Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ablacja gałek ocznych w celu zwiększenia dojrzewania jajników u krabów błotnych

3.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65039

⸱

31 marca 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Higher Institution Centre of Excellence (HICoE), Institute of Tropical Aquaculture and Fisheries, Universiti Malaysia Terengganu, 2Centre for Chemical Biology, Universiti Sains Malaysia, 3Department of Aquaculture, Faculty of Fisheries, Kasetsart University, 4School of Biological Sciences, Universiti Sains Malaysia, 5International Research Center for Marine Biosciences, Ministry of Science and Technology, Shanghai Ocean University

W tym artykule

Informacja o sprostowaniu

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Podsumowanie

Na znieczulonych samicach krabów przeprowadzono dwa protokoły ablacji gałki ocznej (tj. kauteryzacja i styl podejścia chirurgiczne). Ablacja gałek ocznych krabów błotnych przyspieszyła dojrzewanie jajników, nie zmniejszając przy tym przeżywalności.

Streszczenie

Kraby błotne (Scylla spp.) to komercyjnie ważne gatunki skorupiaków, które można znaleźć w całym regionie Indo-Zachodniego Pacyfiku. Podczas hodowli indukcja dojrzewania jajników jest ważna, aby zaspokoić popyt konsumentów na dojrzałe kraby błotne i przyspieszyć produkcję nasion. Ablacja gałek ocznych jest skutecznym narzędziem wspomagającym dojrzewanie jajników u krabów błotnych. Nie ma jednak standardowego protokołu ablacji gałek ocznych krabów błotnych. W tym badaniu opisano dwie techniki ablacji gałki ocznej: kauteryzację (użycie gorącego metalu do ablacji łodygi oka znieczulonego kraba) i chirurgię (usunięcie łodygi oka za pomocą nożyczek chirurgicznych). Przed ablacją gałek ocznych dojrzałe płciowo samice (CW > 86 mm) znieczulono za pomocą worka z lodem (-20 °C) z wodą morską. Gdy temperatura wody osiągnęła 4 °C, worek z lodem został wyjęty z wody. Płynąca woda morska (temperatura otoczenia: 28 °C) była używana do rekonwalescencji po znieczuleniu bezpośrednio po ablacji gałki ocznej. Śmiertelność nie wystąpiła w trakcie ani po procesie ablacji gałki ocznej. Przedstawiony tutaj protokół ablacji gałek ocznych przyspieszył dojrzewanie jajników krabów błotnych.

Wprowadzenie

Wszystkie cztery gatunki krabów błotnych należące do rodzaju Scylla są komercyjnie ważnymi gatunkami skorupiaków w akwakulturze1,2. Wzrost skorupiaków, w tym krabów błotnych, i ich transformacja z fazy przedwczesnej (poddorosłej lub pokwitaniowej) do fazy dojrzałej płciowo (dorosłej) następuje w procesie linienia, który obejmuje okresowe zrzucanie starszych i mniejszych egzoszkieletów. Szerokość karapaksu (CW), chelipede i morfologie płatów brzusznych są szeroko stosowane do określania dojrzałości płciowej Scylla spp. 3,4,5. Proces linienia jest regulowany przez działanie różnych hormonów i wymaga ogromnej ilości energii6. Oprócz normalnego procesu linienia, utrata kończyn, dobrowolna lub wywołana czynnikami zewnętrznymi, przyspiesza linienie krabów bez wpływu na ich przeżywalność7,8,9. Dlatego autotomia kończyn jest powszechnie stosowana do indukcji linienia w branży hodowli krabów błotnych o miękkiej skorupie7,9.

Jednostronna lub obustronna ablacja gałek ocznych jest najbardziej popularna wśród krewetek słodkowodnych i morskich do dojrzewania gonad i produkcji nasion10,11,12,13. Typowe techniki ablacji gałki ocznej u skorupiaków obejmują: (i) podwiązanie u podstawy łodygi oka za pomocą ciągu14,15; (ii) kauteryzacja gałki ocznej za pomocą gorących kleszczy lub urządzeń do elektrokoagulacji16; (iii) usunięcie lub bezpośrednie uszczypnięcie łodygi oka w celu pozostawienia otwartej rany12; oraz (iv) usunięcie zawartości gałki ocznej przez nacięcie po przecięciu dystalnej części oka za pomocą brzytwy17. Narządy X łodygi ocznej są ważnymi narządami endokrynnymi u skorupiaków, ponieważ regulują hormony hiperglikemiczne skorupiaków (CHH), hormony hamujące linienie (MIH) i hormony hamujące witellogenezę (VIH)6,18,19,20,21,22. Narządy X łodygi gałki ocznej (lub kompleks gruczołu zatokowego) syntetyzują i uwalniają hormony hamujące gonady (GIH), znane również jako hormony hamujące witellogenezę (VIH), należące do rodziny hormonów neuropeptydowych6. Jednostronna lub obustronna ablacja gałek ocznych zmniejsza syntezę GIH, co skutkuje dominacją hormonów stymulujących (tj. hormonów stymulujących gonady, GSH) i przyspieszeniem procesu dojrzewania jajników u skorupiaków23,24,25,26. Bez wpływu GIH po ablacji gałki ocznej, samice skorupiaków poświęcają swoją energię na rozwój jajników27. Stwierdzono, że jednostronna ablacja gałek ocznych jest wystarczająca do indukcji dojrzewania jajników u skorupiaków11 i że ablacja oczu krewetek i krabów może się zregenerować po kilku linieniach28. W Scylla spp. odnotowano cztery etapy rozwoju jajników: i) niedojrzałe (etap 1), ii) wczesne dojrzewanie (etap 2), iii) przeddojrzewanie (etap 3) oraz iv) w pełni dojrzałe (stadium 4) 29,30. Niedojrzałe stadium jajnika występuje u niedojrzałych samic. Po okresie dojrzewania linienia i krycia niedojrzały jajnik zaczyna się rozwijać i ostatecznie dojrzewa (etap-4) przed tarłem31.

Protokół ablacji gałek ocznych jest niezbędny do rozwoju stada lęgowego krabów błotnych i produkcji nasion. Na światowym rynku spożywczym konsumenci preferują dojrzałe kraby błotne z w pełni dojrzałymi jajnikami (stadium 4), a nie kraby o wyższej zawartości mięśni, a zatem mają wyższą wartość handlową, nawet wyższą niż duże samce. Nie ma pełnego protokołu ablacji gałek ocznych krabów błotnych. Protokół ablacji gałek ocznych w tej pracy minimalizuje stres dzięki użyciu w pełni znieczulonych krabów i minimalizuje obrażenia fizyczne personelu spowodowane ukąszeniami krabów. Ten protokół jest łatwy i opłacalny. W tym miejscu przedstawiamy protokół ablacji gałki ocznej Scylla spp., który może indukować dojrzewanie gonady. Przetestowano dwie techniki ablacji gałki ocznej (kauteryzację i chirurgię) i porównano ich skuteczność w oparciu o tempo rozwoju gonad samic krabów błotnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Niniejszy protokół jest zgodny z Malezyjskim Kodeksem Praktyki w Zakresie Opieki i Wykorzystania Zwierząt do Celów Naukowych, opracowanym przez Laboratory Animal Science Association of Malaysia. Uśmiercenie próbek eksperymentalnych przeprowadzono zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (NIH Publications No. 8023, wersja z 1978 r.). Samoski kraby błotne przed osiągnięciem dojrzałości płciowej (pomarańczowy krab błotny S. olivacea) zostały pozyskane z lokalnego targu (5°66′62′′N, 102°72′33′′E) na obszarach Setiu Wetlands w Malezji. Gatunek kraba błotnego zidentyfikowano na podstawie cech morfologicznych1.

1. Pobieranie i dezynfekcja próbek

  1. Zbierz zdrowe, aktywne, niedojrzałe samice krabów błotnych (Rysunek 1).
    UWAGA: Niedojrzałe samice krabów mają trójkątne, jasne klapy odwbrzusza oraz szerokość karapaksu (CW) w zakresie 80−85 mm.
  2. Umyj kraby chlorowaną wodą z kranu (wodą słodką), aby usunąć zanieczyszczenia i pasożyty osmofilne.
  3. Namocz kraby w 150 ppm formaldehydu w wodzie o zasoleniu 20 ppt przez 30 min.
  4. Podczas obróbki formaldehydem zapewnij ciągłe i łagodne napowietrzanie za pomocą kamieni napowietrzających. Źródłem napowietrzania może być centralna linia napowietrzająca lub pompa napowietrzająca do akwarium.
  5. Umyj kraby płynącą wodą morską, aby usunąć wszelkie pozostałości formaldehydu.

Schemat anatomii porównawczej niedojrzałych i dojrzałych osobników samic kraba, skala 20 mm.
Rysunek 1: Morfologia odwłoka samic krabów błotnych wykorzystywana do identyfikacji etapów dojrzewania płciowego.Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

2. Aklimatyzacja

  1. Przenieś każdą zdezynfekowaną samicę do osobnego okrągłego zbiornika o pojemności 32 L.
  2. Hoduj samice przez 3 dni w zasoleniu 20 ppt, kontynuując karmienie dwa razy dziennie (rano o 09:00 i wieczorem o 20:00) posiekanymi rybami morskimi w ilości około 4%−5% masy ciała kraba.
  3. Przed porannym karmieniem usuń nadmiar i niezjedzoną karmę za pomocą syfonu.
  4. Codziennie wymieniaj 10% wody morskiej w zbiornikach hodowlanych (20 ppt).

3. Indukowanie linienia w celu osiągnięcia dojrzałości płciowej

  1. Odciąć wszystkie odnóża z wyjątkiem odnóży pływakowych za pomocą wysterylizowanych nożyczek.
    1. Schwytać kraba za pomocą siatki i ostrożnie go przytrzymać. Najpierw odciąć obie chelipedy, a następnie odnóża chodzone w drugim stawie za pomocą nożyczek. Krab automatycznie dokona autotomii uszkodzonych wyrostków. Znieczulenie nie jest wymagane przy autotomii kończyn.
  2. Bezpośrednio po autotomii kończyn przemyć kraba w wodzie słodkiej.
  3. Przenieść 개 개 pojedynczo kraby po autotomii kończyn do perforowanych plastikowych koszyków (28 cm L x 22 cm W x 7 cm H) i umieścić je w zbiorniku z włókna szklanego (305 cm L x 120 cm W x 60 cm H).
    UWAGA: Dwa koszyki można związać i spiąć ze sobą. Górny koszyk służy jako pokrywa, aby krab nie mógł wydostać się z koszyka.
  4. Użyć recyrkulacyjnego systemu akwakultury (RAS) z zasoleniem 20 ppt i głębokością wody co najmniej 10 cm, aby zapewnić całkowite zanurzenie plastikowego koszyka.
  5. Kontynuować karmienie samicy kraba po autotomii kończyn siekanymi rybami morskimi dwa razy dziennie w ilości 5%−7% masy ciała kraba.
  6. Hodować kraby do osiągnięcia dojrzałości płciowej poprzez linienie (35 dni).
    ​UWAGA: Indukowane linienie można pominąć w przypadku komercyjnego dojrzewania jajników i produkcji nasiennej z dzikich, dojrzałych samic krabów błotnych. Pobrane z natury dojrzałe samice muszą zostać zaklimatyzowane, a następnie poddane bezpośrednio znieczuleniu szokiem termicznym i następującej po nim ablacji oczu.

