Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mysi model krzemicy utworzony przez wielokrotne wdychanie krystalicznego pyłu krzemionkowego

3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64862

⸱

6 stycznia 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Key Laboratory of Industrial Dust Control and Occupational Health of the Ministry of Education, Anhui University of Science and Technology, 2Key Laboratory of Industrial Dust Deep Reduction and Occupational Health and Safety of Anhui Higher Education Institutes, Anhui University of Science and Technology, 3Anhui Province Engineering Laboratory of Occupational Health and Safety, 4School of Medicine, Department of Medical Frontier Experimental Center, Anhui University of Science and Technology

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje metodę tworzenia mysiego modelu krzemicy poprzez wielokrotne wystawienie na działanie zawiesin krzemionki za pomocą kroplówki z nosa. Model ten może wydajnie, wygodnie i elastycznie naśladować patologiczny proces krzemicy u ludzi z wysoką powtarzalnością i oszczędnością.

Streszczenie

Krzemica może być spowodowana przez narażenie na pył krzemionki krystalicznej (CSD) w środowisku przemysłowym. Patofizjologia, badania przesiewowe i leczenie krzemicy u ludzi były szeroko badane przy użyciu mysiego modelu krzemicy. Poprzez wielokrotne zmuszanie myszy do wdychania CSD do płuc, myszy mogą naśladować kliniczne objawy ludzkiej krzemicy. Metodologia ta jest praktyczna i efektywna pod względem czasu i wydajności oraz nie powoduje mechanicznych urazów górnych dróg oddechowych w wyniku operacji. Co więcej, model ten może z powodzeniem naśladować ostry/przewlekły proces transformacji krzemicy. Główne procedury były następujące. Wysterylizowany proszek CSD o wielkości 1-5 μm został całkowicie zmielony, zawieszony w soli fizjologicznej i zdyspergowany w ultradźwiękowej łaźni wodnej przez 30 minut. Myszy w znieczuleniu indukowanym izofluranem przełączały się z płytkiego, szybkiego oddychania na głębokie, powolne aspiracje na około 2 sekundy. Mysz umieszczono w dłoni, a czubek kciuka delikatnie dotknął krawędzi wargi szczęki myszy, aby wyprostować drogi oddechowe. Po każdym wydechu myszy wdychały zawiesinę krzemionki kropla po kropli przez jedno nozdrze, kończąc proces w ciągu 4-8 sekund. Po ustabilizowaniu się oddechu myszy, ich klatka piersiowa była głaskana i pieszczona, aby zapobiec odkrztuszaniu wdychanego CSD. Myszy zostały następnie zwrócone do klatki. Podsumowując, model ten może określić ilościowo CSD wzdłuż typowego fizjologicznego przejścia drobnych cząstek do płuc, od górnych dróg oddechowych do końcowych oskrzelików i pęcherzyków płucnych. Może również odtworzyć powtarzające się narażenie pracowników w związku z pracą. Model może być wykonany przez jedną osobę i nie wymaga drogiego sprzętu. Wygodnie i skutecznie symuluje cechy chorobowe ludzkiej krzemicy z wysoką powtarzalnością.

Wprowadzenie

Pracownicy są nieuchronnie narażeni na nieregularny pył krzemionki krystalicznej (CSD), który może być wdychany i jest bardziej toksyczny w wielu kontekstach zawodowych, w tym w górnictwie, garncarstwie, szkle, przetwórstwie kwarcu i1,2. Przewlekły stan wdychania pyłu, znany jako krzemica, powoduje postępujące zwłóknienie płuc3. Według danych epidemiologicznych częstość występowania krzemicy spada na całym świecie w ciągu ostatnich kilku dekad, ale w ostatnich latach wzrasta i dotyka młodych ludzi4,5,6. Mechanizm leżący u podstaw krzemicy stanowi poważne wyzwanie dla badań naukowych ze względu na jej podstępny początek i przedłużający się okres inkubacji. Nadal nie wiadomo, jak rozwija się krzemica. Co więcej, żadne obecnie stosowane leki nie są w stanie zatrzymać postępu krzemicy i odwrócić zwłóknienie płuc.

