badania kontrolowane)13,15,16,22, oraz biomarkery krwi i tkanki10,12,20. W ten sposób model okazał się wszechstronny, a jedna seria eksperymentalna była tradycyjnie wykorzystywana do udzielenia odpowiedzi na kilka pytań badawczych. Jest to ważne i zgodne z trzema R (redukcja, zastąpienie i udoskonalenie) badań na zwierzętach doświadczalnych23 (tj. zasada zmniejszania liczby zwierząt uśmiercanych do celów naukowych).

W poniższym protokole, model asfiksji okołoporodowej dla prosiąt jest szczegółowo opisany, łącznie z tym, jak wywołać, zdefiniować i stwierdzić zatrzymanie krążenia. Model został udoskonalony w celu zminimalizowania narażenia na środki uspokajające i interwencje chirurgiczne i obejmuje wentylację mechaniczną, uduszenie, resuscytację, obserwację po resuscytacji oraz pobieranie próbek krwi, moczu i płynu mózgowo-rdzeniowego. Nasze grupy również tradycyjnie pobierają tkanki z ważnych narządów post mortem, ale procedura pobierania tkanek nie jest szczegółowo opisana w tym protokole. Model symuluje niedotlenienie z mieszaną kwasicą oddechową i metaboliczną, co odzwierciedla biochemię uduszonych ludzkich noworodków. Dzięki ścisłemu monitorowaniu prosiąt za pomocą inwazyjnego ciśnienia krwi (BP) i tętna (HR), pulsoksymetrii (PO), elektrokardiogramu (EKG), kardiografiki impedancyjnej (ICG) i spektroskopii w bliskiej podczerwieni (NIRS), można szczegółowo zbadać fizjologię zamartwicy okołoporodowej, ze szczególnym uwzględnieniem serca.

Model jest technicznie wymagający, ponieważ bardzo delikatna równowaga między lekami, interwencjami chirurgicznymi i metodą wywoływania zatrzymania krążenia jest wymagana do zapewnienia rozsądnego wskaźnika przeżycia. Przeprowadzenie eksperymentów wymaga gruntownego przygotowania oraz zaangażowanego i dobrze funkcjonującego zespołu. Wydaje się, że selekcja zwierząt doświadczalnych również odgrywa ważną rolę w zapewnieniu udanych eksperymentów. W tym artykule szczegółowo opisujemy protokół i nasze doświadczenia z nim związane.

Protokół

Protokół został zatwierdzony przez Norweski Urząd Bezpieczeństwa Żywności (numer zatwierdzenia 25030), a eksperymenty przeprowadzono zgodnie z przepisami europejskimi, norweskimi oraz instytucjonalnymi. Powtórzenie tego modelu wymaga uzyskania zgody etycznej na eksperymenty na zwierzętach zgodnie z przepisami instytucjonalnymi i krajowymi oraz zapewnienia przeprowadzenia badań zgodnie z zasadą trzech R23. Cały personel pracujący ze zwierzętami musi posiadać certyfikaty funkcji A, B i D zgodnie z artykułem 23 i artykułem 24 dyrektywy UE 2010/63/EU24 lub ich odpowiednikami. Należy uważnie monitorować zwierzęta przez cały czas trwania eksperymentu oraz dostosowywać znieczulenie, ustawienia respiratora, temperaturę i ułożenie zwierzęcia, aby zapewnić im dobrostan. Należy regularnie krytycznie oceniać model oraz jego zastosowanie i wprowadzać ulepszenia w miarę możliwości i potrzeb.

UWAGA: Prosięta wykorzystane w tym badaniu były w wieku 12-36 h, ważyły 1,7-2,3 kg, miały równy rozkład płci, pochodziły z krzyżówek ras norweskiej Landrace, Duroc i Yorkshire oraz nie były modyfikowane genetycznie. Krok 1 i krok 2 protokołu obejmują narkozę ogólną oraz procedury pobierania danych, które mają zastosowanie w trakcie całego eksperymentu, a kroki 3-10 szczegółowo opisują procedury eksperymentalne, w tym przygotowanie zwierząt, interwencję chirurgiczną, uduszenie aż do zatrzymania krążenia, reanimację oraz obserwację po reanimacji.

1. Protokół znieczulania (CZAS: dotyczy całego eksperymentu)

  1. Wprowadzić znieczulenie, podając w bolusie do dożylnego cewnika w żyle usznej fentanyl (50 µg/kg) oraz pentobarbital (15-20 mg/kg).
    OSTREŻENIE: Fentanyl jest szkodliwy w przypadku wdychania lub połknięcia i podrażnia oczy oraz skórę. Jest to również lek kontrolowany. Jego dostarczanie i stosowanie powinny być monitorowane i regulowane zgodnie z przepisami dotyczącymi leków kontrolowanych. Pentobarbital jest szkodliwy w przypadku połknięcia i podrażnia oczy oraz skórę.
  2. Utrzymywać znieczulenie za pomocą dożylnego fentanylu (50 µg/kg/h) aż do wystąpienia uduszenia, następnie przerwać podawanie podczas uduszenia i ponownie wprowadzić dawkę 25 µg/kg/h po powrocie krążenia spontanicznego (ROSC).
    UWAGA: Stosowanie wysokich dawek fentanylu w znieczuleniu w tym modelu wynika z dziesięcioleci udoskonalania metody w ramach współpracy neonatologów i anestezjologów dziecięcych. Znieczulenie wysokimi dawkami fentanylu wiąże się ze stabilnością układu sercowo-naczyniowego i hemodynamiczną25,26 u dorosłych ludzi i noworodków. Jednak jedno badanie przeprowadzone na noworodkach prosiąt wykazało, że stosowanie fentanylu wiązało się ze zmniejszeniem HR i rzutu serca (CO) oraz zwiększeniem średniego ciśnienia tętniczego (MAP), ciśnienia końcoworozkurczowego lewej komory i wskaźnika całkowitego oporu obwodowego27.
  3. Monitorować stan prosięcia przez cały czas trwania eksperymentu. Sprawdzać napięcie mięśniowe i oceniać funkcje życiowe, aby upewnić się, że prosię jest całkowicie znieczulone. Jeśli prosię wykazuje oznaki dyskomfortu, podać dodatkowy fentanyl lub pentobarbital dożylnie zgodnie z oceną kliniczną.