4. Znieczulenie

  1. Wybierz dojrzale płciowo samice z ciemną, owalną klapą brzuszną i CW >86 mm (Rysunek 1).
  2. Wychwyć kraby za pomocą sieci podbieraka i przechowuj je indywidualnie w małych akwariach w celu podania znieczulenia.
  3. Po 5 min okresie aklimatyzacji dodaj do każdego akwarium 2-fenoksyetanol (2-PE) w stężeniu 2 mL/L i pozostaw na 15 min do przeprowadzenia znieczulenia.
  4. Upewnij się, że kraby są w pełni znieczulone, stwierdzając brak ruchów spontanicznych.

5. Ablacja szypułki oka

  1. Technika kauteryzacji
    1. Wszystkie procedury należy przeprowadzać na stole w otwartej przestrzeni.
    2. Należy użyć niklowo-stalowego pręta metalowego o płaskim zakończeniu (np. śrubokręta) z drewnianą lub plastikową rękojeścią, a następnie owinąć rękojeść mokrym bawełnianym ręcznikiem.
    3. Dwie chirurgiczne pęsety ze stali nierdzewnej należy wysterylizować w autoklawie.
    4. Należy przygotować 70% etanol w butelce z rozpylaczem i trzymać go z dala od wszelkich źródeł ognia, takich jak palnik i rozgrzany do czerwoności śrubokręt. Należy przygotować ręczniki papierowe.
      UWAGA: Etanol jest wysoce łatwopalny. Należy zachować bezpieczną odległość od źródeł ognia.
    5. Palnik należy bezpiecznie podłączyć do butli z gazem (butanem).
      OSTRZEŻENIE: Należy przestrzegać instrukcji obsługi palnika i butli z gazem. Przed podłączeniem do butli z gazem należy upewnić się, że palnik jest wyłączony. Należy przeczytać i przestrzegać wszystkich środków ostrożności przeciwpożarowych wymienionych na butli z gazem.
    6. Należy założyć grube bawełniane rękawice, aby uniknąć poparzeń gorącymi przedmiotami.
    7. Koniec pręta metalowego należy poddać działaniu ognia z palnika, aż metal rozgrzeje się do jasnoczerwonego koloru.
    8. Znieczulonego kraba należy przykryć mokrym bawełnianym ręcznikiem.
      UWAGA: Należy przykryć czułki kraba, aby uniknąć niepotrzebnych uszkodzeń.
    9. Jedno oko kraba należy uchwycić wysterylizowaną pęsetą.
      UWAGA: Przed pierwszym użyciem pęsetę należy wysterylizować w autoklawie, a przy kolejnych krabach dezynfekować za pomocą 70% etanolu.
    10. Rozgrzany do czerwoności płaski koniec metalowy należy przyłożyć do oka kraba i lekko docisnąć przez około 10−15 s, aż gałka oczna zmieni kolor na pomarańczowy lub czerwono-pomarańczowy. Podczas tego kroku należy zachować ostrożność, aby nie uszkodzić sąsiednich struktur.
      UWAGA: Do wykonania ablacji gałki ocznej metodą kauteryzacji potrzebne są dwie osoby: jedna do przytrzymania kraba, a druga do przeprowadzenia procedury ablacji.
    11. Pęsetę należy zdezynfekować 70% etanolem w sprayu, aby zapobiec kontaminacji krzyżowej między krabami.
      UWAGA: Krok ten należy wykonać dopiero po odczekaniu co najmniej 5 min od zakończenia procedury ablacji gałki ocznej, aby upewnić się, że pęseta ostygła przed dezynfekcją 70% etanolem, co zapobiega potencjalnym zagrożeniom pożarowym.
    12. Po wykonaniu ablacji gałek ocznych u wszystkich krabów, gorący niklowo-stalowy pręt (śrubokręt) należy zanurzyć w wodzie z kranu.
    13. Przed ponownym użyciem ręcznik należy zdezynfekować. Aby zaoszczędzić czas, można użyć kilku ręczników.
      UWAGA: Ręcznik należy wypłukać wodą z kranu, a następnie zanurzyć w wodzie chlorowanej o stężeniu 30 ppm na 5 min. Następnie ręcznik należy ponownie wypłukać wodą z kranu i zanurzyć w roztworze tiosiarczanu sodu o stężeniu 1 g/L.
    14. Po wyłączeniu palnik należy odłożyć w bezpieczne miejsce i odczekać, aż osiągnie temperaturę otoczenia (około 30 min) przed odłączeniem.
  2. Technika chirurgiczna
    1. Procedurę należy przeprowadzać w dobrze wentylowanym pomieszczeniu.
    2. Dwie nożyczki chirurgiczne i pęsetę należy wysterylizować w autoklawie.
    3. Do szklanego zlewki o pojemności 100 mL należy nalać 50 mL 70% etanolu.
    4. Należy założyć grube bawełniane rękawice.
    5. Należy przytrzymać znieczulonego kraba i przykryć go mokrym bawełnianym ręcznikiem.
    6. Jedno oko kraba należy uchwycić wysterylizowaną pęsetą.
    7. Gałkę oczną należy szybko odciąć za pomocą wysterylizowanych nożyczek chirurgicznych.
      UWAGA: Z rannego miejsca kraba może wyciekać hemolimfa.
    8. Po każdym użyciu nożyczki i pęsetę należy zanurzyć w 70% etanolu, a następnie osuszyć ręcznikiem papierowym przed ponownym użyciem.

6. Opieka poznieczuleniowa

  1. Przygotować przefiltrowaną wodę morską o zasoleniu 20 ppt i przechowywać ją w zbiorniku nadstawczym z ciągłym napowietrzaniem.
  2. Podłączyć elastyczny przewód do zbiornika nadstawczego, aby umożliwić grawitacyjny przepływ wody.
  3. Niezwłocznie po ablacji oczu umieścić kraba w koszyku i poddać go działaniu płynącej wody morskiej (temperatura otoczenia: 28 °C) doprowadzanej ze zbiornika nadstawczego.
  4. Utrzymywać przepływ wody morskiej i monitorować kraba, aż zacznie poruszać się spontanicznie, co wskazuje na wybudzenie z anestezji.
    UWAGA: Wodę morską można przygotować w zbiorniku naziemnym, a do zapewnienia przepływu wody użyć pompy zanurzeniowej.
  5. Przechowywać kraby indywidualnie w akwarium z napowietrzoną wodą morską o zasoleniu 20 ppt przez 30 min w celu dalszej obserwacji.
    UWAGA: Wybudzone kraby będą hodowane indywidualnie w kolejnym procesie hodowli stada rodzicielskiego.

7. Obserwacja dojrzewania jajników

  1. Hodowla producentów
    1. Przenieść dojrzałe kraby do indywidualnych okrągłych zbiorników o pojemności 32 L.
    2. Kontynuować karmienie posiekanymi rybami morskimi (zamrożonymi w −20 °C) dwa razy dziennie (rano o 09:00 i wieczorem o 20:00), usuwając niezjedzoną karmę przed porannym karmieniem.
    3. Hodować producentów indywidualnie przez 30 dni przy zasoleniu 20 ppt.
    4. Usuwać odchody i codziennie wymieniać 10% wody morskiej (20 ppt).
  2. Disekcja
    1. Oczyścić tackę sekcyjną, nożyczki i pęsetę 70% etanolem.
    2. Zanurzyć samice indywidualnie w roztworze 2-PE w celu przeprowadzenia anestezji metodą immersyjną.
    3. Losowo wybrać nowo dojrzałe samice (po linieniu samic przeddojrzałych), które nie przeszły ablacji oczu, aby potwierdzić stopnie rozwoju ich gonad.
    4. Uśmiercić indywidualnie wszystkie doświadczalne samice po ablacji oczu i określić stopnie dojrzewania gonad. Zniszczyć zwoje piersiowe kraba za pomocą ostrego, sterylnego szydła. Zdjąć najpierw górny pancerz, a następnie usunąć hepatopankreas, aby odsłonić jajnik. Obserwować kolor jajnika i określić stopień jego dojrzałości (Rysunek 2).
  3. Identyfikacja stopni dojrzewania jajników
    1. Obserwować kolor jajnika gołym okiem lub pod stereomikroskopem.
    2. Określić stopnie dojrzewania jajników na podstawie zabarwienia30: (i) niedojrzałe (stopień 1) mają kolor półprzezroczysty lub kremowo-biały; (ii) wczesna faza dojrzewania (stopień 2) wykazuje kolor od bladego do jasnożółtego; (iii) faza przeddojrzewania (stopień 3) wykazuje kolor od żółtego do jasnopomarańczowego; oraz (iv) pełna dojrzałość (stopień 4) wykazuje kolor od ciemnopomarańczowego do czerwonawego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Dojrzewanie gonad
Kremowobiałe tkanki jajników (jajniki niedojrzałe, stadium 1) stwierdzono u 100% sekcjonowanych samic (n = 6) przed przeprowadzeniem ablacji oczościebelek (Rycina 2). Wskaźnik dojrzewania gonad u samic krabów po ablacji oczościebelek (n = 63; 31 samic poddanych technice kauteryzacji i 32 samic poddanych technice chirurgicznej) był wyższy w porównaniu do samic krabów, którym nie przeprowadzono ablacji oczościebelek (n = 31), po 30 dniach indywidualnego c...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten został opracowany do ablacji gałki ocznej kraba błotnego, Scylla spp., i może być stosowany jako skuteczna metoda indukowania dojrzewania gonad. Protokół ten można łatwo powielić w celu komercyjnego dojrzewania jajników krabów błotnych i można go wdrożyć w celu skrócenia okresu utajenia (czasu od jednego tarła do drugiego) w produkcji nasion kraba błotnego.