Obecne modele mysie dla krzemicy polegają na spożyciu przez tchawicę mieszanej zawiesiny CSD. Na przykład, podanie CSD do płuc poprzez przyjęcie urazu tchawicy szyjki macicy po znieczuleniu nie jest zgodne z powtarzającym się narażeniem ludzi na pył barwnikowy7. Wpływ narażenia na pył z otoczenia na osoby można badać, wystawiając je na działanie CSD w postaci aerozoli, co dokładniej odzwierciedla stężenia tej substancji toksycznej w środowisku8. Jednak CSD środowiskowe nie może być po prostu wdychane bezpośrednio do płuc ze względu na unikalną strukturę fizjologiczną nosa myszy 9. Co więcej, sprzęt związany z tą technologią jest drogi, co skłoniło badaczy do ponownej oceny modelu krzemicy myszy10. Wdychając zawiesinę CSD przez kroplówkę donosową pięć razy w ciągu 2 tygodni, udało się zbudować dynamiczny model krzemicy. Ten model jest spójny i bezpieczny, a jednocześnie łatwy w użyciu. Ważne jest, aby pamiętać, że badanie to pozwala na wielokrotne wdychanie CSD u myszy. Oczekuje się, że model krzemicy myszy stworzony w wyniku tej procedury będzie bardziej korzystny dla wymagań badawczych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury były zgodne z wytycznymi National Institutes of Health's Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (publikacja NIH nr 8023, poprawiona w 1978 roku) i zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee w Szkole Medycznej Uniwersytetu Nauki i Technologii Anhui.

1. Zarządzanie i karmienie myszy

  1. Przypisz 20 zdrowych samców myszy C57BL/6 do grup eksperymentalnych lub nośników w stosunku 1:1. Zaaklimatyzuj myszy do nowego środowiska przez 1 tydzień.
  2. Zapewnij stały czas świecenia przez 12 godzin dziennie. Użyj przełącznika sterowania czasowego, aby uzyskać precyzyjny czas.

2. Przygotowanie zawieszenia CSD

  1. Co najmniej 1 dzień przed kroplówką z nosa zmielić krzemionkę w moździerzu agatowym przez 0,5 godziny.
  2. Obserwuj rozmiar i kształt cząstek kryształu. Wykonaj reprezentatywne zdjęcia za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM).
    1. Użyj taśmy przewodzącej, aby związać cząstki, aby przygotować próbkę do SEM. Użyj suszarki do włosów, aby delikatnie zdmuchnąć cząsteczki krzemu, które nie są mocno związane.
    2. Opróżnij komorę próbki, włącz wysokie ciśnienie i uchwyć obraz.
      UWAGA: Odległość robocza (WD) między obiektywem a próbką wynosi 5,9 mm, napięcie przyspieszania wynosi 2,0 kV, a powiększenie (Mag) wynosi 100 000x, przy użyciu detektora SignalA. Cząstki są rozproszone z nieregularną krystalizacją, a około 80% ma średnicę 1-5 μm (Rysunek 1A).
  3. Przygotować sterylną zawiesinę CSD o stężeniu 20 mg/ml. Rozcieńczyć CSD za pomocą sterylnej soli fizjologicznej i wymieszać z wytrząsarką ultradźwiękową (40 kHz, 80 W) w temperaturze pokojowej (RT) przez 30 minut.
  4. Zawiesinę CSD dokładnie wymieszać i wymieszać na mieszadle wirowym przez 10 sekund przed podaniem kroplówek do nosa.

