Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Oczyszczanie kompleksu I-Light Harvesting Complex I z tkanek roślinnych

1.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65037

⸱

3 lutego 2023

 , 
1School of Molecular Sciences, Arizona State University, 2Biodesign Center for Applied Structural Discovery, Arizona State University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje izolację Fotosystemu I (PSI) - Kompleksu Zbierania Światła I (LHCI) z tkanek roślinnych. PSI wraz z PSII jest odpowiedzialny za konwersję światła na energię chemiczną w tlenowych fotoautotrofach i ma wydajność kwantową ~1, co czyni go celem do badania transferu energii napędzanego światłem.

Streszczenie

Ta metoda jest używana do izolowania Fotosystemu I (PSI) wraz z Kompleksem Zbierania Światła I (LHCI), jego natywną anteną, od roślin. PSI-LHCI to duży błonowy kompleks białkowy koordynujący setki czynników zbierających światło i transportujących elektrony i jest najbardziej wydajnym systemem zbierania światła występującym w przyrodzie. Fotony pochłonięte przez cztery białka anteny LHCA, które tworzą LHCI, są przenoszone poprzez oddziaływanie ekscytoniczne do centrum reakcji rdzenia PSI i są wykorzystywane do ułatwienia separacji ładunków napędzanych światłem przez błonę tylakoidów, zapewniając moc redukcyjną i energię do wiązania węgla w organizmach fotoautotroficznych. Wysoka wydajność kwantowa PSI sprawia, że kompleks ten jest doskonałym modelem do badania transferu energii sterowanego światłem. W tym protokole tkanka roślinna jest mechanicznie homogenizowana, a chloroplasty są oddzielane od masowych resztek komórkowych przez filtrację i odwirowanie. Wyizolowane chloroplasty są następnie poddawane lizie osmotycznej, a błony tylakoidów są odzyskiwane przez wirowanie i rozpuszczane przy użyciu detergentu n-dodecyl-beta-maltozydu. Rozpuszczony materiał jest ładowany do kolumny wymiany anionów w celu zebrania większości kompleksów zawierających chlorofil. Większe kompleksy są wytrącane z roztworu, ponownie zawieszane w małej objętości i ładowane na gradientach sacharozy w celu oddzielenia głównych kompleksów zawierających chlorofil. Otrzymane frakcje gradientu sacharozy scharakteryzowano w celu zidentyfikowania pasma zainteresowania zawierającego PSI-LHCI. Protokół ten jest bardzo podobny do protokołu stosowanego w krystalizacji roślin PSI-LHCI, z pewnymi uproszczeniami i opiera się na metodach opracowanych przez lata w laboratorium Nathana Nelsona.

Wprowadzenie

Fotosynteza oksygeniczna jest jedną z najważniejszych reakcji chemicznych na naszej planecie. Przekształcanie energii świetlnej w energię chemiczną zachodzi w centrach reakcji dwóch fotosystemów: fotosystemu I (PSI) i fotosystemu II (PSII)1 (Rycina 1A). PSI to duży, wysoce konserwatywny, wielopodjednostkowy kompleks pigmentowo-białkowy, który ewoluował ponad 3,5 miliarda lat temu2,3. Kompleks ten, zawierający około 100 cząsteczek chlorofilu i około 20 karotenoidów, ułatwia transport elektronów przez błonę tylakoidów z plastocyjaniny do ferredoksyny, która pełni rolę terminalnego akceptora elektronów w łańcuchu transportu elektronów fotosyntetycznych1,4,5(Rycina 1B, C). U roślin ta napędzana światłem separacja ładunków jest wynikiem przekazania energii świetlnej zarówno z pigmentów antenowych rdzenia PSI, jak i z peryferyjnych pigmentów antenowych kompleksu zbierającego światło I (LHCI) do centrum reakcji PSI (Rycina 1D). LHCI to swoisty dla PSI kompleks antenowy w błonie tylakoidów, składający się z czterech wiążących chlorofil a/b białek antenowych LHCA6,7.