2. Próbkowanie i rejestracja danych (CZAS: dotyczy całego eksperymentu)

  1. Wydrukuj papierowy formularz rejestracji przypadku (CRF) dla każdego prosięcia. CRF zawiera informacje o HR, BP (w tym MAP), saturacji tlenem (SpO2), regionalnej saturacji tlenem w mózgu (NIRS), temperaturze, podanych dodatkowych lekach oraz dreszczach.
  2. W formularzu CRF przypisz prosięciu numer ID oraz zapisz masę i płeć prosięcia na stronie tytułowej.
  3. Dokonuj pomiarów co 5 min podczas okresu stabilizacji oraz tuż przed indukcją asfiksji. Po indukcji asfiksji wykonaj pierwszy pomiar po 10 min, a następnie co 5 min aż do zatrzymania krążenia. W przypadku uzyskania ROSC, wykonaj pomiary tak szybko, jak to możliwe po ROSC, co 5 min przez pierwszą godzinę po ROSC, a następnie co 30 min przez resztę okresu obserwacji.
  4. W formularzu CRF zaznacz terminy pobrania poszczególnych próbek.
    1. Pobierz krew pełną i osocze na początku stabilizacji, tuż przed indukcją asfiksji, w momencie zatrzymania krążenia, w momencie ROSC, po 30 min, 60 min, 120 min, 240 min i 540 min po ROSC oraz na koniec badania (570 min).
      UWAGA: Ważne jest obliczenie ilości krwi, jaką można pobrać od każdego prosięcia. Przykładowo, mniejszą ilość krwi można pobrać od mniejszych prosiąt, prosiąt niestabilnych oraz prosiąt, u których wystąpiła utrata krwi w wyniku operacji szyi. Kluczowe jest również monitorowanie poziomu hemoglobiny (Hb) z analizy równowagi kwasowo-zasadowej przez cały czas trwania eksperymentu. W niniejszym badaniu wykluczono prosięta z Hb <6 g/dL.
    2. Pobierz mocz w 240 min po ROSC oraz na koniec badania (570 min).
    3. Wyznacz stan równowagi kwasowo-zasadowej na początku stabilizacji, tuż przed indukcją asfiksji, 10 min po indukcji asfiksji, a następnie co 5 min aż do zatrzymania krążenia. Wyznacz stan równowagi kwasowo-zasadowej w momencie zatrzymania krążenia, w momencie ROSC, po 5 min, 15 min, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min i 540 min po ROSC oraz na koniec badania (570 min).
    4. Pobierz płyn mózgowo-rdzeniowy (CSF) na koniec badania (570 min).
  5. Pobierz krew pełną i osocze z centralnego cewnika tętniczego.
    1. Pobierz 2 mL krwi z centralnego cewnika tętniczego do heparynowanej strzykawki i odstaw na bok.
    2. Następnie pobierz 2,5 mL krwi do nowej heparynowanej strzykawki. Umieść 0,5 mL ostatnio pobranej krwi pełnej w probówce do mikrocentryfugi i zamroź gwałtownie w ciekłym azocie.
    3. Pozostałe 2 mL umieść w probówce z EDTA o odpowiedniej pojemności i wiruj przy 1,700 x g w temperaturze 4 °C przez 10 min. Przenieś pipetą osocze (które oddziela się od warstwy białej i erytrocytów jako górna warstwa) do probówek do mikrocentryfugi i zamroź gwałtownie w ciekłym azocie.
    4. Pobierz kolejne 0,2 mL krwi z centralnego cewnika tętniczego do nowej heparynowanej strzykawki. Umieść strzykawkę w analizatorze gazometrii (patrz Tabela materiałów) i wprowadź odpowiednie informacje (ID, punkt czasowy oraz temperaturę prosięcia).
    5. Wprowadź krew pobraną do pierwszej heparynowanej strzykawki z powrotem do cewnika tętniczego. Przepłucz cewnik tętniczy heparynowaną solą fizjologiczną, aby upewnić się, że cała krew wróciła do krążenia prosięcia.
  6. Pobierz mocz poprzez aspirację nadłonową.
    1. Zlokalizuj punkty orientacyjne: obszar między trzecią od dołu a drugą od dołu parą sutków, około 2 cm poniżej pępka i kilka milimetrów bocznie od linii środkowej.
    2. Użyj strzykawki 10 mL z kaniulą 23 G. Wprowadź kaniulę pionowo na głębokość około 1 cm i aspiruj, aż strzykawka wypełni się moczem. Umieść mocz w probówce kriogenicznej i zamroź gwałtownie w ciekłym azocie.
  7. Pobierz CSF poprzez punkcję lędźwiową.
    1. Ułóż prosię na boku i przyciągnij tylne kończyny w stronę klatki piersiowej. Zlokalizuj punkty orientacyjne: między wyrostkami kolczystymi na poziomie grzebienia biodrowego prosięcia.
    2. Wprowadź kaniulę 21 G lekko kranialnie między wyrostki kolczyste, aż pojawi się CSF. Umieść CSF w probówkach do mikrocentryfugi i zamroź gwałtownie w ciekłym azocie.
    3. Rejestruj ciągły zapis EKG i inwazyjne dane BP (patrz krok 6 i krok 7) przy użyciu oprogramowania do akwizycji i analizy danych (patrz Tabela materiałów). Wykonaj pomiar NIRS (patrz krok 7) za pomocą dostępnego komercyjnie urządzenia NIRS (patrz Tabela materiałów).

3. Przygotowanie (CZAS: od tygodni do miesięcy, tak długo jak będzie to konieczne)

  1. Uzyskać zgodę komisji etycznej na przeprowadzenie eksperymentów na zwierzętach.
  2. Skontaktować się z hodowcą i zorganizować selekcję prosiąt (wiek: 12-36 h, równy rozkład płci, masa ciała: 1,7-2,3 kg), ustalić datę dostawy oraz sposób transportu.
    UWAGA: Wybór prosiąt z tej samej rasy (w niniejszym badaniu mieszanka rasy Landrace norweskiej, Duroc i Yorkshire) i z tej samej fermy, najlepiej z jednego miotu i w wąskim przedziale wiekowym, jest istotny dla ograniczenia zmienności biologicznej i fizjologicznej.
  3. Upewnić się, że personel będzie dostępny w wyznaczonym terminie lub terminach.
  4. Sprawdzić dostępność całego niezbędnego sprzętu oraz poprawność działania wszystkich instrumentów i narzędzi obserwacyjnych. Sprawdzić datę ważności gazu do wywoływania asfiksji (8% O2, 92% N2) oraz upewnić się, że butla nie jest pusta.
  5. Przygotować laboratorium i cały sprzęt do przyjęcia prosiąt. Skalibrować wszystkie niezbędne urządzenia.
  6. W przypadku randomizowanego badania kontrolowanego przeprowadzić szacowanie wielkości próby i przygotować proces randomizacji prosiąt.

4. Przyjęcie prosiąt (CZAS: od 10 min do 2 h, w zależności od liczby prosiąt)

  1. Zorganizuj transport prosiąt domowych z gospodarstwa do placówki chirurgicznej w dniu przeprowadzenia doświadczeń. Wyściel „dno” pojemnika drobnymi wiórami drzewnymi i umieść termofory, aby utrzymać odpowiednią temperaturę ciała prosiąt. Wykonaj otwory wentylacyjne w pojemniku, aby zapewnić cyrkulację powietrza.
  2. Uzyskaj od hodowcy informacje o wieku i masie prosiąt. Zweryfikuj ich masę ciała po przyjeździe.
  3. Zmierz SpO2 oraz HR, umieszczając sondę pulsoksymetru (PO) (patrz Tabela materiałów) na kończynie tylnej prosięcia, gdy zwierzę jest spokojne i odpoczywa w pojemniku.
  4. Przygotuj wszystkie instrumenty i włącz ogrzewanie w elektrycznych matach grzewczych na stole operacyjnym.
  5. Pozwól prosiętom odpocząć w pojemniku do czasu, aż wszyscy członkowie zespołu będą gotowi do indukcji znieczulenia i przeprowadzenia interwencji chirurgicznej.

5. Indukcja znieczulenia, intubacja i wentylacja mechaniczna (CZAS: 15 min)

  1. Przygotować sprzęt do dostępu dożylnego i intubacji.
  2. Założyć sondę PO na kończynę tylną w celu monitorowania natlenienia i HR podczas indukcji znieczulenia i intubacji.
  3. Upewnić się, że pierwsza osoba trzyma owinięte prosię nieruchomo i spokojnie. Upewnić się, że druga osoba wprowadza obwodowy cewnik dożylny do żyły ucha. Przepłukać cewnik około 1 mL soli fizjologicznej, aby potwierdzić prawidłowe umiejscowienie. Zmocować cewnik taśmą.
  4. Wstrzyknąć dawkę bolusa fentanylu i pentobarbitalu do żyły ucha (zgodnie z opisem w kroku 1.1). Przepłukać cewnik 1 mL soli fizjologicznej. Sprawdzić, czy prosię jest znieczulone, oceniając odruchy cofania.
  5. Upewnić się, że pierwsza osoba ułoży prosię w pozycji na plecach. Otworzyć pysk i wysunąć język za pomocą gazy o wymiarach 10 cm x 10 cm. Utrzymać krtani w linii prostej.
  6. Upewnić się, że druga osoba używa laryngoskopu (patrz Tabela materiałów) do uniesienia języka. Przesunąć laryngoskop, aby unieść nadgłoń i zwizualizować struny głosowe. Wprowadzić rurkę endotrachealną (ETT, patrz Tabela materiałów) przez struny głosowe.
    UWAGA: Użycie rurki ETT z mankietem może utrudnić wprowadzenie ETT przez struny głosowe. Jeśli intubacja jest trudna, szczególnie ważne jest monitorowanie parametrów życiowych prosięcia. W przypadku spadku parametrów życiowych, nałożyć maskę na pysk prosięcia, podłączyć maskę do worka samorozprężnego i prowadzić wentylację manualną do czasu normalizacji parametrów. Następnie ponownie podjąć próbę intubacji. Jeśli nadal jest to trudne, rozważyć podanie dodatkowej dawki pentobarbitalu. W rzadkich przypadkach (np. wada górnych dróg oddechowych) należy wykonać tracheostomię. Jednak przy doświadczonym personelu intubacja zazwyczaj przebiega bez problemów.
  7. Podłączyć ETT do worka samorozprężnego (patrz Tabela materiałów) i rozpocząć wentylację manualną.
  8. Potwierdzić prawidłowe umiejscowienie ETT poprzez: 1) obustronne i symetryczne unoszenie się klatki piersiowej podczas wentylacji, 2) obustronne i symetryczne szumy oddechowe nad polami płucnymi przy braku dźwięków wlotu powietrza nad nadbrzuszem, 3) reakcje SpO2 i HR oraz 4) kondensację wewnątrz ETT. W razie wątpliwości można również zmierzyć (pół)ilościowo wydychane CO2.
  9. Nadmuchać mankiet ETT. Zmocować ETT na głębokości 12-13 cm (dla prosięcia o masie 2 kg) za pomocą taśmy rozdzielonej wzdłużnie na pół. Owinąć taśmę wokół części ETT bezpośrednio za przednimi zębami, a następnie wokół pysku.
  10. Kontynuować wentylację manualną prosięcia aż do momentu przeniesienia go na stół operacyjny, gdzie zostanie podłączone do respiratora mechanicznego. Na stole podłączyć ETT do respiratora mechanicznego (patrz Tabela materiałów) z następującymi ustawieniami: PInsp = 15-20 cm H2O, Peep = 5,0 cm H2O, FlowInsp = 8,0 L/min, Frequency = 30 bpm oraz TInsp = 0,34 s.
    UWAGA: Jeśli prosię ma SpO2 <90%, można zwiększyć PInsp oraz Frequency, aż SpO2 osiągnie wartość ≥90%. Można zastosować dodatkowy tlen, jeśli protokół reanimacyjny nie obejmuje porównania różnych wartości FiO2.
  11. Wprowadzić termometr rektalny i przymocować go taśmą chirurgiczną wokół ogona prosięcia.
  12. Utrzymywać temperaturę prosięcia (38,5-39,0 °C) za pomocą ciepłych koców/ręczników owiniętych wokół prosięcia w formie gniazda, poprzez regulację temperatury materaca grzewczego pod prosięciem i/lub poprzez napełnienie gumowych/lateksowych rękawiczek gorącą wodą z kranu i umieszczenie ich w ręcznikach otaczających prosię. Monitorować temperaturę prosięcia podczas interwencji chirurgicznej i w razie potrzeby stosować środki stabilizujące temperaturę.

