Artykuł metodologiczny

Zależny od napięcia zapis prądu potasu na kardiomiocytach H9C2 za pomocą techniki Whole-Cell Patch-Clamp

3.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64805

⸱

11 listopada 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Southwestern Chinese Medicine Resources, School of Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Chengdu Techman Instrument Co., Ltd., 3Innovative Institute of Chinese Medicine and Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 4Research Institute of Integrated TCM & Western Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 5School of Ethnic Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół opisuje efektywną metodę dynamicznego pozyskiwania prądów kanału potasowego (Kv) w czasie rzeczywistym w kardiomiocytach H9c2 za pomocą techniki patch-clamp dla całych komórek.

Streszczenie

Kanały potasowe na błonie komórkowej mięśnia sercowego odgrywają ważną rolę w regulacji aktywności elektrofizjologicznej komórki. Będąc jednym z głównych kanałów jonowych, kanały potasowe bramkowane napięciem (Kv) są ściśle związane z niektórymi poważnymi chorobami serca, takimi jak uszkodzenie mięśnia sercowego wywołane lekami i zawał mięśnia sercowego. W niniejszym badaniu zastosowano technikę patch-clamp całokomórkowych w celu określenia wpływu 1,5 mM 4-aminoopirydyny (4-AP, inhibitor kanału potasowego o szerokim spektrum działania) i akonityny (AC, 25 μM, 50 μM, 100 μM i 200 μM) na prąd kanału Kv (IKv) w kardiomiocytach H9c2. Stwierdzono, że 4-AP hamował IKv o około 54%, podczas gdy hamujący wpływ AC na IKv wykazywał tendencję zależną od dawki (brak wpływu dla 25 μM, 30% wskaźnik hamujący dla 50 μM, 46% wskaźnik hamujący dla 100 μM i 54% wskaźnik hamujący dla 200 μM). Ze względu na charakterystykę większej czułości i precyzji, technika ta będzie sprzyjać badaniu kardiotoksyczności i farmakologicznych efektów etnomedycyny ukierunkowanej na kanały jonowe.

Wprowadzenie

Kanały jonowe to specjalne zintegrowane białka osadzone w dwuwarstwie lipidowej błony komórkowej. W obecności aktywatorów, centra takich specjalnych zintegrowanych białek tworzą wysoce selektywne pory hydrofilowe, umożliwiając przejście jonów o odpowiedniej wielkości i ładunku w sposób transportu pasywnego1. Kanały jonowe są podstawą pobudliwości komórek i bioelektryczności oraz odgrywają kluczową rolę w różnych aktywnościach komórkowych2. Serce dostarcza krew do innych narządów poprzez regularne skurcze wynikające z procesu sprzężonego z pobudzeniem, skurczem zainicjowanego przez potencjały czynnościowe3. Wcześniejsze badania potwierdziły, że generowanie potencjałów czynnościowych w kardiomiocytach jest spowodowane zmianą wewnątrzkomórkowego stężenia jonów, a aktywacja i inaktywacja kanałów jonowych Na+, Ca2+ i K+ w ludzkich kardiomiocytach prowadzi do powstania potencjałów czynnościowych w określonej sekwencji4,5,6. Zaburzone prądy kanału potasowego (Kv) bramkowane napięciem (IKv) mogą zmieniać normalny rytm serca, prowadząc do arytmii, która jest jedną z głównych przyczyn zgonów. Dlatego rejestracja IKv ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia mechanizmów leków stosowanych w leczeniu zagrażających życiu zaburzeń rytmu serca7.

Kanał Kv jest ważnym składnikiem kanału potasowego. Funkcja koordynacyjna kanału Kv odgrywa ważną rolę w aktywności elektrycznej i kurczliwości mięśnia sercowego u ssaków8,9,10. W kardiomiocytach amplituda i czas trwania potencjałów czynnościowych zależą od współprzewodzenia zewnętrznych prądów K+ przez wiele podtypów kanału Kv11. Regulacja funkcji kanału Kv jest bardzo ważna dla prawidłowej repolaryzacji potencjału czynnościowego serca. Nawet najmniejsza zmiana przewodnictwa Kv ma duży wpływ na repolaryzację serca i zwiększa prawdopodobieństwo wystąpienia arytmii12,13.

