Artykuł metodologiczny

Standaryzowana identyfikacja struktury związku w medycynie tybetańskiej za pomocą spektrometrii mas z pułapką jonową i wieloetapowej analizy fragmentacji

DOI:

10.3791/65054

⸱

17 marca 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Southwestern Chinese Medicine Resources, Innovative Institute of Chinese Medicine and Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2School of Ethnic Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy ogólny protokół i projekt, który może być zastosowany do identyfikacji śladowych ilości i drobnych składników w złożonych preparatach produktów naturalnych (matrycach) w medycynie tybetańskiej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Leki tybetańskie są skomplikowane i zawierają wiele nieznanych związków, co sprawia, że dogłębne badania nad ich strukturami molekularnymi są niezbędne. Chromatografia cieczowa z jonizacją elektrorozpylania i spektrometria mas czasu przelotu (LC-ESI-TOF-MS) jest powszechnie stosowana do ekstrakcji medycyny tybetańskiej; Jednak po skorzystaniu z bazy danych Spectrum pozostaje wiele nieprzewidywalnych nieznanych związków. W artykule opracowano uniwersalną metodę identyfikacji składników medycyny tybetańskiej za pomocą spektrometrii mas z pułapką jonową (IT-MS). Metoda obejmuje znormalizowane i zaprogramowane protokoły przygotowania próbki, ustawienia MS, wstępnego uruchomienia LC, ustalenia metody, akwizycji MS, wieloetapowej operacji MS i ręcznej analizy danych. Dwa reprezentatywne związki w medycynie tybetańskiej nasiona Abelmoschus manihot zidentyfikowano za pomocą wieloetapowej fragmentacji, ze szczegółową analizą typowych struktur złożonych. Ponadto w artykule omówiono takie aspekty, jak wybór trybu jonowego, regulacja fazy ruchomej, optymalizacja zasięgu skanowania, kontrola energii kolizji, przełączanie trybu kolizji, współczynniki fragmentacji i ograniczenia metody. Opracowana ustandaryzowana metoda analizy jest uniwersalna i może być stosowana do nieznanych związków w medycynie tybetańskiej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jakościowa analiza śladowych składników w tradycyjnej medycynie chińskiej (TCM) stała się kluczowym tematem badań. Ze względu na dużą liczbę związków w TCM trudno jest je wyizolować do analizy spektrometrem magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) lub dyfraktometrem rentgenowskim (XRD), co sprawia, że coraz popularniejsze stają się metody oparte na spektrometrii mas (MS), które wymagają jedynie niewielkich objętości próbek. Dodatkowo, chromatografia cieczowa (LC) w połączeniu z MS była szeroko stosowana w badaniach TCM w ostatnich latach w celu poprawy separacji złożonych próbek i jakościowej analizy związków chemicznych1. Jedną z powszechnych metod jest chromatografia cieczowa z jonizacją elektrorozpylania i spektrometria mas czasu przelotu (LC-ESI-TOF-MS), która jest szeroko stosowana w badaniach jakościowych nad medycyną tybetańską2. Dzięki tej metodzie złożone składniki są wzbogacane i rozdzielane w kolumnie LC, a stosunek masy do ładunku (m/z) jonów adduktowych obserwuje się za pomocą detektora MS. Przeszukiwanie tandemowych baz danych MS (MS/MS lub MS2) jest obecnie najszybszym podejściem do pewnych adnotacji związków w analizie małych cząsteczek przy użyciu kwadrupolowego czasu przelotu (Q-TOF) MS i Orbitrap MS3. Jednak słaba jakość baz danych i obecność różnych izomerów utrudniają identyfikację nieznanych związków. Ponadto informacje dostarczane przez bazę danych MS/MS są ograniczone4,5,6,7. Istotne jest zbadanie związków chemicznych w każdym TCM przy użyciu ogólnego protokołu, który może być szeroko stosowany do innych TCM.

IT-MS przechwytuje szeroki zakres jonów, przykładając różne napięcia o częstotliwości radiowej (RF) do elektrod pierścieniowych8. IT-MS może wykonywać wieloetapowe skany MS w szeregach czasowych w różnych porządkach chronologicznych, zapewniając wieloetapową fragmentację MS składników (MSn), gdzie n to liczba etapów jonów produktu9. Liniowy IT-MS jest uważany za najlepszy do identyfikacji struktury, ponieważ może być używany do sekwencyjnych eksperymentów MSn10. Docelowe jony mogą być izolowane i akumulowane w liniowym IT-MS1. MSn (n ≥ 3) w IT-MS dostarcza więcej informacji fragmentarycznych niż MS/MS w Q-TOF-MS. Ponieważ IT-MS nie może zablokować docelowego jonu i jego jonów fragmentacyjnych, jest to potężne narzędzie do wyjaśniania struktury nieznanych związków, w tym izomerów1. Technologia MSn jest szeroko stosowana do analizy strukturalnej nieznanych białek, peptydów i polisacharydów11,12. Poziom obfitości jonów fragmentacyjnych w MSn dostarcza więcej informacji o fragmentach molekularnych na docelowych związkach w złożonych próbkach niż MS/MS w Q-TOF-MS. W związku z tym zastosowanie technologii MSn do identyfikacji strukturalnej w TCM jest niezbędne.

