Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zbieranie pasożytów morskich gnathiidae isopodów za pomocą pułapek świetlnych

2.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65059

⸱

25 września 2023

 ,  ,  , 
1Institute of Environmental and Marine Sciences, Silliman University, 2Neurolinx Research Institute, 3Department of Marine Biology and Ecology, Rosenstiel School of Marine Atmospheric and Earth Sciences, University of Miami, 4Water Research Group, Unit for Environmental Sciences and Management, North-West University

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentujemy metodę zbierania pasożytów morskich ryb gnathiidae za pomocą pułapek świetlnych umieszczonych w miejscach terenowych poprzez nurkowanie na wstrzymanym oddechu lub nurkowanie.

Streszczenie

Przedstawiono metodę zbierania pasożytów morskich ryb równonogów za pomocą pułapek świetlnych. Równonogi Gnathiidae to główna grupa pasożytów ryb morskich, które żywią się krwią i płynami ryb żywicielskich, głównie w nocy. Podobnie jak kleszcze i komary na lądzie, kojarzą się ze swoim żywicielem tylko tymczasowo i spędzają większość swojego życia na wolności w bentosie. Biorąc pod uwagę ich dużą mobilność oraz przejściowy i głównie nocny związek z żywicielami, nie można ich łatwo zebrać poprzez schwytanie wolno żyjących gospodarzy. Są jednak łatwo przyciągane do podwodnych źródeł światła, co stwarza możliwość zbierania ich w pułapki świetlne. W tym miejscu przedstawiono konstrukcję i poszczególne etapy związane z rozmieszczeniem i przetwarzaniem specjalnie przystosowanych pułapek świetlnych do zbierania wolno żyjących stadiów równonogów gnathiidae. Przedstawiono i omówiono przykładowe wyniki i możliwe modyfikacje podstawowego protokołu dla różnych potrzeb w zakresie pobierania próbek.

Wprowadzenie

Pasożytnicze skorupiaki są ważne w ekologii i historii życia ryb rafowych. Biomasa i energia, które odbierają swoim gospodarzom, są znaczne i wpływają na zachowanie, fizjologię i przeżywalność1. Skorupiaki z rodziny Gnathiidae reprezentują najbardziej znaczącą grupę pasożytów ryb w tropikalnych i subtropikalnych systemach rafowych, gdzie występują zarówno licznie, jak i różnorodnie2,3 i są głównym produktem spożywczym dla czystszych ryb4,5. Gnathiidae mają zwykle wielkość 1-3 mm. Mają niezwykłe historie życia, w których tylko trzy młode stadia żywią się krwią i płynami ustrojowymi ryb6,7. Są najbardziej aktywne w nocy8,9, i chociaż wizja wydaje się odgrywać pewną rolę, znajdowanie gospodarzy10 w dużej mierze polega na sygnałach węchowych, aby znaleźć hostów11,12. Każdy z trzech etapów karmienia młodocianych żywi się jedną rybą żywicielską, przy czym każde karmienie jest oddzielone fazą linienia. Po ostatnim karmieniu larwy trzeciego stadium przekształcają się w dorosłe osobniki nieżerujące, które rozmnażają się, a następnie umierają. Biorąc pod uwagę, że żerowanie wymaga tylko krótkiego związku z żywicielem, podczas gdy każda przerwa między karmieniami trwa kilka dni, gnathiidae spędzają większość swojego życia na wolności w bentosie.

Gnathiids wpływają na gospodarzy na wiele sposobów1. Oprócz roli jako czynniki napędzające interakcje między rybami czyścicielami a klientami13,14,15, gnatahidy mogą zwiększać poziom kortyzolu i obniżać hematokryt u dorosłych ryb16 i w dużych liczbach, mogą nawet powodować śmierć17. Dla młodych ryb nawet pojedynczy gnathiid może być śmiertelny18,19,20, a nawet jeśli ryba przeżyje, jej zdolność do konkurowania o przestrzeń i ucieczki przed drapieżnikami jest zagrożona20,21,22. Unikanie gnathiidae może nawet stanowić jedną z korzyści płynących z nocnej migracji u niektórych ryb rafowych23.