Stanowiąc fundamentalną metodę w badaniach elektrofizjologicznych komórek, można uzyskać uszczelnienie o wysokiej wytrzymałości między małym obszarem błony komórkowej a końcówką pipety do rejestracji zacisku krosowego całej komórki poprzez zastosowanie podciśnienia. Ciągłe podciśnienie sprawia, że błona komórkowa styka się z końcówką pipety i przykleja się do wewnętrznej ścianki pipety. Powstały w ten sposób kompletny obwód elektryczny pozwala na rejestrację dowolnego pojedynczego prądu kanału jonowego na powierzchni błony komórkowej14. Technika ta ma bardzo wysoką czułość na prąd kanału jonowego błony komórkowej i może być używana do wykrywania prądów we wszystkich kanałach jonowych, a zastosowania są niezwykle szerokie15. Co więcej, w porównaniu z etykietowaniem fluorescencyjnym i radioaktywnym, patch-clamp ma wyższy autorytet i dokładność16. Obecnie technika patch-clamp całokomórkowych jest używana do wykrywania składników tradycyjnej medycyny chińskiej działających na prądy kanału Kv17,18,19. Na przykład Wang i in. zastosowali technikę patch-clamp dla całych komórek i potwierdzili, że efektywny składnik nasion lotosu może osiągnąć hamowanie kanału Kv4.3 poprzez blokowanie aktywowanych kanałów stanu19. Tojad (AC) jest jednym ze skutecznych i aktywnych składników gatunków tojadu, takich jak tojad carmichaeli Debx i tojad wahadłowy Busch. Liczne badania wykazały, że przedawkowanie AC może powodować zaburzenia rytmu serca, a nawet zatrzymanie akcji serca20. Interakcja między kanałami jonowymi bramkowanymi napięciem AC i napięciem prowadzi do zakłócenia wewnątrzkomórkowej homeostazy jonów, która jest kluczowym mechanizmem kardiotoksyczności21. Dlatego w tym badaniu stosuje się technikę całokomórkowego patch-clamp w celu określenia wpływu AC na IKv kardiomiocytów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Komercyjnie uzyskane kardiomiocyty szczurów H9c2 (patrz Tabela Materiałów) były inkubowane w DMEM zawierającym 10% inaktywowanej termicznie płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 1% penicyliny-streptomycyny w temperaturze 37 °C w 5% wilgotnościowej atmosferzeCO2. Następnie zastosowano technikę patch-clamp całokomórkowych do wykrycia zmian w IKv w normalnych komórkach H9c2 i komórkach traktowanych 4-AP lub AC (Rysunek 1 i Rysunek 2).