Ablacja gałek ocznych skorupiaków (tj. krewetek słodkowodnych, krewetek morskich) jest zwykle wykonywana w celu wywo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Żaden z autorów nie pozostaje w konflikcie interesów.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez Ministerstwo Edukacji, Malezja, w ramach programu Higher Institution Centre of Excellence (HICoE), Malezja, akredytowane przy Instytucie Akwakultury Tropikalnej i Rybołówstwa, Universiti Malaysia Terengganu (Vot No. 63933 & Vot No. 56048). Dziękujemy za wsparcie ze strony Universiti Malaysia Terengganu i Sayap Jaya Sdn. Bhd. za pośrednictwem grantu badawczego partnerstwa prywatnego (Vot. Nr 55377). Przyznano mu również stanowisko adiunkta akademickiego na Universiti Sains Malaysia dla Khor Waiho i Hanafiah Fazhan.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rura napowietrzająca Ming Yu ThreeN/Aakwarium i sklep zoologiczny
AirstoneMing Yu ThreeN/Aakwarium i sklep zoologiczny
AutoklawHIRAYAMA MANUFACTURING CORPORATIONN/AMADE IN JAPAN
Proszek wybielający (Hi-Chlon 70%)Nippon Soda Co., Ltd, JaponiaN/A/A
Palnik przedmuchowy MR D.I.Y. Group BerhadN/AN/A
Zbiornik okrągły (32L)BEST PLASTIC INDUSTRY SDN. BHD. N/AN/A
Bawełniane rękawiczki do rąk (grube) MR D.I.Y. Group BerhadN/A/A
Ręcznik bawełnianyMR D.I.Y. Group BerhadN/AN/A
Termometr cyfrowyHannaInstrument HI9814Hanna  Instrumenty  GroLine Hydroponics Wodoodporny pH / EC / TDS / Temp. Przenośny miernik HI9814
Cyfrowa suwmiarka z noniuszemINSIZE Co., Ltd.Nie dotyczy
Taca sekcyjnaHatcheri AKUATROP Nie dotyczyCentrum Badawcze Universiti Malaysia Terengganu
Butelka z zakraplaczem/Plastikowe pipety KroplomierzShopee MalezjaNIEDOTYCZY
NIE DOTYCZY Etanol 70%Thermo Scientific Chemicals033361.M1Rozcieńczony do 70% przy użyciu podwójnie destylowanej wody
Zbiornik z włókna szklanego (1 tona)Hatcheri AKUATROP Nie dotyczyCentrum Badawcze Universiti Malaysia Terengganu
Drobny piasekNIEDOTYCZY Nie dotyczyzebrano z plaży morskiej Universiti Malaysia Terengganu
Apteczki pierwszej pomocyWatsons MalezjaNie
Nie dotyczy Pręt metalowy ze stali niklowej z płaską główką (śrubokręt)MR D.I.Y. Group BerhadN/AN/A
FormaldehydeThermo Scientific Chemicals119690010
Butla gazowa (butan) do palnikaMR D.I.Y. Group BerhadN/AN/A
Zapalniczka gazowa (długa głowica)MR D.I.Y. GroupBerhad N/AN/A
Szklana zlewka (100 mL))Corning Life Sciences1000-100
Worek na lód Watsons MalaysiaN/AN/A
Perforowane kosze plastikowe Eco-Shop Marketing Sdn. Bhd.Niedotyczy Rura
PVC 15 mmBina Plastic Industries Sdn Bhd (HQ)N/AN/A
RefraktometrATAGO CO., LTD.
LodówkaSharp Corporation Japan/AZamrażarka skrzyniowa SHARP 110L - SJC 118
Siatka czerpakowaMR D.I.Y. Group BerhadN/A
SeawaterHatcheri AKUATROP Nie dotyczyCentrum Badawczego Universiti Malaysia Terengganu
Rura syfonowaMR D.I.Y. Group BerhadN/A/A
Butelka z rozpylaczemMr. DIY Sdn BhdN/A/A
Kleszczyki chirurgiczne ze stali nierdzewnej N/AN/A/A
Nożyczki chirurgiczne ze stali nierdzewnej N/AN/AN/A
Zatapialna pompa wodna Model ASN/A: Astro 4000
Nalewka z roztworu jodu  (Jod powidonu)Farmasi Fajr Sdn BhdN/AN/A
Bibułka N / AN / A
Przezroczyste akwarium z tworzywa sztucznegoMing Yu ThreeN/Aakwarium i sklep zoologiczny
Wodoodporny stółHatcheri AKUATROP N/ACentrum Badawcze Universiti Malaysia Terengganu
N N dotyczy dotyczy Nie N N N N

Bibliografia

  1. Keenan, C. P., Davie, P. J. F., Mann, D. L. A revision of the genus Scylla de Haan, 1833 (Crustacea: Decapoda: Brachyura: Portunidae). Raffles Bulletin of Zoology. 46 (1), 217-245 (1998).
  2. Fazhan, H., et al. Morphological descriptions and morphometric discriminant function analysis reveal an additional four groups of Scylla spp. PeerJ. 8, e8066(2020).
  3. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Hilmi, M. G., Azmie, G., Zakaria, M. Z. Species diversity, carapace width-body weight relationship, size distribution and sex ratio of mud crab, genus Scylla from Setiu Wetlands of Terengganu coastal waters Malaysia. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 97-109 (2010).
  4. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Mohd Faizal, W. W. Y., Azmie, G., Abol-Munafi, A. B. Size of maturity of mud crab Scylla olivacea (Herbst, 1796) from mangrove areas of Terengganu coastal waters. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 134-147 (2010).
  5. Waiho, K., et al. On types of sexual maturity in brachyurans, with special reference to size at the onset of sexual maturity. Journal of Shellfish Research. 36 (3), 807-839 (2017).
  6. Mykles, D. L., Chang, E. S. Hormonal control of the crustacean molting gland: Insights from transcriptomics and proteomics. General and Comparative Endocrinology. 294, 113493(2020).
  7. Fujaya, Y., et al. Is limb autotomy really efficient compared to traditional rearing in soft-shell crab (Scylla olivacea) production. Aquaculture Reports. 18, 100432(2020).
  8. Waiho, K., et al. Moult induction methods in soft-shell crab production. Aquaculture Research. 52 (9), 4026-4042 (2021).
  9. Rahman, M. R., et al. Evaluation of limb autotomy as a promising strategy to improve production performances of mud crab (Scylla olivacea) in the soft-shell farming system. Aquaculture Research. 51 (6), 2555-2572 (2020).
  10. Okumura, T., et al. Expression of vitellogenin and cortical rod proteins during induced ovarian development by eyestalk ablation in the kuruma prawn, Marsupenaeus japonicus. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 143 (2), 246-253 (2006).
  11. Pervaiz, P. A., Jhon, S. M., Sikdar-bar, M. Studies on the effect of unilateral eyestalk ablation in maturation of gonads of a freshwater prawn Macrobrachium dayanum. World Journal of Zoology. 6 (2), 159-163 (2011).
  12. Primavera, J. H. Induced maturation and spawning in five-month-old Penaeus monodon Fabricius by eyestalk ablation. Aquaculture. 13 (4), 355-359 (1978).
  13. Shyne Anand, P. S., et al. Reproductive performance of wild brooders of Indian white shrimp, Penaeus indicus: Potential and challenges for selective breeding program. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 65(2019).
  14. Diarte-Plata, G., et al. Eyestalk ablation procedures to minimize pain in the freshwater prawn Macrobrachium americanum. Applied Animal Behaviour Science. 140 (3-4), 172-178 (2012).
  15. Vargas-Téllez, I., et al. Impact of unilateral eyestalk ablation on Callinectes arcuatus (Ordway, 1863) under laboratory conditions: Behavioral evaluation. Latin American Journal of Aquatic Research. 49 (4), 576-594 (2021).
  16. Chu, K. H., Chow, W. K. Effects of unilateral versus bilateral eyestalk ablation on molting and growth of the shrimp, Penaeus chinensis Osbeck, 1765) (Decapoda, Penaeidea). Crustaceana. 62 (3), 225-233 (1992).
  17. Taylor, J. Minimizing the effects of stress during eyestalk ablation of Litopenaeus vannamei females with topical anesthetic and a coagulating agent. Aquaculture. 233 (1-4), 173-179 (2004).
  18. Wang, M., Ye, H., Miao, L., Li, X. Role of short neuropeptide F in regulating eyestalk neuroendocrine systems in the mud crab Scylla paramamosain. Aquaculture. 560, 738493(2022).
  19. Nagaraju, G. P. C. Reproductive regulators in decapod crustaceans: an overview. Journal of Experimental Biology. 214 (1), 3-16 (2011).
  20. Kornthong, N., et al. Characterization of red pigment concentrating hormone (RPCH) in the female mud crab (Scylla olivacea) and the effect of 5-HT on its expression. General and Comparative Endocrinology. 185, 28-36 (2013).
  21. Kornthong, N., et al. Molecular characterization of a vitellogenesis-inhibiting hormone (VIH) in the mud crab (Scylla olivacea) and temporal changes in abundances of VIH mRNA transcripts during ovarian maturation and following neurotransmitter administration. Animal Reproduction Science. 208, 106122(2019).
  22. Liu, C., et al. VIH from the mud crab is specifically expressed in the eyestalk and potentially regulated by transactivator of Sox9/Oct4/Oct1. General and Comparative Endocrinology. 255, 1-11 (2018).
  23. Chen, H. -Y., Kang, B. J., Sultana, Z., Wilder, M. N. Variation of protein kinase C-α expression in eyestalk removal-activated ovaries in whiteleg shrimp, Litopenaeus vannamei. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 237 (300), 110552(2019).
  24. Rotllant, G., Nguyen, T. V., Aizen, J., Suwansa-ard, S., Ventura, T. Toward the identification of female gonad-stimulating factors in crustaceans. Hydrobiologia. 825 (1), 91-119 (2018).
  25. Supriya, N. T., Sudha, K., Krishnakumar, V., Anilkumar, G. Molt and reproduction enhancement together with hemolymph ecdysteroid elevation under eyestalk ablation in the female fiddler crab, Uca triangularis (Brachyura: Decapoda). Chinese Journal of Oceanology and Limnology. 35 (3), 645-657 (2017).
  26. Wilder, M. N. Advances in the science of crustacean reproductive physiology and potential applications to new seed production technology. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 6-10 (2019).
  27. Arcos, G. F., Ibarra, A. M., Vazquez-Boucard, C., Palacios, E., Racotta, I. S. Haemolymph metabolic variables in relation to eyestalk ablation and gonad development of Pacific white shrimp Litopenaeus vannamei Boone. Aquaculture Research. 34 (9), 749-755 (2003).
  28. Desai, U. M., Achuthankutty, C. T. Complete regeneration of ablated eyestalk in penaeid prawn, Penaeus monodon. Current Science. 79 (11), 1602-1603 (2000).
  29. Wu, Q., et al. Growth performance and biochemical composition dynamics of ovary, hepatopancreas and muscle tissues at different ovarian maturation stages of female mud crab, Scylla paramamosain. Aquaculture. 515, 734560(2020).
  30. Ghazali, A., Azra, M. N., Noordin, N. M., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. Ovarian morphological development and fatty acids profile of mud crab (Scylla olivacea) fed with various diets. Aquaculture. 468 (Part 1), 45-52 (2017).
  31. Farhadi, A., et al. The regulatory mechanism of sexual development in decapod crustaceans. Frontiers in Marine Science. 8, (2021).
  32. Sukardi, P., Prayogo, N. A., Harisam, T., Sudaryono, A. Effect of eyestalk-ablation and differences salinity in rearing pond on molting speed of Scylla serrata. AIP Conference Proceedings. 2094, 020029(2019).
  33. Stella, V. S., López Greco, L. S., Rodríguez, E. M. Effects of eyestalk ablation at different times of the year on molting and reproduction of the estuarine grapsid crab Chasmagnathus granulata (Decapoda, Brachyura). Journal of Crustacean Biology. 20 (2), 239-244 (2000).
  34. Jang, I. K., et al. The effects of manipulating water temperature, photoperiod, and eyestalk ablation on gonad maturation of the swimming crab, Portunus trituberculatus. Crustaceana. 83 (2), 129-141 (2010).
  35. Millamena, O. M., Quinitio, E. The effects of diets on reproductive performance of eyestalk ablated and intact mud crab Scylla serrata. Aquaculture. 181 (1-2), 81-90 (2000).
  36. Zeng, C. Induced out-of-season spawning of the mud crab, Scylla paramamosain (Estampador) and effects of temperature on embryo development. Aquaculture Research. 38 (14), 1478-1485 (2007).
  37. Rana, S. Eye stalk ablation of freshwater crab, Barytelphusa lugubris: An alternative approach of hormonal induced breeding. International Journal of Pure and Applied Zoology. 6 (3), 30-34 (2018).
  38. Yi, S. -K., Lee, S. -G., Lee, J. -M. Preliminary study of seed production of the Micronesian mud crab Scylla serrata (Crustacea: Portunidae) in Korea. Ocean and Polar Research. 31 (3), 257-264 (2009).
  39. Azra, M. N., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. A review of broodstock improvement to brachyuran crab: Reproductive performance. International Journal of Aquaculture. 5 (38), 1-10 (2016).
  40. Archibald, K. E., Scott, G. N., Bailey, K. M., Harms, C. A. 2-phenoxyethanol (2-PE) and tricaine methanesulfonate (MS-222) immersion anesthesia of American horseshoe crabs (Limulus polyphemus). Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 50 (1), 96-106 (2019).
  41. Muhd-Farouk, H., Abol-Munafi, A. B., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of steroid hormones 17α-hydroxyprogesterone and 17α-hydroxypregnenolone on ovary external morphology of orange mud crab, Scylla olivacea. Asian Journal of Cell Biology. 9 (1), 23-28 (2013).
  42. Muhd-Farouk, H., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of vertebrate steroid hormones on the ovarian maturation stages of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796). Aquaculture. 451, 78-86 (2016).
  43. Ghazali, A., Mat Noordin, N., Abol-Munafi, A. B., Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. Ovarian maturation stages of wild and captive mud crab, Scylla olivacea fed with two diets. Sains Malaysiana. 46 (12), 2273-2280 (2017).
  44. Aaqillah-Amr, M. A., Hidir, A., Noordiyana, M. N., Ikhwanuddin, M. Morphological, biochemical and histological analysis of mud crab ovary and hepatopancreas at different stages of development. Animal Reproduction Science. 195, 274-283 (2018).
  45. Amin-Safwan, A., Muhd-Farouk, H., Mardhiyyah, M. P., Nadirah, M., Ikhwanuddin, M. Does water salinity affect the level of 17β-estradiol and ovarian physiology of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796) in captivity. Journal of King Saud University - Science. 31 (4), 827-835 (2019).
  46. Wu, X., et al. Effect of dietary supplementation of phospholipids and highly unsaturated fatty acids on reproductive performance and offspring quality of Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis (H. Milne-Edwards), female broodstock. Aquaculture. 273 (4), 602-613 (2007).
  47. Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. A review of maturation diets for mud crab genus Scylla broodstock: Present research, problems and future perspective. Saudi Journal of Biological Sciences. 23 (2), 257-267 (2016).
  48. Maschio Rodrigues, M., López Greco, L. S., de Almeida, L. C. F., Bertini, G. Reproductive performance of Macrobrachium acanthurus (Crustacea, Palaemonidae) females subjected to unilateral eyestalk ablation. Acta Zoologica. 103 (3), 326-334 (2022).
  49. Zhang, C., et al. Changes in bud morphology, growth-related genes and nutritional status during cheliped regeneration in the Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis. PLoS One. 13 (12), e0209617(2018).
  50. Zhang, C., et al. Hemolymph transcriptome analysis of Chinese mitten crab (Eriocheir sinensis) with intact, left cheliped autotomy and bilateral eyestalk ablation. Fish & Shellfish Immunology. 81, 266-275 (2018).
  51. Diarte-Plata, G., Sainz-Hernandez, J. C., Aguiñaga-Cruz, J. A., Fierro-Coronado, J. A., Polanco-Torres, A., Puente-Palazuelos, C. Eyestalk ablation procedures to minimize pain in the freshwater prawn Macrobrachium americanum. Applied Animal Behaviour Science. 130 (3-4), 172-178 (2012).
  52. Mirera, D. O., Moksnes, P. O. Comparative performance of wild juvenile mud crab (Scylla serrata) in different culture systems in East Africa: Effect of shelter, crab size and stocking density. Aquaculture International. 23 (1), 155-173 (2015).
  53. Ut, V. N., Le Vay, L., Nghia, T. T., Hong Hanh, T. T. Development of nursery cultures for the mud crab Scylla paramamosain (Estampador). Aquaculture Research. 38 (14), 1563-1568 (2007).
  54. Fazhan, H., et al. Limb loss and feeding ability in the juvenile mud crab Scylla olivacea: Implications of limb autotomy for aquaculture practice. Applied Animal Behaviour Science. 247, 105553(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Sprostowanie