Schemat fotosyntezy, łańcuch transportu elektronów, fotosystemy, synteza ATP, struktury białek.
Rysunek 1: Fotosyntetyczny łańcuch transportu elektronów oraz ogólna struktura kompleksu PSI-LHCI. (A) Fotosyntetyczny łańcuch transportu elektronów składa się z czterech głównych kompleksów fotosyntetycznych związanych z błoną oraz trzech rozpuszczalnych przenośników elektronów. Przepływ elektronów (czerwone strzałki) przez łańcuch transportowy oraz pompowanie protonów (czarne strzałki) do lumenu służą do wytwarzania siły redukcyjnej (NADPH) i produkcji ATP na potrzeby asymilacji węgla37,38,39,40. Utworzone za pomocą Biorender.com. (B) Struktura roślinnego PSI-LHCI widziana od strony lumenu. PsaA i PsaB to największe podjednostki PSI, które tworzą rdzeń kompleksu. LHCI to kompleks antenowy zbierający światło związany z PSI, składający się z czterech anten, LHCA1-4. (C) Kompleks PSI-LHCI koordynuje ponad 150 ligandów. Przedstawiono tutaj chlorofile (zielone), karotenoidy (różowe), chinony (fioletowe), lipidy (pomarańczowe) oraz klastry FeS centrum reakcji (żółto-pomarańczowe). (D) Centrum reakcji PSI jest podzielone na dwie gałęzie (A i B), zaczynając od P700, specjalnej pary chlorofili centrum reakcji, przechodząc przez dwa chlorofile akcesoryjne (A-1A/B), a następnie przez kolejną parę chlorofili (A0A/B). Za tymi chlorofilami w każdej gałęzi następuje fylochinon (A1A/B lub QA/B w niektórych publikacjach), zanim połączą się one w klastrze żelazowo-siarkowym Fx, a następnie w dwóch kolejnych klastrach, FA i FB, koordynowanych przez podjednostkę PsaC. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Pierwsza izolacja PSI z roślin w 1966 roku rzuciła światło na różnice w zawartości pigmentów zbierających światło między PSI a PSII, wykazując, że PSI jest silnie wzbogacone w β-karoten w porównaniu z PSII oraz że cytochromy f i b6 (część kompleksów cytochromu b6f) nie są ściśle związane z PSI, lecz luźno powiązane w obrębie błony tylakoidów8. Dziewięć lat później, poprzez częściową denaturację izolowanego PSI za pomocą traktowania SDS, wykazano, że dysocjacja małych podjednostek PSI hamuje fotoredukcję NADP+ przez PSI, podczas gdy sygnał P700 i większość chlorofili pozostały w obrębie pozostałej cząsteczki PSI o dużej masie cząsteczkowej, co wskazało na konieczność obecności niektórych małych podjednostek PSI dla pełnej funkcji biologicznej oraz określiło lokalizację centrum reakcji PSI9. Badania nad powiązaniem rdzenia PSI z LHCI zostały po raz pierwszy opublikowane na początku lat 80., kiedy zaobserwowano izolacje różnych gatunków PSI o różnych rozmiarach, zawierających odmienne stosunki chlorofilu A do P700, co sugerowało powiązanie PSI z obwodowym systemem antenowym zawierającym chlorofil10,11,12,13. Jednak dopiero w 2003 roku opublikowano pierwszą strukturę krystaliczną roślinnego PSI14. Struktura krystaliczna roślinnego PSI-LHCI podkreśliła niezwykłą konserwację między rdzeniem PSI roślin a cyjanobakterii i dostarczyła pierwszego obrazu rozmieszczenia chlorofili w obrębie rdzenia PSI roślin oraz anteny LHCI, co pogłębiło zrozumienie ścieżek transferu energii w obrębie kompleksu PSI-LHCI roślin14. W ciągu ostatniej dekady wyznaczono więcej struktur roślinnego PSI-LHCI, dodając szczegóły na poziomie atomowym do strukturalnego opisu superkompleksu15,16,17,18,19.