1. Przygotowanie roztworu

  1. Przygotować pożywkę do hodowli komórkowych DMEM zawierającą 10% FBS i 1% penicyliny-streptomycyny (patrz tabela materiałów).
  2. Przygotować 1,5 M roztwór 4-AP, dodając 14,1165 mg 4-AP do 100 μl roztworu DMSO (patrz tabela materiałów). Rozcieńczyć 1,5 M 4-AP do 1,5 mM, dodając roztwór zewnątrzkomórkowy (krok 1.5).
  3. Przygotować 400 mM AC, dodając 5 mg AC do 19,36 μl roztworu DMSO (patrz Tabela Materiałów).
    UWAGA: Wszystkie powyższe roztwory były przechowywane w lodówce o temperaturze 4 °C, a końcowe stężenie DMSO nie może przekraczać 0,1% (v/v).
  4. Przygotować 50 ml roztworu wewnątrzkomórkowego, dodając 0,4100 g KCl (110,0 mM), 0,0120 g MgCl2 (1,2 mM), 0,1270 g Na2 ATP (5,0 mM), 0,1190 g HEPES (10,0 mM) i 0,1900 g EGTA (10,0 mM) do 50 ml podwójnie destylowanej wody (patrz Tabela 1 i Tabela Materiałów).
    UWAGA: Wartość pH roztworu wewnątrzkomórkowego dostosowano do 7,2 przy użyciu 1 M KOH i podzielono na małe objętości (1,5-2 ml) i przechowywano w temperaturze -20 °C.
  5. Przygotuj 50 ml roztworu zewnątrzkomórkowego, dodając 0,0185 g KCl (5,0 mM), 0,3945 g NaCl (135,0 mM), 0,0203 g MgCl2·6H2O (2,0 mM), 0,0595 g HEPES (5,0 mM) i 0,0990 g D-glukozy (10,0 mM) do 50 ml podwójnie destylowanej wody (patrz Tabela 1 i Tabela materiałów).
    UWAGA: Roztwór zewnątrzkomórkowy należy przygotować do natychmiastowego użycia, a jego wartość pH należy dostosować do 7,4 za pomocą 1 M NaOH.

2. Hodowla komórkowa

  1. Gdy naczynie hodowlane H9c2 stanie się w 80% zlewne, traw komórki 0,25% trypsyny przez 30 sekund.
  2. Hodowla 2 x 105 komórek/ml z normalną pożywką lub pożywką zawierającą lek (25 μM, 50 μM, 100 μM i 200 μM AC) w naczyniu o średnicy 35 mm wyłożonym szklanymi płytkami przez 24 godziny w temperaturze 37 °C, w atmosferze 5% CO2 i wilgotności względnej 70% do 80% (patrz tabela materiałów).

3. Produkcja mikropipet

  1. Włącz ściągacz do mikropipet (patrz Tabela materiałów) i podgrzewaj przez 30 minut.
  2. Umieść kapilarnę ze szkła borokrzemianowego z żarnikiem (OD: 1,5 mm, ID: 1,10 mm, 10 cm długości) na ściągaczu do mikropipet. Wybierz program ustawiony w kroku 3.3 i kliknij Enter na panelu sterowania. Kliknij program Ramp w prawym górnym rogu, aby określić wartość "Ciepła" szklanej kapilary.
  3. Napisz program do ciągnięcia elektrody zgodnie z wartością określoną w teście "Rampa" i wykonaj następujące czynności: wartość "Ciepło" = wartość "Rama", Ciągnięcie = 0, Vel = prędkość ruchu pręta ciągnącego, Czas = 200-250. Kliknij przycisk Pull, aby rozpocząć produkcję pipet.
    UWAGA: Przed użyciem należy zwrócić uwagę na kolor środków osuszających w szczelnie zamkniętym pojemniku ściągacza do mikropipet. Jeśli kolor zmieni się z niebieskiego na różowy, środki osuszające należy wymienić. Aby zapobiec zanieczyszczeniu końcówki elektrody, staraj się nie dotykać środkowej części szklanej kapilary podczas przygotowywania pipet. Następnie ostrożnie wyjmij wyprodukowane pipety i umieść je w zamkniętym i szczelnym pojemniku.

4. Konfiguracja instrumentu

  1. Włącz odpowiednie instrumenty w następującej kolejności: przetwornik cyfrowo-analogowy, wzmacniacz sygnału, mikromanipulator, mikroskop i kamerę (patrz tabela materiałów).
  2. Otwórz kolejno aplikację do obrazowania, oprogramowanie wzmacniacza sygnału i oprogramowanie do akwizycji danych (patrz tabela materiałów).
    UWAGA: Przyrząd musi być włączany sekwencyjnie; w przeciwnym razie po otwarciu oprogramowania pojawi się stan "Demo Digitizer".