Oprócz czystszych ryb, populacje gnathiidów mogą być dotknięte przez inne mikro mięsożerne ryby24, a także koralowce25,26. Ocieplenie oceanów i związana z tym utrata żywych koralowców wydają się mieć przeciwstawny wpływ na gnathiidae27,28,29.

Biorąc pod uwagę ich wyraźne znaczenie ekologiczne i prawdopodobny wpływ antropogenicznych zmian środowiskowych na ich populacje, istnieją przekonujące powody, aby włączyć je do badań ekologicznych raf koralowych. Jednak ich wyjątkowa historia życia i niewielka liczba badaczy, którzy je badają, stanowią barierę dla opracowywania, wdrażania i rozpowszechniania wiarygodnych, powtarzalnych metod pobierania próbek w celu zebrania ich do badań.

Pułapki świetlne od dawna są używane do zbierania małych organizmów morskich w nocy30,31. Wykorzystują one i opierają się na fakcie, że wiele organizmów aktywnych nocnie, w tym stawonogi, jest przyciąganych do światła. Tradycyjnie były one używane do zbierania organizmów planktonowych w słupie wody30. Jednak podstawowe zasady można zastosować do zbierania organizmów swobodnie pływających, które są aktywne w pobliżu bentosu. W tym miejscu przedstawiamy metodę odłowu światła przystosowaną do zbierania wolno żyjących stadiów równonogów gnathiidae w pobliżu dna oceanu w odległych środowiskach raf koralowych, takich jak Filipiny. Do zbierania w odległych obszarach, te pułapki świetlne (Rysunek 1) oferują pewne zalety w porównaniu z innymi metodami opracowanymi do zbierania tych organizmów32. Są bardzo przenośne i trwałe, wymagają tylko trzech części, które są łatwo dostępne i niedrogie. Są również negatywnie wyporne, ponieważ po rozłożeniu są całkowicie wypełnione wodą morską. Ponieważ przyciąganie ich jest zależne od światła, są skuteczne tylko w nocy do zbierania gatunków aktywnych nocnie. Przyciągają one również więcej niż gatunki docelowe, co wymaga sortowania próbek w zakresie preparacyjnym w celu uzyskania organizmów docelowych. Do tej pory nasz zespół i współpracownicy wykorzystali trzy metody do zbierania gnatiidae w systemach raf koralowych na całym świecie32. Należą do nich pułapki wynurzające, pułapki na żywe ryby i pułapki świetlne, z których każda ma zalety i ograniczenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Pobieranie próbek zostało dozwolone przez Departament Rolnictwa-Biuro Rybołówstwa i Zasobów Wodnych (0154-18 DA-BFAR) zgodnie z filipińskimi przepisami i regulacjami (RA 9147; FAO 233) i zatwierdzone przez komisję etyki zwierząt Uniwersytetu Silliman (SU).