3. Podawanie kroplówek z nosa myszom

  1. Szybko znieczulij mysz 2% izofluranem w dawce 3,6 ml/h w maszynie do znieczulania (Rysunek 1B, lewy panel).
    UWAGA: Znieczulenie należy wykonywać w dygestorium, aby uniknąć wdychania środka znieczulającego przez technika. Upewnij się, że odpowiednia głębokość znieczulenia, obserwując zmianę z szybkiego i nieregularnego oddechu na powolny i stabilny stan u myszy.
  2. Wlej 50 μl CSD donosowo w ciągu 4-8 sekund (Rysunek 1B, po prawej).
    1. W przypadku kroplówki do nosa umieść głowę myszy na stawie śródręczno-paliczkowym badacza czubkiem palca wskazującego.
    2. Trzymaj mysz w pozycji leżącej, z czterema palcami lekko zgiętymi, a czubkiem kciuka delikatnie dotykaj dolnej wargi myszy, aby wyprostować drogi oddechowe. Unikaj dotykania gardła, aby wywołać odruch wymiotny.
    3. Odessać 50 μl płynu za pomocą pipety o pojemności 200 μl. Wrzuć płyn do jamy nosowej myszy w trzech do czterech podzielonych dawkach, w zależności od częstości oddechów myszy. Każde wkroplenie powinno składać się z 15 do 20 μl płynu. Kroplówki należy podawać raz na 3 dni, 5 razy w ciągu 12 dni. Potraktuj mysz kontrolną równą ilością soli fizjologicznej.
  3. Delikatnie masuj okolice serca myszy 5x-10x przez 5 s.
    1. Przytrzymaj ciało myszy dłonią, kciukiem i palcem wskazującym uszczypnij skórę z tyłu szyi, a pozostałymi palcami przymocuj tylne kończyny myszy. Następnie delikatnie naciśnij obszar bicia serca myszy palcem wskazującym drugiej ręki 5-10 razy w ciągu 5 sekund.
  4. Gdy oddech myszy się ustabilizuje, umieść ją w klatce regeneracyjnej z poduszką grzewczą i obserwuj, aż dojdzie do siebie po znieczuleniu, a następnie wróć do klatki domowej. Poświęć mysz w 31 dni.

4. Pobieranie tkanek płucnych i przygotowanie przekroju parafinowego

  1. Wstrzyknij dootrzewnowo 0,18 ml 10% hydratu chloralu, upewniając się, że myszy nie reagują na stymulację palców u nóg lub ogona (wykonywaną za pomocą kleszczy zębatych). Następnie przejdź do następnego kroku.
  2. Zamocuj kończyny myszy na piankowej tablicy testowej i spryskaj 75% alkoholem, aby zwilżyć sierść. Usuń większość żeber piersiowych w linii środkowej obojczyka i otwórz klatkę piersiową myszy, aby odsłonić serce i płuca.
  3. Natychmiast rozetnij prawy przedsionek za pomocą okulistycznych nożyczek chirurgicznych i powoli wstrzyknij 20 ml buforu fosforanowego (PBS) z końcówki serca w lewym tętnieniu przedsionka z największą amplitudą, aby umożliwić przepływ pełnej krwi. Następnie należy usunąć dolny płat prawego płuca i przechowywać go w temperaturze -80 °C do analizy western blot.
  4. Kontynuuj perfuzję 10 ml 4% paraformaldehydu (PFA) w tym samym miejscu po wstrzyknięciu PBS. Zebrać pozostałe płuca i zachować próbkę w 30 ml 4% PFA do analizy patologicznej.
  5. Po 72 godzinach utrwalania zanurzyć próbki w parafinie.
    1. Odwodnić tkanki za pomocą stopniowanej serii rozcieńczeń etanolu (EtOH) w wodzie dejonizowanej (60%, 70%, 80%, 90%, 100%) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Usunąć próbkę w dwóch płukaniach ksylenu przez 1 godzinę każde.
    2. Naciekać próbki stopionym woskiem parafinowym, ogrzewając do temperatury 50 °C przez 2 godziny. Powtórzyć ten proces w innym cylindrze. Formy woskowe schłodzić chusteczkami przez 1 godzinę do stwardnienia.
    3. Po stwardnieniu wosku i osadzeniu tkanki należy użyć maszyny do cięcia parafiny, aby przeciąć tkankę na głębokość 5 μm. Dokładne etapy cięcia i montażu prowadnic zostały wcześniej opisane11.
      UWAGA: Wystarczająca perfuzja tkanek jest wskazywana przez pojawienie się drgań mięśni i skręcania ogona w kształt litery "S" lub zgięcie po otrzymaniu 10 ml 4% PFA.