5. Ustawienie parametru IKv

  1. Edytuj protokół nagrywania IKv, wykonując poniższe czynności.
    1. Kliknij Edytuj i wybierz Edytuj protokół w oprogramowaniu do akwizycji danych (patrz Spis materiałów).
    2. Edytuj program w interfejsie "Przebieg": Epoka A (Pierwszy poziom = −60 mV, poziom Delta = 0 mV, Pierwszy czas trwania = 20 ms i Czas trwania Delta = 0 ms); Epoka B (Pierwszy poziom = −40 mV, poziom Delta = 10 mV, Pierwszy czas trwania = 150 ms i czas trwania Delta = 0 ms) oraz Epoka C (Pierwszy poziom = −60 mV, poziom Delta = 0 mV, Pierwszy czas trwania = 30 ms i czas trwania Delta = 0 ms).
    3. Następnie kliknij interfejs Mode/Rate i ustaw dane "Trial Hierarchy": Opóźnienie próby = 0 s, Przebiegi = 1, Przemiatanie = 11 i Czas trwania przemiatania = 0,22 s22,23.
      UWAGA: Prądy kanału IKv należy uzyskać, stosując kroki depolaryzacji 150 ms od -40 mV do +60 mV z przyrostem 10 mV przy potencjale podtrzymania -60 mV w warunkach kontrolnych. Całkowity czas protokołu musi być większy niż czas ustawiony w programie "Waveform".
  2. Edytuj program odejmowania nieszczelności P/N: kliknij Edytuj protokół, aby wybrać przycisk Stimulus i ustaw program odejmowania nieszczelności w oknie dialogowym P/N Leak Subtraction: liczba Subsweeps = 2-8 (4 w tym badaniu), Czas ustalania = 100-1,000 ms (200 w tym badaniu), "Polaryzacja" = "Przeciwnie do kształtu fali", poziom podtrzymania = −80 mV.
    UWAGA: Odejmowanie nieszczelności P/N musi mieć poziom zatrzymania niższy niż "Pierwsze trzymanie" (−60 mV).