6. Interwencja chirurgiczna (CZAS: 20 min)

  1. Przygotować cały niezbędny sprzęt i wypełnić wszystkie cewniki solą fizjologiczną (Rycina 1). Zapisać czas rozpoczęcia interwencji chirurgicznej w karcie rejestracji danych (CRF).
  2. Zdezynfekować skórę znieczulonego prosięcia za pomocą barwionej chlorheksydyny w stężeniu 5 mg/mL, używając 3-5 gąbek chirurgicznych.
  3. Wykonać skalpelem nacięcie skóry o długości 2,5 cm po prawej stronie szyi prosięcia.
  4. Użyć rozwieraczy powiek do odciągnięcia skóry po obu stronach nacięcia.
  5. Użyć kleszczyków naczyniowych do preparacji i odsłonięcia żyły szyjnej wewnętrznej (Rycina 2).
  6. Umieścić dwie nici nylonowe 3-0 pod żyłą szyjną w celu jej stabilizacji.
  7. Trzymać jedną z nici w jednej ręce, a cewnik żylny centralny w drugiej (Rycina 3). Wprowadzić cewnik żylny centralny i wyciągnąć igłę.
  8. Związać jedną z nici użytych do stabilizacji żyły wokół żyły (i cewnika) w miejscu, w którym cewnik znajduje się wewnątrz żyły (Rycina 4).
    UWAGA: Należy upewnić się, że nić stabilizująca nie jest zawiązana zbyt ciasno wokół cewnika i że węzeł znajduje się proksymalnie w stosunku do dystalnego końca cewnika.
  9. Przepłukać 1 mL soli fizjologicznej, aby potwierdzić prawidłowe umiejscowienie cewnika.
  10. Zamknąć skórę za pomocą wchłanialnych szwów 4-0.
  11. Podłączyć do cewnika żylnego centralnego fentanyl w dawce 50 µg/kg/h oraz zbilansowany roztwór węglowodanowo-elektrolitowy (glukoza 10 mg/mL, patrz Tabela materiałów).
  12. Wykonać skalpelem nacięcie skóry o długości 2,5 cm po lewej stronie szyi prosięcia. Nacięcie powinno znajdować się nieco bardziej przyśrodkowo niż nacięcie po prawej stronie szyi.
  13. Użyć rozwieraczy powiek do odciągnięcia skóry po obu stronach nacięcia.
  14. Następnie użyć kleszczyków naczyniowych do preparacji i odsłonięcia tętnicy szyjnej wspólnej (przyśrodkowo od mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego).
  15. Umieścić dwie nici nylonowe 3-0 pod tętnicą szyjną wspólną w celu jej stabilizacji.
  16. Trzymać jedną z nici w jednej ręce, a cewnik tętniczy centralny w drugiej. Wprowadzić cewnik tętniczy centralny i wyciągnąć igłę.
  17. Związać jedną z nici użytych do stabilizacji tętnicy wokół tętnicy (i cewnika) w miejscu, w którym cewnik znajduje się wewnątrz tętnicy.
    UWAGA: Należy upewnić się, że nić stabilizująca nie jest zawiązana zbyt ciasno wokół cewnika i że węzeł znajduje się proksymalnie w stosunku do dystalnego końca cewnika.
  18. Przepłukać 1 mL soli fizjologicznej, aby potwierdzić prawidłowe umiejscowienie cewnika.
  19. Użyć wchłanialnych szwów 4-0 do przymocowania skrzydełek cewnika do skóry i zamknięcia skóry.
  20. Podłączyć do inwazyjnego monitorowania BP tętniczego (patrz Tabela materiałów) i rozpocząć rejestrację przy użyciu oprogramowania do akwizycji i analizy danych.
    UWAGA: Należy upewnić się, że przetwornik inwazyjnego BP tętniczego jest skalibrowany na poziomie serca, aby uzyskać prawidłowe odczyty BP.
  21. Przykryć przezroczystym opatrunkiem. Cewnik tętniczy centralny został prawidłowo umiejscowiony.
  22. Zapisać w CRF czas zakończenia zabiegu.

7. Stabilizacja (CZAS: Minimum 1 h, ale tak długo, jak jest to konieczne do stabilizacji prosięcia po operacji oraz przygotowania personelu do indukcji asfiksji)

  1. Podłącz prosię do sprzętu do monitorowania EKG (patrz Tabela materiałów).
    1. W razie potrzeby ogól i usuń sierść przed umieszczeniem elektrod. Umieść dwie elektrody po każdej stronie klatki piersiowej – po stronie przyśrodkowej każdej z kończyn przednich. Trzecią elektrodę umieść po lewej stronie pępka.
    2. Podłącz przewody do elektrod i rozpocznij rejestrację, korzystając z oprogramowania do akwizycji i analizy danych.
  2. Podłącz prosię do urządzenia do nieinwazyjnego monitorowania CO (patrz Tabela materiałów).
    1. W razie potrzeby ogól i usuń sierść przed umieszczeniem elektrod (patrz Tabela materiałów). Pierwszą elektrodę umieść na szczycie głowy prosięcia, tuż za oczami, drugą po lewej stronie szyi, trzecią po lewej stronie brzucha, w linii pachowej środkowej na wysokości pępka, a czwartą elektrodę na lewym udzie.
    2. Wprowadź odpowiednie informacje do urządzenia i rozpocznij rejestrację. Ze względu na ograniczoną pamięć wewnętrzną dostosuj częstotliwość próbkowania do czasu trwania eksperymentu.
  3. Podłącz prosię do monitorowania NIRS.
    1. W razie potrzeby ogól i usuń sierść przed umieszczeniem elektrod. Umieść elektrody NIRS (patrz Tabela materiałów) na szczycie głowy prosięcia, za elektrodą do nieinwazyjnego monitorowania CO, i zabezpiecz nieprzezroczystą taśmą w celu ochrony przed światłem.
  4. Podłącz prosię do dodatkowego sprzętu monitorującego, jeśli jest to wymagane, i wykonaj echokardiografię, jeśli stanowi ona część protokołu eksperymentalnego.
  5. Ułóż prosię w wygodnej pozycji, najlepiej na brzuchu.
  6. Przeprowadź pomiary i rejestrację, a następnie zapisz dane w CRF w okresie stabilizacji (patrz krok 2).
  7. Monitoruj temperaturę, SpO2, HR, BP oraz występowanie dreszczy u prosięcia podczas okresu stabilizacji. Dostosuj ustawienia respiratora mechanicznego oraz temperaturę prosięcia i w razie potrzeby podaj dodatkową dawkę znieczulenia.

8. Indukcja asfiksji i zatrzymania krążenia (CZAS: 15-60 min, różni się w zależności od prosięcia)

UWAGA: Cały zespół zaangażowany w badanie musi znać swoje role przed wywołaniem duszenia.