Formal Correction: Erratum: Eyestalk Ablation to Increase Ovarian Maturation in Mud Crabs
Posted by JoVE Editors on 5/26/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Eyestalk Ablation to Increase Ovarian Maturation in Mud Crabs. The Introduction, Protocol, Discussion and References were updated.

The forth sentence in the third paragraph of the Introduction has been updated from:

The eyestalk ablation protocol in this work minimizes stress by using fully sedated crabs and minimizes physical injury to personnel from crab bites. 

to:

The eyestalk ablation protocol in this work minimizes stress by using fully anesthetized crabs and minimizes physical injury to personnel from crab bites. 

The start of the Protocol has been updated from:

This protocol follows the Malaysian Code of Practice for the Care and Use of Animals for Scientific Purposes outlined by the Laboratory Animal Science Association of Malaysia. The sacrifice of the experimental samples was done according to the National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (NIH Publications No. 8023, revised 1978). Sexually pre-mature female mud crabs (orange mud crab S. olivacea) were collected from the local market (5°66′62′′N, 102°72′33′′E) at the Setiu Wetlands in Malaysia. The mud crab species was identified based on morphological characteristics1.

to:

This protocol follows the Malaysian Code of Practice for the Care and Use of Animals for Scientific Purposes outlined by the Laboratory Animal Science Association of Malaysia and was approved by the Universiti Malaysia Terengganu's Research Ethics Committee (Animal ethics approval number: UMT/JKEPHMK/2023/96). The sacrifice of the experimental samples was done according to the AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2020 Edition. Sexually pre-mature female mud crabs (orange mud crab Scylla olivacea) were collected from the local market (5°66′62′′N, 102°72′33′′E) at the Setiu Wetlands in Malaysia. The mud crab species was identified based on morphological characteristics1.

Section 4 of the Protocol has been updated from:

4. Cold-shock anesthesia

  1. Select sexually mature females with a dark-colored oval-shaped abdominal flap with a CW >86 mm (Figure 1).
  2. Catch the crabs with a scoop net, and keep them individually in small aquariums for cold shock anesthesia.
  3. Prepare 2 L of 4 °C to 1 °C seawater (20 ppt) in a transparent plastic aquarium. Maintain the temperature using (−20 °C) ice bags for cold shock anesthesia.
    NOTE: Check the temperature with a digital thermometer.
  4. Immerse the crab in the 4 °C seawater until sedated (about 3−5 min).
  5. Ensure the crabs are fully anesthetized by the lack of spontaneous movement. The legs and chelipeds joints will still show minor movements when touched with forceps.

to:

4. Anesthesia

  1. Select sexually mature females with a dark-colored oval-shaped abdominal flap with a CW >86 mm (Figure 1).
  2. Catch the crabs with a scoop net, and keep them individually in small aquariums for anesthesia.
  3. After 5 min of acclimatization period, add 2-phenoxyethanol (2-PE) at 2 mL/L into each aquarium and allow 15 min of anesthesia treatment.
  4. Ensure the crabs are fully anesthetized by the lack of spontaneous movement.

Section 5 of the Protocol has been updated from:

5. Eyestalk ablation

  1. Cauterization technique
    1. Perform all procedures on top of a table and in an open area.
    2. Take a flat head nickel-steel metal rod (e.g., a screwdriver) with a wooden or plastic handle, and cover the handle with a wet cotton towel.
    3. Sterilize two stainless surgical forceps in an autoclave.
    4. Prepare 70% ethanol in a spray bottle. Have tissue paper ready for use.
      NOTE: Ethanol is highly flammable. Maintain a safe distance from fire sources.
    5. Connect a blowtorch to a gas cylinder (butane) securely.
      CAUTION: Follow the instructions on the blowtorch and gas cylinder. Make sure that the blowtorch is switched off when connecting with the gas cylinder. Read and follow all the fire safety precautions mentioned on the gas cylinder.
    6. Wear thick cotton gloves to avoid injury from hot objects.
    7. Subject the tip of the metal rod to the fire of the blowtorch until the metal rod is bright red.
    8. Cover the anesthetized (sedated) crab with a wet cotton towel.
      NOTE: Cover all the tentacles of the crab to avoid unnecessary damage.
    9. Hold one eye of the crab with sterilized forceps.
      NOTE: Sterilize the forceps in an autoclave for first-time use, and disinfect using 70% ethanol for subsequent use on other crabs.
    10. Hold the red-hot metal flat tip onto the eye of the crab and press slightly for about 10−15 s until the eyestalk turns an orange or reddish-orange color.
      NOTE: Two people are needed to execute eyestalk ablation following the cauterization method: one to hold the crab and another to perform the ablation procedure.
    11. Disinfect the forceps with 70% ethanol spray to ensure no cross-contamination between crabs.
    12. After performing the eyestalk ablation on all crabs, dip the hot nickel steel metal rod (screwdriver) into tap water.
    13. Disinfect the towel before reuse. Multiple towels can be used to save time.
      NOTE: Wash the towel with tap water, and dip it into 30 ppm chlorinated water for 5 min. Then, wash the towel with tap water again, and dip it in a 1 g/L sodium thiosulphate solution.
    14. Keep the blowtorch in a safe place after turning it off, and wait until it returns to environmental temperature (about 30 min) before disconnecting.
  2. Surgery technique
    1. Perform the procedure in a well-ventilated area.
    2. Sterilize two surgical scissors and forceps in an autoclave.
    3. Pour 50 mL of 70% ethanol into a 100 mL glass beaker.
    4. Prepare the tincture of iodine solution in a dropper bottle.
      NOTE: Tincture of iodine (iodine tincture or weak iodine solution) is made up of 2%-7% elemental iodine and potassium iodide, or sodium iodide, dissolved in ethanol and water.
    5. Wear thick cotton gloves.
    6. Hold the sedated crab, and cover it with a wet cotton towel.
    7. Hold one eye of the crab with sterilized forceps.
    8. Swiftly cut off the eyestalk using sterilized surgical scissors.
      NOTE: Hemolymph may be lost from the wounded part of the crab.
    9. Dip the scissors and forceps in 70% ethanol after every use, and dry them using tissue paper before reuse.
    10. Apply two to three drops of iodine tincture to the wounded part of the eyestalk immediately after cutting it off.
      NOTE: Tincture of iodine is used for healing and to prevent infection.