5. Barwienie hematoksyliną i eozyną (HE)

  1. Podgrzewać tkanki zatopione w parafinie na płycie grzejnej (60 °C) przez ponad 4 godziny, aby umożliwić przyleganie do szkiełek i poprawę deparafinacji.
  2. Odwoskować i uwodnić sekcje parafinowe. Namocz szkiełka z próbkami w ksylenie 2x przez 30 minut za każdym razem. Następnie zanurz je w bezwodnym etanolu, a następnie odpowiednio 95%, 85%, 75% alkoholu i wodzie dejonizowanej na 5 minut.
  3. Wykonaj barwienie hematoksyliną i eozyną. Tkanki należy barwić w wiadrze do barwienia hematoksyliną przez 10 minut. Opłucz je delikatnie bieżącą wodą przez 5 min. Następnie zanurz szkiełka w wiadrze do barwienia eozyny na 10 sekund.
  4. Odwodnić próbki w 75%, 85%, 95% i bezwodnym etanolu przez 5 minut każda. Oczyść skrawki tkanki, zanurzając je w ksylenie na 5 minut. Uszczelnij sekcję około 60 μl kropli żywicy obojętnej. Umieść prowadnicę pokrywy na sekcji i ostrożnie ją opuść, aby uniknąć pęcherzyków powietrza.

6. Wykonywanie barwienia Massona

  1. Odwoskować i uwodnić próbki parafiny, jak wspomniano w kroku 5.2. Następnie barwić jądra komórkowe 50% hematoksyliną Weigerta przez 10 minut. Namocz tkankę w kwaśnym roztworze skraplania etanolu przez 10 s i delikatnie spłucz szkiełka tkankowe pod bieżącą wodą, aby uzyskać niebieszczenie jąder.
    UWAGA: Roztwór do barwienia hematoksyny Weigert należy przygotować bezpośrednio przed użyciem.
  2. Próbki należy barwić kroplami czerwonego roztworu barwiącego Lichun (40 μl na każde szkiełko tkankowe) przez 7 minut i przemywać je roztworem roboczym o słabym kwasie (30% kwasu solnego) przez 1 minutę w celu usunięcia niezwiązanego czerwonego barwnika Lichun.
  3. Zanurz je w 95% alkoholu na 20 s i odwadniaj 2x bezwodnym etanolem na 1-3 s każdy. Następnie oczyść tkanki ksylenem i uszczelnij je 60 μl kropli żywicy obojętnej, jak wspomniano w kroku 5.4.

7. Wykonywanie barwienia Syriusza na czerwono

  1. Odwoskować i uwodnić skrawki parafiny, jak wspomniano w kroku 5.2.
  2. Naciekać skrawki przez 1 godzinę roztworem do barwienia na czerwono Sirius.
  3. Jądra komórkowe próbek należy barwić przez 8-10 minut roztworem do barwienia hematoksyliną Mayera. Płucz je delikatnie pod bieżącą wodą przez 10 min. Następnie odwodnić i usunąć szkiełka tkankowe. Zapieczętuj je, jak wspomniano w kroku 5.4.

8. Wykonywanie immunohistochemii

  1. Odparafinować i uwodnić próbki parafiny zgodnie z opisem w kroku 5.2.
  2. Naciekać próbki roztworem do pobierania antygenu EDTA o stężeniu 30 mg/ml o objętości około 30 ml. Gotować przez 20-30 min. Umyj tkanki wodą dejonizowaną, a następnie inkubuj je w roztworze buforowanym fosforanem zawierającym 0,5% Tween-20 (PBST) przez 5 minut.
  3. Moczyć próbki przez 15 minut w 0,3% roztworze nadtlenku wodoru w celu dezaktywacji endogennej peroksydazy w próbkach. Umyj je 3x PBST przez 5 minut za każdym razem.
    UWAGA: 0,3% roztwór nadtlenku wodoru musi być świeży w środowisku odpornym na światło.
  4. Przepuszczać membranę próbek przez 15 minut 0,3% roztworem Triton-100. Następnie blokować 30-40 μl 5% albuminy surowicy bydlęcej (BSA) przez 1 godzinę.
  5. Usuń roztwór blokujący. Dodać rozcieńczone przeciwciała pierwszorzędowe NF-κB (rozcieńczenie 1:200) i CD68 (rozcieńczenie 1:1000) i inkubować próbki przez noc w temperaturze 2-8 °C w mokrym pudełku z szkiełkiem mikroskopowym IHC, aby zapobiec parowaniu i światłu.
  6. Następnego dnia przenieś je do RT na 1 godzinę. Następnie myj je PBST 3x przez 5 min każdy.
  7. Próbki inkubować przez 1 godzinę w króliczych przeciwciałach drugorzędowych znakowanych peroksydazą chrzanową przeciwko myszowi chrzanowi (stosunek rozcieńczenia 1:500) w temperaturze pokojowej i przemywać je PBST 3x przez 5 minut każda.
    UWAGA: Zarówno przeciwciała pierwszorzędowe, jak i drugorzędowe rozcieńczono 5% BSA.
  8. Próbki inkubować z substratem 3,3'-diaminobenzydyny (DAB) odpowiadającym przeciwciału znakowanemu enzymem przez 5-20 minut. Zatrzymać reakcję wodą dejonizowaną, gdy zostanie osiągnięta optymalna intensywność barwienia.
    UWAGA: Roztwór DAB należy przygotować na świeżo i chronić przed światłem. Reakcję rozwoju koloru należy obserwować w czasie rzeczywistym pod mikroskopem, aby określić, kiedy należy zaprzestać barwienia. Próbki dodatnie wykazują intensywne barwienie, podczas gdy próbki ujemne nie rozwijają koloru.
  9. Przeciwbarwić próbki przez 30 s hematoksyliną Weigerta. Następnie płucz chusteczki pod bieżącą wodą przez 1 min. Następnie odwodnić, oczyścić i uszczelnić szkiełka tkankowe, jak wspomniano w kroku 5.4.

