Artykuł metodologiczny

Opis modelu wstrząsu krwotocznego o kontrolowanej objętości u niemowląt świń

2.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64815

⸱

3 listopada 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Pediatric Intensive Care Department, Gregorio Marañón University General Hospital, 2Gregorio Marañón Health Research Institute, 3Primary Care Interventions to Prevent Maternal and Child Chronic Diseases of Perinatal and Development Origin Network (RICORS), Carlos III Health Institute

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł ma na celu dostarczenie badaczom szczegółowego i przystępnego przewodnika, jak skonfigurować model wstrząsu krwotocznego u niemowląt świń.

Streszczenie

Wstrząs krwotoczny jest główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności u pacjentów pediatrycznych. Interpretacja wskaźników klinicznych zwalidowanych u dorosłych w celu kierowania resuscytacją i porównaniem różnych terapii jest trudna u dzieci ze względu na nieodłączną heterogeniczność tej populacji. W rezultacie, w porównaniu z osobami dorosłymi, właściwe postępowanie we wstrząsie krwotocznym u dzieci nadal nie jest dobrze ugruntowane. Ponadto niedobór pacjentów pediatrycznych ze wstrząsem krwotocznym wyklucza opracowanie badań istotnych klinicznie. Z tego powodu niezbędny jest eksperymentalny pediatryczny model zwierzęcy do zbadania skutków krwotoku u dzieci, a także ich reakcji na różne terapie. Przedstawiamy zwierzęcy model niemowlęcia kontrolowanego objętościowo wstrząsu krwotocznego u znieczulonych młodych świń. Krwotok jest wywoływany przez pobranie wcześniej obliczonej objętości krwi, a świnia jest następnie monitorowana i reanimowana różnymi terapiami. W tym miejscu opisujemy precyzyjny i wysoce powtarzalny model wstrząsu krwotocznego u niedojrzałych świń. Model dostarcza danych hemodynamicznych, które charakteryzują mechanizmy kompensacyjne, które są aktywowane w odpowiedzi na ciężki krwotok.

Wprowadzenie

Zagrażający życiu krwotok spowodowany urazem, choć rzadki, jest główną przyczyną zgonów u pacjentów pediatrycznych1,2. Inne przyczyny wstrząsu krwotocznego to gorączka krwotoczna, krwawienie z przewodu pokarmowego, operacja wątroby i operacja kardiochirurgiczna, zwłaszcza gdy stosuje się krążenie pozaustrojowe3.

W przeciwieństwie do populacji dorosłych, nie ma wystarczających danych na temat postępowania w przypadku wstrząsu krwotocznego u dzieci, które są w dużej mierze oparte na opiniach ekspertów lub bezpośrednio tłumaczone z praktyki dorosłych2,4. Jednak przełożenie strategii zarządzania na czynniki dorosłe może nie być właściwe. Na przykład wskaźniki kliniczne zwalidowane u dorosłych są trudne do ekstrapolacji na pacjentów pediatrycznych ze względu na niejednorodność fizjologiczną występującą w grupach w różnym wieku i różne wzorce urazów dominujące w populacji pediatrycznej. W związku z tym konkretne punkty końcowe, które wywołałyby interwencję u pacjenta pediatrycznego, nie są dobrze zdefiniowane. Co więcej, nie ma wystarczających dowodów na szkodliwy wpływ, jaki terapie obecnie stosowane u dorosłych mogą mieć na dzieci2,4,5.

Z uwagi na to wszystko, potrzebne są dalsze badania, aby ustalić konkretne progi resuscytacji, aby skłonić do interwencji, a także lepiej określić, które terapie są najbardziej odpowiednie dla wstrząsu krwotocznego u dzieci. Jednak opracowanie wysokiej jakości i klinicznie istotnych badań dotyczących zagrażającego życiu krwotoku u dzieci jest trudne ze względu na niedostatek pacjentów i wspomnianą już niejednorodność w populacji pediatrycznej od okresu noworodkowego do okresu dojrzewania.

Kliniczne znaczenie wstrząsu krwotocznego, oprócz trudności w przeprowadzaniu badań klinicznych na pacjentach pediatrycznych, podkreśla potrzebę przedklinicznych ocen na modelach zwierzęcych w celu zbadania patofizjologii po wstrząsie krwotocznym u dzieci, a także porównania różnych terapii. Kilka modeli zwierzęcych zostało szeroko wykorzystanych w badaniach nad wstrząsem krwotocznym6,7,8,9. Ze względu na ich anatomiczne i fizjologiczne podobieństwa do ludzi, świnie są wysoko cenione w badaniach biomedycznych. Jeśli chodzi o korzyści płynące z używania określonych modeli niemowląt, dowody wskazują, że hemodynamika niedojrzałych świń, a także układ oddechowy, hematologiczny i metaboliczny, są wysoce porównywalne do tych u młodych ludzi9. Daje to wyjątkową okazję do symulacji klinicznego scenariusza wstrząsu krwotocznego u dzieci.

W tym modelu krwotok jest wywoływany przez pobranie wcześniej obliczonej objętości krwi. Następnie świnia jest monitorowana i podawane są różne płyny resuscytacyjne

.

Tutaj opisujemy precyzyjny i wysoce powtarzalny model wstrząsu krwotocznego u niedojrzałych świń. Model dostarcza danych hemodynamicznych, które charakteryzują mechanizmy kompensacyjne aktywowane w odpowiedzi na ciężki krwotok.

Protokół

Eksperymenty w tym protokole zostały zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję Etyki ds. Badań na Zwierzętach Szpitala Uniwersyteckiego Gregorio Marañón w Madrycie, Hiszpania, oraz Radę ds. Rolnictwa i Środowiska Autonomicznego Rządu Madrytu (numer zezwolenia: 12/0013). W całym badaniu stosowano europejskie i hiszpańskie wytyczne dotyczące etycznej opieki i wykorzystywania zwierząt doświadczalnych. Eksperymenty przeprowadzono na Wydziale Medycyny Eksperymentalnej i Chirurgii Szpitala Uniwersyteckiego Gregorio Marañón w Madrycie w Hiszpanii.