  1. Ustal czas rozpoczęcia asfiksji (w zależności od czasu stabilizacji i dostępności personelu) i zapisz go w karcie obserwacji klinicznej (CRF).
  2. Zapisz pomiary fizjologiczne prosięcia w CRF i pobierz próbki krwi bezpośrednio przed indukcją asfiksji.
  3. Zatrzymaj wlew dożylny (IV) fentanylu tuż przed rozpoczęciem asfiksji.
  4. Aby rozpocząć asfiksję, ustaw pokrętło tlenu w respiratorze mechanicznym na 100% i przełącz wąż tlenowy w respiratorze na gaz do asfiksji (8% O2, 92% N2).
  5. Zmniejsz częstość wentylacji o 10 oddechów/min.
  6. Upewnij się, że SpO2 prosięcia spada, aby potwierdzić prawidłową indukcję.
  7. Po 10 min asfiksji zmniejsz częstość wentylacji o kolejne 10 oddechów/min.
  8. Po 10 min asfiksji, a następnie co 5 min, określ stan kwasowo-zasadowy i zapisz pomiary fizjologiczne prosięcia w CRF. Kontynuuj do momentu zatrzymania krążenia.
  9. Po 20 min asfiksji zmniejsz częstość wentylacji o kolejne 10 oddechów/min.
  10. Po 30 min asfiksji zaklemuj rurkę intubacyjną (ETT) kleszczykami naczyniowymi.
  11. Gdy MAP spadnie poniżej 20 mm Hg, rozpocznij ciągłą auskultację serca.
    UWAGA: Zatrzymanie krążenia definiuje się jako brak słyszalnych uderzeń serca w auskultacji i/lub utratę pulsacji w linii tętniczej. Należy pamiętać, że w EKG może wystąpić aktywność elektryczna bez tętna (PEA).
  12. Upewnij się, że pierwsza osoba przeprowadza auskultację serca. Ogłoś głośno, gdy uderzenia serca nie będą już słyszalne (zatrzymanie krążenia), jednocześnie zdejmując klem w rurce ETT. Upewnij się, że druga osoba przełącza wąż z gazem do asfiksji w respiratorze z powrotem na wylot tlenu. Zapisz czas zatrzymania krążenia w CRF i uruchom stoper.
  13. Ustaw FiO2 zgodnie z protokołem (w niniejszym badaniu prosięta zostały przydzielone losowo do grupy otrzymującej FiO2 wynoszące 0.21 lub 1.0). Ustaw parametry respiratora w następujący sposób: PInsp = 30 cm H2O, Peep = 5.0 cm H2O, FlowInsp = 8.0 L/min, Frequency = 40 bpm oraz TInsp = 0.34 s.
  14. Pobierz próbki krwi w punkcie czasowym odpowiadającym zatrzymaniu krążenia, zgodnie z opisem w kroku 2.5.

9. Resuscytacja krążeniowo-oddechowa (RKO) (CZAS: 0-15 min)

UWAGA: RKO można przeprowadzać zgodnie z wytycznymi International Liaison Committee on Resuscitation (ILCOR)28, stosując stosunek 3:1 uciśnięć klatki piersiowej do wentylacji lub inne proporcje uciśnięć klatki piersiowej do wentylacji, w zależności od celu badania.

  1. W przypadku stosowania zalecanego przez ILCOR stosunku RKO 3:1, należy wykonać następujące kroki.
    1. Przez 30 s po zatrzymaniu krążenia przeprowadź mechaniczną wentylację prosięcia. Następnie rozpocznij uciskanie klatki piersiowej, dążąc do zachowania stosunku uciśnięć klatki piersiowej do wentylacji wynoszącego 3:1.
      UWAGA: Ponieważ wentylacje wykonuje respirator, a nie osoba, uciśnięcia klatki piersiowej i wentylacje mogą czasami występować jednocześnie lub być nieskoordynowane.
    2. Uciskaj klatkę piersiową na głębokość 1/3 przednio-tylnej średnicy klatki piersiowej, dopuszczając do pełnego odprężenia klatki piersiowej, i stosuj technikę okalania klatki piersiowej dłońmi z uciśnięciem dwoma kciukami. Dąż do uzyskania skurczowego ciśnienia tętniczego ≥20 mm Hg.
    3. Podaj adrenalinę (0.02-0.03 mg/kg) dożylnie (IV) po 30 s uciśnięć klatki piersiowej, a następnie co 3 min RKO (maksymalnie cztery dawki). Po każdym podaniu adrenaliny przepłucz linię 1 mL soli fizjologicznej.
  2. Stwierdź powrót spontanicznego krążenia (ROSC), obserwując zapis ciśnienia tętniczego i EKG, a następnie potwierdź to za pomocą osłuchiwania serca. Definicją ROSC jest stabilna, nie wspomagana częstość akcji serca (HR) ≥100 bpm.
  3. Kontynuuj działania reanimacyjne aż do uzyskania ROSC lub maksymalnie przez 15 min. Jeśli RKO nie okaże się skuteczne w ciągu 15 min, przerwij działania reanimacyjne, stwierdź czas zgonu i odnotuj go w CRF.
  4. Jeśli działania reanimacyjne zakończą się sukcesem, zapisz w CRF czas uzyskania ROSC, czas trwania RKO w sekundach oraz liczbę podanych dawek adrenaliny.
  5. Pobierz próbki krwi i wykonaj wpisy do CRF tak szybko, jak to możliwe po uzyskaniu ROSC, a następnie kontynuuj rejestrację zgodnie z opisem w kroku 2 przez kolejne 9,5 h (570 min).

10. Obserwacja po ROSC (CZAS: 9,5 h)

  1. Wznów dożylny wlew fentanylu, początkowo w dawce 25 µg/kg/h, i miareczkuj go zgodnie z efektami klinicznymi/wymogami.
    UWAGA: Podczas i po duszeniu tempo metabolizmu jest obniżone, stąd niższa dawka fentanylu podawana dożylnie. Jednakże niektóre prosięta mogą wymagać wyższych prędkości wlewu, dlatego ważne jest monitorowanie funkcji życiowych i odruchów prosięcia.
  2. Uważnie monitoruj prosię przez 9,5 h. Dostosuj ustawienia respiratora mechanicznego w razie potrzeby, aby utrzymać SpO2 ≥90% i zachować normokapnię (skorygowane względem temperatury ciśnienie parcjalne CO2 (pCO2) na poziomie 5-7,5 kPa).
  3. Utrzymuj temperaturę prosięcia na poziomie 38,5-39,0 °C i stosuj środki korygujące temperaturę w razie potrzeby.
    UWAGA: Prosięta mają tendencję do hipotermii podczas i po duszeniu.
  4. Pobieraj próbki i dokonuj wpisów do CRF w predetermined punktach czasowych, zgodnie z wytycznymi CRF (krok 2).
  5. Po 9,5 h obserwacji po ROSC uśmierć prosię (krok 11).
    UWAGA: Niektóre prosięta mogą nie przeżyć pełnych 9,5 h obserwacji po ROSC. Jeśli prosię wykazuje oznaki znacznego stresu i pogorszenia stanu zdrowia, przeprowadź eutanazję wcześniej.

11. Eutanazja (CZAS: 10 min)

  1. Przygotuj stół sekcyjny z niezbędnym sprzętem chirurgicznym, probówkami do przechowywania próbek tkanek oraz ciekłym azotem do szybkiego zamrażania próbek.
  2. Pobierz próbki z końca badania (570 min) zgodnie z opisem w kroku 2.
  3. Podaj dożylnie pentobarbital w dawce 150 mg/kg. Przeprowadź sekcję, umieść próbki organów w oznakowanych probówkach kriogenicznych i zamroź w ciekłym azocie. Jeśli jest to wymagane, jedną połowę mózgu należy przechowywać w formalinie.
  4. Umieść próbki z eksperymentu (pełną krew, osocze, mocz, płyn mózgowo-rdzeniowy oraz próbki organów) w zamrażarce o temperaturze −80 °C lub przechowuj w inny sposób, zgodnie z planowanymi analizami.