to:

5. Eyestalk ablation

  1. Cauterization technique
    1. Perform all procedures on top of a table and in an open area.
    2. Take a flat head nickel-steel metal rod (e.g., a screwdriver) with a wooden or plastic handle, and cover the handle with a wet cotton towel.
    3. Sterilize two stainless surgical forceps in an autoclave.
    4. Prepare 70% ethanol in a spray bottle and keep it away from any fire-related sources, such as blow torch and red hot screwdriver. Have tissue paper ready for use.
      NOTE: Ethanol is highly flammable. Maintain a safe distance from fire sources.
    5. Connect a blowtorch to a gas cylinder (butane) securely.
      CAUTION: Follow the instructions on the blowtorch and gas cylinder. Make sure that the blowtorch is switched off when connecting with the gas cylinder. Read and follow all the fire safety precautions mentioned on the gas cylinder.
    6. Wear thick cotton gloves to avoid injury from hot objects.
    7. Subject the tip of the metal rod to the fire of the blowtorch until the metal rod is bright red.
    8. Cover the anesthetized crab with a wet cotton towel.
      NOTE: Cover the antennae of the crab to avoid unnecessary damage.
    9. Hold one eye of the crab with sterilized forceps.
      NOTE: Sterilize the forceps in an autoclave for first-time use, and disinfect using 70% ethanol for subsequent use on other crabs.
    10. Hold the red-hot metal flat tip onto the eye of the crab and press slightly for about 10−15 s until the eyestalk turns an orange or reddish-orange color. Be careful when conducting this step to avoid damage to adjacent structures. 
      NOTE: Two people are needed to execute eyestalk ablation following the cauterization method: one to hold the crab and another to perform the ablation procedure.
    11. Disinfect the forceps with 70% ethanol spray to ensure no cross-contamination between crabs.
      NOTE: Only perform this step at least waiting for 5 min after the eyestalk ablation procedure to ensure the forceps are cooled down before disinfection using 70% ethanol to prevent potential fire hazards.
    12. After performing the eyestalk ablation on all crabs, dip the hot nickel steel metal rod (screwdriver) into tap water.
    13. Disinfect the towel before reuse. Multiple towels can be used to save time.
      NOTE: Wash the towel with tap water, and dip it into 30 ppm chlorinated water for 5 min. Then, wash the towel with tap water again, and dip it in a 1 g/L sodium thiosulphate solution.
    14. Keep the blowtorch in a safe place after turning it off, and wait until it returns to environmental temperature (about 30 min) before disconnecting.
  2. Surgery technique
    1. Perform the procedure in a well-ventilated area.
    2. Sterilize two surgical scissors and forceps in an autoclave.
    3. Pour 50 mL of 70% ethanol into a 100 mL glass beaker.
    4. Wear thick cotton gloves.
    5. Hold the anesthetized crab, and cover it with a wet cotton towel.
    6. Hold one eye of the crab with sterilized forceps.
    7. Swiftly cut off the eyestalk using sterilized surgical scissors.
      NOTE: Hemolymph may be lost from the wounded part of the crab.
    8. Dip the scissors and forceps in 70% ethanol after every use, and dry them using tissue paper before reuse.

Step 7.2.2 of the Protocol has been updated from:

Sedate the females individually with the cold shock anesthesia method.

to:

Anesthetize the females individually with the 2-PE immersion anesthesia method.

The Discussion has been updated from:

This protocol was developed for the eyestalk ablation of the mud crab, Scylla spp., and can be applied as an efficient method to induce gonad maturation. This protocol can be easily replicated for the commercial ovary maturation of mud crabs and can be implemented to reduce the latent period (time from one spawning to another) in mud crab seed production.

The eyestalk ablation of crustaceans (i.e., freshwater prawn, marine shrimp) is typically done to induce gonad maturation and out-of-season spawning11,12,13. Eyestalk ablation in brachyuran crabs has also been done to study molting25,32,33, hormonal regulation18, gonad maturation34, and induced breeding and reproductive performance35,36,37,38,39. Unilateral or bilateral eyestalk ablation influences the physiology of the crustacean. Eyestalk ablation following the protocol stated in this study also influences the ovarian maturation rate of mud crabs. In the control treatment (without eyestalk ablation), 43.33% ± 5.77% of female crabs had an immature ovary (stage-1). However, in the same rearing period (30 days), eyestalk-ablated female crabs had pre-maturing ovaries (stage-3; 56.67% ± 11.55% and 53.33% ± 15.28% with the cauterization and surgery techniques, respectively), which shows that eyestalk ablation can increase the gonad maturation of mud crabs. Previous studies have also reported that the ovarian development of intact crabs (without eyestalk ablation) is slower than that of eyestalk-ablated crabs25,31. Due to the slower gonadal development in intact crustaceans, eyestalk ablation is widely done in commercial prawn and shrimp hatcheries. In this protocol, the eyestalk-ablated female crabs achieved higher percentages of ovarian maturation compared to the female crabs without the eyestalk ablation treatment (Figure 3).

The gonad maturation of the mud crab is regulated by hormones21,40,41. The eyestalk contains important endocrine glands (i.e., the X-organ-sinus gland complex) that play vital roles in the gonadal maturation process of mud crabs18,21. Unilateral eyestalk ablation, either by cauterization or surgery, damages one of the major endocrine glands that is involved in the synthesis and release of inhibiting hormones (e.g., VIH), thereby resulting in a higher level of gonad-stimulating hormones (i.e., VSH).

The ovarian maturation stages of Scylla spp. can be differentiated by observing the ovarian tissue coloration with the naked eye29,30,42. Translucent or creamy white ovarian tissues are indications of immature ovaries29,30,42,43. In this study, immature ovaries (stage-1) were still found in the group of female crabs without eyestalk ablation due to the slower ovarian maturation process. However, the crabs in the eyestalk-ablated groups (both by the cauterization and surgery techniques) mostly showed pre-maturing ovaries (stage-3), with some individuals exhibiting fully matured ovaries (stage-4). Therefore, the protocol of eyestalk ablation described here can be used to increase ovarian maturation in female mud crabs. This protocol can also be applied directly to wild-collected mature female mud crabs to hasten their seed production. To evaluate the effectiveness of cauterization and surgery methods on mud crab gonad maturation and to ensure the accurate estimation of molting duration, sexually pre-mature crabs were used. After the (induced) molting of sexually pre-mature female crabs, we noticed that their ovaries were still in the immature or early developing stages29,44. After 30 days of rearing the newly mature female crabs (either eyestalk-ablated or without eyestalk ablation), the ovarian development stages (stage-1 to stage-4) were determined by the color of the ovarian tissues. This protocol encourages the use of the cauterization technique to perform eyestalk ablation in mud crabs to avoid any hemolymph loss and prevent infection at the ablated sites. Cauterization immediately seals the wound, whereas the surgery technique requires an additional step of disinfection using iodine. For commercial purposes, larger mature crabs, preferably at a later stage of ovarian maturation, should be selected for eyestalk ablation to shorten the time to reach the fully matured ovary stage for subsequent commerce or brood stock culture. In addition to eyestalk ablation, individual rearing with sand substrate and sufficient feeding, preferably with live feed, can increase the gonad maturation rate of mud crabs in captivity30,35,45,46.

Crustacean blood is called hemolymph and can be lost during eyestalk ablation. An excessive loss of hemolymph may lead to the death of eyestalk-ablated crabs, especially when performing surgery to remove the eyestalk. The hemolymph can coagulate in the wounded part to prevent loss. The application of a tincture of iodine can prevent infection of the wounded part. However, in comparison to the surgery technique, the cauterization technique seals the wounded part immediately, thereby preventing the loss of hemolymph and possible infection.

Mud crab mortality after unilateral eyestalk ablation with either cauterization or surgery was not found within the first 7 days. Thus, eyestalk ablation can be done with a higher survival rate. Unilateral eyestalk ablation does not hamper the survival rate of the crab33.

Stress during crab handling and eyestalk ablation may contribute to crab mortality. Proper anesthesia is needed to minimize handling stress during eyestalk ablation. In crustacean eyestalk ablation, chemical anesthetics (i.e., xylocaine, lidocaine) are used at the base of the eyestalk before eyestalk ablation14,15,17,47. However, due to the aggressive nature and large size of mud crabs, the use of anesthesia only at the base of the eyestalk is not sufficient and might result in additional stress to the animals during the injection. On the other hand, anesthesia by subjecting them to a lower water temperature is more economical and safer. The use of cold water for anesthesia in mud crabs is common and has been used in other studies due to its efficiency, simplicity, and minimal impact on recovery and survival37,48,49.

Although eyestalk ablation using both cauterization and surgery methods has a minimal effect on crab survival and enhances ovarian maturation, performing eyestalk ablation requires professional mastery of the techniques. The timing between the steps is critical as any delay between protocols adds additional stress for the crabs. Unlike the surgery technique, the cauterization technique is dangerous because it involves the use of flammable equipment (i.e., a blow torch and butane gas). Thus, extra caution is needed when performing the cauterization technique.

Crabs are cannibalistic in nature, and they are known to prey on others that have just completed their molt and are still in their soft-shell conditions7,50,51. Thus, rearing the crabs individually can avoid unnecessary mortality due to cannibalism. The use of individual rearing in mud crab culture is commonly practiced, both in high-density culture and pond culture, for fattening and soft-shell crab farming purposes8,52. This protocol also utilized individual rearing and maintenance. During the transportation of the crabs for rearing or commerce, the crab chelipeds are tied up securely (or even autotomized) to prevent fighting, unnecessary injury, and limb loss34.