PSI nie tylko posiada wydajność kwantową bliską jedności, ale charakteryzuje się również najbardziej ujemnym potencjałem redukcyjnym występującym w naturze20,21. Pełne zrozumienie PSI-LHCI i jego właściwości jest niezbędne dla pojęcia mechanizmów napędzanego światłem transferu energii oraz zastosowania bioinspirowanych rozwiązań w przyszłych technologiach pozyskiwania światła. Aby pogłębić wiedzę na temat tego, w jaki sposób PSI-LHCI i jego liczne podjednostki mogą osiągać tak wydajną konwersję energii, kompleksy izolowane do badań muszą pozostać aktywne i nienaruszone. Niniejszy protokół umożliwia łagodne oczyszczanie kompleksu w tym aktywnym stanie22,23.

W niniejszej metodzie tkanki roślinne są rozbijane mechanicznie, a chloroplasty zawierające łańcuch transportu elektronów fotosyntezy są izolowane poprzez wirowanie. Membrany tylakoidów są oddzielane po hipotonicznej lizie chloroplastów, a następnie solubilizowane przy użyciu detergentu n-dodecyl-beta-maltosyd (β-DDM). Solubilizowane kompleksy błonowe zawierające chlorofil są rozdzielane za pomocą chromatografii wymiany anionowej, a następnie kompleks PSI-LHCI jest dodatkowo oczyszczany poprzez wirowanie w gradiencie sacharozy. Po usunięciu z gradientu oraz charakterystyce za pomocą spektroskopii i elektroforezy w żelu poliakrylamidowym z dodecylosiarczanem sodu (SDS-PAGE), kompleks może zostać przygotowany do dalszych eksperymentów. Procedura ta jest stosowana do oczyszczania kompleksu PSI-LHCI z roślin bez użycia znaczników powinowactwa. Po wprowadzeniu niewielkich modyfikacji może zostać ona dostosowana do preparowania kompleksu z innych organizmów, stabilizacji alternatywnych kompleksów PSI lub innych kompleksów łańcucha transportu elektronów fotosyntezy. Podobne protokoły zostały wykorzystane do otrzymania kompleksu PSI nadającego się do wysokorozdzielczej analizy strukturalnej23,24,25,26,27,28,29,30.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie błon tylakoidowych z liści szpinaku

  1. W tym preparacie pracuj na lodzie i unikaj ekspozycji na światło, jeśli to możliwe. Środowisko o słabym oświetleniu jest wystarczające, jeśli utrzymywane są wysokie stężenia chlorofilu i dba się o to, aby próbki były w jak największym stopniu pokryte. Wszystkie etapy wirowania należy wykonać w temperaturze 4 °C, chyba że określono inaczej.
  2. Usuń łodygi z liści szpinaku (500 g) za pomocą nożyczek, delikatnie wciśnij liście do blendera i całkowicie przykryj lodowatą sacharozą, trycyną, buforem NaCl (STN) (tabela 1). Homogenizować tkankę roślinną w buforze STN przez 10 s dwa razy (łącznie 20 s), pozostawiając 10 s między impulsami, aby zapobiec przegrzaniu, korzystając z ustawienia impulsu.
    UWAGA: Typowy stosunek bufora do liści to 1 l buforu STN na 500 g liści szpinaku.
  3. Przefiltruj resztki komórek przez osiem warstw gazy, zabezpieczając warstwy gazy na dużej, schłodzonej zlewce lub innym pojemniku i przelewając zmiksowaną mieszaninę przez szmatkę. Użyj szklanego pręta lub łyżki, aby wymieszać resztki komórek w filtrze, aby umożliwić przepływ lizatu.
  4. Chloroplasty osadzać z lizatu komórkowego przez odwirowanie przy 1000 x g przez 9 minut. Zawiesić chloroplasty w 1 l buforu hipotonicznego (Tabela 1). Aby ponownie zawiesić chloroplasty, użyj pipety lub zawirowuj osad chloroplastowy w buforze i przenieś do młynka do tkanek lub podobnego homogenizatora o odpowiednim rozmiarze.
    UWAGA: Wystawienie na działanie roztworu hipotonicznego i ponowne zawieszenie w młynku do tkanek powoduje lizę chloroplastów.
  5. Wirować przez 2 minuty przy 500 x g w celu usunięcia skrobi (zebranej w postaci białego granulatu). Delikatnie zawiesić ponownie każdy zielony materiał, który uległ osadzeniu, z powrotem do supernatantu za pomocą pipety lub małego pędzelka, unikając w miarę możliwości ponownego zawieszenia skrobi. Odwirować roztwór o stężeniu 12 000 x g przez 10 minut, aby osadzać błony tylakoidów.
  6. Zawiesić granulowane membrany w minimalnych ilościach buforu do sporządzania zawiesiny o wysokiej zawartości soli (tabela 1), tylko w ilości wystarczającej do ponownego zawieszenia membran, za pomocą pipety lub małego pędzla i homogenizować przy użyciu homogenizatora, jak w kroku 1.4. Wirować przy 8000 x g przez 10 min.
  7. Zawiesić jak poprzednio w minimalnych ilościach buforu STN2 (Tabela 1), tylko w ilości wystarczającej do ponownego zawieszenia membran i zmierzenia zawartości chlorofilu za pomocą spektrofotometru UV-Vis. Oznaczyć stężenie chlorofilu, rozcieńczając próbkę 1/1000 w 80% roztworze acetonu i stosując metodę Porra et al.31.
  8. Dostosuj do pożądanego stężenia chlorofilu, zwykle 3 mg / ml, dodając równomiernie bufor STN2 i podwielokrotność do dwóch lub trzech probówek wirówkowych. Oczekiwany plon z 500 g liści wynosi około 200 mg chlorofilu, ale spodziewane są różnice w zależności od stanu materiału wyjściowego. Zamrażać w temperaturze -80 °C, aż będzie gotowy do rozdaniania w membranie. Membrany zamrożone na tym etapie są stabilne przez co najmniej 6 miesięcy.