9. Przeprowadzanie analizy western blot

  1. Lizuj tkanki płucne w celu ekstrakcji białek. Dodać 200 μl roztworu roboczego RIPA do 20 mg tkanki płucnej.
  2. Homogenizować tkankę na lodzie przez 5 minut za pomocą ręcznego młynka elektrycznego i inkubować przez 1 godzinę na lodzie, delikatnie wstrząsając. Następnie odwirować homogenat w temperaturze 4 °C przez 15 minut przy 14 800 x g.
  3. Zebrać supernatant i określić stężenie białka za pomocą zestawu do oznaczania białek BCA. Przygotować roztwór do przechowywania białka z RIPA o stężeniu 6 μg/μl białka. Dodać 20 μl 5x buforu ładującego do 80 μl lizatu białkowego. Zakłócić drugorzędową strukturę białka poprzez ogrzewanie probówek mikrowirówek zawierających białko w metalowej kąpieli (100 °C) przez 20 minut.
  4. Po schłodzeniu podamy 100 μl roztworu do przechowywania białka do każdej probówki i przechowujemy próbki w lodówce o temperaturze -80 °C. Rozcieńczyć stężenie białka do 2–3 μg/μl za pomocą 1x buforu ładującego przed elektroforezą.
    UWAGA: Proces ekstrakcji białek powinien być przeprowadzany na lodzie. Do roztworu roboczego RIPA dodać 1 μl 100 mM fluorku fenylometylosulfonylu (PMSF) do 99 μl RIPA w celu zahamowania degradacji fosforylowanych białek. Przygotować 1x bufor ładujący, rozcieńczając 5x bufor ładujący RIPA w stosunku 1:4.
  5. Dodać 20 μg próbek do każdej studzienki i uruchomić żel. W przypadku 5% skoncentrowanych żeli należy użyć 80 V przez 20 minut, aby białka zostały poddane elektroforezie z tego samego punktu początkowego. W przypadku 10% izolowanych żeli należy pracować pod napięciem 100 V przez 1 godzinę, aby umożliwić jak największe rozdzielenie białek o różnej masie cząsteczkowej.
  6. Wstępnie aktywuj membranę PVDF metanolem przez 20 s. Przenieś białka do membrany PVDF metodą mokrego transferu prądem 400 mA przez 1-2 godziny
    UWAGA: Upewnij się, że zbiornik do elektroforezy i zbiornik do elektrotransferu są ustawione poziomo. Schłodzić cały zbiornik lodem, ponieważ proces przenoszenia membrany generuje dużo ciepła.
  7. Płukać membranę roztworem TBST przez 5 minut za każdym razem, 5x. Następnie blokuj 5% BSA lub 5% odtłuszczonym mlekiem przez 1 godzinę. Rozcieńczyć pierwszorzędowe przeciwciała NF-κB (1:1,000) i β-aktynę (1:1,000) 5% BSA. Zanurzyć paski w roztworze przeciwciała i delikatnie wstrząsnąć paskami przez noc w temperaturze 2-8 °C.
  8. Umyj paski za pomocą PBST. Następnie rozcieńczyć kozie przeciwciało drugorzędowe przeciwko królikowi sprzężone z peroksydazą chrzanową (HRP) (1:10 000) i inkubować je w rozcieńczonym przeciwciałie drugorzędowym przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej z delikatnym wstrząsaniem.
  9. Przygotuj wywoływacz do wzmocnionej chemiluminescencji (ECL), upuść go na pasek i inkubuj przez 3 minuty.
  10. Wystaw pasek na działanie termowizora żelowego przez 20 sekund. Zmierz wartość szarości paska, aby ocenić poziom białka za pomocą oprogramowania systemowego. Stosuj β-aktynę jako kontrolę wewnętrzną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Potencjalną patogenezę krzemicy u myszy zbadano przy użyciu proponowanej metody. Stwierdzono, że masa ciała myszy w grupie badawczej znacznie spadła w stosunku do grupy kontrolnej i że masa ciała powoli powracała do normy po zaprzestaniu ekspozycji. Dzięki zastosowaniu zoptymalizowanej dawki w tym eksperymencie nie odnotowano śmiertelności wśród myszy poddanych działaniu krzemionki. Schemat techniczny powtarzającego się podawania kropel do nosa w celu wywołania CSD przedstawiono na (Rysunek 1

