Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ex vivo Eksperymentalny model świń do badania i nauczania mechaniki płuc

2.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64850

⸱

19 kwietnia 2024

 ,  , 
1Faculdade de Medicina da, Universidade de São Paulo

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentujemy model płuc świni ex vivo do demonstracji mechaniki płuc i manewrów rekrutacji pęcherzyków płucnych do celów dydaktycznych. Płuca mogą być używane przez więcej niż jeden dzień (do pięciu dni) przy minimalnych zmianach zmiennych mechaniki płuc.

Streszczenie

Wentylacja mechaniczna jest szeroko stosowana i wymaga specjalistycznej wiedzy do zrozumienia i zarządzania. Pracownicy służby zdrowia w tej dziedzinie mogą czuć się niepewnie i brakować im wiedzy z powodu nieodpowiednich metod szkolenia i nauczania. Dlatego celem tego artykułu jest nakreślenie etapów związanych z generowaniem modelu płuc świń ex vivo, który ma być używany w przyszłości do badania i nauczania mechaniki płuc. Aby wygenerować model, pięć płuc świń zostało ostrożnie usuniętych z klatki piersiowej zgodnie z wytycznymi Komisji Etyki Badań na Zwierzętach z zachowaniem odpowiedniej ostrożności i podłączonych do respiratora mechanicznego za pomocą kaniuli tchawiczej. Płuca te zostały następnie poddane manewrowi rekrutacji pęcherzyków płucnych. Rejestrowano parametry mechaniki oddechowej, a kamery wideo wykorzystywano do uzyskiwania filmów z płuc podczas tego procesu. Proces ten powtarzano przez pięć kolejnych dni. Gdy nie były używane, płuca były przechowywane w lodówce. Model wykazywał inną mechanikę płuc po manewrze rekrutacji pęcherzyków płucnych każdego dnia; Nie ulegając wpływom dni, tylko manewrowi. Dlatego dochodzimy do wniosku, że model płuc ex vivo może zapewnić lepsze zrozumienie mechaniki płuc i jej skutków, a nawet manewru rekrutacji pęcherzyków płucnych poprzez wizualne sprzężenie zwrotne na wszystkich etapach procesu.

Wprowadzenie

Wentylacja mechaniczna (MV) jest szeroko stosowana na oddziałach intensywnej terapii (OIOM) i centrach chirurgicznych. Jego monitorowanie jest niezbędne, aby pomóc w rozpoznawaniu asynchroniczności i zapobieganiu urazom u wszystkich pacjentów, zwłaszcza gdy pacjent ma poważne urazy płuc1,2,3,4,5,6. Monitorowanie mechaniki oddechowej może również przyczynić się do klinicznego zrozumienia progresji choroby i zastosowań terapeutycznych, takich jak zastosowanie dodatniego ciśnienia końcowo-wydechowego (PEEP) lub manewru rekrutacji pęcherzyków płucnych (ARM). Jednak stosowanie tych technik wymaga biegłego zrozumienia krzywych i podstawowej mechaniki płuc3,4.

Studenci, rezydenci i pracownicy służby zdrowia czują się niepewnie w kwestii zarządzania MV, począwszy od włączenia respiratora i początkowych dostosowań, a skończywszy na monitorowaniu stabilizacji i ciśnienia jazdy, a ta niepewność jest związana z brakiem wiedzy i odpowiedniego wcześniejszego szkolenia7,8,9,10. Zaobserwowaliśmy, że profesjonaliści, którzy uczestniczyli w symulacjach i korzystali z modelu płuc, zgłaszali większą pewność siebie, zrozumienie parametrów i zrozumienie składników mechaniki płuc8,11,12.

Modele do nauki i treningu MV z testowymi płucami, miechami i tłokami mogą symulować różne ciśnienia i objętości, a także różne warunki mechaniki płuc13,14,15. Modele obliczeniowe i programowe również przyczyniają się do badania interakcji krążeniowo-oddechowych, generując symulacje, które można wykorzystać do nauczania zasad MV11 pracownikom służby zdrowia16,17.