Zestaw chirurgiczny z narzędziami i akcesoriami, obejmuje strzykawki, kleszczyki i rękawiczki do procedury medycznej.
Rycina 1: Sterylny stół z narzędziami chirurgicznymi. Narzędzia chirurgiczne są przygotowane i rozmieszczone na sterylnym stole przed rozpoczęciem operacji szyi. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Procedura chirurgiczna, dłonie z narzędziami, przygotowanie do operacji, szczegółowa interwencja medyczna, nauki o zdrowiu.
Rysunek 2: Żyła szyjna wewnętrzna. Żyła szyjna wewnętrzna po jej wypreparowaniu i odsłonięciu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Technika szycia chirurgicznego, zamknięcie rany, procedura medyczna, dłonie w rękawiczkach, szycie nacięcia.
Rycina 3: Wprowadzenie cewnika żylnego centralnego. Nitki szwu są przytrzymywane tuż przed wprowadzeniem cewnika żylnego centralnego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Przygotowanie do procedury chirurgicznej; dłonie używające strzykawki i narzędzi do pobierania próbek tkanek na niebieskiej sterylniej ściereczce.
Rycina 4: Szwy służące do unieruchomienia cewnika żylnego centralnego. Szwy są zawiązane wokół żyły (oraz cewnika), aby zabezpieczyć cewnik wewnątrz żyły. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wyniki

Po opatrzeniu prosiąt aparaturą pomiarową i ich stabilizacji, pomiary EKG oraz BP są stale rejestrowane przy użyciu oprogramowania do akwizycji i analizy danych. Zmiany hemodynamiczne podczas asfiksji są łatwo widoczne w oprogramowaniu (Rysunek 5). BP stopniowo spada podczas asfiksji aż do zatrzymania krążenia, kiedy BP = 0. Po uzyskaniu ROSC BP wzrasta, a następnie po pewnym czasie ponownie wraca do normy. Dane BP i EKG mogą być wykorzystane do różnych rodzajów analiz, na przykład do obliczenia ciśnienia perfuzyjnego w tętnicach wieńcowych podczas CPR oraz zmian w BP, rytmie i morfologii EKG przed, w trakcie i/lub po asfiksji.

Objętość wyrzutowa serca oraz wskaźnik sercowy są stale monitorowane za pomocą kardiografii impedancyjnej (nieinwazyjnej metody pomiaru rzutu serca)21. W celu zbadania uszkodzenia serca mierzy się markery stresu oksydacyjnego i metabolizmu beztlenowego w mięśniu sercowym19. Ponadto w osoczu można zmierzyć poziom enzymów sercowych, w tym troponiny T serca (wyniki nie zostały jeszcze opublikowane).

Asfiksja zmienia fizjologię prosięcia. Rysunek 6 przedstawia przykład zmian HR (Rysunek 6A), MAP (Rysunek 6B), pH (Rysunek 6C), pCO2 (Rysunek 6D), nadmiaru zasad (Rysunek 6E) oraz mleczanów (Rysunek 6F) w trakcie eksperymentu. Zgodnie z oczekiwaniami, MAP, pH i nadmiar zasad spadają podczas asfiksji, natomiast pCO2 i poziom mleczanów wzrastają (mieszana kwasica oddechowa i metaboliczna). Pod koniec eksperymentu wartości te ulegają normalizacji.

Historycznie eksperymenty przeprowadzano na prosiętach z tracheostomią11,13,15,16,19 (tj. z drogami oddechowymi bez nieszczelności). Aby ograniczyć stres chirurgiczny, w eksperymentach z 2019 roku zastosowano intubację endotrachealną prosiąt za pomocą niebalonowych rurek intubacyjnych (ETT). W tych badaniach21 zaobserwowano znacznie niższe wskaźniki powrotu krążenia spontanicznego (ROSC). W związku z tym w ostatnich eksperymentach porównaliśmy wskaźniki ROSC przy użyciu niebalonowych i balonowych rurek ETT. Przy zastosowaniu niebalonowych ETT ROSC osiągnęło 7/19 prosiąt, natomiast przy zastosowaniu balonowych ETT ROSC osiągnęło 5/5 prosiąt (p = 0.012) (wyniki niepublikowane). Wynik ten potwierdza znaczenie szczelności dróg oddechowych w tym modelu.

Wykres elektrofizjologiczny przedstawiający fluktuacje potencjału błonowego i analizę zmienności rytmu serca.
Rysunek 5: Ciągłe próbkowanie danych przy użyciu oprogramowania do akwizycji i analizy danych. Przykład wyglądu ciągłego próbkowania danych w oprogramowaniu do akwizycji i analizy danych. (A) BP dla całego eksperymentu. (B) Kompleksy BP i ECG z uderzenia na uderzenie. Różne etapy eksperymentu są zaznaczone na panelu (A): 1) rozpoczęcie asfiksji, 2) zatrzymanie krążenia i RKO, 3) ROSC. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykresy pudełkowe, analiza danych fizjologicznych, HR, MAP, pH, pCO2, mleczan, badanie zdarzeń sercowych.
Rycina 6: Zmiany zmiennych sercowo-naczyniowych i metabolicznych w trakcie eksperymentu. Prezentacja zmian poszczególnych zmiennych w przebiegu eksperymentu. Przedstawiono sześć punktów czasowych: bezpośrednio przed rozpoczęciem hipoksji (poziom bazowy), 10 min hipoksji, zatrzymanie krążenia, ROSC, 120 min po ROSC oraz koniec badania (570 min po ROSC). (A) Częstość akcji serca (HR), (B) średnie ciśnienie tętnicze (MAP), (C) pH, (D) ciśnienie parcjalne CO2 (pCO2), (E) nadmiar zasad i (F) mleczan. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Ten model prosiąt jest czasochłonny i trudny technicznie, składa się z kilku krytycznych kroków. Aby zapewnić rozsądny wskaźnik przeżycia, wymagana jest delikatna równowaga między lekami, interwencjami chirurgicznymi i metodą wywoływania zatrzymania krążenia. Ponieważ protokół jest stosunkowo długi i obejmuje kilka krytycznych etapów, przeprowadzenie eksperymentów wymaga gruntownego przygotowania oraz zaangażowanego i dobrze funkcjonującego zespołu, a eksperymenty powinny być przeprowadzane w ośrodkach, które mają doświadczenie w badaniach na dużych zwierzętach. Nasze zespoły badawcze przeprowadziły eksperymenty na jednym do trzech prosiąt równolegle. Zaleca się, aby co najmniej dwie osoby były obecne przez cały czas trwania eksperymentów i co najmniej trzy osoby, jeśli doświadczenia mają być przeprowadzane z trzema prosiętami w tym samym czasie.

Do szczególnie krytycznych i trudnych technicznie części eksperymentów należą: 1) upewnienie się, że wszystkie urządzenia działają, a wszystkie narzędzia do próbkowania danych są dostępne, sprawne i skalibrowane; 2) dobra i zadowalająca wentylacja mechaniczna, szczególnie przed uduszeniem i podczas resuscytacji krążeniowo-oddechowej; 3) interwencja chirurgiczna; 4) indukcja asfiksji; 5) stwierdzenie zatrzymania krążenia; 6) RKO; oraz 7) pobieranie próbek z próbek, zwłaszcza w krytycznych momentach, takich jak zatrzymanie akcji serca i ROSC. Najbardziej krytycznymi krokami w protokole są indukcja uduszenia i stwierdzenie zatrzymania krążenia. W pierwszych eksperymentach CO2 dodano do gazu do asfiksji, aby ściśle naśladować mieszaną kwasicę oddechową i metaboliczną asfiksji okołoporodowej 10,11,13,14,15,16,20. Jednak w późniejszych eksperymentach 7,21,22, w których gaz CO2 był niedostępny, zaobserwowano zmniejszenie szybkości wentylacji mechanicznej, a następnie zaciśnięcie ETT po 20-30 minutach, co również skutkowało mieszaną kwasicą oddechową i metaboliczną. Wysokie poziomy CO2 w przypadku zatrzymania krążenia są ważne nie tylko dla naśladowania sytuacji klinicznej, ale mogą również wpływać na ROSC. Powodem tego może być to, że zatrzymanie akcji serca wydaje się następować przy określonym pH, a pH zależy zarówno od mleczanu, jak i CO2 . Ponieważ hiperkapnia jest łatwiejsza do odwrócenia niż kwasica mleczanowa, głównie kwasica oddechowa i metaboliczna może decydować o tym, jak szybko prosięta wracają do zdrowia po uduszeniu. Inne modele asfiksji okołoporodowej lub HIE u prosiąt często rozpoczynają reoksygenację/resuscytację przed zatrzymaniem krążenia, zwykle zgodnie z wartościami MAP lub czasem trwania uduszenia (np. 45 min asfiksji29, 2 godziny asfiksji30, MAP 20 mmHg31, MAP 30-35 mmHg30, MAP 70% poniżej wartości wyjściowej29,32). Zaletą tego modelu jest to, że poprzez wywołanie zatrzymania krążenia możliwe jest badanie resuscytacji krążeniowo-oddechowej noworodków i pobieranie próbek danych przed, w trakcie i zaraz po zatrzymaniu krążenia. Warto zauważyć, że przypadkowe ustalenie, że znaczna część prosiąt ma PEA 7,33 podczas zatrzymania krążenia, może zwiększyć możliwość zastosowania modelu poza dziedziną perinatologii34.