Medycyna tybetańska jest znaczącym składnikiem TCM13, a leki te pochodzą głównie ze zwierząt, roślin i minerałów występujących na obszarze płaskowyżu14. Medycyna tybetańska Nasiona Abelmoschus manihot (AMS) jest nasieniem Abelmoschus manihot (linn.) medicus. AMS to tradycyjny lek ziołowy stosowany w leczeniu stanów takich jak atopowe zapalenie skóry, reumatyzm i trąd. Zawiera chalkon, który ma działanie przeciwbakteryjne, przeciwgrzybicze, przeciwnowotworowe, przeciwutleniające i przeciwzapalne15. W niniejszym badaniu udoskonalono procedurydotyczące stwardnienia rozsianego i opracowano szczegółową metodę identyfikacji złożonych struktur w AMS medycyny tybetańskiej za pomocą IT-MS i MSn. Niektóre parametry MS, w tym tryb jonowy, zasięg skanowania i tryb zderzenia, zostały zoptymalizowane w celu przezwyciężenia problemów z identyfikacją związków śladowych. Badanie to ma na celu promowanie standaryzowanej identyfikacji struktury związków śladowych w TCM.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie próbki

  1. Dokładnie odważyć 1 g próbki AMS i umieścić ją w stożkowej kolbie z 30 ml 80% metanolu. Przenieść mieszaninę do sonikatora do kąpieli ultradźwiękowej na 30 minut ekstrakcji w temperaturze 25 °C. Odwirować próbkę przy 14 000 x g przez 5 min.
    UWAGA: Częstotliwość sonografu do kąpieli ultradźwiękowej wynosi 40 KHz.
  2. Przygotować strzykawkę do wstrzykiwań i mikroporowaty filtr membranowy (0,22 μm, tylko organicznie). Przefiltrować supernatant do butelki na próbkę o pojemności 2 ml.

2. Ustawienia MS

  1. Włącz przełącznik pompy próżniowej. Otwórz główny zawór butli z argonem i zawór ciśnienia cząstkowego i wyreguluj ciśnienie na około 0,3 MPa. Otwórz zawór azotu.
    UWAGA: Odczekaj co najmniej 8 godzin, aby zapewnić wystarczający stopień próżni dla warunków eksperymentalnych. Przed analizą sprawdź, czy ciśnienie gazu argonu i azotu jest wystarczająco wysokie.
  2. Uruchom oprogramowanie sterujące MS. Kliknij Podgrzewane źródło SEI w panelu oprogramowania i wprowadź parametry MS, w tym temperaturę grzałki (350 °C), natężenie przepływu gazu w osłonie (35 arb), natężenie przepływu gazu pomocniczego (15 arb), napięcie natrysku (3,8 KV dla trybu dodatniego, -2,5 KV dla trybu ujemnego) i temperaturę kapilary (275 °C). Kliknij przycisk Zastosuj, aby aktywować źródło jonów.