UWAGA: Wybrany model zwierzęcy składał się ze zdrowych 2-3 miesięcznych (8-12 kg) miniświnek (Sus scrofa domestica). Świnki miniaturowe są wynikiem skrzyżowania trzech różnych ras, dzięki czemu nadają się do badań biomedycznych. Zwierzęta są prawie identyczne i są dostarczane przez specjalnie autoryzowany ośrodek hodowlany w Madrycie (IMIDRA), który utrzymuje utrzymanie trzech homozygotycznych linii genetycznych w czystości. Zwierzęta płci męskiej i żeńskiej były używane zamiennie. Zwierzęta były karmione standardową dietą świń i obserwowane przez minimum 2 dni, aby zapewnić dobre zdrowie. Jedzenie, ale nie woda, zostało pobrane w noc poprzedzającą zabiegi, aby zmniejszyć ryzyko zachłyśnięcia. Typowy eksperyment trwa około 6 godzin, w tym 30 minut na indukcję znieczulenia i przygotowanie chirurgiczne, 60 minut na instrumentację, 30 minut na rekonwalescencję, 60 minut na indukcję krwotoku i stabilizację tylną, 30 minut na resuscytację i 120 minut na obserwację.

1. Znieczulenie, intubacja i wentylacja mechaniczna

  1. Premedykować świnię za pomocą domięśniowego wstrzyknięcia ketaminy (10 mg/kg) i atropiny (0,02 mg/kg) w boczną część szyi, za uchem lub w tylnej części kości udowej.
    UWAGA: Leki antycholinergiczne, takie jak atropina, są przydatne, ponieważ świnie mogą nadmiernie ślinić się pod narkozą10. Z naszego doświadczenia wynika, że ta dawka ketaminy jest wystarczająca do zmniejszenia stresu i wywołuje odpowiednie uspokojenie i analgezję u świń bez skutków ubocznych. Jeśli jednak zwierzę nie jest odpowiednio uspokojone lub jeśli odległość od pomieszczenia do sali operacyjnej jest duża, można bezpiecznie podać kolejną dawkę ketaminy (10 mg/kg).
    UWAGA: Rękawiczki są niezbędne podczas pracy ze zwierzętami.
  2. Przetransportuj zwierzę w sedacji na salę operacyjną i połóż je na stole operacyjnym wyposażonym w koc rozgrzewający.
  3. Zmierzyć obwodowe wysycenie tlenem (Sp02) za pomocą czujnika przypiętego do ucha świni i rozpocząć ciągłe monitorowanie elektrokardiograficzne (EKG) za pomocą trzech odprowadzeń.
  4. Zdezynfekuj skórę za pomocą co najmniej 3 naprzemiennych rund peelingu powidonowo-jodowego lub chlorheksydynowego i alkoholu. Wprowadzić cewnik do żył obwodowych (22-24 G) do żyły usznej. Wcześniej zdezynfekuj skórę roztworem antyseptycznym.
  5. Wywołać znieczulenie przez dożylne wstrzyknięcie fentanylu (5 μg/kg), propofolu (4 mg/kg) i atrakurium (0,5 mg/kg). Gdy spontaniczne oddychanie zniknie i brak odruchów zostanie potwierdzony, umieść zwierzę w grzbietowej pozycji leżącej i natychmiast rozpocznij wentylację maski torebkowej za pomocą maski dla psa z frakcją wdychanego tlenu (Fi02) ustawioną na 100%.
    UWAGA: W celu zmniejszenia ryzyka przypadkowej świadomości związanej ze stosowaniem blokerów nerwowo-mięśniowych, należy stosować środki znieczulające o znanej skuteczności u świń i w dawkach przekraczających górną granicę, w celu zapewnienia odpowiedniego poziomu znieczulenia. Ponadto należy stale monitorować objawy sercowo-naczyniowe, takie jak tętno, ciśnienie krwi i temperatura ciała, oraz podawać blokery nerwowo-mięśniowe tylko wtedy, gdy odruchy odstawienia są nieobecne (wycofanie pedału, odruchy powiekowe i napięcie szczęki), a napięcie mięśniowe jest rozluźnione.
  6. Wykonaj intubację dotchawiczą. Do tej procedury potrzebnych jest co najmniej dwóch operatorów.
    1. Upewnij się, że podstawowy sprzęt i narzędzia chirurgiczne potrzebne do intubacji dotchawiczej są gotowe: zawiązać gazę do otwarcia ust i zabezpieczenia rurki, laryngoskop weterynaryjny z prostym ostrzem o długości od 17 do 25 cm, zwykłą rurkę dotchawiczą (ID 4-5), sztyft, strzykawkę z powietrzem i taśmę klejącą.
    2. Lekko wyciągnij język i przytrzymaj szczękę otwartą za pomocą gazy krawatowej umieszczonej za górnymi i dolnymi kłami.
    3. Wykonaj laryngoskopię, a gdy nagłośnia jest widoczna, użyj końcówki laryngoskopu, aby docisnąć nagłośnię do góry w kierunku podstawy języka.
      UWAGA: Jeśli nagłośnia przyklei się do podniebienia miękkiego, można ją przemieścić grzbietowo za pomocą końcówki rurki. Operator 1 wykonuje krok 1.6.2, podczas gdy operator 2 wykonuje krok 1.6.3.
    4. Po uwidocznieniu strun głosowych delikatnie przesuń rurkę z lekkim obrotem do tchawicy.
      UWAGA: Najwęższy punkt tchawicy znajduje się na poziomie podgłośniowym. Jeśli włożenie rurki jest trudne, spróbuj lekkiego obrotu lub mniejszej rurki.
    5. Zdejmij trzpień i użyj strzykawki o pojemności 5 ml, aby napompować mankiet.
    6. Upewnij się, że rurka dotchawicza jest umieszczona, obserwując symetryczne unoszenie się klatki piersiowej, odpowiednie nasycenie tlenem (95%-100%) oraz prawidłowy przebieg i odczyt CO2 (EtCO2) pod względem końca oddechu.
      UWAGA: Świnie są bardzo podatne na skurcz krtani i obrzęk błony śluzowej krtani, a perforacja krtani może wystąpić nawet po kilku próbach intubacji lub jeśli sedacja jest niewystarczająca10.
  7. Po potwierdzeniu intubacji należy rozpocząć wentylację mechaniczną za pomocą respiratora mechanicznego o częstości oddechów 20 oddechów na minutę, objętości oddechowej 8 ml/kg, FiO2 40% i dodatnim ciśnieniu końcowo-wydechowym 4 cm H2O. Dostosuj wentylację, aby osiągnąć ciśnienie parcjalne dwutlenku węgla (PaCO2) w zakresie od 35 do 45 mmHg.
  8. Utrzymuj głębokie znieczulenie przez cały czas trwania eksperymentu poprzez ciągłą infuzję fentanylu (10 μg/kg/h), propofolu (10 mg/kg/h) i atrakurium (2 mg/kg/h).