Podczas gdy modele obliczeniowe mogą stwarzać trudności w przedstawieniu histerezy płucnej16, modele z testowym płucem i mieszkiem13,14,15mogą tworzyć krzywe ciśnienie-objętość podobne do krzywej fizjologicznej i wykazywać dynamikę płuc. Zaletą jest to, że płuco świni ex vivo ma podobną anatomię do ludzkiej18, wytwarzając również krzywe MV, histerezę płuc i zapewniając wizualną informację zwrotną płuc wewnątrz akrylowego pudełka podczas analizy mechaniki płuc. Modele wizualne są ważne i mogą pomóc w zrozumieniu trudnych do wyobrażenia komponentów i koncepcji. W ten sposób modele płuc ex vivo stanowią praktyczny sposób nauczania.

Badania z płucami świń ex vivo, takie jak te na MV z dodatnim i ujemnym ciśnieniem19,20,21, analiza rozkładu aerozoli22,23, symulacje pediatryczne24, oraz perfuzja płuc25 może poszerzyć wiedzę na temat MV. Ostatnie badania analizujące modele nadciśnienia i podciśnienia wykazały, że wentylacja dodatniego ciśnienia może prowadzić do nagłej rekrutacji z większą deformacją miejscową, większym rozdęciem, różnicami krzywych histerezy i możliwymi zmianami w tkankach w porównaniu z ciśnieniem ujemnym19,20,21. Niemniej jednak modele nadciśnienia są konieczne, ponieważ pacjenci są pod dodatnim ciśnieniem podczas ciśnienia MV19,20,21. Opracowanie modelu płuc do badań przedklinicznych otwiera możliwości dla nowych badań i zastosowań, w tym nauczania i szkolenia w zakresie MV.

Tutaj prezentujemy model płuc świni ex vivo do celów badawczych i treningowych. Naszym głównym celem jest opisanie etapów tworzenia tego modelu płuc świń ex vivo pod dodatnim ciśnieniem MV. Może być wykorzystany w przyszłości do nauki i nauczania mechaniki płuc.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół został zatwierdzony przez Komisję Etyki Badań na Zwierzętach naszej instytucji (protokół nr 1610/2021).

1. Znieczulenie i przygotowanie zwierząt

  1. Na początek umieść zwierzę na wadze i sprawdź jego masę, aby dostosować dawki leków i sedacji niezbędne do zabiegu.
  2. Podaj domięśniowo ketaminę w dawce 5 mg/kg oraz midazolam w dawce 0,25 mg/kg.
  3. Wkłuj w brzeżną żyłę uszną kaniulę żylną 20 G i podaj dożylnie propofol (5 mg/kg) w celu indukcji znieczulenia.
  4. Podaj dożylnie 3 mL heparyny przez dostęp do brzeżnej żyły usznej, aby wspomóc ekstrakcję i perfuzję krwiobiegu sercowo-płucnego.
  5. Po znieczuleniu wykonaj intubację przezrotniczą za pomocą kaniuli przezrotniczej (OTC) o średnicy 6,5 mm i przymocuj OTC taśmą klejącą, dbając o jej stabilne utrwalenie, aby uniknąć przemieszczenia podczas procedury.
    UWAGA: Głębokość sedacji jest sprawdzana poprzez monitorowanie parametrów hemodynamicznych i użycie analizatora gazów, takich jak średnie ciśnienie tętnicze, tętno oraz stężenie izofluranu w powietrzu wdechowym i wydechowym.