3. Wstępny przebieg LC, ustanowienie metody i akwizycja MS

  1. Przygotować ruchomą fazę A i ruchomą fazę B, używając odpowiednio 0,1% wodnego roztworu kwasu mrówkowego i czystego acetonitrylu. Odgazuj je w kąpieli ultradźwiękowej sonikatora przez co najmniej 15 minut. Podłącz roztwory odpowiednio do kanałów płynów A i B (Rysunek 1A). Przygotuj roztwór metanolu i wody (1:9 v/v), a następnie ręcznie wlej go do butelek z płynem czyszczącym pompy i wtryskiwacza.
    UWAGA: Częstotliwość sonografu do kąpieli ultradźwiękowej wynosi 40 KHz.
  2. Uruchom oprogramowanie sterujące LC-MS.
    1. Kliknij przycisk Sterowanie bezpośrednie, aby otworzyć panel sterowania LC. Otwórz zawór upustowy w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara na module pompy (Rysunek 1B).
    2. Kliknij przycisk Więcej opcji, aby otworzyć ustawienie pompy i ustaw parametry przedmuchiwania na 5 mLmin−1 na 3 minuty. Kliknij przycisk Przedmuchuj, aby rozpocząć usuwanie pęcherzyków. Następnie zamknij zawór upustowy.
  3. Kliknij przyciski Prime Strzykawka, Pętla bufora do mycia i Igła do mycia zewnętrznie, aby przepłukać strzykawkę odpowiednio przez trzy cykle, pętlę przez jeden cykl i igłę przez jeden cykl. Umieść butelkę z próbką w próbniku (Rysunek 1C).
  4. Kliknij przycisk Instrument Setup (Ustawienia instrumentu), aby otworzyć okno edycji metody. Kliknij przycisk Nowy, aby utworzyć nową metodę przyrządu LC-MS.
  5. Ustal całkowity czas wykonywania dla metody LC. Następnie wprowadź wartości, aby ustawić limit ciśnienia, całkowite natężenie przepływu, gradient przepływu, temperaturę próbki, temperaturę kolumny i deltę temperatury gotowości w oknie edycji metody.
    UWAGA: Domyślne całkowite natężenie przepływu fazy ruchomej jest stałe i wynosi 0,3 ml/min przy 50% A i 50% B oraz bez temperatury kolumny w przypadku braku kolumny chromatograficznej. Domyślne wartości temperatury próbki i delta temperatury gotowości wynoszą odpowiednio 15 °C i 0,1 °C. Inne ustawienia zależą od rodzaju użytej kolumny do chromatografii cieczowej.
  6. Wybierz typ eksperymentu Ogólne MS lub MSn dla metody MS. Wprowadź wartości, aby skonfigurować czas akwizycji, polaryzację, zakres masy, liczbę wartości przekierowania i czas trwania wartości przekierowania. Kliknij przycisk Zapisz, aby skonfigurować ustawienia jako metodę instrumentu.
    UWAGA: Ustawienia domyślne bez kolumny chromatograficznej są następujące: czas akwizycji, 2 min; polaryzacja, dodatnia lub ujemna; zakres masy, od 100 do 1,200; numer wartości przekierowania, 2; i czas trwania wartości przekierowania, 1,99 min.

4. Obsługa wielostopniowej spektrometrii mas

  1. Kliknij przycisk Ustawienia sekwencji, aby otworzyć tabelę sekwencji.
    1. W tabeli wprowadź następujące informacje: typ próbki, nazwę pliku, ścieżkę, identyfikator próbki, metodę urządzenia, pozycję i objętość wtrysku.
    2. Kliknij przycisk Zapisz, aby nagrać tabelę sekwencji, a następnie kliknij przycisk Rozpocznij analizę, aby wprowadzić ustawienia i zainicjować akwizycję MS.
      UWAGA: Domyślny typ próbki jest wybrany jako nieznany. Metoda instrumentalna to metoda zapisana w kroku 3.6. Butelkę z próbką umieszcza się w swoim unikalnym miejscu w pomieszczeniu na próbki. Na przykład RA1 jest pierwszym miejscem w pierwszym rzędzie czerwonego obszaru w pomieszczeniu do pobierania próbek. Domyślna objętość iniekcji wynosi zwykle 2 μl, co zależy od stężenia próbki.
  2. Kliknij dwukrotnie surowy plik w eksploratorze, aby załadować dane MS do oprogramowania do przetwarzania danych. Na chromatogramie piku bazowego (BPI) wybierz obszar z maksymalnym obszarem pod krzywą (AUC), klikając i przeciągając myszą. Odpowiednie widma MS zostaną wyświetlone w tym samym oknie.
  3. Wybierz docelowy jon do następnej analizy MS/MS.
    1. Otwórz ponownie okno edycji metody. W tabeli MS n Setting (Ustawienie MSn) ustaw m/z docelowego jonu na jedno miejsce po przecinku w kolumnie Parent Mass (Masa nadrzędna).
    2. Wybierz Tryb kolizji i wprowadź wartość energii zderzenia (CE). Ustaw zakres skanowania MS/MS. Kliknij przycisk Zapisz, aby nagrać metodę MS i wprowadź nową nazwę pliku w tabeli sekwencji. Kliknij przycisk Start, aby zainicjować pobieranie MS/MS.
      UWAGA: Zakres skanowania MS/MS wynosił 40%-130% docelowego jonu rodzicielskiego. Domyślna wartość CE w trybie dysocjacji wywołanej kolizją (CID) wynosi 35%.
  4. Kliknij dwukrotnie plik raw w eksploratorze, aby załadować plik raw MS/MS do oprogramowania do przetwarzania danych.
    1. Zidentyfikuj najsilniejszy jon fragmentacyjny w widmie MS/MS i wprowadź jego wartość m/z do listy metod MSn. W tabeli MS n Setting (Ustawienia MSn) ustaw parametry MS3, w tym tryb kolizji, wartość CE i zakres skanowania.
    2. Kliknij przycisk Zapisz, aby nagrać metodę MS i wprowadź nową nazwę pliku w tabeli sekwencji. Kliknij przycisk Start, aby rozpocząć pobieranie MS3.
  5. Kliknij dwukrotnie plik raw w eksploratorze, aby załadować plik raw MS3 do oprogramowania do przetwarzania danych. Powtórz krok 4.4, aby uzyskać widmo MS4.
  6. Zakończyć eksperyment MSn, gdy w widmie nie obserwuje się stabilnych jonów fragmentacyjnych.