2. Oprzyrządowanie

  1. Przygotuj obszar kości udowej do cewnikowania naczynia. Użyj bandaży, aby odciągnąć nogi do tyłu i zdezynfekuj okolicę pachwinową za pomocą co najmniej 3 naprzemiennych rund peelingu powidonowo-jodowego lub chlorheksydyny i alkoholu.
  2. Oceń naczynia udowe za pomocą USG i użyj techniki Dopplera, aby odróżnić tętnicę od żyły. W zależności od wielkości żyły, wprowadzić 5,5-7,5 francuski (F) cewnik do żyły centralnej z trzema portami w jednej z żył udowych pod ciągłym widokiem ultrasonograficznym i przy użyciu techniki Seldingera11,12.
  3. Natychmiast po założeniu cewnika do żyły centralnej należy podłączyć system przetworników w celu pomiaru ciśnienia w żyle centralnej.
  4. Upewnij się, że elektrolit z infuzją glukozy (20 ml/h) jest podłączony do jednego z centralnych portów liniowych i że podtrzymujący wlew soli fizjologicznej (5 ml/h) jest podawany przez pozostały port, aby zapobiec niedrożności cewnika.
  5. Użyj tej samej techniki, aby kaniulować przeciwległą tętnicę udową za pomocą cewnika tętniczego 4 F zaprojektowanego specjalnie do monitorowania rzutu serca. Wykonaj gazometrię krwi, aby ustalić prawidłową pozycję cewnika, jeśli potwierdzenie ultrasonograficzne nie jest możliwe.
    UWAGA: W przypadku znacznego skurczu lub krwiaka przejdź do przeciwległej tętnicy udowej.
  6. Po wprowadzeniu cewnika tętniczego podłącz przewód tętniczy systemu monitorowania rzutu serca i głowicy tętniczej bezpośrednio do portu monitora. Jednocześnie podłącz żylną jednostkę pomiarową monitora do centralnego przetwornika żylnego.
    UWAGA: Monitor rzutu serca używany w tym eksperymencie jest określony w Tabeli materiałów. Aby uzyskać informacje na temat konfiguracji, kalibracji i pomiarów, zapoznaj się z instrukcjami producenta13.
  7. Upewnij się, że zarówno głowice żylne, jak i tętnicze są skalibrowane na zero.
  8. Odsłonić lewą tętnicę szyjną wewnętrzną i lewą żyłę szyjną zewnętrzną za pomocą techniki cut-down.
    1. Upewnij się, że dostępny jest niezbędny sprzęt i narzędzia chirurgiczne: skalpel, nożyczki chirurgiczne z końcówką, kleszczyki do tkanek, mały samozatrzymujący się retraktor tkankowy, uchwyt igły, wymienniki chirurgiczne, szew z igłą, jedna kaniula 18 G IV, jedna osłona cewnika 5 F z wprowadzaczem i jeden drut prowadzący Seldinger.
    2. Gdy zwierzę znajduje się w pozycji grzbietowej, zdezynfekuj skórę szyi roztworem antyseptycznym.
    3. Za pomocą skalpela wykonaj ~10 cm lewe nacięcie przytchawicze, przecinając linię między rękojeścią a kątem szczęki.
    4. Aby odsłonić żyłę szyjną zewnętrzną, należy wypreparować tkankę bocznie do SCM i odizolować żyłę od otaczającej powięzi.
    5. Po izolacji należy użyć dwóch niewchłanialnych szwów jedwabnych (USP-0) zapętlonych wokół żyły, aby zamocować naczynie przed nakłuciem.
    6. Naciąć żyłę igłą Venflon (18 G). Po wejściu do żyły wycofaj igłę i włóż drut doprowadzający przez rurkę Venflon.
    7. Wyjmij rurkę Venflon i włóż osłonę z wprowadzaczem (5 F) na przewód. Po włożeniu wyjmij zarówno wprowadzacz, jak i przewód.
    8. Natychmiast po włożeniu przepłukać osłonki 0,9% NaCl (5 ml/h), aby zapobiec tworzeniu się skrzepliny.
    9. Zawiąż proksymalny szew jedwabny wokół pochwy, aby go zamocować. Następnie przymocuj uchwyt pochwy do SCM i zamknij skórę zszywkami.
  9. Po przygotowaniu chirurgicznym należy pozwolić zwierzętom ustabilizować się przez 30 minut przed uzyskaniem podstawowych wartości monitorowania i próbek krwi.
  10. Utrzymuj temperaturę krwi na poziomie 37-39 °C za pomocą koca termicznego i podgrzewacza górnego przez cały czas trwania eksperymentu.
    UWAGA: Temperaturę mierzy się za pomocą termistora umieszczonego na końcówce cewnika tętniczego termorozcieńczalnika.

3. Monitorowanie hemodynamiki i perfuzji

  1. Monitoruj EKG, obwodowe nasycenie tlenem, objętość i ciśnienie oddechowe oraz Fi02.
  2. Podłączyć spirometr między rurką dotchawiczą a monitorem wieloparametrowym w celu pomiaru jakościowego i ilościowego EtC02.
    UWAGA: Aby uzyskać więcej informacji na temat monitora wieloparametrowego, zobacz Tabelę materiałów.
  3. Użyj spektroskopii w bliskiej podczerwieni (NIRS) do monitorowania wskaźnika natlenienia tkanki mózgowej (bTOI) i wskaźnika natlenienia tkanek splanchnicznych (aTOI). Umieść czujniki na skórze czoła i przedniej ścianie brzucha (obszar podwątrobowy).
    UWAGA: Nie umieszczaj czujnika mózgu w linii środkowej, ponieważ może on być zanieczyszczony krwią żylną zatoki strzałkowej górnej14.
  4. Podłącz sondę przepływu krwi przymocowaną do tętnicy szyjnej wewnętrznej do monitora przepływu, aby zmierzyć przepływ krwi w tętnicy szyjnej (CaBF).
  5. Umieść laserowy czujnik Dopplera na skórze przedniej ściany brzucha w celu ciągłego pomiaru skórnego przepływu krwi (CuTBF).
    UWAGA: Aby uzyskać więcej informacji na temat czujników przepływu nadmuchu tętnicy szyjnej i skóry, patrz Tabela materiałów.
  6. Zapisuj następujące parametry na początku badania i co 30 minut: temperatura krwi, wdechowa objętość oddechowa, EtCO2, rytm serca, częstość akcji serca (HR), skurczowe i rozkurczowe ciśnienie krwi, średnie ciśnienie tętnicze krwi (MAP), wskaźnik wstrząsu (HR/skurczowe ciśnienie krwi)15, centralne ciśnienie żylne, wskaźnik sercowy (CI), globalny wskaźnik końcowej objętości rozkurczowej (GEDVI), wskaźnik objętości wyrzutowej (SVI), kurczliwość lewej komory (Dt/Dpmax), wskaźnik ogólnoustrojowego oporu naczyniowego (SVRI), pozanaczyniowy wskaźnik wody w płucach (ELWI), zmienność impulsu ciśnienia (PPV), wysycenie hemoglobiny obwodowej, wysycenie żył centralnych (ScvO2), wskaźnik natlenienia tkanek mózgowych (bTOI) i splanchnicznych (aTOI) według NIRS, CaBF i CuTBF.
  7. Aby uzyskać wartości CI, należy podać 5 ml bolusów 0,9% soli fizjologicznej w temperaturze poniżej 8 °C przez cewnik do żyły centralnej. Zapisz średnią z dwóch kolejnych pomiarów.
  8. Oznaczaj profile gazometryczne krwi tętniczej i żylnej oraz stężenie mleczanu co 30 minut, pobierając 0,3 ml krwi z naczyń udowych. Wykonaj standardową pełną morfologię krwi, badania krzepnięcia i biochemię na początku badania, po indukcji krwotoku i na końcu eksperymentu.
  9. Po każdym pobraniu krwi przepłukać linie 0,5 ml 100 j.m./ml heparyny.