6. Zapis całego ogniwa krosowego I Kv w trybie zacisku napięciowego

  1. Ustal ścieżkę przechowywania danych: kliknij Plik i wybierz Ustaw nazwy plików danych w oprogramowaniu do akwizycji danych. Otwórz ustalony protokół IKv (krok 5.1), wybierając Edytuj i klikając Otwórz protokół w oprogramowaniu do akwizycji danych. Na koniec kliknij opcję Narzędzia i wybierz Test membranowy, aby rozpocząć uruchamianie protokołu.
  2. Dodać roztwór zewnątrzkomórkowy (krok 1.5) do kąpieli komórkowej na aparacie do krosowania całych komórek (patrz tabela materiałów) i umieścić szkiełko nakrywkowe w górę z komórkami H9c2 (hodowanymi w kroku 2.1) w kąpieli.
  3. Napełnij 30% pipety (wytworzonej w kroku 3) roztworem zewnątrzkomórkowym i zainstaluj ją na uchwycie elektrody rejestrującej zintegrowanej z aparatem do zacisku krosowego. Dokręć pipetę za pomocą gumowej uszczelki o-ring i plastikowej podkładki. Następnie wrzuć pipetę do kąpieli z mikromanipulatorem. Kliknij interfejs przesunięcia pipet w oprogramowaniu wzmacniacza sygnału (patrz tabela materiałów), aby utrzymać linię bazową prądu IKv na poziomie 0 pA.
    UWAGA: Roztwór wewnątrzkomórkowy (krok 1.4) musi stykać się z częścią AgCl/Ag srebrnego drutu, a srebrny drut nie może znajdować się blisko wewnętrznej ścianki pipety. Rezystancja pipety musi wynosić 2-6 MΩ. Aby uniknąć niedrożności końcówki pipety, do pipety należy dostarczać ciągłe nadciśnienie za pomocą strzykawki o pojemności 1,0 ml połączonej z uchwytem elektrody rejestrującej za pomocą plastikowej rurki Rurka 24.
  4. Dostarczyć odpowiednie nadciśnienie ręcznie za pomocą strzykawki o pojemności 1,0 ml podłączonej do uchwytu elektrody rejestrującej za pomocą plastikowej rurki. Lekko przesuń pipetę, manipulując mikromanipulatorem w trzech wymiarach, aby zetknąć się z celą.
  5. Gdy fala prostokątna testu membranowego spadnie o 1/3 do 1/2 po dotknięciu błony komórkowej pipetą, usuń nadciśnienie i ręcznie dostarcz odpowiednie podciśnienie. Następnie kliknij interfejs Patch w oprogramowaniu do akwizycji danych, aby utworzyć pieczęć GΩ. Użyj oprogramowania wzmacniacza sygnału "Cp Fast" i "Cp Slow" podczas uszczelniania ogniw, aby skompensować szybką i wolną pojemność.
    UWAGA: Gdy test membranowy wynosi ≥1 GΩ, między końcówką pipety a kuwetą tworzy się konfiguracja podłączona do ogniwa.
  6. Zastosuj krótkie impulsy podciśnienia, aby rozerwać fragment błony komórkowej.
    UWAGA: Gwałtowne zmniejszenie oporności błony charakteryzuje udany wzorzec zapisu całej komórki. Jeśli rezystancja dostępu(Ra) ≥30 MΩ, ogniwa należy ponownie wybrać dla kroków 6.3-6.6. Aby zapewnić dokładność zarejestrowanych danych IKv, podciśnienie musi zostać usunięte po zerwaniu błony komórkowej.
  7. Wykonaj kompensację pojemności błony całej komórki, klikając przycisk Cała komórka w oprogramowaniu wzmacniacza sygnału. Na koniec zapisz i zapisz dane, klikając przycisk Rejestrowanie danych.
  8. Otwórz zapisane dane IKv za pomocą oprogramowania do analizy danych. Zapisz zależności prąd-napięcie (I−V): kliknij Analizuj, aby wybrać Statystyki, aby wykonać następujące czynności: wybierz Zakres jako Kousory 1,2 do analizy danych; kliknij przyciski Amplituda szczytowa i Średnia, a następnie kliknij OK, aby wyświetlić dane na stronie Wyniki. Na koniec skopiuj kolumnę danych średnich IKv do oprogramowania do rysowania funkcji (patrz tabela materiałów) w celu dalszej analizy.
  9. Zapisz reprezentatywne ślady bieżące IKv: kliknij Edytuj, aby wybrać Przenieś ślady; następnie wybierz Pełny ślad w Regionie do przesłania; następnie kliknij Wybierz w Zaznaczeniu śledzenia i wybierz IN 0 (pA) w Sygnały; na koniec kliknij OK , aby wyświetlić dane na stronie "Wyniki" i skopiować łączne dane do oprogramowania do rysowania funkcji, aby narysować bieżące ślady.
  10. Zapisz protokół IKv: kliknij Edytuj, aby wybrać Utwórz sygnał fali bodźca, a następnie wybierz OK. Następnie powtórz krok 6.9 z wyjątkiem wybrania A0 # 0 (mA) w "Sygnały".