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Mysie modele krzemicy mają kluczowe znaczenie dla badania patogenezy i leczenia krzemicy. Protokół ten opisuje metodę przygotowania modelu krzemicy u myszy poprzez wielokrotną ekspozycję przez nos. Metoda ta pozwala na badanie patologicznych cech krzemicy wywołanej różnymi czasami ekspozycji. Myszy znieczulono pod respiratorem, a ich częstość oddechów monitorowano. Początkowa krótka, szybka częstość oddechów stopniowo zwalniała i pogłębiała się z czasem. Znieczulenie spowodowało rozluźnienie mięśni myszy, co doprowadziło...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez University Synergy Innovation Program of Anhui Province (GXXT-2021-077) oraz Anhui University of Science and Technology Graduate Innovation Fund (2021CX2120).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Probówka 0,5 mlBiosharpBS-05-M
10% neutralny formalina utrwalaczNanchang Yulu Experimental Equipment Co.Ameryka
Północna Adobe IllustratorAdobe NA
Alkoholowy środek dezynfekującyXintai Kanyuan Produkty do dezynfekcji Co.NA
CD68Abcamab125212
Roztwór do odzyskiwania antygenu cytrynianowegobiosharp life scienceBL619A
DABNJJCBioW026-1-1
DimetylobenzenTechnologia chemiczna Azji Zachodniej (Shandong) CoNA
Ulepszony zestaw do oznaczania białek BCABeyotime BiotechnologyP0009
Hematoksylina i eozyna (H& E)Beyotime BiotechnologyC0105S
Substrat HRPMillipore CorporationP90720
Affinipure Coligürgen Affinipure Anti-Rabbit IgG (H + L)ProteintechSa00001-2
Kwas lodowyAzja Zachodnia Technologia chemiczna (Shandong) CoNA
ImageJNIHNA
IsofluraneRWD Life ScienceR510-22
Zestaw bejc Trichrome MassonaSolarbioG1340
MetanolMacklinNA
MikrorurkiMiliporeAXYMCT150CS
NF-κ B p65Technologia sygnalizacji komórkowej8242S
Oscylacyjna termostatyczna wanna metalowaAbsonNA
Maszyna do zatapiania parafinyPrecyzja (Changzhou) Sprzęt medyczny Co.PBM-A
Krajalnica do parafinyJinhua Kratai Instruments Co.NA
(PBS) BiosharpBL601A
Sól fizjologiczna Pierwszy Szpital Ludowy w mieście HuainanPipety Eppendorf
NA
PMSFBeyotime BiotechnologicalST505
Mikroskop światła spolaryzowanegoOlympusBX51
Waga precyzyjnaAcculabALC-110.4
Prism7.0GraphPad Wersja 7.0
Membrany PVDFMillipore3010040001
RIPABeyotime BiotechnologyP0013B
RODI IOT inteligentny wielofunkcyjny system oczyszczania wodyRSJRODI-220BN
Scilogex SK-D1807-E Wytrząsarka 3DScilogexNA
SDS-PAGE zestaw do przygotowania żeluBeyotime BiotechnologiaP0012A Dwutlenek krzemu
Sigma#BCBV6865
Syriusz czerwone barwienieNanjing SenBeiJia Biological Technology Co., Ltd.
Maszyna do znieczulania małych zwierzątAnhui Yaokun Biotech Co., Ltd.ZL-04A Uniwersalne końcówki
do pipet (0,1– 10 &mikro; L)KIRGENKG1011
(100– 1000 &mikro; L)KIRGENKG1313
(1– 200 i mikro; L)KIRGENKG1212
Vortex  mikser VWRNA
ZEISS GeminiSEM 500Zeiss NiemcySEM 500
β-aktynaBiossbs-0061R
Zestaw chromogeniczny Bufor fosforanowy Bufor do lizy 181012 Uniwersalne końcówki do pipet Uniwersalne końcówki do pipet