4. Indukcja wstrząsu krwotocznego

  1. Po osiągnięciu stanu stacjonarnego po zebraniu oprzyrządowania i danych wyjściowych należy wywołać wstrząs hipowolemiczny poprzez pobranie 30 ml / kg krwi z żyły szyjnej w ciągu 30 minut.
  2. Odczekaj 30 minut na stabilizację. W tym okresie nie należy podejmować działań resuscytacyjnych, aby zniwelować opóźnienie w przybyciu zespołów ratownictwa medycznego.

5. Infuzja i kontynuacja

  1. Po okresie stabilizacji podawać bolus z ekspanderem objętości lub środkiem wazoaktywnym przez 30 minut.
    UWAGA: Przykładami testowanych ekspanderów objętości i środków wazoaktywnych są sól fizjologiczna, albumina hipertoniczna, angiotensyna i terlipresyna. W tym badaniu zastosowano 30 ml/kg soli fizjologicznej (NS) (n = 13), 15 ml/kg 5% albuminy plus 3% hipertonicznego soli fizjologicznej (AHS) (n = 13) lub pojedynczy bolus dożylny 15 μg/kg terlipresyny plus 15 ml/kg 5% albuminy plus 3% soli hipertonicznej (TAHS) (n = 13).
  2. Po infuzji obserwuj zwierzę przez 120 minut. Zapisuj parametry hemodynamiczne i co 30 minut pobieraj próbki krwi w celu określenia parametrów gazometrii krwi tętniczej i żylnej oraz oznaczenia stężenia mleczanu. W tym okresie nie należy podejmować wysiłków resuscytacyjnych.

6. Koniec eksperymentu i eutanazja

  1. Po zakończeniu eksperymentu należy zastosować przedawkowanie środka uspokajającego (5 μg/kg fentanylu i 10 mg/kg propofolu) oraz dożylne wstrzyknięcie chlorku potasu (2 mEq/kg), aby poświęcić wszystkie zwierzęta, które udało się zreanimować.
  2. Potwierdź brak krążenia za pomocą asystolii lub bezpulsacyjną aktywność elektryczną na ciągłym wyświetlaczu EKG, brak przepływu pulsacyjnego podczas inwazyjnego monitorowania ciśnienia tętniczego oraz brak innych parametrów życiowych.
  3. Jeśli w okresie obserwacji ciśnienie tętnicze krwi spadnie poniżej 25 mmHg, należy poświęcić zwierzę, aby uniknąć dalszego cierpienia.

Wyniki

Prezentowany model został z powodzeniem wykorzystany w kilku eksperymentach do badania zmian makrokrążenia i mikrokrążenia po wstrząsie krwotocznym i następującej po nim resuscytacji, porównując różne płyny i leki wazoaktywne16,17,18,19.

Biorąc pod uwagę reakcję na wstrząs, ten model konsekwentnie pokazuje, że kontrolowany krwotok powoduje wyraźne zmiany w parametrach hemodynamicznych, jak również w perfuzji mózgowej i tkankowej.

Po odstawieniu objętości wykrywa się znaczną tachykardię i spadek MAP, CI, SVI, parametrów objętości krwi (GEDVI i ITBI) oraz przepływu krwi w tętnicy szyjnej, wraz ze wzrostem wskaźnika ogólnoustrojowego oporu naczyniowego (Rysunek 1 i Rysunek 2).

Jeśli chodzi o ogólnoustrojowe parametry perfuzji, mleczan znacznie wzrasta, podczas gdy ScvO2, CuTBF i bTO spada (Rysunek 3). Wahania centralnego ciśnienia żylnego, Dt/Dpmax i ELW zwykle nie są rejestrowane.

Jeśli chodzi o parametry laboratoryjne, zawartość hemoglobiny i hematokrytu nie zmniejsza się, dopóki nie zostaną podane płyny. Stężenie albuminy spada, a poziom troponiny znacznie wzrasta po kontrolowanym krwotoku. Inne parametry, w tym temperatura rdzenia, PaO2, PaCO2, nasycenie tlenem tętniczym, EtCO2, elektrolity oraz parametry funkcji nerek i wątroby, zwykle pozostają stabilne.

Oprócz swojej użyteczności w analizie sercowo-naczyniowych i biochemicznych reakcji na wstrząs, wykazano, że model ten skutecznie rozróżnia różne płyny resuscytacyjne.

W poprzednich badaniach staraliśmy się ustalić, czy w zwierzęcym modelu wstrząsu krwotocznego u niemowląt, zastosowanie mniejszej objętości wlewu płynów hipertonicznych - samodzielnie lub w połączeniu z różnymi lekami wazopresyjnymi - poprawiłoby ogólne parametry hemodynamiczne i perfuzyjne w porównaniu z normalną solą fizjologiczną.

Jak informowaliśmy wcześniej, konsekwentnie zaobserwowaliśmy, że infuzja płynów hipertonicznych wywołuje podobną reakcję na infuzję dwukrotnie większej objętości płynu izotonicznego 16,17,18.