2. Solubilizacja membrany

  1. Rozpuszczaj błony tylakoidowe za pomocą β-DDM. Dodaj wystarczającą ilość detergentu z 10% bulionu β-DDM, aby uzyskać stosunek β-DDM do chlorofilu 6:1. Inkubować na lodzie przez 30 minut. Delikatnie mieszaj co 5-10 minut, powoli obracając probówkę kilka razy.
  2. Wirować przy 120 000 x g przez 30 minut za pomocą ultrawirówki w celu usunięcia nierozpuszczalnego materiału. Wyrzucić osad i zachować supernatant do kolejnych etapów.

3. Elucja za pomocą kolumny dietyloaminoetylowej (DEAE)

  1. Przygotować kolumnę wymieniacza anionowego, używając 1,5 ml objętości złoża na 1 mg całkowitego chlorofilu w rozpuszczonej próbce. Przygotować kolumnę i uruchomić w temperaturze 4 °C. Wlać żywicę do kolumny przymocowanej do stojaka pierścieniowego. Pozwól żywicy osiąść, dodając wodę lub bufor o niskiej zawartości soli w kolumnie, aby zapobiec wyschnięciu kolumny. Upewnij się, że kolumna jest wolna od pęcherzyków, a górna część jest płaska i równa.
  2. Przemyć kolumnę za pomocą dwóch objętości kolumny (CV) buforu o niskiej zawartości soli w kolumnie (tabela 1) i załadować supernatant z kroku 2.2 na kolumnę. Pozwól, aby supernatant całkowicie wpadł do kolumny, zanim przejdziesz dalej.
  3. Przemyć kolumnę w jednym CV buforu o niskiej zawartości soli.
  4. Eluować przy użyciu liniowego gradientu NaCl z kolumny o niskiej i wysokiej zawartości soli (5-250 mM NaCl; Tabela 1) wykonane w całkowitej objętości sześciu CV (tj. jeśli objętość łoża kolumny wynosi 30 ml, należy użyć 90 ml buforu o niskiej zawartości soli i 90 ml buforu o wysokiej zawartości soli).
    1. Napełnij dwie zlewki o niskiej i wysokiej soli. Wlewając bufor o niskiej zawartości soli do kolumny, utwórz mostek solny między o wysokiej i niskiej zawartości soli, używając rurki wypełnionej wodą, aby stopniowo je mieszać. Użyj mieszadła, aby upewnić się, że bufor o wysokiej zawartości soli przemieszczający się do buforu o niskiej zawartości soli jest mieszany, zanim zostanie wkroplony do kolumny. Gwarantuje to, że gradient NaCl jest liniowy. Zacznij zbierać ułamki.
  5. Zbierz 4 ml frakcji (dla typowego eksperymentu zaczynającego się od około 35 mg chlorofilu) i połącz ciemnozielone frakcje eluujące wokół ostatniej jednej trzeciej gradientu (Rysunek 2A).