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Ten protokół pozwolił na rejestrację IKv zgodnie z parametrami ustawionymi w technice patch-clamp dla całej komórki. IKv zostało wyzwolone przez 150 ms depolaryzującego bodźca impulsowego od -40 do +60 mV przy potencjale podtrzymania -60 mV (Rysunek 3A). IKv kardiomiocytów szczura H9c2 pojawiło się najpierw około -20 mV, a następnie amplituda wzrosła wraz z dalszą depolaryzacją. Średnią zależność między IKv a potencjałem błonowym obliczono na podstawie zmier...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Technika elektrofizjologiczna patch-clamp jest stosowana głównie do rejestrowania i odzwierciedlania aktywności elektrycznej i cech funkcjonalnych kanałów jonowych na błonie komórkowej25. Obecnie główne metody nagrywania w technice patch-clamp obejmują zapis jednokanałowy i zapis całej komórki26. W trybie całokomórkowym szklana mikroelektroda i podciśnienie są używane do tworzenia uszczelnienia o wysokiej rezystancji między małym obszarem błony komórkowej a końcówką pipety<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Doceniamy wsparcie finansowe od Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (82130113) oraz Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy i Transformacyjny Departamentu Nauki i Technologii Prowincji Qinghai (2020-SF-C33).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4-aminopirydynaSigmaMKCJ2184
tojadChengdu Lemetian Medical Technology Co., LtdDSTDW000602
WzmacniaczAxon InstrumentMultiClamp 700B
Waga analitycznaSartorius124S-CW
ATP Na2Solarbio416O022
Szkło borokrzemianowe z żarnikiem (średnica zewnętrzna: 1,5 mm, średnica wewnętrzna: 1,10 mm, długość 10 cm) Instrument Sutter163225-5
Naczynie do hodowli komórkowych (100 mm)Zhejiang Sorfa Life Science Research Co., Ltd1192022
Naczynie do hodowli komórkowych (35 mm)Zhejiang Sorfa Life Science Research Co., Ltd3012022
Oprogramowanie ClampexMolecular Devices, LLC.Wersja 10. 5
Oprogramowanie ClampfitMolecular Devices, LLC.Wersja 10. 6. 0. 13oprogramowanie do pozyskiwania danych
D-(+)-glukozaRhawnRH289133
Aparat cyfrowyHamamatsuC11440
DigitizerAxon InstrumentAxon digidata 1550B
DMSOBoster Biological Technology Co., LtdPYG0040
Zmodyfikowany nośnik orła Dulbecco (1x)Gibco8121587
EGTABiofroxxEZ6789D115
Płodowa surowica bydlęcaGibco2166090RP
Płonący/brązowy ściągacz do mikropipetSutter InstrumentModel P-1000
H9c2 komórkiHunan Fenghui Biotechnology Co., LtdCL0111
HCImageLiveHamamatsu4.5.0.0
HClSichuan Xilong Scientific Co., Ltd2106081
HEPESXiya Chemical Technology (Shandong) Co., Ltd20210221
KClChengdu Colon Chemical Co., Ltd2020082501
KOHChengdu Colon Chemical Co., Ltd2020112601
MgCl2Tianjin Guangfu Fine Chemical Research Institute20160408
MgCl2· 6H2OChengdu Colon Chemical Co., Ltd2021020101
MikromanipulatorSutter InstrumentMP-285A
MikroskopOlympusIX73
Szkło osłonowe mikroskopu (20 & razy; 20 mm)Jiangsu Citotest Experimental Equipment Co., Ltd80340-0630
Milli-QChengdu Bioscience Technology Co., LtdSterownik Milli-Q IQ 7005
MultiClamp 700BOprogramowanie wzmacniacza sygnału Axon InstrumentMultiClamp commander 2.0 
Oprogramowanie OriginPro 8OriginLab Corporationv8.0724(B724)
Penicylina-Streptomycyna (100x)Boster Biological Technology Co., Ltd17C18B16
PH  metr METTLER ToledoS201K
Sól fizjologiczna buforowana fosforanem (1x)Gibco8120485
Trypsin 0,25% (1x)HyCloneJ210045