Z biegiem lat model został udoskonalony, aby zminimalizować narażenie prosiąt na środki uspokajające i interwencje chirurgiczne oraz poprawić pobieranie próbek i rejestrację danych. Wcześniejsze protokoły 10,11,13,14,15,16,20 obejmowały indukcję znieczulenia sewofluranem. Obecnie zostało to porzucone, ponieważ obecny protokół obejmuje bezpośrednie ustanowienie dostępu dożylnego przez żyłę uszną i leki dożylne. Jest to możliwe, ponieważ stresu prosiąt unika się, po prostu owijając prosię w ręcznik przed wprowadzeniem obwodowego cewnika dożylnego przez przeszkolonego lekarza. Midazolam był również stosowany w pierwszych protokołach eksperymentalnych; jednak subiektywna ocena badacza (R.S.), który przeprowadził zdecydowaną większość autopsji, była taka, że mózg był w gorszym stanie podczas autopsji, jeśli midazolam był stosowany jako ciągły wlew. Dlatego teraz używamy fentanylu dożylnie tylko do utrzymania znieczulenia. Midazolam może być stosowany w bolusie, jeśli prosięt wykazuje oznaki niepokoju, a fentanyl i (lub) pentobarbital nie wykazują żadnego działania; Jednak prawie nigdy nie musieliśmy go podawać.

Jeśli chodzi o inne udoskonalenia, w poprzednich eksperymentach prosięta poddano tracheostomii za pomocą szczelnie zabezpieczonej rurki dotchawiczej umieszczonej przez nacięcie podgłośniowe. Ta procedura zapewnia szczelne drogi oddechowe, ale powoduje stres chirurgiczny u prosiąt. Z drugiej strony, ze względu na większe górne drogi oddechowe prosiąt, intubacja dotchawicza wiąże się ze znacznym wyciekiem podczas korzystania z niezałożonych mankietów. Dlatego zaczęliśmy używać ETT z mankietami, co zaowocowało zerowym wyciekiem i znacznie wyższymi wskaźnikami ROSC, porównywalnymi z eksperymentami z prosiętami tracheostomicznymi. Ponadto wprowadzono pewne dostosowania w odniesieniu do próbkowania danych. Niektóre z poprzednich eksperymentów 7,19,22,33,35,36 polegały na użyciu sondy przepływu umieszczonej wokół lewej tętnicy szyjnej wspólnej. W ostatnich latach ta sonda przepływu nie była łatwo dostępna w naszym instytucie w Oslo. Nasze laboratorium w Edmonton nadal korzysta z sondy przepływu tętnicy szyjnej, a jej użycie może dostarczyć cennych dodatkowych danych hemodynamicznych do modelu. Kilka wcześniejszych eksperymentów obejmowało również użycie cewnika ciśnieniowo-objętościowego umieszczonego w lewej komorze poprzez przepuszczenie go przez jedną z tętnic szyjnych. Uciskanie klatki piersiowej zaburzało rejestrację cewnika ciśnieniowo-objętościowego, a w niektórych przypadkach powodowało nawet niewydolność i pęknięcie cewnika. W związku z tym zrezygnowano z jego stosowania w modelu aresztowania. Ostatnio do protokołu dodano nieinwazyjne monitory CO, a my skupiamy się na optymalizacji sygnałów EKG podczas zatrzymania krążenia i RKO, ponieważ mogą one dostarczyć cennych informacji na temat morfologii EKG i PEA. Ostatecznie czas obserwacji po ROSC został wydłużony z 4 h do 9,5 h, ponieważ 4 h to zbyt krótko, aby móc wykryć zmiany histopatologiczne, śmierć komórek oraz zmiany w niektórych biomarkerach.

Jednym z najważniejszych ograniczeń tego modelu i wykorzystania prosiąt w ogóle jako modelu translacyjnego jest to, że w przeciwieństwie do RKO na sali porodowej, poporodowe przejście krążeniowo-oddechowe miało już miejsce u prosiąt. Jest mało prawdopodobne, aby prosięta miały otwarte zastawki sercowo-naczyniowe płodu i wysokie ciśnienie w płucach, jak miałoby to miejsce u uduszonego noworodka. Chociaż badanie przeprowadzone przez Fugelseth i wsp.37, w którym wykorzystano poprzednią wersję tego modelu asfiksji prosiąt (nie zatrzymanie akcji serca), wykazało, że zastawki naczyniowe prawdopodobnie ponownie otworzą się u prosiąt podczas asfiksji, ich reakcje na wentylację i wsparcie hemodynamiczne mogą się różnić. W związku z tym pomiary fizjologiczne nie zawsze mogą być reprezentatywne dla noworodka przechodzącego tranzycję. Występują również pewne różnice anatomiczne między prosiętami a noworodkami, takie jak większe górne drogi oddechowe u prosiąt, które powodują wyciek ETT (co oznacza, że ważne jest stosowanie ETT z mankietami) i wyższą temperaturę podstawową.

Pomimo tych ograniczeń, w światowej społeczności badawczej istnieje długa tradycja wykorzystywania prosiąt jako modelu translacyjnego asfiksji okołoporodowej. Świnia jest podobna do człowieka pod względem anatomii, fizjologii, histologii, biochemii i stanu zapalnego38, a oprócz niższej masy urodzeniowej w terminie (1,5-2,5 kg), nowonarodzone prosię ma dość podobną wielkość do ludzkiego noworodka. Rozmiar i anatomia umożliwiają oprzyrządowanie, monitorowanie, obrazowanie i pobieranie próbek biologicznych porównywalnych z ludzkim noworodkiem. Model ten pozwala również na badania resuscytacyjne, ponieważ uciskanie klatki piersiowej jest stosunkowo łatwe do wykonania w taki sam sposób, jak u noworodków, a świnie mają anatomię i fizjologię serca podobną do ludzkiej39, w tym dystrybucję krwi wieńcowej, dopływ krwi do układu przewodzącego, histologiczny wygląd mięśnia sercowego oraz biochemiczne i metaboliczne odpowiedzi na uszkodzenie niedokrwienne40. Innym ważnym czynnikiem jest to, że nowonarodzone prosię ma porównywalny okołoporodowy rozwój mózgu do ludzkiego noworodka41, a uduszenie powoduje reakcję biochemiczną z hiperkapnią i mieszaną kwasicą oddechową i metaboliczną, która przypomina tę u uduszonego noworodka.