2. Śródoperacyjna wentylacja mechaniczna

  1. Podłącz zwierzę przez OTC do MV, utrzymując sedację za pomocą 1,5% izofluranu przy 50% frakcji tlenu w gazach wdechowych (FiO2) oraz fentanylu w dawce bolusowej 10 mcg/kg + wlew ciągły 10 mcg/kg/h.
    1. Dotknij ekranu respiratora, wybierz tryb wentylacji sterowanej objętościowo (VCV), wybierz przycisk objętości oddechowej (TV) i obracaj pokrętłem, aż wartość objętości oddechowej wyniesie 8 mL/kg.
    2. Dotknij ekranu respiratora. Wybierz FiO2 i obracaj pokrętłem, aż zostanie osiągnięta wartość 50%.
    3. Dotknij ekranu respiratora i wybierz częstość oddechów (RR). Obracaj pokrętłem, aż zostanie osiągnięta wartość optymalna dla utrzymania stężenia CO2 w powietrzu wydychanym na poziomie 35-45 mmHg, mierzonego za pomocą kapnografu podłączonego do respiratora.
      UWAGA: Głębokość sedacji jest sprawdzana poprzez monitorowanie parametrów hemodynamicznych i za pomocą analizatora gazów, takich jak średnie ciśnienie tętnicze, częstość akcji serca oraz stężenie izofluranu w gazach wdechowych i wydychanych.

3. Disekcja tkanki i wymiana OTC

  1. Wykonaj przyśrodkowe cięcie mostka od 2 cm powyżej rękojeści mostka do 2 cm poniżej wyrostka miecza mostka, aby uzyskać dostęp do jamy klatki piersiowej. Umieść rozieracze żeber, aby poszerzyć pole widzenia podczas procedury.
  2. Użyj skalpela, aby wykonać poziome cięcie tchawicy na wysokości chrząstki pierścieniowatej (tuż przy pierwszych pierścieniach tchawicy), wystarczająco szerokie, by wprowadzić nową kaniulę tchawiczą.
  3. Wysyj mankiet rurki intubacyjnej (OTC) znajdującej się w drogach oddechowych i powoli wyciągnij ją, aby usunąć. Następnie, po usunięciu starej rurki OTC, wprowadź nową rurkę OTC przez nacięcie wykonane w tchawicy. Ze względu na rozdeflowany mankiet może dojść do przecieku, który ustanie po odpowiednim ułożeniu nowej rurki OTC.
  4. Napompuj mankiet nowo wprowadzonej rurki tchawiczej, podłączając strzykawkę 20 mL do balonu kontrolnego. Strzykawka dostarcza powietrze pod ciśnieniem, pompując balon kontrolny i mankiet. Po napompowaniu mankietu wyjmij strzykawkę.
  5. Przywiąż nową kaniulę tchawiczą bezpośrednio do tchawicy za pomocą nici poliestrowej 2-0, aby zapobiec przeciekom i przemieszczaniu się podczas umieszczania płuca w pleksiglasowej komorze wentylacyjnej.
  6. Za pomocą skalpela rozpreparuj tkanki, aby usunąć organy kardiopulmonalne z klatki piersiowej.

4. Eutanazja zwierząt

  1. Zwiększyć stężenie izofluranu do 5% i podać 10 mL 19,1% chlorku potasu. Następnie sprawdzić brak oznak życiowych.
    ​UWAGA: Procedura ta została przeprowadzona zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.

5. Ekstrakcja krążeniowo-oddechowa

  1. Po eutanazji przeprowadzić sekcję więzadła oddechowego w celu usunięcia płuc.
  2. Po wycięciu tkanek zakleszczyć rurkę intubacyjną (OTC) odpowiednimi kleszczykami Kelly’ego pod koniec wdechu, aby utrzymać płuca w stanie nadmuchania.
  3. Odłączyć OTC od respiratora mechanicznego, pozostawiając ją zakleszczoną.
  4. Przeciąć tętnicę aortę, umieścić aspirator w jamie klatki piersiowej w celu usunięcia przelanej krwi, utrzymać widoczność jamy podczas kończenia sekcji i uwolnić organy przeznaczone do usunięcia z klatki piersiowej.
    UWAGA: Należy ostrożnie uwolnić dolne więzadło płucne, aby uniknąć przerwania tkanki płucnej.
  5. Usunąć serce i płuca z klatki piersiowej przy zakleszczonej rurce OTC, nie rozdzielając ich, i umieścić na tacy.