4. Wytrącanie glikolu polietylenowego (PEG)

  1. Do połączonych frakcji chlorofilu powoli dodawaj PEG6000 do końcowego stężenia 8%. Stężenie PEG może się nieznacznie różnić; jeśli opady nie są widoczne po osiągnięciu 8%, zwiększaj stężenie PEG w krokach co 2%, aż pojawią się opady (roztwór stanie się mętny).
  2. Wirować przy 3,214 x g przez 5 minut. Całkowicie odrzucić supernatant; całkowite usunięcie wszystkich pozostałości PEG jest niezbędne do osiągnięcia dobrej rozpuszczalności w następnym etapie. Zawiesić zielony osad w 2-5 ml buforu do ponownego zawieszenia po kolumnie (Tabela 1).
  3. W celu sprawdzenia, czy tylakoidy zostały całkowicie opłukane z PEG, należy odwirować małą porcję ponownie zawieszonego materiału w wirówce stołowej o temperaturze 18,407 x g w temperaturze 4 °C przez 5 minut, aby upewnić się, że materiał jest rozpuszczalny. Na tym etapie dopuszczalny jest mały zielony osad, ale większość, jeśli nie całość, chlorofilu powinna pozostać w roztworze. Zachowaj frakcję rozpuszczalną.

5. Przygotowanie gradientów sacharozy

  1. Przygotować 10%-30% nieciągłe gradienty sacharozy w pięciu warstwach (warstwy 10%, 15%, 20%, 25% i 30%) z buforem gradientu sacharozy (Tabela 1). Zbierz gradienty sacharozy, ostrożnie układając warstwy sacharozy w probówce wirówki poliallomerowej, zaczynając od warstwy 30%, a kończąc na warstwie 10%. Dostosuj objętość każdej warstwy tak, aby w górnej części probówki było wystarczająco dużo miejsca, aby załadować żądaną objętość próbki.
  2. Załadować próbki z materiału rozpuszczalnego z kroku 4.2 do gradientów sacharozy. Załaduj wystarczającą ilość próbki, aby była równa 170 μg chlorofilu do jednej probówki i 420 μg chlorofilu do drugiej, aby uzyskać gradienty o różnych stężeniach w celu oceny jednorodności każdego pasma (Rysunek 3A).
    UWAGA: Ilość dodanej próbki jest dowolna, ale zwykle odpowiedni jest zakres około 150 do 500 μg chlorofilu.
  3. Odwirować gradienty przy 100 000 x g przez 16 godzin, aby oddzielić różne kompleksy w próbce.

6. Usuwanie frakcji sacharozy i wytrącanie PEG

  1. Po odwirowaniu usuń gradienty z wirnika i zrób zdjęcia probówek za pomocą aparatu cyfrowego lub telefonu komórkowego. Odizoluj frakcje, przekłuwając rurki na dole igłą, a następnie powoli spuszczając zawartość. Zbierz różne frakcje zawierające chlorofil w probówkach wirówkowych.
    UWAGA: W razie potrzeby próbki można podzielić na porcje i zamrozić w celu późniejszej analizy.
  2. W przypadku niektórych zastosowań pożądane jest usunięcie sacharozy. Aby usunąć sacharozę, należy użyć drugiego etapu wytrącania PEG (lub filtracji żelowej). Dostosuj stężenie NaCl we frakcji PSI-LHCI do 120 mM i dodaj PEG6000 do końcowego stężenia 10%.
  3. Odwirować próbkę w wirówce stołowej przy 18,407 x g w temperaturze 4 °C przez 5 minut. Zawiesić zielone osady w 30 mM Tricine-NaOH pH 8,0, 50 mM NaCl i 0,05% β-DDM.
  4. Odwirować próbkę w wirówce stołowej o temperaturze 18,407 x g w temperaturze 4 °C przez 5 minut, aby upewnić się, że cały materiał pozostał w roztworze.