Dokładniej, użycie albuminy plus hipertonicznej soli fizjologicznej spowodowało większe i dłuższe rozszerzenie objętości niż zwykła sól fizjologiczna lub hipertoniczna sól fizjologiczna, ze znaczącymi różnicami w HR, SVI i PPV, oraz brakiem postępującego spadku ciśnienia krwi i GEDVI po rozszerzeniu objętości, jak zaobserwowano w innych grupach (Rysunek 1 i Rysunek 2). Ponadto zaobserwowaliśmy również większą poprawę parametrów perfuzji z albuminą hipertoniczną, reprezentowaną jako większy wzrost bTOI i CaBF oraz większy spadek poziomu mleczanu niż w innych grupach w porównaniu z początkiem ekspansji płynu (Rysunek 3). Uważamy, że różnica ta może być wtórna do zdolności albuminy do zwiększania objętości krwi i pozostawania przez dłuższy czas w komorze wewnątrznaczyniowej niż normalna sól fizjologiczna. Co ciekawe, zaobserwowaliśmy, że dodanie pojedynczego bolusa terlipresyny na początku resuscytacji płynowej dało podobne wyniki do tych obserwowanych w grupie albumin hipertonicznych, bez żadnych dodatkowych korzyści pod względem parametrów hemodynamicznych lub perfuzyjnych17,18.

figure-results-1
Rysunek 1: Parametry hemodynamiczne. (A) Ewolucja częstości akcji serca, (B) średnie ciśnienie tętnicze, (C) wskaźnik sercowy na początku badania (t0'), oraz (D) wskaźnik ogólnoustrojowego oporu naczyniowego na początku badania (t0'). W trakcie trwania eksperymentu: koniec kontrolowanego krwawienia (Shock30'); początek infuzji, 30 minut po zakończeniu kontrolowanego krwawienia (Res0'); koniec infuzji (Res30'); obserwacja 30 minut po zakończeniu infuzji (Obs30'); obserwacja 60 minut po zakończeniu infuzji (Obs60'); obserwacja 90 minut po zakończeniu infuzji (Obs90'). (*) Istotna różnica (p < 0,05) w stosunku do wartości wyjściowej, ta sama grupa. (‡) p < 0,05 z krwotoku, ta sama grupa. (#) p < 0,05 z grupy NS. Skróty: NS = sól fizjologiczna zwykła; AHS = hipertoniczna albumina soli fizjologicznej; TAHS = terlipresyna plus hipertoniczna albumina soli fizjologicznej. Dane są prezentowane jako średnia i odchylenie standardowe. Ten rysunek został zaadaptowany za zgodą Urbano et al.17. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Parametry objętości krwi. (A) Ewolucja wskaźnika objętości wyrzutowej, (B) zmiana ciśnienia tętna oraz (C) globalny wskaźnik objętości rozkurczowej końca na początku badania (t0'). W trakcie trwania eksperymentu: koniec kontrolowanego krwawienia (Shock30'); początek infuzji, 30 minut po zakończeniu kontrolowanego krwawienia (Res0'); koniec infuzji (Res30'); obserwacja 30 minut po zakończeniu infuzji (Obs30'); obserwacja 60 minut po zakończeniu infuzji (Obs60'); obserwacja 90 minut po zakończeniu infuzji (Obs90'). (*) Istotna różnica (p < 0,05) w stosunku do wartości wyjściowej, ta sama grupa. (‡) p < 0,05 z krwotoku, ta sama grupa. (#) p < 0,05 z grupy NS. Skróty: NS = sól fizjologiczna zwykła; AHS = hipertoniczna albumina soli fizjologicznej; TAHS = terlipresyna plus hipertoniczna albumina soli fizjologicznej. Dane są prezentowane jako średnia i odchylenie standardowe. Ten rysunek został zaadaptowany za zgodą Urbano et al.17. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Parametry perfuzji ogólnoustrojowej. (A) Ewolucja mleczanu we krwi tętniczej, (B) wysycenie tlenem krwi żylnej w centralnej części ciała oraz (C) wskaźnik natlenienia tkanki mózgowej na początku badania (t0'). W trakcie trwania eksperymentu: koniec kontrolowanego krwawienia (Shock30'); początek infuzji, 30 minut po zakończeniu kontrolowanego krwawienia (Res0'); koniec infuzji (Res30'); obserwacja 30 minut po zakończeniu infuzji (Obs30'); obserwacja 60 minut po zakończeniu infuzji (Obs60'); obserwacja 90 minut po zakończeniu infuzji (Obs90'). (*) Istotna różnica (p < 0,05) w stosunku do wartości wyjściowej, ta sama grupa. (‡) p < 0,05 z krwotoku, ta sama grupa. (#) p < 0,05 z grupy NS. Dane są prezentowane jako średnia i odchylenie standardowe. Ten rysunek został zaadaptowany za zgodą Urbano et al.17. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

Wykonywanie zabiegów na młodych świniach może być skomplikowane i potencjalnie zagrażać życiu ze względu na pewne cechy anatomiczne i fizjologiczne tych zwierząt. Aby osiągnąć spójne wyniki i zmniejszyć utratę zwierząt, należy dokładnie rozważyć kilka krytycznych kroków. Po pierwsze, osiągnięcie odpowiedniego poziomu uspokojenia jest niezbędne do zminimalizowania reakcji zwierzęcia na stres, która, jeśli jest nadmierna, może zmienić wyniki z powodu endogennego uwalniania katecholamin. Ważne jest również, aby unikać opóźnień między wstrzyknięciem domięśniowym a intubacją, ponieważ u zwierząt może rozwinąć się ciężka reakcja stresowa z tachykardią i nieodwracalną kwasicą metaboliczną, która może przyspieszyć zakończenie eksperymentu. Chociaż inne grupy stosują wziewne środki znieczulające z dobrymi wynikami20,21, my preferujemy leki dożylne, ponieważ wziewne środki uspokajające nie pozwalają na pomiar wymiany gazowej w układzie oddechowym za pomocą kalorymetrii pośredniej. Z naszego doświadczenia wynika, że połączenie propofolu i fentanylu jest skuteczne i ma bardzo niewiele skutków ubocznych. Staranne zarządzanie temperaturą przez cały czas trwania eksperymentu jest kolejnym kluczowym aspektem protokołu, ponieważ gwałtowne zmiany temperatury mogą znacząco wpłynąć na hemodynamiczną reakcję zwierzęcia na wstrząs, fałszując wyniki lub ostatecznie prowadząc do niepowodzenia eksperymentu.