6. Przygotowanie krążeniowo-oddechowe

  1. Umieściwszy płuco na tacy, wprowadź kaniulę do tętnicy płucnej za pomocą jednoscieżkowego cewnika o dużym przekroju i podłącz go do zestawu infuzyjnego, aby stale podawać 2 000 mL zimnego 0,9% roztworu soli fizjologicznej (SS) lub do momentu, aż z aorty zacznie wypływać przejrzysty płyn.
    UWAGA: Roztwór SS należy podawać z normalną prędkością; należy unikać ściskania worka do infuzji dożylnej (IV).
  2. Po udrożnieniu przepływu zaszyj tętnicę aorty poliestrem 2-0 i podaj kolejne 100 mL 0,9% SS. Zamknij wylot cewnika jednoscieżkowego, ponieważ płyn pozostanie wewnątrz do końca eksperymentu.
  3. Zdejmij zacisk z OTC; należy zauważyć, że płuca zapadną się i pozostaną zamknięte, gotowe do podłączenia wentylacji mechanicznej (MV) oraz ARM.

7. MV wewnątrz akrylowego pudełka

  1. Po przygotowaniu otwórz akrylową skrzynkę i umieść płuca w niej w pozycji pionowej. Przełóż kaniulę tchawiczą (OTC) przez otwór w pokrywie i podłącz ją do respiratora.
    UWAGA: Upewnij się, że kaniula tchawicza jest stabilnie zamocowana w tchawicy.
  2. Wybierz przycisk Start Ventilation (Rozpocznij wentylację).
    1. Dotknij ekranu respiratora i wybierz wentylację mechaniczną w trybie VCV.
    2. Na ekranie ustawień trybu VCV wybierz przycisk TV i obracaj pokrętłem, aż osiągniesz wartość 6 mL/kg. Postąp analogicznie, aby ustawić PEEP na 5 cm H2O, FiO2 na 21%, RR na 15 oddechów na minutę oraz czas pauzy inspiracyjnej na 10%.

8. ARM

  1. Aby rozpocząć rekrutację, zwiększ PEEP z 5 cm H2O do 6 cm H2O, a następnie zwiększaj go krokami po 2 cm H2O, aż do osiągnięcia 14 cm H2O. PEEP zwiększa się za pomocą przycisku na ekranie, znajdującego się pod wyświetlaną wartością PEEP. Obracaj pokrętłem, aby zwiększyć wartość.
    1. Dla każdego poziomu PEEP zapisz wartości ciśnienia szczytowego, ciśnienia plateau, podatności dynamicznej oraz oporu dróg oddechowych wyświetlane na ekranie respiratora. Zapisz ciśnienie napędowe, które stanowi różnica między wartością ciśnienia plateau a aktualnie ustawioną wartością PEEP.
  2. Po osiągnięciu 14 cm H2O zmniejszaj PEEP krokami po 2 cm H2O, aż do osiągnięcia 6 cm H2O, a następnie zmniejsz go do 5 cm H2O. PEEP zmniejsza się za pomocą przycisku na ekranie, znajdującego się pod wyświetlaną wartością PEEP. Obracaj pokrętłem, aby zmniejszyć wartość.
    1. Dla każdego poziomu PEEP zapisz wartości ciśnienia szczytowego, ciśnienia plateau, podatności dynamicznej oraz oporu dróg oddechowych wyświetlane na ekranie respiratora. Zapisz ciśnienie napędowe, które stanowi różnica między wartością ciśnienia plateau a aktualnie ustawioną wartością PEEP.
      ​UWAGA: Utrzymuj każdą wartość PEEP przez 10 min podczas zwiększania i przez 5 min na każdym etapie podczas zmniejszania.