7. Pomiar zawartości P700 w PSI

UWAGA: Ta metoda może być użyta do szybkiego oznaczania PSI.

  1. Rozcieńczyć próbki do OD680 1-1,5 i inkubować w ciemności z 10 mM kwasem askorbinowym przez 1 godzinę w celu całkowitej redukcji P700.
  2. Zmierzyć widmo absorpcyjne próbki za pomocą spektrometru UV-Vis. Pomiar absorbancji od 650 nm do 750 nm z interwałem danych 0,50 nm i szybkością skanowania 60 nm/min w celu oznaczenia zawartości P700.
  3. Wystaw próbkę na działanie jasnego światła (350 μmoli fotonów/m2/s) i ponownie zmierz widmo podczas ekspozycji.
  4. Odejmij ciemne widmo od widma światła, aby zaobserwować bielenie P700 przy około 702 nm u roślin.
  5. Określ zawartość P700, korzystając z absorpcji przy długości fali 700 nm i współczynnika ekstynkcji 64/mM/cm, zgodnie z opisem w Hiyama i Ke32,33,34.
  6. Zmierz całkowitą ilość chlorofilu (chlorofil A i chlorofil B) za pomocą metody opisanej w Porra et al.31. Użyj tych stężeń, aby określić stosunek chlorofilu do P700.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejszy protokół służy do izolacji i charakterystyki aktywnego kompleksu PSI-LHCI z tkanek roślinnych w ciągu trzech dni. Oczyszczanie PSI-LHCI polega najpierw na izolacji błon tylakoidowych roślin, które następnie są solubilizowane za pomocą β-DDM. Typowe wydajności na etapie przygotowania błon wynoszą 200 mg chlorofilu z 500 g liści. Wartość ta może się różnić w zależności od rodzaju użytego materiału wyjściowego.

Drugiego i trzeciego dnia eksperymentu wykorzystuje się chromatografię wymia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Za pomocą tego protokołu kompleks PSI-LHCI z tkanek roślinnych może zostać oczyszczony w stanie aktywnym. Stosowano tu liście szpinaku, ale metody te można stosować do preparatów z różnych roślin 23,40. We wszystkich przypadkach podczas wykonywania tego protokołu należy zachować ostrożność, aby chronić kompleks przed uszkodzeniem. Przygotowanie to powinno odbywać się w ciemności lub pod zielonym światłem, na lodzie ze wstępnie schłodzonymi, a wszystkie etapy pono...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Y.M. dziękuje za wsparcie ze strony Narodowej Fundacji Nauki w ramach Nagrody nr 2034021 oraz U.S. Department of Energy, Office of Science, Office of Basic Energy Sciences, Division of Chemical Sciences, Geosciences, and Biosciences pod numerem nagrody. DE-SC0022956. C.G. jest wspierany przez National Science Foundation w ramach Nagrody nr 00036806.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
15 ml probówka FalconVWR62406-200Służy do przechowywania tylakoidów
Bio rad Econo-Column 1,5 X 30 cmbiorad7374153
Gaza klasa 50, 100% bawełnaArkwright LLCB07D1FZZMBZ Amazon
Pręty szklaneMillipore SigmaBR135825Wystarczy każda podobna wędka
Niskoprofilowy blendervitamix o pojemności 64 uncjiVitamix
NaClSigma-AldrichS7653
Probówki do wirowania poliallomerów z otwartym górnymSeton Scientific5030
Optima XE UltrawirówkaBeckman CoulterA94471
Glikol polietylenowy 6,000Hampton ResearchHR2-533
Młynek do tkanek Potter-Elvehjen, 30 ml.WHEATON358049
SacharozaSigma-AldrichS7903
SW 40 TiBeckman Coulter331301
TOYOPEARL DEAE-650CTosoh Bioscience7988
TricineSigma-AldrichT0377
β-DDMGlycon - Biochemicals GmbHD97002Przechowywany jako 10% zapasów w temperaturze -20 ° Z