5. Ręczna analiza danych MSn

  1. Kliknij dwukrotnie surowe pliki, aby otworzyć wszystkie widma masowe od MS do MSn. Ręcznie oblicz wartości różnicy m/z między jonem a odpowiadającymi mu jonami fragmentacyjnymi.
    UWAGA: Na przykład wartość różnicy m/z między jonem (m/z 617,25) a odpowiadającymi mu jonami fragmentacyjnymi (m/z 571,28) wynosiła 45,97 w MS/MS, wartość różnicy m/z między jonem (m/z 571,28) a odpowiadającymi mu jonami fragmentacyjnymi (m/z 525,38) wynosiła 45,90 w MS3, a wartości różnicy m/z między jonem (m/z 525,38) a odpowiadającymi im jonami fragmentacyjnymi (m/z 344,93 i 273,16) wynosiły 180,45 i 252,22 w MS4, odpowiednio.
  2. Ręcznie narysuj strukturę "rdzenia" zgodnie z wynikami MS4 (ostatni poziom MSn). Ręcznie wyprowadź oryginalną strukturę za pomocą grup funkcyjnych lub segmentów molekularnych na podstawie wartości różnicy m/z. Ręcznie narysuj ścieżki rozszczepienia molekularnego zgodnie z każdą strukturą molekularną w MSn. Przykłady ręcznego wyprowadzania molekularnego są szczegółowo opisane w sekcji dotyczącej reprezentatywnych wyników.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celobioza została użyta jako model do sprawdzenia wykonalności MSn w trybie jonów dodatnich. Jak pokazano w Rysunek 2A, ESI-MS (tryb jonów dodatnich) celobiozy [C12H22O11]+ wytworzył protonowaną cząsteczkę [M+H]+ przy m/z 365. Skan jonów produktu (CID-MS/MS) [M+H]+ przy m/z 365 dał w wyniku drugi jon fragmentacyjny na m/z 305 (Rysunek 2B), który był dalej analizowany za pomocą analiz MS3 i MS

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

IT-MS i jego technologia MSn oferują nowe podejście do identyfikacji struktury śladowych związków TCM. W przeciwieństwie do Q-TOF-MS, który nie był w stanie dogłębnie zidentyfikować jonów fragmentacyjnych, IT-MS z technologią MSn wyróżnia się zdolnością do izolowania i akumulacji jonów. W artykule przedstawiono metodę identyfikacji związków śladowych w medycynie tybetańskiej przy użyciu techniki IT-MS i MSn . Metoda wykorzystuje wartość n w MSn do określenia ilości dostarczonyc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została sfinansowana przez Xinglin Talent Program Uniwersytetu Chengdu TCM (nr 030058191), Nature Science Foundation of Sichuan (2022NSFSC1470) oraz National Natural Science Foundation of China (82204765).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AcetonitrylThermo ScientificCAS 75-05-8
Kwas mrówkowyKnowlesCAS 64-18-6Klasa HPLC
Liniowy spektrometr masowy z pułapką jonowąChromatograf cieczowy Thermo ScientificLTQ XL
Thermo ScientificU3000
LTQ TuneThermo Scientificwersja 2.8.0MS oprogramowanie
MetanolThermo ScientificCAS 67-56-1LC-MS klasa
Czysta wodaThermo ScientificCAS 7732-18-5LC-MS klasa
XcaliburThermo Scientificwersja 2.0Oprogramowanie operacyjne LC-IT-MS
klasy LC-MS