9. Podtrzymywanie funkcji krążeniowo-oddechowych

  1. Pod koniec etapu rekrutacji delikatnie zacisnąć kaniulę tchawiczą za pomocą zacisku podczas wdechu, utrzymując płuca w stanie nadmuchania. Otworzyć pudełko akrylowe.
  2. Wyjąć płuca z pudełka akrylowego i ostrożnie umieścić je w szklanym pojemniku.
    UWAGA: Należy upewnić się, że kaniula tchawicza jest mocno zabezpieczona w tchawicy.
  3. Wlać 500 mL 0.9% SS.
  4. Przechowywać w lodówce w owiniętym folią plastikową szklanym pojemniku w temperaturze od 2 do 8 °C przez 24 h.
  5. Powtórzyć kroki 7, 8 i 9 przez pięć kolejnych dni.

Schemat procesu bloku sercowo-płucnego przedstawiający kroki, w tym ARM i ocenę mechaniczną.
Rysunek 1: Schemat przebiegu badania. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wykorzystaliśmy pięć samic świń o masie ciała od 23,4 do 26,9 kg, postępując zgodnie z opisanym protokołem ekstrakcji krążeniowo-oddechowej oraz analizy mechaniki płuc. Naszym celem było stworzenie modelu użytecznego do badania mechaniki płuc poprzez analizę ciśnienia szczytowego, ciśnienia plateau, oporu, ciśnienia napędowego oraz zmiennych podatności dynamicznej, pobranych bezpośrednio z ekranu respiratora. Schemat blokowy modelu przedstawiono na Rysunku 1.

Płuc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisany protokół jest przydatny do tworzenia modelu płuc świń ex vivo pod dodatnim ciśnieniem MV. Może być używany do badania i nauczania mechaniki płuc poprzez wizualne sprzężenie zwrotne z płuc podczas rekrutacji i analizy krzywych i wartości wyświetlanych na ekranie urządzenia. Aby osiągnąć ten wynik, potrzebne są badania pilotażowe, aby zrozumieć zachowanie płuc poza klatką piersiową i określić potrzebę adaptacji.

Stwierdziliśmy, że punktem krytycznym było tworzenie się pęcherzykó...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Dziękujemy wszystkim kolegom i profesjonalistom, którzy przyczynili się i wspierali budowę tego protokołu ex vivo modelu płuc świń.

To badanie nie miało żadnych źródeł finansowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% roztwór2500ml
Maszyna do znieczulenia - PrimusDrägerREF 8603800-18Stanowisko anestezjologiczne używane w zabiegu
AspiratorDo aspiracji krwi z klatki piersiowej
Monitor przyłóżkowy - Life ScopeNihon KohdenBSM-7363Monitor wieloparametrowy używany podczas zabiegu
Kleszczyki do tkanek BonneyOdpowiednie są dowolne kleszczyki do tkanek
Jednorazowy skalper, #23Każdy skalper jest odpowiedni
Jednorazowe igły strzykawkowe, 18G x 1 1/2", 23G x 1"BD302814Powszechnie dostępne
Strzykawki jednorazowe, 10mlPowszechnie dostępny
Unit elektrochirurgiczny - SS-501WEMDo cięcia i koagulacji podczas nacięcie klatki piersiowej
Fentanyl10 mcg/kg bolus + 10 mcg/kg/godz.
wlew RetraktorFinochietto Każdy retraktor finochietto jest odpowiedni
Heparyna3ml
infuzyjnyKażdy zestaw infuzyjny jest odpowiedni
Izofluran1,5%
Kleszcze Kelly'ego zakrzywioneOdpowiednie są dowolne kleszcze Kelly'ego
Ketamina5 mg / kg
Mleczanowy roztwór500 ml
Wentylator mechaniczny - Servo IMaquetREF 6449701Wentylator mechaniczny używany w zabiegu
Nożyczki Metzenbaum (proste i zakrzywione)Odpowiednie są dowolne nożyczki Metzenbaum
Midazolam0,25 mg / kg
Kaniula intubacyjna ustno-tchawicza, # 6,5Rusch112282Szeroko dostępna
pleksiPudełko z pleksi wykonane na zamówienie: 30x45x60cm
Szew poliestrowy, 2-0Powszechnie dostępny
choryd10 ml, 19,1% chlorek potasu.
propofol5mg/kg
Trójdrożny kranSzeroko dostępny
Cewnik żylny, G20 x 1 "BD38183314Szeroko dostępny
soli fizjologicznej ciągłyZestaw Ringera potasu