Bibliografia

  1. Luan, Q. H. Passive transport and ion channels in biofilms. Acta Scientiarum Naturalium Universitatis Intramongoljcae. 2, 215-235 (1984).
  2. Lei, M., Sun, S. Advances in the mechanism of arrhythmia induced by sodium channel disease. Journal of Clinical Cardiology. 21 (4), 246-248 (2005).
  3. Varró, A., et al. Cardiac transmembrane ion channels and action potentials: Cellular physiology and arrhythmogenic behavior. Physiological Reviews. 101 (3), 1083-1176 (2021).
  4. Campuzano, O., et al. Negative autopsy and sudden cardiac death. International Journal of Legal Medicine. 128 (4), 599-606 (2014).
  5. Amin, A. S., Asghari-Roodsari, A., Tan, H. L. Cardiac sodium channelopathies. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 460 (2), 223-237 (2010).
  6. Benitah, J. P., et al. Voltage gated Ca2+ currents in the human pathophysiologic heart: A review. Basic Research in Cardiology. 97 (1), 111-118 (2002).
  7. Banyasz, T., Horvath, B., Jian, Z., Izu, L. T., Chen-Izu, Y. Sequential dissection of multiple ionic currents in single cardiac myocytes under action potential-clamp. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50 (3), 578-581 (2011).
  8. Nerbonne, J. M. Molecular basis of functional myocardial potassium channel diversity. Cardiac Electrophysiology Clinics. 8 (2), 257-273 (2016).
  9. Grant, A. O. Cardiac ion channels. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 2 (2), 185-194 (2009).
  10. Olson, T. M., et al. Kv1.5 channelopathy due to KCNA5 loss-of-function mutation causes human atrial fibrillation. Human Molecular Genetics. 15 (14), 2185-2191 (2006).
  11. Christophersen, I. E., et al. Genetic variation in KCNA5: impact on the atrial-specific potassium current IKur in patients with lone atrial fibrillation. European Heart Journal. 34 (20), 1517-1525 (2013).
  12. Barry, D. M., Xu, H., Schuessler, R. B., Nerbonne, J. M. Functional knockout of the transient outward current, long-QT syndrome, and cardiac remodeling in mice expressing a dominant-negative Kv4 alpha subunit. Circulation Research. 83 (5), 560-567 (1998).
  13. Abbott, G. W., Xu, X., Roepke, T. K. Impact of ancillary subunits on ventricular repolarization. Journal of Electrocardiology. 40, 6 Suppl 42-46 (2007).
  14. Jia, W. J., et al. Recent studies on the application of patch-clamp technique in cellular electrophysiology. Journal of Chemical Engineering of Chinese Universities. 32 (4), 767-778 (2018).
  15. Leuthardt, E. C., et al. Using the electrocorticographic speech network to control a brain-computer interface in humans. Journal of Neural Engineering. 8 (3), 1-3 (2011).
  16. Tian, J. The applying progress of patch-clamp technique. Journal of Jilin Medical University. 4, 227-229 (2008).
  17. Wang, Z. Q., et al. Effects of shensong yangxin capsule on c-type Kv1.4 potassium channel. Chinese Heart Journal. 21 (6), 782-785 (2009).
  18. Huang, X. Y. The effect of resveratrol on Kv2.1 potassium channels in cardiac myocytes. Chinese Journal of Cardiac Pacing and Electrophysiology. 34 (5), 484-487 (2020).
  19. Wang, C., et al. Effects of neferine on Kv4.3 channels expressed in HEK293 cells and ex vivo electrophysiology of rabbit hearts. Acta Pharmacologica Sinica. 36 (12), 1451-1461 (2005).
  20. Gao, Y., et al. Aconitine: A review of its pharmacokinetics, pharmacology, toxicology and detoxification. Journal of Ethnopharmacology. 293, 115270(2022).
  21. Zhou, W., et al. Cardiac efficacy and toxicity of aconitine: A new frontier for the ancient poison. Medicinal Research Reviews. 41 (3), 1798-1811 (2021).
  22. An, J. R., et al. The effects of tegaserod, a gastrokinetic agent, on voltage-gated K+ channels in rabbit coronary arterial smooth muscle cells. Clinical and Experimental Pharmacology & Physiology. 48 (5), 748-756 (2021).