Podsumowując, ten model asfiksji okołoporodowej jest technicznie trudny i czasochłonny. Dostarcza jednak cennych informacji na temat zmian fizjologicznych i hemodynamicznych podczas zamartwicy okołoporodowej, pozwala na badania resuscytacji noworodków oraz dostarcza cennych informacji na temat zmian fizjologicznych przed, w trakcie i po zatrzymaniu krążenia, co może być również interesujące dla innych obszarów badawczych w medycynie poza perinatologią.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów związanych z tym artykułem.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować wszystkim badaczom, którzy pomogli ustanowić, rozwinąć i udoskonalić ten model asfiksji okołoporodowej i zatrzymania akcji serca u prosiąt w naszych placówkach. Chcielibyśmy podziękować personelowi ośrodków badawczych na zwierzętach w Instytucie Badań Chirurgicznych i Instytucie Medycyny Porównawczej Uniwersytetu w Oslo w Norwegii oraz technikom badawczym z University of Alberta w Edmonton w Kanadzie za ich współpracę przez te wszystkie lata. Dziękujemy Studenckiemu Programowi Badawczemu Medycyny na Uniwersytecie w Oslo, Norweskiej Radzie ds. Badań Naukowych oraz Norweskiemu Towarzystwu SIDS i Martwych Urodzeń za wsparcie finansowe dla tej publikacji.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Maszyna kwasowo-zasadowa (ABL 800 Flex)Radiometer Medical ApS, Brø nshø j, Dania989-963
Oprogramowanie AcqKnowledge 4.0 dla PCBiopac Systems Inc., Goleta, CA, USAACK100W
Adhezyjna serweta aperturowaOneMed Group Oy, Helsinki, Finlandia1505-01
Adrenalina (1 mg/ml)Takeda AS, Asker, NorwegiaVnr 00 58 50Rozcieńczyć w stosunku 1:10 w roztworze soli fizjologicznej do 0,1 mg/ml
Kaniula tętnicza 20 G 1,10 mm x 45 mmTerapia infuzyjna Becton Dickinson, Helsingborg, Szwecja682245
Kleszcze tętniczeDowolny
gaz do uduszenia, 8% tlenu w azocieLinde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norwegia110093
Benelyte, 500 mlFresenius Kabi, Norge AS, Halden, Norwegia79011
Biopac EKG i inwazyjne moduły ciśnienia krwi, Model MP 150Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, USAECG100C, MP150WSW
Pudełko kartonowe do przechowywania próbekSyhehuspartner HF, Oslo, Norwegia2000076
Kaniula , 23G x 1 1/4"- Nr.14Beckton Dickinson S.A., Fraga, Hiszpania300700
Kaniula, 18G x 2"Beckton Dickinson S.A., Fraga, Hiszpania301900
Kaniula, 21G x 1 1/2"- Nr.2Beckton Dickinson S.A., Fraga, Wirówkado 304432
(Megafuge 1.0R) Heraeus instruments, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Niemcy75003060
Chlorheksydyna barwiona 5 mg/mlFresenius Kabi Norge AS, Halden, Norwegia00 73 24
Combi-StopperB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy4495101
Formularz CRFSamodzielnie wykonany
zwijacz powiek Desmarres 13 cm x 18 mmDowolny
termometr cyfrowy a-cyfrowy ad 15 thAmarell, Kreuzwertheim, Niemcy9243101
elektrody EKG, SkintactLeonhard Lang, Innsbruck, AustriaFS-TC1 /10
Elektryczny materac grzewczyAny
Extension setCodan Medizinische Gerä te GmbH & Co KG, Lensahn, Niemcy71.4021
Fentanyl (50 &mikro; g/mL)Hameln, Saksa, Niemcy00 70 16
Drobne zrębki drzewneDowolna
pipeta Finnpipette F1, 100-1000 µ LVWR, PA, USA613-5550
W pełni wyposażona sala
Wąż gazowyDowolne
waciki z gazy 5 cm x 5 cmBastos Viegas,.a., Penafiel, Portugalia
Heparyna, heparynnat 5000 IE/a.e./mLLEO Pharma AS, Ballerup, Dania46 43 27
Wacików włókninowych HighClean, 10 cm x 10 cmSelefa, OneMed Group Ay, Helsinki, Finlandia223003
ICON Osypka Medical GmbH, Berlin, NiemcyPrzenośny nieinwazyjny kardiometr
Elektrody ICON/elektrody EKG, Ambu WhiteSensor WSP25Ambu A/S, Ballerup, DaniaPompa medyczna WsP25-00-S/50
Infusomat SpaceB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy8713050
Inwazyjny system monitorowania ciśnienia krwiCodan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Niemcy74.6604
Laryngoskop SunMed Greenlinen Blade Nr 2 KaWe Medical, Asperg, Niemcy
Respirator mechaniczny Leoni plus Lö wenstein Medical SE & Co. KG, Bad Ems, Niemcy
Ciekły azot 230 LLinde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norwegia102730
Probówki do mikrowirówek, 1,5 mlForsyningssenteret, Trondheim, Norwegia72.690.001
Rurka dotchawicza z mikromankietem, rozmiar 3.5Avanos, GA, USA35162
Uchwyt na igłęDowolny
Neoflon, cewnik do żył obwodowych, 24 G 0,7 mm x 19 mmBecton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Szwecja391350
Nowonarodzone prosięta w wiekunajmłodsze
elektrody NIRS,  FORE-SIGHT Pojedynczy zestaw czujników bezprzylepnych MałyCas Medical Systems Inc., Branford Connecticut, USA01-07-2000
Maszyna NIRS, FORE-SIGHT Universal, Pulsoksymetr mózgowy MC-202, Stacjonarny pulsoksymetr regionalny  FORE-SIGHTCas Medical systems Inc., Branford, Connecticut, USA01-06-2020Może również używać INVOS, Covidien
Sól fizjologiczna, NaCl 9 mg/ml, 500 mL.Fresenius Kabi Norge AS, Halden, NorwegiaVare nr. 141387Niezmieszana
sól fizjologiczna normalna, NaCl 9 mg/mL, 500 mL.Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norwegia141388Do dożylnego monitorowania ciśnienia krwi dodaj heparynę (0,2 ml heparyny 5000 IE/a.e./ml w 500 ml 0,9% NaCl)
Probówki kriogeniczne Nunc 1,8 mLVWR, PA, USA479-6847
Oryginalna linia perfusorów, I Standard PEB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy8723060
Monitor nasycenia tlenem, MasimoSET, Rad 5Masimo, Neuchâ tel, Szwajcaria9196
Monitor saturacji tlenem, OxiMax N-65Covidien LP (dawniej Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USAN65-PDN1
Pentobarbital (100 mg/mL)Norges Apotekerforening, Oslo, NorwegiaPnr 811602
Końcówki do pipetVWR, PA, USA732-2383
Plastikowy pojemnik z otworamiDowolnaMusi umożliwiać cyrkulację powietrza
Etykiety na drukarkę B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 etykietVWR, PA, USADo tubek nunc
Brzytwa, jednorazowego użytkuDowolne
gumowe rękawiczkiDowolna
Gumowe butelki na gorącą wodęDowolna
Samopompująca silikonowa torba pediatryczna 500 mlLaerdal Medical, Stavanger, Norwegia86005000
Zestaw przedłużający T-Port o małej średnicyB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy471954
Sterylne rękawice chirurgiczne lateksowe, Sempermed supremeSemperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Wiedeń, Austriarozmiar 7: 822751701Różne rozmiary
Stetoskop Dowolne
kurki, 3-drogowe, DiscofixB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy16494C
Sztyft rozmiar 3.5 Dowolna
łopatka laryngoskopowa SunMed Greenlinen nr 2 KaWe Medical, Asperg, Niemcy
Ostrze chirurgiczne, rozmiar 15Swann Morton LTD, Sheffield, Anglia205
Kleszcze chirurgiczneDowolne
Nożyczki chirurgiczneDowolne
Gąbki chirurgiczne, sterylneMö lnlycke Opieka zdrowotna, Gö teborg, SzwecjaC0130-3025
Waciki chirurgiczneMö lnlycke Opieka zdrowotna, Gö teborg, Szwecja159860-00
Taśma chirurgiczna Micropore 2,5 cm x 9,1 m 3M Norge AS, Lillestrø m, Norwegia153.5
Szew, Monsoft Monofilament Nylon 3-0Covidien LP (dawniej Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USASN653
Szew, Pleciony Pleciony WchłanialnyCovidien LP (dawniej Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USAGL884
Strzykawka 0,01-1 ml Omnifix F Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy9161406VSłuży do pobierania próbek krwi na bazie kwasu. Płukanie strzykawką z heparyną
10 ml Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy4616103V
Strzykawka 2,5 ml BD PlastipakBeckton Dickinson S.A., Madryt, Hiszpania300185Służy do pobierania próbek krwi. Płukanie heparynizowaną
strzykawką NaCl 20 ml Omnifix Luer Loc SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy4617207V
Strzykawka 20 ml Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy4616200V
Strzykawka 5 ml Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy4616057V
Strzykawka 50 ml Omnifix Luer Lock SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy4617509F
Strzykawka 50 ml Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Niemcy4616502F
Prześcieradło na stół, asa sucha płytaAsap Norway AS, Skien, Norwegia83010705
Taśma Tensoplast 2,5 cm x 4,5 m BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, Karolina Północna, USA66005305, 72067-00
TimerDowolne
Dowolne
przezroczyste mocowanie dożylneMediplast AB, Malmö, Szwecja60902106
Żel do ultradźwiękówOptimu Medical Solutions Ltd. Leeds, Wielka Brytania1157
Aparat ultrasonograficzny, LOGIQ eGE Healthcare, GE Medical Systems, WI, USA5417728-100
Obłożenie użytkowe, sterylneOneMed Group Oy, Helsinki, Finlandia1415-01
Vacuette K3E K3EEDTA 2mLGreiner Bio-One GmbH, Kremsmü nster, Austria454222
Venflon Pro Safety 22 G 0,9 mm x 25 mmTerapia infuzyjna Becton Dickinson, Helsingborg, Szwecja393222
Maska wentylacyjna wykonana tak, aby ściśle przylegała do pyska prosiąciaDowolnaTypowy kształt stożka
WagaDowolna
Hiszpaniioperacyjna 12-36 h Jak BRDY805911 ręczniki