Bibliografia

  1. Roberto, C., Carvalho, R., Toufen Jr, C., Franca, S. A. Mechanical Ventilation: Principles, graphic analysis and ventilation modalities. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 33 (2), 54-55 (2007).
  2. Barbas, C. S. V., et al. Brazilian recommendations for mechanical ventilation 2013. Part I. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 26 (2), 89-121 (2014).
  3. Walter, J. M., Corbridge, T. C., Singer, B. D. Invasive mechanical ventilation. Southern Medical Journal. 111 (12), 746-753 (2018).
  4. Faustino, E. A. Concepts and monitoring of pulmonary mechanics in patients under ventilatory support in the intensive care unit. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 19 (2), 161-169 (2007).
  5. Holanda, M. A., Vasconcelos, R. S., Ferreira, J. C., Pinheiro, B. V. Patient-ventilator asynchrony. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 44 (2), 321-333 (2018).
  6. Rezoagli, E., Laffey, J. G., Bellani, G. Monitoring lung injury severity and ventilation intensity during mechanical ventilation. Seminars in Respiratory and Critical Care Medicine. 43 (3), 346-368 (2022).
  7. Tallo, F. S. Evaluation of self-perception of mechanical ventilation knowledge among Brazilian final-year medical students, residents, and emergency physicians. Clinics. 72 (2), 65-70 (2017).
  8. Schroedl, C. J., et al. Impact of simulation-based mastery learning on resident skill managing mechanical ventilators. American Thoracic Society Scholar. 2 (1), 34-48 (2021).
  9. Wilcox, S. R., et al. Academic emergency medicine physicians' knowledge of mechanical ventilation. The Western Journal of Emergency Medicine. 17 (3), 271-279 (2016).
  10. Cox, C. E., et al. Effectiveness of medical resident education in mechanical ventilation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 167 (1), 32-38 (2003).
  11. Keegan, R., Henderson, T., Brown, G. Use of the virtual ventilator, a screen-based computer simulation, to teach the principles of mechanical ventilation. Journal of Veterinary Medical Education. 36 (4), 436-443 (2009).
  12. Spadaro, S., et al. Simulation training for residents focused on mechanical ventilation: A randomized trial using mannequin-based versus computer-based simulation. Simulation in Healthcare. 12 (6), 349-355 (2017).
  13. Chase, J. G., Yuta, T., Mulligan, K. J., Shaw, G. M., Horn, B. A novel mechanical lung model of pulmonary diseases to assist with teaching and training. BMC Pulmonary Medicine. 6 (21), 1-11 (2006).
  14. Kuebler, W. M., Mertens, M., Pries, A. R. A two-component simulation model to teach respiratory mechanics. Advances in Physiology Education. 31 (2), 218-222 (2007).
  15. Heili-Frades, S., Peces-Barba, G., Rodríguez-Nieto, M. J. Design of a lung simulator for learning lung mechanics in mechanical ventilation. Archivos de Bronconeumología. 43 (12), 674-679 (2007).
  16. Ngo, C., Dahlmanns, S., Vollmer, T., Misgeld, B., Leonhardt, S. An object-oriented computational model to study cardiopulmonary hemodynamic interactions in humans. Computer Methods and Programs in Biomedicine. 159, 167-183 (2018).
  17. Lazzari, C. D., Genuini, I., Pisanelli, D. M., D'Ambrosi, A., Fedele, F. Interactive simulator for e-Learning environments: a teaching software for health care professionals. Biomedical Engineering Online. 13 (172), 1-18 (2014).
  18. Perinel, S., et al. Development of an ex vivo human-porcine respiratory model for preclinical studies. Scientific Reports. 7, 1-6 (2017).
  19. Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex-vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