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chen, X. -F., Wu, H. -T., Tan, G. -G., Zhu, Z. -Y., Chai, Y. -F. Liquid chromatography coupled with time-of-flight and ion trap mass spectrometry for qualitative analysis of herbal medicines. Journal of Pharmaceutical Analysis. 1 (4), 235-245 (2011).
  2. Ou, C., et al. Systematically investigating the pharmacological mechanism of Dazhu Hongjingtian in the prevention and treatment of acute mountain sickness by integrating UPLC/Q-TOF-MS/MS analysis and network pharmacology. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 179, 113028(2020).
  3. Kind, T., et al. Identification of small molecules using accurate mass MS/MS search. Mass Spectrometry Reviews. 37 (4), 513-532 (2018).
  4. Phetsanthad, A., Vu, N. Q., Li, L. Multi-faceted mass spectrometric investigation of neuropeptides in Callinectes sapidus. Journal of Visualized Experiments. (183), e63322(2022).
  5. Seetaloo, N., Phillips, J. J. Millisecond hydrogen/deuterium-exchange mass spectrometry for the study of alpha-synuclein structural dynamics under physiological conditions. Journal of Visualized Experiments. (184), e64050(2022).
  6. Karas, B. F., et al. Dose uptake of platinum-and ruthenium-based compound exposure in zebrafish by inductively coupled plasma mass spectrometry with broader applications. Journal of Visualized Experiments. (182), e6358(2022).
  7. Chang, H. -L., et al. Uracil-DNA glycosylase assay by matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry analysis. Journal of Visualized Experiments. (182), e63089(2022).
  8. Wang, S., et al. Structural characterization and identification of major constituents in Jitai tablets by high-performance liquid chromatography/diode-array detection coupled with electrospray ionization tandem mass spectrometry. Molecules. 17 (9), 10470-10493 (2012).
  9. Pang, B., Zhu, Y., Lu, L., Gu, F., Chen, H. The applications and features of liquid chromatography-mass spectrometry in the analysis of traditional Chinese medicine. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine. 2016, 3837270(2016).
  10. Ichou, F., et al. Comparison of the activation time effects and the internal energy distributions for the CID, PQD and HCD excitation modes. Journal of Mass Spectrometry. 49 (6), 498-508 (2014).
  11. Fu, X., et al. Suppression of oligomer formation in glucose dehydration by CO2 and tetrahydrofuran. Green Chemistry. 19 (14), 3334-3343 (2017).
  12. Fu, X., et al. Solvent effects on degradative condensation side reactions of fructose in its initial conversion to 5-Hydroxymethylfurfural. ChemSusChem. 13 (3), 501-512 (2020).
  13. Yang, S., Wang, Z., Zhao, H., Ren, X. Modern research of Tibetan medicine. World Journal of Traditional Chinese Medicine. 5 (2), 131-138 (2019).
  14. Shang, X., et al. Ethno-veterinary survey of medicinal plants in Ruoergai region, Sichuan province, China. Journal of Ethnopharmacology. 142 (2), Sichuan province, China. 390-400 (2012).
  15. Su, J., et al. Chalcone derivatives from Abelmoschus manihot seeds restrain NLRP3 inflammasome assembly by inhibiting ASC oligomerization. Frontiers in Pharmacology. 13, 932198(2022).
  16. Fu, X., et al. Mapping out the reaction network of humin formation at the initial stage of fructose dehydration in water. Green Energy & Environment. , In Press (2022).
  17. Hua, Y., Jenke, D. Increasing the sensitivity of an LC-MS method for screening material extracts for organic extractables via mobile phase optimization. Journal of Chromatographic Science. 50 (3), 213-227 (2012).
  18. Kumar, S., Singh, A., Bajpai, V., Kumar, B. Identification characterization and distribution of monoterpene indole alkaloids in Rauwolfia species by Orbitrap Velos Pro mass spectrometer. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 118, 183-194 (2016).
  19. Bayat, P., Lesage, D., Cole, R. B. Tutorial: Ion activation in tandem mass spectrometry using ultra-high resolution instrumentation. Mass Spectrometry Reviews. 39 (5-6), 680-702 (2020).
  20. Wu, S. -L., et al. Mass spectrometric determination of disulfide linkages in recombinant therapeutic proteins using online LC−MS with electron-transfer dissociation. Analytical Chemistry. 81 (1), 112-122 (2009).
  21. Echterbille, J., Quinton, L., Gilles, N., De Pauw, E. Ion mobility mass spectrometry as a potential tool to assign disulfide bonds arrangements in peptides with multiple disulfide bridges. Analytical Chemistry. 85 (9), 4405-4413 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Compound Structure IdentificationLiquid ChromatographyElectrospray IonizationSample PreparationCollision Energy ControlFragment Ion AnalysisAbelmoschus Manihot

Powiązane artykuły