Bibliografia

  1. Olsson, A., Kromhout, H. Occupational cancer burden: the contribution of exposure to process-generated substances at the workplace. Molecular Oncology. 15 (3), 753-763 (2021).
  2. The Lancet Respiratory. The world is failing on silicosis. The Lancet. Respiratory Medicine. 7 (4), 283(2019).
  3. Weissman, D. N. Progressive massive fibrosis: An overview of the recent literature. Pharmacology & Therapeutics. 240, 108232(2022).
  4. Lancet, C. C., Yu, I. T., Chen, W. Silicosis. Lancet. 379 (9830), 2008-2018 (2012).
  5. Mazurek, J. M., Wood, J., Blackley, D. J., Weissman, D. N. Coal workers' pneumoconiosis-attributable years of potential life lost to life expectancy and potential life lost before age 65 years - United States, 1999-2016. MMWR. Morbidity and Mortality Weekly Report. 67 (30), 819-824 (2018).
  6. Voelker, R. Black Lung resurgence raises new challenges for coal country physicians. JAMA. 321 (1), 17-19 (2019).
  7. Nakashima, K., et al. Regulatory role of heme oxygenase-1 in silica-induced lung injury. Respiratory Research. 19 (1), 144(2018).
  8. Li, Y., et al. Minute cellular nodules as early lesions in rats with silica exposure via inhalation. Veterinary Sciences. 9 (6), 251(2022).
  9. Salehi, F., et al. Immunological responses in C3H/HeJ mice following nose-only inhalation exposure to different sizes of beryllium metal particles. Journal of Applied Toxicology. 29 (1), 61-68 (2009).
  10. Yang, T., et al. Emodin suppresses silica-induced lung fibrosis by promoting Sirt1 signaling via direct contact. Molecular Medicine Reports. 14 (5), 4643-4649 (2016).
  11. Cornell, W. C., et al. Paraffin embedding and thin sectioning of microbial colony biofilms for microscopic analysis. Journal of Visualized Experiments. (133), e57196(2018).
  12. Li, B., et al. A suitable silicosis mouse model was constructed by repeated inhalation of silica dust via nose. Toxicology Letters. 353, 1-12 (2021).
  13. Mu, M., et al. Coal dust exposure triggers heterogeneity of transcriptional profiles in mouse pneumoconiosis and Vitamin D remedies. Particle and Fibre Toxicology. 19 (1), 7(2022).
  14. Kato, K., et al. Muc1 deficiency exacerbates pulmonary fibrosis in a mouse model of silicosis. Biochemical and Biophysical Research Communications. 493 (3), 1230-1235 (2017).
  15. Liu, F., et al. CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T cells depletion may attenuate the development of silica-induced lung fibrosis in mice. PLoS One. 5 (11), 15404(2010).
  16. Mansouri, N., et al. Mesenchymal stromal cell exosomes prevent and revert experimental pulmonary fibrosis through modulation of monocyte phenotypes. JCI Insight. 4 (21), 128060(2019).
  17. Ohtsuka, Y., Wang, X. T., Saito, J., Ishida, T., Munakata, M. Genetic linkage analysis of pulmonary fibrotic response to silica in mice. The European Respiratory Journal. 28 (5), 1013-1019 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Włóknienie płucpodaż kropelkowa do jam nosowychhistologia płucbarwienie Massonabarwienie immunohistochemiczneWestern blotaktywacja makrofagów
Mysi model krzemicy utworzony przez wielokrotne wdychanie krystalicznego pyłu krzemionkowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.