  20. Sattari, S., et al. Introducing a custom-designed volume-pressure machine for novel measurements of whole lung organ viscoelasticity and direct comparisons between positive- and negative-pressure ventilation. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 1-12 (2020).
  21. Sattari, S., et al. Positive- and negative-pressure ventilation characterized by local and global pulmonary mechanics. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 207 (5), 577-586 (2023).
  22. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo preclinical respiratory model of idiopathic pulmonary fibrosis for aerosol regional studies. Scientific Reports. 9 (1), 17949(2019).
  23. Montigaud, Y., et al. Aerosol delivery during invasive mechanical ventilation: development of a preclinical ex vivo respiratory model for aerosol regional deposition. Scientific Reports. 9 (1), 17930(2019).
  24. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo respiratory pediatric model of bronchopulmonary dysplasia for aerosol deposition studies. Scientific Reports. 9 (1), 5720(2019).
  25. Buchko, M. T., et al. A low-cost perfusate alternative for ex vivo. lung perfusion. transplantation proceedings. 52 (10), 2941-2946 (2020).
  26. Kondo, N. Development of an effective method utilizing fibrin glue to repair pleural defects in an ex-vivo pig model. Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 110(2020).
  27. Gasek, N., et al. Development of alginate and gelatin-based pleural and tracheal sealants. Acta Biomaterialia. 131, 222-235 (2021).
  28. Li, X., et al. Effects of individualized positive end-expiratory pressure combined with recruitment maneuver on intraoperative ventilation during abdominal surgery: a systematic review and network meta-analysis of randomized controlled trials. Journal of Anesthesia. 36 (2), 303-315 (2022).
  29. Hu, M. C., Yang, Y. L., Chen, T. T., Lee, C. I., Tam, K. W. T. Recruitment maneuvers to reduce pulmonary atelectasis after cardiac surgery: A meta-analysis of randomized trials. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 164 (1), 171-181 (2020).
  30. Hu, M. C., et al. Recruitment maneuvers in patients undergoing thoracic surgery: a meta-analysis. General Thoracic and Cardiovascular Surgery. 69 (12), 1553-1559 (2021).
  31. Zeng, C., Lagier, D., Lee, J. W., Melo, M. F. V. Perioperative pulmonary atelectasis: Part I. Biology and mechanisms. Anesthesiology. 136 (1), 181-205 (2022).
  32. Niman, E., et al. Lung recruitment after cardiac arrest during procurement of atelectatic donor lungs is a protective measure in lung transplantation. Journal of Thoracic Disease. 14 (8), 2802-2811 (2022).
  33. Calvo, R. N., et al. Comparison of the efficacy of two alveolar recruitment maneuvers in improving the lung mechanics and the degree of atelectasis in anesthetized healthy sheep. Research in Veterinary Science. 150 (5), 164-169 (2022).
  34. Pensier, J., et al. Effect of lung recruitment maneuver on oxygenation, physiological parameters and mortality in acute respiratory distress syndrome patients: a systematic review and meta-analysis. Intensive Care Medicine. 45 (12), 1691-1702 (2019).
  35. Mariano, C. A., Sattari, S., Quiros, K. A. M., Nelson, T. M., Eskandari, M. Examining lung mechanical strains as influenced by breathing volumes and rates using experimental digital image correlation. Respiratory Research. 23 (1), 92(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model płuca ex vivomodel płuca świńskiegowentylacja mechanicznarekrutacja pęcherzyków płucnychmechanika oddychaniakaniula tchawiczawentylacja sterowana objętościąwentylacja z dodatnim ciśnieniemsprzężenie zwrotne wizualne
Ex vivo Eksperymentalny model świń do badania i nauczania mechaniki płuc
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.