Bibliografia

  1. Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the Sustainable Development Goals. The Lancet Child & Adolescent Health. 6 (2), 106-115 (2022).
  2. United Nations. Transforming our World: The 2030 Agenda for Sustainable Development. United Nations. , Geneva, Switzerland. (2015).
  3. Sarnat, H. B., Sarnat, M. S. Neonatal encephalopathy following fetal distress. A clinical and electroencephalographic study. Archives of Neurology. 33 (10), 696-705 (1976).
  4. Volpe, J. J. Neonatal encephalopathy: An inadequate term for hypoxic-ischemic encephalopathy. Annals of Neurology. 72 (2), 156-166 (2012).
  5. Lee, A. C., et al. Neonatal resuscitation and immediate newborn assessment and stimulation for the prevention of neonatal deaths: a systematic review, meta-analysis and Delphi estimation of mortality effect. BMC Public Health. 11, Suppl 3 12(2011).
  6. Saugstad, O. D. Reducing global neonatal mortality is possible. Neonatology. 99 (4), 250-257 (2011).
  7. Solevåg, A. L., et al. Non-perfusing cardiac rhythms in asphyxiated newborn piglets. PLoS One. 14 (4), 0214506(2019).
  8. Saugstad, O. D., Aasen, A. O., Hetland, O. Plasma hypoxanthine levels in pigs during acute hypoxemia. A correlation between lactate and base deficit concentrations. European Surgical Research. 10 (5), 314-321 (1978).
  9. Rootwelt, T., Løberg, E. M., Moen, A., Øyasæter, S., Saugstad, O. D. Hypoxemia and reoxygenation with 21% or 100% oxygen in newborn pigs: Changes in blood pressure, base deficit, and hypoxanthine and brain morphology. Pediatric Research. 32 (1), 107-113 (1992).
  10. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Sonerud, T., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Brain inflammation induced by severe asphyxia in newborn pigs and the impact of alternative resuscitation strategies on the newborn central nervous system. Pediatric Research. 73 (2), 163-170 (2013).
  11. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Delayed onset of cardiac compressions in cardiopulmonary resuscitation of newborn pigs with asphyctic cardiac arrest. Neonatology. 99 (2), 153-162 (2011).
  12. Sachse, D., Solevåg, A. L., Berg, J. P., Nakstad, B. The role of plasma and urine metabolomics in identifying new biomarkers in severe newborn asphyxia: A study of asphyxiated newborn pigs following cardiopulmonary resuscitation. PLoS One. 11 (8), 0161123(2016).
  13. Solevag, A. L., Dannevig, I., Nakstad, B., Saugstad, O. D. Resuscitation of severely asphyctic newborn pigs with cardiac arrest by using 21% or 100% oxygen. Neonatology. 98 (1), 64-72 (2010).
  14. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Šaltytė-Benth, J., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Reliability of pulse oximetry in hypoxic newborn pigs. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 27 (8), 833-838 (2014).
  15. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Extended series of cardiac compressions during CPR in a swine model of perinatal asphyxia. Resuscitation. 81 (11), 1571-1576 (2010).
  16. Solevag, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Return of spontaneous circulation with a compression:ventilation ratio of 15:2 versus 3:1 in newborn pigs with cardiac arrest due to asphyxia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 96 (6), 417-421 (2011).
  17. Dotinga, B. M., Solberg, R., Saugstad, O. D., Bos, A. F., Kooi, E. M. W. Splanchnic oxygen saturation during reoxygenation with 21% or 100% O2 in newborn piglets. Pediatric Research. 92 (2), 445-452 (2021).
  18. Solberg, R., et al. Resuscitation with supplementary oxygen induces oxidative injury in the cerebral cortex. Free Radical Biology and Medicine. 53 (5), 1061-1067 (2012).
  19. Solevåg, A. L., et al. Myocardial perfusion and oxidative stress after 21% vs. 100% oxygen ventilation and uninterrupted chest compressions in severely asphyxiated piglets. Resuscitation. 106, 7-13 (2016).
  20. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Lung injury in asphyxiated newborn pigs resuscitated from cardiac arrest - The impact of supplementary oxygen, longer ventilation intervals and chest compressions at different compression-to-ventilation ratios. The Open Respiratory Medicine Journal. 6 (1), 89-96 (2012).
  21. Berisha, G., Solberg, R., Klingenberg, C., Solevag, A. L. Neonatal impedance cardiography in asphyxiated piglets-A feasibility study. Frontiers in Pediatrics. 10, 804353(2022).
  22. Solevåg, A. L., et al. Ventilation with 18, 21, or 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated piglets: A randomized controlled animal trial. Neonatology. 117 (1), 102-110 (2020).
  23. The Three Rs. Norecopa. , Available from: https://norecopa.no/alternatives/the-three-rs (2022).
  24. Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Official Journal of the European Union. , Available from: https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=CELEX:32010L0063 (2010).
  25. Bovill, J. G., Sebel, P. S., Stanley, T. H. Opioid analgesics in anesthesia: With special reference to their use in cardiovascular anesthesia. Anesthesiology. 61 (6), 731-755 (1984).
  26. Hansen, D. D., Hickey, P. R. Anesthesia for hypoplastic left heart syndrome: Use of high-dose fentanyl in 30 neonates. Anesthesia & Analgesia. 65 (2), 127-132 (1986).
  27. Schieber, R. A., Stiller, R. L., Cook, D. R. Cardiovascular and pharmacodynamic effects of high-dose fentanyl in newborn piglets. Anesthesiology. 63 (2), 166-171 (1985).
  28. Wyckoff, M. H., et al. 2021 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations: Summary from the Basic Life Support; Advanced Life Support; Neonatal Life Support; Education, Implementation, and Teams; First Aid Task Forces; and the COVID-19 Working Group. Circulation. 145 (9), 645-721 (2022).
  29. Kyng, K. J., et al. A piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Journal of Visualized Experiments. (99), e52454(2015).
  30. Cheung, P. Y., Gill, R. S., Bigam, D. L. A swine model of neonatal asphyxia. Journal of Visualized Experiments. (56), e3166(2011).
  31. Manueldas, S., et al. Temporal patterns of circulating cell-free DNA (cfDNA) in a newborn piglet model of perinatal asphyxia. PLoS One. 13 (11), 0206601(2018).
  32. Foster, K. A., et al. An improved survival model of hypoxia/ischaemia in the piglet suitable for neuroprotection studies. Brain Research. 919 (1), 122-131 (2001).
  33. Patel, S., et al. Pulseless electrical activity: A misdiagnosed entity during asphyxia in newborn infants. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 104 (2), 215-217 (2019).
  34. Best, K., Wyckoff, M. H., Huang, R., Sandford, E., Ali, N. Pulseless electrical activity and asystolic cardiac arrest in infants: Identifying factors that influence outcomes. Journal of Perinatology. 42 (5), 574-579 (2022).
  35. Hidalgo, C. G., et al. Sustained inflation with 21% versus 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated newborn piglets - A randomized controlled animal study. Resuscitation. 155, 39-47 (2020).
  36. Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Cheung, P. Y. Association between brain and kidney near-infrared spectroscopy and early postresuscitation mortality in asphyxiated newborn piglets. Neonatology. 112 (1), 80-86 (2017).
  37. Fugelseth, D., Satas, S., Steen, P. A., Thoresen, M. Cardiac output, pulmonary artery pressure, and patent ductus arteriosus during therapeutic cooling after global hypoxia-ischaemia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 88 (3), 223-228 (2003).
  38. Welsh, M. J., Rogers, C. S., Stoltz, D. A., Meyerholz, D. K., Prather, R. S. Development of a porcine model of cystic fibrosis. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 120, 149-162 (2009).
  39. Cameron, D. E., Tam, V. K. H., Cheng, W., Braxton, M. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. Swindle, M. M., Moody, D. C., Phillips, L. C. , Iowa State University Press. Ames, Iowa. 187-197 (1992).
  40. Barouxis, D., Chalkias, A., Syggelou, A., Iacovidou, N., Xanthos, T. Research in human resuscitation: What we learn from animals. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 25, Suppl 5 44-46 (2012).
  41. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Resuscytacja kr eniowo oddechowamonitorowanie hemodynamicznemodel prosi ciaelektryczna aktywno bez t tnauci ni cia klatki piersiowejkaniulacja t tnicyanaliza gazometryczna krwi
Model asfiksji okołoporodowej prosiąt do badania uszkodzenia serca i hemodynamiki po zatrzymaniu krążenia, resuscytacji i powrocie krążenia spontanicznego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.