Kolejną istotną częścią oprzyrządowania jest intubacja, biorąc pod uwagę specyfikę anatomii świń i ich podatność na skurcz krtani. W związku z tym zabieg powinien być wykonywany przez co najmniej jednego operatora z wcześniejszym doświadczeniem, a wskazane jest użycie styletu i rozluźnienie mięśni10,22. Cewnikowanie naczyń może być również trudne ze względu na mały rozmiar zwierząt. W przypadku dostępu do kości udowej preferowane jest nakłucie pod kontrolą ultrasonografii, ponieważ naczynia są położone głęboko, zwykle mają małe średnice i wykazują różne przebiegi i pozycje22. W przypadku dostępu szyjnego stosujemy dostęp chirurgiczny, aby umożliwić umieszczenie sondy przepływu w tętnicy szyjnej, ale technika ultrasonograficzna jest również wykonalna23,24. Kaniulacja żyły szyjnej zewnętrznej jest zwykle preferowana ze względu na jej szerszą średnicę, powierzchowne położenie i mniejszą liczbę otaczających struktur22. Cewniki należy przepłukać natychmiast po wprowadzeniu roztworami soli fizjologicznej, aby zapobiec niedrożności. Nie stosujemy heparyny, aby uniknąć zmian krzepnięcia. Początkowo unikaliśmy podawania wlewów glukozy, aby zapobiec potencjalnemu zniekształceniu odpowiedzi hemodynamicznej przez podawanie dodatkowych płynów, ale stwierdziliśmy, że u zwierząt rozwinęła się ciężka i wczesna hipoglikemia. Wreszcie, nawet przy znieczuleniu i mniej inwazyjnych technikach stosowanych obecnie, oprzyrządowanie generuje znaczną reakcję stresową u zwierząt, dlatego pożądane jest pozostawienie wystarczającej ilości czasu na powrót do zdrowia przed rozpoczęciem pobierania krwi. Jeśli chodzi o indukcję wstrząsu krwotocznego, zalecamy usunięcie 30 ml / kg, ponieważ generuje to znaczną odpowiedź patofizjologiczną o doskonałych wskaźnikach przeżycia. Z naszego doświadczenia wynika, że młode świnie nie tolerują większej utraty krwi, a śmiertelność jest wysoka. Ważne jest również stopniowe pobieranie krwi, ponieważ szybkie usunięcie może spowodować poważną niestabilność hemodynamiczną i przedwczesną śmierć zwierzęcia.

Chociaż istnieje wiele różnych gatunków i modeli eksperymentalnych dostępnych dla badaczy, idealny model wstrząsu krwotocznego u zwierząt - prosty, łatwy do odtworzenia i dokładny odtworzenie sytuacji klinicznej - nadal stanowi wyzwanie. Małe modele zwierzęce - głównie myszy i szczury - są wykorzystywane do badania patofizjologicznych mechanizmów wstrząsu. Jednak ich niewielkie rozmiary znacznie komplikują wykonywanie zabiegów chirurgicznych i pobierania próbek. Większe zwierzęta, takie jak psy i świnie, są droższe i bardziej skomplikowane w obsłudze, ale ich wielkość i fizjologiczne podobieństwa do ludzi sprawiają, że są bardziej odpowiednie do przedklinicznej oceny strategii leczenia. Jednak wykorzystywanie psów w przeszłości i nadal jest wątpliwe z etycznego punktu widzenia. Nie dają one żadnej przewagi nad świniami jako eksperymentalne modele zwierzęce, a ich inteligencja i szczególna dwustronna relacja między ludźmi a psami sytuują je na wyższej pozycji w skali filogenetycznej 6,7,8.

W związku z tym wszystkie dorosłe świnie są szeroko wykorzystywane do badań sercowo-naczyniowych ze względu na ich podobieństwa do fizjologii, wielkości i anatomii dorosłego człowieka, co jest lepsze niż u większości gatunków. Jednak, jak zostało to dobrze ustalone w literaturze, istnieją znaczące różnice między dorosłymi ludźmi a pacjentami pediatrycznymi pod względem układu sercowo-naczyniowego, objętości krwi, regulacji temperatury i odpowiedzi na wstrząs 2,3,4. Jednocześnie dowody wskazują, że różnice te dotyczą również trzody chlewnej, a prosięta stwierdzono, że profile sercowo-naczyniowe, mózgowo-naczyniowe, hematologiczne i elektrolitowe są bardzo podobne do tych u pacjentów pediatrycznych 9,25. Wreszcie, poza tymi anatomicznymi i fizjologicznymi różnicami między dorosłymi i niemowlętami u obu gatunków, wykorzystanie modeli zwierzęcych niemowląt, zwłaszcza świnek miniaturowych, daje możliwość przetestowania tych samych urządzeń, które są używane w rzeczywistych warunkach klinicznych do monitorowania. W wielu przypadkach udowodniono, że niezawodność tych urządzeń jest niska ze względu na prostą adaptację algorytmów, czujników lub wag dla dorosłych. Wszystkie te aspekty potwierdzają znaczenie opracowywania specyficznych pediatrycznych modeli zwierzęcych i ich znaczenie pod względem użyteczności translacyjnej w pediatrycznym środowisku klinicznym.

Oprócz rodzaju zwierzęcia istnieją trzy podstawowe modele powszechnie stosowane w badaniach nad wstrząsem krwotocznym: krwotok kontrolowany - objętościowo lub ciśnieniowo - i krwotok niekontrolowany. Protokół przedstawiony w tym artykule opisuje model krwotoku o stałej objętości, w którym stała objętość krwi, zwykle obliczana na podstawie procentu masy ciała, jest usuwana w czasie ustalonym przez obserwatora. Wręcz przeciwnie, w modelach krwotoków o stałym ciśnieniu zwierzęta są wykrwawiane do z góry określonego MAP, który jest następnie utrzymywany za pomocą okresowych krwawień lub wlewów płynów przez określony czas, w zależności od gatunku zwierzęcia i stopnia lub wyniku wstrząsu. Zarówno modele wstrząsu krwotocznego o stałej objętości, jak i o stałym ciśnieniu umożliwiają badanie zmian patofizjologicznych wywołanych wstrząsem w kontrolowanych warunkach, oferując wyraźną przewagę pod względem odtwarzalności i standaryzacji. Jednak ich głównym ograniczeniem jest to, że nie pozwalają na badanie wpływu różnych strategii resuscytacji na aktywne krwawienie, przy czym wiadomo, że agresywna resuscytacja płynowa przed chirurgicznym opanowaniem krwotoku zwiększa krwawienie i zmniejsza przeżycie ze względu na zahamowanie tworzenia się skrzepliny i wzrost średniego ciśnienia krwi. Sugeruje się, że niekontrolowane modele krwotoków wywołane przez standaryzowany uraz naczyniowy - zmiażdżenie / uszkodzenie wątroby i śledziony, uszkodzenie tętnicy lub amputacja wyrostka - lepiej odzwierciedlają sytuację kliniczną, umożliwiając w ten sposób lepsze zrozumienie skutków różnych strategii resuscytacji płynowej i innych interwencji, takich jak hipotermia i produkty hemostatyczne. Jednak pomimo tego, że są klinicznie najbardziej istotne, te niekontrolowane modele krwotoków mają pewne wyraźne wady pod względem standaryzacji i odtwarzalności. W związku z tym wydaje się, że model idealny nie istnieje, a zatem badania w tej dziedzinie muszą równoważyć znaczenie kliniczne ze standaryzacją i wiarygodnością eksperymentalną 6,7,8,9,26.