The described protocol for eyestalk ablation should be performed with multiple persons. After completing the eyestalk ablation, non-disposable equipment (e.g., the aquarium, tray, towel, etc.) should be disinfected with 30 ppm chlorine. The crabs must be monitored at least twice per day. Any dead crabs, uneaten feed, ablated limbs, or molted crab shells should be swiftly disposed of (i.e., buried in soil with bleaching powder) to prevent any potential for disease spread.

to:

This protocol was developed for the eyestalk ablation of the mud crab, Scylla spp., and can be applied as an efficient method to induce gonad maturation. This protocol can be easily replicated for the commercial ovary maturation of mud crabs and can be implemented to reduce the latent period (time from one spawning to another) in mud crab seed production.

The eyestalk ablation of crustaceans (i.e., freshwater prawn, marine shrimp) is typically done to induce gonad maturation and out-of-season spawning11,12,13. Eyestalk ablation in brachyuran crabs has also been done to study molting25,32,33, hormonal regulation18, gonad maturation34, and induced breeding and reproductive performance35,36,37,38,39. Anesthesia via immersion in 2-phenoxyethanol was used as it is comparable to the use of tricaine methanesulfonate (MS-222) in arthopods but cheaper and does not require the use of additional buffer40. Unilateral or bilateral eyestalk ablation influences the physiology of the crustacean. Eyestalk ablation following the protocol stated in this study also influences the ovarian maturation rate of mud crabs. In the control treatment (without eyestalk ablation), 43.33% ± 5.77% of female crabs had an immature ovary (stage-1). However, in the same rearing period (30 days), eyestalk-ablated female crabs had pre-maturing ovaries (stage-3; 56.67% ± 11.55% and 53.33% ± 15.28% with the cauterization and surgery techniques, respectively), which shows that eyestalk ablation can increase the gonad maturation of mud crabs. Previous studies have also reported that the ovarian development of intact crabs (without eyestalk ablation) is slower than that of eyestalk-ablated crabs25,31. Due to the slower gonadal development in intact crustaceans, eyestalk ablation is widely done in commercial prawn and shrimp hatcheries. In this protocol, the eyestalk-ablated female crabs achieved higher percentages of ovarian maturation compared to the female crabs without the eyestalk ablation treatment (Figure 3).

The gonad maturation of the mud crab is regulated by hormones21,41,42. The eyestalk contains important endocrine glands (i.e., the X-organ-sinus gland complex) that play vital roles in the gonadal maturation process of mud crabs18,21. Unilateral eyestalk ablation, either by cauterization or surgery, damages one of the major endocrine glands that is involved in the synthesis and release of inhibiting hormones (e.g., VIH), thereby resulting in a higher level of gonad-stimulating hormones (i.e., VSH).

The ovarian maturation stages of Scylla spp. can be differentiated by observing the ovarian tissue coloration with the naked eye29,30,43. Translucent or creamy white ovarian tissues are indications of immature ovaries29,30,43,44. In this study, immature ovaries (stage-1) were still found in the group of female crabs without eyestalk ablation due to the slower ovarian maturation process. However, the crabs in the eyestalk-ablated groups (both by the cauterization and surgery techniques) mostly showed pre-maturing ovaries (stage-3), with some individuals exhibiting fully matured ovaries (stage-4). Therefore, the protocol of eyestalk ablation described here can be used to increase ovarian maturation in female mud crabs. This protocol can also be applied directly to wild-collected mature female mud crabs to hasten their seed production. To evaluate the effectiveness of cauterization and surgery methods on mud crab gonad maturation and to ensure the accurate estimation of molting duration, sexually pre-mature crabs were used. After the (induced) molting of sexually pre-mature female crabs, we noticed that their ovaries were still in the immature or early developing stages29,45. After 30 days of rearing the newly mature female crabs (either eyestalk-ablated or without eyestalk ablation), the ovarian development stages (stage-1 to stage-4) were determined by the color of the ovarian tissues. This protocol encourages the use of the cauterization technique to perform eyestalk ablation in mud crabs to avoid any hemolymph loss and prevent infection at the ablated sites. Cauterization immediately seals the wound, whereas the surgery technique takes time for the wound to heal and this would allow for chance of infection. For commercial purposes, larger mature crabs, preferably at a later stage of ovarian maturation, should be selected for eyestalk ablation to shorten the time to reach the fully matured ovary stage for subsequent commerce or brood stock culture. In addition to eyestalk ablation, individual rearing with sand substrate and sufficient feeding, preferably with live feed, can increase the gonad maturation rate of mud crabs in captivity30,35,46,47.

Crustacean blood is called hemolymph and can be lost during eyestalk ablation. An excessive loss of hemolymph may lead to the death of eyestalk-ablated crabs, especially when performing surgery to remove the eyestalk. The hemolymph can coagulate in the wounded part to prevent loss. However, in comparison to the surgery technique, the cauterization technique seals the wounded part immediately, thereby preventing the loss of hemolymph and possible infection.

Mud crab mortality after unilateral eyestalk ablation with either cauterization or surgery was not found within the first 7 days. Thus, eyestalk ablation can be done with a higher survival rate. Unilateral eyestalk ablation does not hamper the survival rate of the crab33.

Stress during crab handling and eyestalk ablation may contribute to crab mortality. Proper anesthesia is needed to minimize handling stress during eyestalk ablation. In crustacean eyestalk ablation, chemical anesthetics (i.e., xylocaine, lidocaine) are used at the base of the eyestalk before eyestalk ablation14,15,17,48. However, due to the aggressive nature and large size of mud crabs, the use of anesthesia only at the base of the eyestalk is not sufficient and might result in additional stress to the animals during the injection. On the other hand, anesthesia by subjecting them to a lower water temperature is more economical and safer. The use of cold water for anesthesia in mud crabs is common and has been used in other studies due to its efficiency, simplicity, and minimal impact on recovery and survival37,49,50. In addition, future research on pain assessment following eyestalk ablation on mud crabs is recommended to highlight the change in behaviours associated with pain and stress, as evident in freshwater prawn Macrobrachium americanum51.

Although eyestalk ablation using both cauterization and surgery methods has a minimal effect on crab survival and enhances ovarian maturation, performing eyestalk ablation requires professional mastery of the techniques. The timing between the steps is critical as any delay between protocols adds additional stress for the crabs. Unlike the surgery technique, the cauterization technique is dangerous because it involves the use of flammable equipment (i.e., a blow torch and butane gas). Thus, extra caution is needed when performing the cauterization technique.

Crabs are cannibalistic in nature, and they are known to prey on others that have just completed their molt and are still in their soft-shell conditions7,52,53. Thus, rearing the crabs individually can avoid unnecessary mortality due to cannibalism. The use of individual rearing in mud crab culture is commonly practiced, both in high-density culture and pond culture, for fattening and soft-shell crab farming purposes8,53. This protocol also utilized individual rearing and maintenance. During the transportation of the crabs for rearing or commerce, the crab chelipeds are tied up securely (or even autotomized) to prevent fighting, unnecessary injury, and limb loss34.

The described protocol for eyestalk ablation should be performed with multiple persons. After completing the eyestalk ablation, non-disposable equipment (e.g., the aquarium, tray, towel, etc.) should be disinfected with 30 ppm chlorine. The crabs must be monitored at least twice per day. Any dead crabs, uneaten feed, ablated limbs, or molted crab shells should be swiftly disposed of (i.e., buried in soil with bleaching powder) to prevent any potential for disease spread.

The References have been updated from:

  1. Keenan, C. P., Davie, P. J. F., Mann, D. L. A revision of the genus Scylla de Haan, 1833 (Crustacea: Decapoda: Brachyura: Portunidae). Raffles Bulletin of Zoology. 46 (1), 217-245 (1998).
  2. Fazhan, H. et al. Morphological descriptions and morphometric discriminant function analysis reveal an additional four groups of Scylla spp. PeerJ. 8, e8066 (2020).
  3. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Hilmi, M. G., Azmie, G., Zakaria, M. Z. Species diversity, carapace width-body weight relationship, size distribution and sex ratio of mud crab, genus Scylla from Setiu Wetlands of Terengganu coastal waters, Malaysia. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 97-109 (2010).
  4. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Mohd Faizal, W. W. Y., Azmie, G., Abol-Munafi, A. B. Size of maturity of mud crab Scylla olivacea (Herbst, 1796) from mangrove areas of Terengganu coastal waters. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 134-147 (2010).
  5. Waiho, K. et al. On types of sexual maturity in brachyurans, with special reference to size at the onset of sexual maturity. Journal of Shellfish Research. 36 (3), 807-839 (2017).
  6. Mykles, D. L., Chang, E. S. Hormonal control of the crustacean molting gland: Insights from transcriptomics and proteomics. General and Comparative Endocrinology. 294, 113493 (2020).
  7. Fujaya, Y. et al. Is limb autotomy really efficient compared to traditional rearing in soft-shell crab (Scylla olivacea) production? Aquaculture Reports. 18, 100432 (2020).
  8. Waiho, K. et al. Moult induction methods in soft-shell crab production. Aquaculture Research. 52 (9), 4026-4042 (2021).
  9. Rahman, M. R. et al. Evaluation of limb autotomy as a promising strategy to improve production performances of mud crab (Scylla olivacea) in the soft-shell farming system. Aquaculture Research. 51 (6), 2555-2572 (2020).
  10. Okumura, T. et al. Expression of vitellogenin and cortical rod proteins during induced ovarian development by eyestalk ablation in the kuruma prawn, Marsupenaeus japonicus. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 143 (2), 246-253 (2006).
  11. Pervaiz, P. A., Jhon, S. M., Sikdar-bar, M. Studies on the effect of unilateral eyestalk ablation in maturation of gonads of a freshwater prawn Macrobrachium dayanum. World Journal of Zoology. 6 (2), 159-163 (2011).
  12. Primavera, J. H. Induced maturation and spawning in five-month-old Penaeus monodon Fabricius by eyestalk ablation. Aquaculture. 13 (4), 355-359 (1978).
  13. Shyne Anand, P. S. et al. Reproductive performance of wild brooders of Indian white shrimp, Penaeus indicus: Potential and challenges for selective breeding program. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 65 (2019).
  14. Diarte-Plata, G. et al. Eyestalk ablation procedures to minimize pain in the freshwater prawn Macrobrachium americanum. Applied Animal Behaviour Science. 140 (3-4), 172-178 (2012).
  15. Vargas-Téllez, I. et al. Impact of unilateral eyestalk ablation on Callinectes arcuatus (Ordway, 1863) under laboratory conditions: Behavioral evaluation. Latin American Journal of Aquatic Research. 49 (4), 576-594 (2021).
  16. Chu, K. H., Chow, W. K. Effects of unilateral versus bilateral eyestalk ablation on molting and growth of the shrimp, Penaeus chinensis (Osbeck, 1765) (Decapoda, Penaeidea). Crustaceana. 62 (3), 225-233 (1992).
  17. Taylor, J. Minimizing the effects of stress during eyestalk ablation of Litopenaeus vannamei females with topical anesthetic and a coagulating agent. Aquaculture. 233 (1-4), 173-179 (2004).
  18. Wang, M., Ye, H., Miao, L., Li, X. Role of short neuropeptide F in regulating eyestalk neuroendocrine systems in the mud crab Scylla paramamosain. Aquaculture. 560, 738493 (2022).
  19. Nagaraju, G. P. C. Reproductive regulators in decapod crustaceans: an overview. Journal of Experimental Biology. 214 (1), 3-16 (2011).
  20. Kornthong, N. et al. Characterization of red pigment concentrating hormone (RPCH) in the female mud crab (Scylla olivacea) and the effect of 5-HT on its expression. General and Comparative Endocrinology. 185, 28-36 (2013).
  21. Kornthong, N. et al. Molecular characterization of a vitellogenesis-inhibiting hormone (VIH) in the mud crab (Scylla olivacea) and temporal changes in abundances of VIH mRNA transcripts during ovarian maturation and following neurotransmitter administration. Animal Reproduction Science. 208, 106122 (2019).
  22. Liu, C. et al. VIH from the mud crab is specifically expressed in the eyestalk and potentially regulated by transactivator of Sox9/Oct4/Oct1. General and Comparative Endocrinology. 255, 1-11 (2018).
  23. Chen, H.-Y., Kang, B. J., Sultana, Z., Wilder, M. N. Variation of protein kinase C-α expression in eyestalk removal-activated ovaries in whiteleg shrimp, Litopenaeus vannamei. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 237 (300), 110552 (2019).
  24. Rotllant, G., Nguyen, T. V., Aizen, J., Suwansa-ard, S., Ventura, T. Toward the identification of female gonad-stimulating factors in crustaceans. Hydrobiologia. 825 (1), 91-119 (2018).
  25. Supriya, N. T., Sudha, K., Krishnakumar, V., Anilkumar, G. Molt and reproduction enhancement together with hemolymph ecdysteroid elevation under eyestalk ablation in the female fiddler crab, Uca triangularis (Brachyura: Decapoda). Chinese Journal of Oceanology and Limnology. 35 (3), 645-657 (2017).
  26. Wilder, M. N. Advances in the science of crustacean reproductive physiology and potential applications to new seed production technology. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 6-10 (2019).
  27. Arcos, G. F., Ibarra, A. M., Vazquez-Boucard, C., Palacios, E., Racotta, I. S. Haemolymph metabolic variables in relation to eyestalk ablation and gonad development of Pacific white shrimp Litopenaeus vannamei Boone. Aquaculture Research. 34 (9), 749-755 (2003).
  28. Desai, U. M., Achuthankutty, C. T. Complete regeneration of ablated eyestalk in penaeid prawn, Penaeus monodon. Current Science. 79 (11), 1602-1603 (2000).
  29. Wu, Q. et al. Growth performance and biochemical composition dynamics of ovary, hepatopancreas and muscle tissues at different ovarian maturation stages of female mud crab, Scylla paramamosain. Aquaculture. 515, 734560 (2020).
  30. Ghazali, A., Azra, M. N., Noordin, N. M., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. Ovarian morphological development and fatty acids profile of mud crab (Scylla olivacea) fed with various diets. Aquaculture. 468 (Part 1), 45-52 (2017).
  31. Farhadi, A. et al. The regulatory mechanism of sexual development in decapod crustaceans. Frontiers in Marine Science. 8 (2021).
  32. Sukardi, P., Prayogo, N. A., Harisam, T., Sudaryono, A. Effect of eyestalk-ablation and differences salinity in rearing pond on molting speed of Scylla serrata. AIP Conference Proceedings. 2094, 020029 (2019).
  33. Stella, V. S., López Greco, L. S., Rodríguez, E. M. Effects of eyestalk ablation at different times of the year on molting and reproduction of the estuarine grapsid crab Chasmagnathus granulata (Decapoda, Brachyura). Journal of Crustacean Biology. 20 (2), 239-244 (2000).
  34. Jang, I. K. et al. The effects of manipulating water temperature, photoperiod, and eyestalk ablation on gonad maturation of the swimming crab, Portunus trituberculatus.Crustaceana. 83 (2), 129-141 (2010).
  35. Millamena, O. M., Quinitio, E. The effects of diets on reproductive performance of eyestalk ablated and intact mud crab Scylla serrata. Aquaculture. 181 (1-2), 81-90 (2000).
  36. Zeng, C. Induced out-of-season spawning of the mud crab, Scylla paramamosain (Estampador) and effects of temperature on embryo development. Aquaculture Research. 38 (14), 1478-1485 (2007).
  37. Rana, S. Eye stalk ablation of freshwater crab, Barytelphusa lugubris: An alternative approach of hormonal induced breeding. International Journal of Pure and Applied Zoology. 6 (3), 30-34 (2018).
  38. Yi, S.-K., Lee, S.-G., Lee, J.-M. Preliminary study of seed production of the Micronesian mud crab Scylla serrata (Crustacea: Portunidae) in Korea. Ocean and Polar Research. 31 (3), 257-264 (2009).
  39. Azra, M. N., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. A review of broodstock improvement to brachyuran crab: Reproductive performance. International Journal of Aquaculture. 5 (38), 1-10 (2016).
  40. Muhd-Farouk, H., Abol-Munafi, A. B., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of steroid hormones 17α-hydroxyprogesterone and 17α-hydroxypregnenolone on ovary external morphology of orange mud crab, Scylla olivacea. Asian Journal of Cell Biology. 9 (1), 23-28 (2013).
  41. Muhd-Farouk, H., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of vertebrate steroid hormones on the ovarian maturation stages of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796). Aquaculture. 451, 78-86 (2016).
  42. Ghazali, A., Mat Noordin, N., Abol-Munafi, A. B., Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. Ovarian maturation stages of wild and captive mud crab, Scylla olivacea fed with two diets. Sains Malaysiana. 46 (12), 2273-2280 (2017).
  43. Aaqillah-Amr, M. A., Hidir, A., Noordiyana, M. N., Ikhwanuddin, M. Morphological, biochemical and histological analysis of mud crab ovary and hepatopancreas at different stages of development. Animal Reproduction Science. 195, 274-283 (2018).
  44. Amin-Safwan, A., Muhd-Farouk, H., Mardhiyyah, M. P., Nadirah, M., Ikhwanuddin, M. Does water salinity affect the level of 17β-estradiol and ovarian physiology of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796) in captivity? Journal of King Saud University - Science. 31 (4), 827-835 (2019).
  45. Wu, X. et al. Effect of dietary supplementation of phospholipids and highly unsaturated fatty acids on reproductive performance and offspring quality of Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis (H. Milne-Edwards), female broodstock. Aquaculture. 273 (4), 602-613 (2007).
  46. Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. A review of maturation diets for mud crab genus Scylla broodstock: Present research, problems and future perspective. Saudi Journal of Biological Sciences. 23 (2), 257-267 (2016).
  47. Maschio Rodrigues, M., López Greco, L. S., de Almeida, L. C. F., Bertini, G. Reproductive performance of Macrobrachium acanthurus (Crustacea, Palaemonidae) females subjected to unilateral eyestalk ablation. Acta Zoologica. 103 (3), 326-334 (2022).
  48. Zhang, C. et al. Changes in bud morphology, growth-related genes and nutritional status during cheliped regeneration in the Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis. PLoS One. 13 (12), e0209617 (2018).
  49. Zhang, C. et al. Hemolymph transcriptome analysis of Chinese mitten crab (Eriocheir sinensis) with intact, left cheliped autotomy and bilateral eyestalk ablation. Fish & Shellfish Immunology. 81, 266-275 (2018).
  50. Mirera, D. O., Moksnes, P. O. Comparative performance of wild juvenile mud crab (Scylla serrata) in different culture systems in East Africa: Effect of shelter, crab size and stocking density. Aquaculture International. 23 (1), 155-173 (2015).
  51. Ut, V. N., Le Vay, L., Nghia, T. T., Hong Hanh, T. T. Development of nursery cultures for the mud crab Scylla paramamosain (Estampador). Aquaculture Research. 38 (14), 1563-1568 (2007).
  52. Fazhan, H. et al. Limb loss and feeding ability in the juvenile mud crab Scylla olivacea: Implications of limb autotomy for aquaculture practice. Applied Animal Behaviour Science. 247, 105553 (2022).

to:

  1. Keenan, C. P., Davie, P. J. F., Mann, D. L. A revision of the genus Scylla de Haan, 1833 (Crustacea: Decapoda: Brachyura: Portunidae). Raffles Bulletin of Zoology. 46 (1), 217-245 (1998).
  2. Fazhan, H. et al. Morphological descriptions and morphometric discriminant function analysis reveal an additional four groups of Scylla spp. PeerJ. 8, e8066 (2020).
  3. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Hilmi, M. G., Azmie, G., Zakaria, M. Z. Species diversity, carapace width-body weight relationship, size distribution and sex ratio of mud crab, genus Scylla from Setiu Wetlands of Terengganu coastal waters, Malaysia. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 97-109 (2010).
  4. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Mohd Faizal, W. W. Y., Azmie, G., Abol-Munafi, A. B. Size of maturity of mud crab Scylla olivacea (Herbst, 1796) from mangrove areas of Terengganu coastal waters. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 134-147 (2010).
  5. Waiho, K. et al. On types of sexual maturity in brachyurans, with special reference to size at the onset of sexual maturity. Journal of Shellfish Research. 36 (3), 807-839 (2017).
  6. Mykles, D. L., Chang, E. S. Hormonal control of the crustacean molting gland: Insights from transcriptomics and proteomics. General and Comparative Endocrinology. 294, 113493 (2020).
  7. Fujaya, Y. et al. Is limb autotomy really efficient compared to traditional rearing in soft-shell crab (Scylla olivacea) production? Aquaculture Reports. 18, 100432 (2020).
  8. Waiho, K. et al. Moult induction methods in soft-shell crab production. Aquaculture Research. 52 (9), 4026-4042 (2021).
  9. Rahman, M. R. et al. Evaluation of limb autotomy as a promising strategy to improve production performances of mud crab (Scylla olivacea) in the soft-shell farming system. Aquaculture Research. 51 (6), 2555-2572 (2020).
  10. Okumura, T. et al. Expression of vitellogenin and cortical rod proteins during induced ovarian development by eyestalk ablation in the kuruma prawn, Marsupenaeus japonicus. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 143 (2), 246-253 (2006).
  11. Pervaiz, P. A., Jhon, S. M., Sikdar-bar, M. Studies on the effect of unilateral eyestalk ablation in maturation of gonads of a freshwater prawn Macrobrachium dayanum. World Journal of Zoology. 6 (2), 159-163 (2011).
  12. Primavera, J. H. Induced maturation and spawning in five-month-old Penaeus monodon Fabricius by eyestalk ablation. Aquaculture. 13 (4), 355-359 (1978).
  13. Shyne Anand, P. S. et al. Reproductive performance of wild brooders of Indian white shrimp, Penaeus indicus: Potential and challenges for selective breeding program. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 65 (2019).
  14. Diarte-Plata, G. et al. Eyestalk ablation procedures to minimize pain in the freshwater prawn Macrobrachium americanum. Applied Animal Behaviour Science. 140 (3-4), 172-178 (2012).
  15. Vargas-Téllez, I. et al. Impact of unilateral eyestalk ablation on Callinectes arcuatus (Ordway, 1863) under laboratory conditions: Behavioral evaluation. Latin American Journal of Aquatic Research. 49 (4), 576-594 (2021).
  16. Chu, K. H., Chow, W. K. Effects of unilateral versus bilateral eyestalk ablation on molting and growth of the shrimp, Penaeus chinensis (Osbeck, 1765) (Decapoda, Penaeidea). Crustaceana. 62 (3), 225-233 (1992).
  17. Taylor, J. Minimizing the effects of stress during eyestalk ablation of Litopenaeus vannamei females with topical anesthetic and a coagulating agent. Aquaculture. 233 (1-4), 173-179 (2004).
  18. Wang, M., Ye, H., Miao, L., Li, X. Role of short neuropeptide F in regulating eyestalk neuroendocrine systems in the mud crab Scylla paramamosain. Aquaculture. 560, 738493 (2022).
  19. Nagaraju, G. P. C. Reproductive regulators in decapod crustaceans: an overview. Journal of Experimental Biology. 214 (1), 3-16 (2011).
  20. Kornthong, N. et al. Characterization of red pigment concentrating hormone (RPCH) in the female mud crab (Scylla olivacea) and the effect of 5-HT on its expression. General and Comparative Endocrinology. 185, 28-36 (2013).
  21. Kornthong, N. et al. Molecular characterization of a vitellogenesis-inhibiting hormone (VIH) in the mud crab (Scylla olivacea) and temporal changes in abundances of VIH mRNA transcripts during ovarian maturation and following neurotransmitter administration. Animal Reproduction Science. 208, 106122 (2019).
  22. Liu, C. et al. VIH from the mud crab is specifically expressed in the eyestalk and potentially regulated by transactivator of Sox9/Oct4/Oct1. General and Comparative Endocrinology. 255, 1-11 (2018).
  23. Chen, H.-Y., Kang, B. J., Sultana, Z., Wilder, M. N. Variation of protein kinase C-α expression in eyestalk removal-activated ovaries in whiteleg shrimp, Litopenaeus vannamei. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 237 (300), 110552 (2019).
  24. Rotllant, G., Nguyen, T. V., Aizen, J., Suwansa-ard, S., Ventura, T. Toward the identification of female gonad-stimulating factors in crustaceans. Hydrobiologia. 825 (1), 91-119 (2018).
  25. Supriya, N. T., Sudha, K., Krishnakumar, V., Anilkumar, G. Molt and reproduction enhancement together with hemolymph ecdysteroid elevation under eyestalk ablation in the female fiddler crab, Uca triangularis (Brachyura: Decapoda). Chinese Journal of Oceanology and Limnology. 35 (3), 645-657 (2017).
  26. Wilder, M. N. Advances in the science of crustacean reproductive physiology and potential applications to new seed production technology. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 6-10 (2019).
  27. Arcos, G. F., Ibarra, A. M., Vazquez-Boucard, C., Palacios, E., Racotta, I. S. Haemolymph metabolic variables in relation to eyestalk ablation and gonad development of Pacific white shrimp Litopenaeus vannamei Boone. Aquaculture Research. 34 (9), 749-755 (2003).
  28. Desai, U. M., Achuthankutty, C. T. Complete regeneration of ablated eyestalk in penaeid prawn, Penaeus monodon. Current Science. 79 (11), 1602-1603 (2000).
  29. Wu, Q. et al. Growth performance and biochemical composition dynamics of ovary, hepatopancreas and muscle tissues at different ovarian maturation stages of female mud crab, Scylla paramamosain. Aquaculture. 515, 734560 (2020).
  30. Ghazali, A., Azra, M. N., Noordin, N. M., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. Ovarian morphological development and fatty acids profile of mud crab (Scylla olivacea) fed with various diets. Aquaculture. 468 (Part 1), 45-52 (2017).
  31. Farhadi, A. et al. The regulatory mechanism of sexual development in decapod crustaceans. Frontiers in Marine Science. 8 (2021).
  32. Sukardi, P., Prayogo, N. A., Harisam, T., Sudaryono, A. Effect of eyestalk-ablation and differences salinity in rearing pond on molting speed of Scylla serrata. AIP Conference Proceedings. 2094, 020029 (2019).
  33. Stella, V. S., López Greco, L. S., Rodríguez, E. M. Effects of eyestalk ablation at different times of the year on molting and reproduction of the estuarine grapsid crab Chasmagnathus granulata (Decapoda, Brachyura). Journal of Crustacean Biology. 20 (2), 239-244 (2000).
  34. Jang, I. K. et al. The effects of manipulating water temperature, photoperiod, and eyestalk ablation on gonad maturation of the swimming crab, Portunus trituberculatus.Crustaceana. 83 (2), 129-141 (2010).
  35. Millamena, O. M., Quinitio, E. The effects of diets on reproductive performance of eyestalk ablated and intact mud crab Scylla serrata. Aquaculture. 181 (1-2), 81-90 (2000).
  36. Zeng, C. Induced out-of-season spawning of the mud crab, Scylla paramamosain (Estampador) and effects of temperature on embryo development. Aquaculture Research. 38 (14), 1478-1485 (2007).
  37. Rana, S. Eye stalk ablation of freshwater crab, Barytelphusa lugubris: An alternative approach of hormonal induced breeding. International Journal of Pure and Applied Zoology. 6 (3), 30-34 (2018).
  38. Yi, S.-K., Lee, S.-G., Lee, J.-M. Preliminary study of seed production of the Micronesian mud crab Scylla serrata (Crustacea: Portunidae) in Korea. Ocean and Polar Research. 31 (3), 257-264 (2009).
  39. Azra, M. N., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. A review of broodstock improvement to brachyuran crab: Reproductive performance. International Journal of Aquaculture. 5 (38), 1-10 (2016).
  40.  Archibald, K. E., Scott, G. N., Bailey, K. M., Harms, C. A. 2-phenoxyethanol (2-PE) and tricaine methanesulfonate (MS-222) immersion anesthesia of American horseshoe crabs (Limulus polyphemus). Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 50 (1), 96-106 (2019).
  41. Muhd-Farouk, H., Abol-Munafi, A. B., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of steroid hormones 17α-hydroxyprogesterone and 17α-hydroxypregnenolone on ovary external morphology of orange mud crab, Scylla olivacea. Asian Journal of Cell Biology. 9 (1), 23-28 (2013).
  42. Muhd-Farouk, H., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of vertebrate steroid hormones on the ovarian maturation stages of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796). Aquaculture. 451, 78-86 (2016).
  43. Ghazali, A., Mat Noordin, N., Abol-Munafi, A. B., Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. Ovarian maturation stages of wild and captive mud crab, Scylla olivacea fed with two diets. Sains Malaysiana. 46 (12), 2273-2280 (2017).
  44. Aaqillah-Amr, M. A., Hidir, A., Noordiyana, M. N., Ikhwanuddin, M. Morphological, biochemical and histological analysis of mud crab ovary and hepatopancreas at different stages of development. Animal Reproduction Science. 195, 274-283 (2018).
  45. Amin-Safwan, A., Muhd-Farouk, H., Mardhiyyah, M. P., Nadirah, M., Ikhwanuddin, M. Does water salinity affect the level of 17β-estradiol and ovarian physiology of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796) in captivity? Journal of King Saud University - Science. 31 (4), 827-835 (2019).
  46. Wu, X. et al. Effect of dietary supplementation of phospholipids and highly unsaturated fatty acids on reproductive performance and offspring quality of Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis (H. Milne-Edwards), female broodstock. Aquaculture. 273 (4), 602-613 (2007).
  47. Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. A review of maturation diets for mud crab genus Scylla broodstock: Present research, problems and future perspective. Saudi Journal of Biological Sciences. 23 (2), 257-267 (2016).
  48. Maschio Rodrigues, M., López Greco, L. S., de Almeida, L. C. F., Bertini, G. Reproductive performance of Macrobrachium acanthurus (Crustacea, Palaemonidae) females subjected to unilateral eyestalk ablation. Acta Zoologica. 103 (3), 326-334 (2022).
  49. Zhang, C. et al. Changes in bud morphology, growth-related genes and nutritional status during cheliped regeneration in the Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis. PLoS One. 13 (12), e0209617 (2018).
  50. Zhang, C. et al. Hemolymph transcriptome analysis of Chinese mitten crab (Eriocheir sinensis) with intact, left cheliped autotomy and bilateral eyestalk ablation. Fish & Shellfish Immunology. 81, 266-275 (2018).
  51. Diarte-Plata, G., Sainz-Hernandez, J. C., Aguiñaga-Cruz, J. A., Fierro-Coronado, J. A., Polanco-Torres, A., Puente-Palazuelos, C. Eyestalk ablation procedures to minimize pain in the freshwater prawn Macrobrachium americanum. Applied Animal Behaviour Science. 140 (3-4), 172-178 (2012). 
  52. Mirera, D. O., Moksnes, P. O. Comparative performance of wild juvenile mud crab (Scylla serrata) in different culture systems in East Africa: Effect of shelter, crab size and stocking density. Aquaculture International. 23 (1), 155-173 (2015).
  53. Ut, V. N., Le Vay, L., Nghia, T. T., Hong Hanh, T. T. Development of nursery cultures for the mud crab Scylla paramamosain (Estampador). Aquaculture Research. 38 (14), 1563-1568 (2007).
  54. Fazhan, H. et al. Limb loss and feeding ability in the juvenile mud crab Scylla olivacea: Implications of limb autotomy for aquaculture practice. Applied Animal Behaviour Science. 247, 105553 (2022).

Tagi

Rozmna anie skorupiak wtechnika kauteryzacjiablacja chirurgicznasamice krab w b otnychdojrzewanie gonadregeneracja w wodzie morskiejstopnie dojrzewania jajnik w
Ablacja gałek ocznych w celu zwiększenia dojrzewania jajników u krabów błotnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.