  23. Sun, Q., Liu, F., Zhao, J., Wang, P., Sun, X. Cleavage of Kv2.1 by BACE1 decreases potassium current and reduces neuronal apoptosis. Neurochemistry International. 155, 105310(2022).
  24. Manz, K. M., Siemann, J. K., McMahon, D. G., Grueter, B. A. Patch-clamp and multi-electrode array electrophysiological analysis in acute mouse brain slices. STAR Protocols. 2 (2), 100442(2021).
  25. Kanda, H., Tonomura, S., Dai, Y., Gu, J. G. Protocol for pressure-clamped patch-clamp recording at the node of Ranvier of rat myelinated nerves. STAR Protocols. 2 (1), 100266(2021).
  26. Ma, J., et al. High purity human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes: electrophysiological properties of action potentials and ionic currents. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (5), 2006-2017 (2011).
  27. Yoshimura, M., et al. Application of in vivo patch-clamp technique to pharmacological analysis of synaptic transmission in the CNS. Nihon Yakurigaku Zasshi. Folia Pharmacologica Japonica. 124 (2), 111-118 (2004).
  28. Aziz, Q., Nobles, M., Tinker, A. Whole-cell and perforated patch-clamp recordings from acutely-isolated murine sinoatrial node cells. Bio-protocol. 10 (1), 3478(2020).
  29. Witchel, H. J., Milnes, J. T., Mitcheson, J. S., Hancox, J. C. Troubleshooting problems with in vitro screening of drugs for QT interval prolongation using HERG K+ channels expressed in mammalian cell lines and Xenopus oocytes. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 48 (2), 65-80 (2002).
  30. Rodriguez-Menchaca, A. A., Ferrer, T., Navarro-Polanco, R. A., Sanchez-Chapula, J. A., Moreno-Galindo, E. G. Impact of the whole-cell patch-clamp configuration on the pharmacological assessment of the hERG channel: Trazodone as a case example. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 69 (3), 237-244 (2014).
  31. Yang, S., Liu, Z. W., Zhang, Y. X. The development of in vivo patch clamp technique. Chinese Remedies & Clinics. 5, 399-401 (2003).
  32. Lin, Y. F., Ouyang, S. Research progress and application of patch clamp technique. Strait Pharmaceutical Journal. 9, 8-11 (2008).
  33. Li, S., et al. An insight into current advances on pharmacology, pharmacokinetics, toxicity and detoxification of aconitine. Biomedicine & Pharmacotherapy. 151, 113115(2022).
  34. Chan, T., Chan, J., Tomlinson, B., Critchley, J. Chinese herbal medicines revisited: A Hong Kong perspective. Lancet. 342 (8886-8887), 1532-1534 (1993).
  35. Jiang, H., Zhang, Y. T., Zhang, Y., Wang, X. B., Meng, X. L. An updated meta-analysis based on the preclinical evidence of mechanism of aconitine-induced cardiotoxicity. Frontiers in Pharmacology. 13, 900842(2022).
  36. Liu, Y. Myocardial toxicity of aconite alkaloids. Shenyang Pharmaceutical University. , Shenyang, China. Master's thesis (2007).
  37. Li, Y., et al. Aconitine blocks HERG and Kv1.5 potassium channels. Journal of Ethnopharmacology. 131 (1), 187-195 (2010).
  38. Campbell, D. T. Modified kinetics and selectivity of sodium channels in frog skeletal muscle fibers treated with aconitine. The Journal of General Physiology. 80 (5), 713-731 (1982).
  39. Huang, X. Y., Ying, Y. C. The effect of specific protein 1 on Kv2.1 potassium channel in cardiac myocytes. Journal of Electrocardiology and Circulation. 39 (4), 338-341 (2020).
  40. Cao, J. B. Development and application of patch clamp technique. Journal of Yuncheng University. 27 (2), 53-55 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Napi ciozale ne kana y potasowepr d kana u potasowegorejestracja whole cellbadania kana w jonowychocena kardiotoksyczno ciinhibicja 4 aminopirydynodpowied dawka efekt akonitynyomika pojedynczych kom rek

Powiązane artykuły