Model opisany w tym badaniu może oferować szerokie potencjalne zastosowania w badaniach sercowo-naczyniowych, takich jak badanie dysfunkcji śródbłonka i zmian mikrokrążenia18 podczas wstrząsu, a także walidacja różnych systemów monitorowania hemodynamicznego. Co więcej, może być również stosowany w innych dziedzinach badawczych, umożliwiając badanie odpowiedzi hormonalnych lub immunologicznych po ciężkim krwotoku, a także określanie skutków ubocznych różnych płynów i leków wazopresyjnych. Jednak w odniesieniu do badań nad różnymi strategiami resuscytacji, zaleca się zbadanie ich skutków w modelach niekontrolowanego krwotoku przed wdrożeniem zmian w warunkach klinicznych 7,26.

Oprócz trudności w ekstrapolacji wyników na rzeczywistość, model ten ma inne ograniczenia. Po pierwsze, istnieją pewne zmienne zakłócające związane z konfiguracją eksperymentalną, takie jak stosowanie środków znieczulających lub wentylacja mechaniczna, które mogą osłabić reakcje fizjologiczne podczas wstrząsu i skomplikować interpretację wyników. Poza tym reakcja oprzyrządowania na stres u zwierząt i kontrola temperatury mogą wpływać na makro- i mikrokrążenie poprzez różne mechanizmy. Innym ważnym ograniczeniem tego modelu – związanym z potrzebami eksperymentalnymi i dostępnością zasobów – jest ograniczony okres obserwacji pourazowej, co dodatkowo ogranicza badania nad długoterminowymi konsekwencjami wstrząsu krwotocznego. Ponadto, pomimo fizjologicznych podobieństw między ludźmi a świniami, istnieją pewne różnice między gatunkami, które należy wziąć pod uwagę. Na przykład system krzepnięcia wydaje się być bardziej skuteczny u świń27,28. Ponadto poziomy mleczanu i bursztynianu w osoczu różnią się w zależności od gatunku, a świnie mają zasadowicę, co może prowadzić do niedoszacowania wpływu krwotoku na równowagę kwasowo-zasadową 2 9. Wreszcie, dobrze wiadomo również, że reakcje zapalne i immunologiczne, a także niektóre receptory wazopresyjne, są różne u świń9. Jako czynniki wpływające należy również wziąć pod uwagę konkretne różnice między zwierzętami. Kilka badań wykazało różnice między płciami pod względem podatności na wstrząs, przy czym samice mają znaczną przewagę przeżywalności nad samcami 6,9. Niemniej jednak w eksperymentach przeprowadzonych w tym badaniu wykorzystujemy zwierzęta z tej samej grupy wiekowej i o podobnym tle genetycznym, aby zminimalizować potencjalną zmienność właściwą dla gatunku.

Podsumowując, ten artykuł zawiera praktyczny przewodnik krok po kroku, jak skonfigurować model wstrząsu krwotocznego u świń. W porównaniu z innymi istniejącymi modelami jest to niezawodny i łatwy do naśladowania protokół o szerokim zastosowaniu w badaniach biomedycznych, zarówno do badania patofizjologicznych reakcji po ciężkim krwotoku, jak i do oceny różnych strategii resuscytacji.

Oświadczenia

Autorzy tej pracy nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

To badanie zostało sfinansowane przez Instituto de Salud Carlos III (ISCIII) w ramach projektu "PI20/01706" i współfinansowane przez Unię Europejską. Fundatorzy nie odgrywali żadnej roli w projektowaniu badania, gromadzeniu i analizie danych, podejmowaniu decyzji o publikacji lub przygotowaniu manuskryptu. Chcielibyśmy wyrazić wdzięczność wszystkim naszym kolegom z Oddziału Intensywnej Terapii Dziecięcej Gregorio Marañón oraz z Instytutu Doświadczalnego Gregorio Marañón, ponieważ bez ich pracy ten projekt nie byłby możliwy.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Waciki ADAAlbino Dias de Andrade, S.A.300575750400     Waciki z włókniny
Alaris SECarefusionN/AWolumetryczna pompa infuzyjna
AtracuriumAspen Pharma Trading Limited. Dublin, IrlandiaN/AŚrodek zwiotczający mięśnie
Atropina 1 mg/mlB. Braun481377/1013
Barierowa adhezyjna zasłona aperturowaMö lnlycke63621
BD strzykawka szmaragdowa 5 mL, 10 mL, 20 mL Becton Dickinson S.A.https://www.bd.com/en-eu/offerings/capabilities/syringes-and-needles/injection-syringes/bd-emerald-3-piece-syringeróżne dostępne opcje
BLF21A laserowy monitor dopplerowskiTransonic Systems Inc.BLF21AMonitor przepływu krwi w skórze
  Elektrody EKG BlueSensor NFAmbu NF-50-A/12
Zestaw wprowadzający Check-Flo Performer 5FrCook MedicalG12018Osłonka naczyniowa
Datex ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, FinlandiaM1162897Monitor hemodynamiczny
Fentanyl 0,05 mg/mlKern PharmaNie dotyczyznieczulenia
GE Vivid S5GE Healthcare Seria SUltrasonograf
Introcan Safety 18 G, 22 G, 24 GB. Bezpiecznacewnik dożylnyIntrocan
INVOS pulsoksymetria mózgowa/somatyczna czujniki dla dorosłychMedtronic PLC, USAhttps://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry/invos-cerebral-somatic-oximetry-adult-sensors.html
INVOS OXIMETER Somanetyka mózgowa/somatyczna08-10566Regionalny monitor natlenienia
Ketamin 50 mg / mlPfizer, SL47034Sedacja
Leon plusHeinen + Lö wensteinN/ARespirator
Life scope VSNihon KohdenN/AMonitor przyłóżkowy
Miller laryngoskop ostrze 12″Jorgensen Labs, Stany ZjednoczoneJ0449FLaryngoskop
Wielokanałowy zestaw do cewnikowania żył centralnych 7 francuskich, 3 lumenów, 30 cmArrowCS-14703Cewnik do żył centralnych
Nellcor WarmTouch 5300ACovidienWybielacz termiczny
Rękawice nitryloweMedihandsKS-ST RT021Rękawice jednorazowe
Pediatric SomaSensor INVOS mózgowo-somatycznyCovidienhttps://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry.htmlJednorazowy regionalny czujnik nasycenia tlenem
Zestaw do monitorowania PICCOPulsion Medical SystemsPV8215
Cewnik termorozcieńczalny PICCO 5F/20 cmPulsion Medical SystemsN/A
Propofol Lipoven 10 mg/mlFresenius Kabi, HiszpaniaNie dotyczyZnieczulenie
Kontur tętna i pojemność minutowa serca (PiCCO2)Pulsion Medical SystemsN/A Monitorhemodynamiczny
Rü sch flexislipTeleflex Medical503700Rurka dotchawicza Stylet
Waciki SoftaB. Braun19579Wkładki nasączone alkoholem
Nici chirurgiczne jedwabne USP 0Aragó, Barcelona, Hiszpania. 6245
Zestaw do monitorowania ciśnienia TruWaveEdwardsT001767AZestaw do monitorowania ciśnienia
Żel do transmisji ultradźwiękówUltragel Węgry 2000 Kft. Zobacz materiał UC260
serii Braun