Bibliografia

  1. Nelson, N., Junge, W. Structure and energy transfer in photosystems of oxygenic photosynthesis. Annual Review of Biochemistry. 84, 659-683 (2015).
  2. Fischer, W. W., Hemp, J., Johnson, J. E. Evolution of oxygenic photosynthesis. Annual Review of Earth and Planetary Sciences. 44 (1), 647-683 (2016).
  3. Yoon, H. S., Hackett, J. D., Ciniglia, C., Pinto, G., Bhattacharya, D. A molecular timeline for the origin of photosynthetic eukaryotes. Molecular Biology and Evolution. 21 (5), 809-818 (2004).
  4. Busch, A., Hippler, M. The structure and function of eukaryotic photosystem i. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1807 (8), 864-877 (2011).
  5. Rochaix, J. D. Regulation of photosynthetic electron transport. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1807 (3), 375-383 (2011).
  6. Croce, R., Morosinotto, T., Castelletti, S., Breton, J., Bassi, R. The Lhca antenna complexes of higher plants photosystem I. Biochimica et Biophysica Acta-Bioenergetics. 1556 (1), 29-40 (2002).
  7. Croce, R., Van Amerongen, H. Light-harvesting in photosystem I. Photosynthesis Research. 116 (2-3), 153-166 (2013).
  8. Anderson, J. M., Boardman, N. K. Fractionation of the photochemical systems of photosynthesis I. Chlorophyll contents and photochemical activities of particles isolated from spinach chloroplasts. Bibliotek for Laeger. 112 (3), 403-421 (1966).
  9. Bengis, C., Nelson, N. Purification and properties of the photosystem I reaction center from chloroplasts. Journal of Biological Chemistry. 250 (8), 2783(1975).
  10. Lam, E., Ortiz, W., Malkin, R. Chlorophyll a/b proteins of Photosystem I. FEBS Letters. 168 (1), 10-14 (1984).
  11. Kuang, T. Y., Argyroudi-Akoyunoglou, J. H., Nakatani, H. Y., Watson, J., Arntzen, C. J. The origin of the long-wavelength fluorescence emission band (77°K) from photosystem I. Archives of Biochemistry and Biophysics. 235 (2), 618-627 (1984).
  12. Mullet, J. E., Burke, J. J., Arntzen, C. J. A developmental study of Photosystem I peripheral chlorophyll proteins. Plant Physiology. 65 (5), 823-827 (1980).
  13. Mullet, J. E., Burke, J. J., Arntzen, C. J. Chlorophyll a/b proteins of Photosystem I. Plant Physiology. 65 (5), 814-822 (1980).
  14. Ben-Shem, A., Frolow, F., Nelson, N. Crystal structure of plant photosystem I. Nature. 426 (6967), 630-635 (2003).
  15. Mazor, Y., Borovikova, A., Nelson, N. The structure of plant photosystem I super-complex at 2.8 A resolution. eLife. 4, 07433(2015).
  16. Qin, X., Suga, M., Kuang, T., Shen, J. R. Photosynthesis. Structural basis for energy transfer pathways in the plant PSI-LHCI supercomplex. Science. 348 (6238), New York, N.Y. 989-995 (2015).
  17. Mazor, Y., Borovikova, A., Caspy, I., Nelson, N. Structure of the plant photosystem I supercomplex at 2.6 resolution. Nature Plants. 3, 17014(2017).
  18. Pan, X., et al. Structure of the maize photosystem I supercomplex with light-harvesting complexes I and II. Science. 360 (6393), New York, N.Y. 1109-1113 (2018).
  19. Wang, J., et al. Structure of plant photosystem I−light harvesting complex I supercomplex at 2.4 Å resolution. Journal of Integrative Plant Biology. 63 (7), 1367-1381 (2021).
  20. Jensen, P. E., et al. function, and regulation of plant photosystem I. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1767 (5), 335-352 (2007).
  21. Nelson, N. Plant photosystem I - The most efficient nano-photochemical machine. Journal of Nanoscience and Nanotechnology. 9 (3), 1709-1713 (2009).
  22. Amunts, A., Toporik, H., Borovikova, A., Nelson, N. Structure determination and improved model of plant photosystem I. Journal of Biological Chemistry. 285 (5), 3478-3486 (2010).
  23. Gorski, C., et al. The structure of the Physcomitrium patens photosystem I reveals a unique Lhca2 paralogue replacing Lhca4. Nature Plants. 8 (3), 307-316 (2022).
  24. Perez-Boerema, A., et al. Structure of a minimal photosystem I from the green alga Dunaliella salina. Nature Plants. 6 (3), 321-327 (2020).
  25. Toporik, H., et al. The structure of a red-shifted photosystem I reveals a red site in the core antenna. Nature Communications. 11 (1), 5279(2020).
  26. Toporik, H., Li, J., Williams, D., Chiu, P. L., Mazor, Y. The structure of the stress-induced photosystem I-IsiA antenna supercomplex. Nature Structural and Molecular Biology. 26 (6), 443-449 (2019).
  27. Caspy, I., et al. Structure and energy transfer pathways of the Dunaliella Salina photosystem I supercomplex. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1861 (10), 148253(2020).
  28. Naschberger, A., et al. Algal photosystem I dimer and high resolution model of PSI:plastocyanin complex. Nature Plants. 8 (10), 1191-1201 (2022).
  29. Furukawa, R., et al. Formation of a PSI-PSII megacomplex containing LHCSR and PsbS in the moss Physcomitrella patens. Journal of Plant Research. 132 (6), 867-880 (2019).
  30. Gisriel, C. J., et al. High-resolution cryo-electron microscopy structure of photosystem II from the mesophilic cyanobacterium, Synechocystis sp. PCC 6803. Proceedings of the National Academy of Sciences. 119 (1), 2116765118(2021).
  31. Porra, R. J., Thompson, W. A., Kriedemann, P. E. Determination of accurate extinction coefficients and simultaneous equations for assaying chlorophylls a and b extracted with four different solvents: verification of the concentration of chlorophyll standards by atomic absorption spectroscopy. Biochemica et Biophysica Acta. 12 (2), 103-107 (2004).
  32. Bassi, R., Simpson, D. Chlorophyll-protein complexes of barley photosystem I. European Journal of Biochemistry. 163 (2), 221-230 (1987).
  33. Hiyama, T., Ke, B. Difference spectra and excitation coefficients of P700. Biochimica et Biophysica Acta. 267 (459), 160-171 (1972).
  34. Anderson, J. M. P-700 content and polypeptide profile of chlorophyll-protein complexes of spinach and barley thylakoids. Biochimica et Biophysica Acta. 591 (1), 113-126 (1980).
  35. Caspy, I., et al. Dimeric and high-resolution structures of Chlamydomonas Photosystem I from a temperature-sensitive Photosystem II mutant. Communications Biology. 4 (1), 1-10 (2021).
  36. Caffarri, S., Kouřil, R., Kereïche, S., Boekema, E. J., Croce, R. Functional architecture of higher plant photosystem II supercomplexes. EMBO Journal. 28 (19), 3052-3063 (2009).
  37. Su, X., et al. Structure and assembly mechanism of plant C2S2M2-type PSII-LHCII supercomplex. Science. 357 (6353), 815-820 (2017).
  38. Malone, L. A., et al. Cryo-EM structure of the spinach cytochrome b 6 f at 3.6 Å resolution. Nature. 575 (7783), 535-539 (2019).
  39. Guo, H., Rubinstein, J. L. Structure of ATP synthase under strain during catalysis. Nature Communications. 13 (1), 2-10 (2022).
  40. Mazor, Y., Borovikova, A., Caspy, I., Nelson, N. Structure of the plant photosystem I supercomplex at 2.6 Å resolution. Nature Plants. 3, 17014(2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Oczyszczanie PSI-LHCIbłony tylakoidalne roślinizolacja chloroplastówgradient sacharozywymiana anionowakompleks białek błonowychtransport elektronówkompleksy chlorofilu

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.