Bibliografia

  1. Disease Control and Prevention (CDC). Vital signs: Unintentional injury deaths among persons aged 0-19 years-United States, 2000-2009. MMWR. Morbidity and Mortality Weekly Report. 61, 270-276 (2012).
  2. Russell, R. T., et al. Pediatric traumatic hemorrhagic shock consensus conference recommendations. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 94, S2-S10 (2023).
  3. Leonard, J. C., et al. Life-threatening bleeding in children: A prospective observational study. Critical Care Medicine. 49 (11), 1943-1954 (2021).
  4. Cannon, J. W. Hemorrhagic shock. The New England Journal of Medicine. 378 (4), 370-379 (2018).
  5. Dehmer, J. J., Adamson, W. T. Massive transfusion and blood product use in the pediatric trauma patient. Seminars in Pediatric Surgery. 19 (4), 286-291 (2010).
  6. Fülöp, A., Turóczi, Z., Garbaisz, D., Harsányi, L., Szijártó, A. Experimental models of hemorrhagic shock: a review. European Surgical Research. 50 (2), 57-70 (2013).
  7. Moochhala, S., Wu, J., Lu, J. Hemorrhagic shock: an overview of animal models. Frontiers in Bioscience. 14 (12), 4631-4639 (2009).
  8. Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. S., Ayala, A. Shock and hemorrhage: an overview of animal models. Shock. 24, 33-39 (2005).
  9. Hildebrand, F., Andruszkow, H., Huber-Lang, M., Pape, H. C., van Griensven, M. Combined hemorrhage/trauma models in pigs-current state and future perspectives. Shock. 40 (4), 247-273 (2013).
  10. Chum, H., Pacharinsak, C. Endotracheal intubation in swine. Lab Animal. 41 (11), 309-311 (2012).
  11. Leibowitz, A., Oren-Grinberg, A., Matyal, R. Ultrasound guidance for central venous access: Current evidence and clinical recommendations. Journal of Intensive Care Medicine. 35 (3), 303-321 (2020).
  12. Lockwood, J., Desai, N. Central venous access. British Journal of Hospital Medicine. 80 (8), C114-C119 (2019).
  13. Operator's Manual PiCCO2. Version 3.1. Pulsion Medical Systems. , Available from: https://www.manualslib.com/manual/2821743/Pulsion-Picco2.html#manual (2013).
  14. Operations Manual INVOS ® System, Model 5100C. Medtronic. , Available from: http://www.wemed1.com/downloads/dl/files/id/7947/product/10495/manual_for_mo_s_5100c.pdf (2013).
  15. Acker, S. N., Ross, J. T., Partrick, D. A., Tong, S., Bensard, D. D. Pediatric specific shock index accurately identifies severely injured children. Journal of Pediatric Surgery. 50 (2), 331-334 (2015).
  16. Urbano, J., et al. Comparison of normal saline, hypertonic saline and hypertonic saline colloid resuscitation fluids in an infant animal model of hypovolemic shock. Resuscitation. 83 (9), 1159-1165 (2012).
  17. Urbano, J., et al. Comparison of normal saline, hypertonic saline albumin and terlipressin plus hypertonic saline albumin in an infant animal model of hypovolemic shock. PLoS One. 10 (3), e0121678(2015).
  18. González, R., et al. Microcirculatory alterations during haemorrhagic shock and after resuscitation in a paediatric animal model. Injury. 47 (2), 335-341 (2016).
  19. López-Herce, J., Rupérez, M., Sánchez, C., García, C., García, E. Haemodynamic response to acute hypovolaemia, rapid blood volume expansion and adrenaline administration in an infant animal model. Resuscitation. 68 (2), 259-265 (2006).
  20. Gil-Anton, J., et al. Addition of terlipressin to initial volume resuscitation in a pediatric model of hemorrhagic shock improves hemodynamics and cerebral perfusion. PLoS One. 15 (7), e0235084(2020).
  21. Williams, A. M., et al. Complete and partial aortic occlusion for the treatment of hemorrhagic shock in swine. Journal of Visualized Experiments. (138), e58284(2018).
  22. Schüttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment, and heart disease research. Lab Animal. 51 (2), 46-67 (2022).
  23. Chiesa, O. A., et al. Minimally invasive ultrasound-guided technique for central venous catheterization via the external jugular vein in pigs. American Journal of Veterinary Research. 82 (9), 760-769 (2021).
  24. Anderson, J. H., et al. Ultrasound guided percutaneous common carotid artery access in piglets for intracoronary stem cell infusion. Laboratory Animals. 52 (1), 88-92 (2018).
  25. Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
  26. Mayer, A. R., et al. A systematic review of large animal models of combined traumatic brain injury and hemorrhagic shock. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 104, 160-177 (2019).
  27. Velik-Salchner, C., et al. Normal values for thrombelastography (ROTEM) and selected coagulation parameters in porcine blood. Thrombosis Research. 117 (5), 597-602 (2006).
  28. Siller-Matula, J. M., Plasenzotti, R., Spiel, A., Quehenberger, P., Jilma, B. Interspecies differences in coagulation profile. Thrombosis and Haemostasis. 100 (3), 397-404 (2008).
  29. Reisz, J. A., et al. All animals are equal but some animals are more equal than others: Plasma lactate and succinate in hemorrhagic shock-A comparison in rodents, swine, nonhuman primates, and injured patients. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 84 (3), 537-541 (2018).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Krwotok kontrolowany obj to ciowopediatryczny model zwierz cyp yny resuscyjneleki wazoaktywnemonitorowanie hemodynamicznecentralny cewnik ylnykanulacja t tnicyanaliza mikrokr enia

Powiązane artykuły