1. Pułapki świetlne

  1. budowa
    1. Zbuduj pułapki świetlne z komercyjnych rur z polichlorku winylu (PVC) pierwotnie zaprojektowanych do instalacji wodno-kanalizacyjnych. Użyj PCV o średnicy 10-15 cm przyciętego do długości 30-40 cm (Rysunek 1).
    2. Do obu końców rurek dodaj "nakrętki" z PVC z przezroczystym akrylowym lejkiem umieszczonym w środku otworu i przyklej na miejscu przezroczystym klejem epoksydowym (Rysunek 1). Pozostaw do wyschnięcia.
    3. Upewnij się, że jeden koniec rurki ma przykręcaną lub w inny sposób zdejmowaną pokrywę i że oba końce są wodoszczelne, gdy syfon jest "zamknięty" (np. z dodatkiem O-ringu).
  2. Źródło światła
    1. Przed rozmieszczeniem włącz podwodną latarkę/latarkę (patrz Tabela materiałów) i umieść ją w rurze, skierowaną w stronę jednego z przezroczystych lejków, tak aby światło z latarki podwodnej oświetlało obszar przed jedną stroną rury. W razie potrzeby zamiast latarek podwodnych można użyć chemicznych pałeczek świecących, chociaż ich natężenie światła jest niższe.
      UWAGA: Światło przyciąga różne małe organizmy nocne31, w tym gnathiidae, i zmusza je do wpłynięcia do rurki przez przezroczysty lejek. Po wejściu do rury nie są w stanie uciec ze względu na geometrię pułapki świetlnej (mały otwór lejka) i ciągłą obecność źródła światła.
  3. Umieszczenie
    1. Znajdując się w wodzie w miejscu rozmieszczenia, napełnij pułapki świetlne przy włączonym świetle wodą morską i zabezpiecz oba końce. Aby upewnić się, że palnik nie znajduje się poniżej lub nie blokuje końcówki lejka, przechyl "przód" rurki do góry, aby palnik mógł odsunąć się od lejka.
    2. Umieść pułapki na dnie morskim, w piasku lub gruzie, obok głów koralowców lub innych złożonych struktur, o których wiadomo, że przyciągają ryby. Skoncentruj stożek świetlny "do wewnątrz", w kierunku obszarów, w których gromadzą się ryby.
      UWAGA: W płytkiej wodzie pułapki można umieszczać, nurkując na wstrzymanym oddechu. Głębsze rozmieszczenie wymaga nurkowania.
  4. Pobierania
    1. Bezpośrednio przed wyjęciem pułapki należy uszczelnić otwory obu lejków (na obu końcach rurki) kawałkiem plasteliny lub gumowym korkiem, zatrzymując całą wodę morską i zawarte w niej organizmy.
      UWAGA: Organizmy pozostaną w pułapce, gdy baterie w światłach się wyczerpią i światło przestanie świecić. Zapewnia to elastyczność podczas wyjmowania pułapek ("czas namaczania"). Czynniki, które należy wziąć pod uwagę przy podejmowaniu decyzji o czasie namaczania, przedstawiono poniżej (patrz Dyskusja).
  5. transport
    1. Gdy pułapki zostaną wydobyte z dna, zanieś je do łodzi lub dopłyń do brzegu.
    2. Utrzymuj pułapki o temperaturze zbliżonej do temperatury otoczenia wody morskiej po usunięciu z oceanu.
    3. Przetransportuj je do laboratorium w celu przetworzenia tak szybko, jak to możliwe, ponieważ po usunięciu z oceanu nie będzie zachodzić wymiana gazu ani wody.

2 Przetwarzanie laboratoryjne

  1. Przechowywanie i filtrowanie próbek
    1. Gdy pułapki świetlne zostaną usunięte z oceanu i przywiezione z powrotem do laboratorium, opróżnij ich zawartość do wiader ze świeżą wodą morską.
    2. Dodaj napowietrzanie, aby utrzymać organizmy przy życiu do czasu filtrowania.
    3. Przefiltruj zawartość wiadra, przelewając przez lejek wyłożony siatką planktonową o wielkości 50-100 μm, a następnie opróżnij zawartość do pojemnika o pojemności 100 ml ze świeżą wodą morską.
    4. Użyj pipety, aby pobrać z tego mniejszego pojemnika, aby umieścić porcje próbki na szalce Petriego do mikroskopii. Powtarzać tę czynność, aż cała próbka zostanie przetworzona.
  2. Identyfikacja i hodowla równonogów Gnathiidae
    1. Ponieważ próbki pułapek świetlnych przyciągają wiele gatunków małych bezkręgowców, należy je dokładnie przebadać, aby zidentyfikować i usunąć równonogi gnathiidae. Do tego zadania najlepsze jest powiększenie 10-20x (Rysunek 2).
      UWAGA: Identyfikacja gnathiidae na poziomie rodziny nie wymaga żywych okazów. Jednak dorosłe gnathiidae, które rzadko są łapane w pułapki świetlne, są potrzebne do morfologicznej identyfikacji i rozmnażania gatunków (zobacz odniesienie1,3,9 dla metodologii hodowli i hodowli gnathiidae w niewoli).
    2. W przypadkach, gdy gnathiidae muszą być utrzymywane przy życiu w celu hodowli, delikatnie usuń je pipetą i umieść w małych plastikowych pojemnikach ze świeżą wodą morską.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Do pobierania próbek w środkowej części Filipin zastosowano opisaną konstrukcję pułapki (Rysunek 1). Przy rozstawieniu 36 pułapek na noc (w jednym punkcie) zebrano od 1 do 1343 gnathiidów na pułapkę (275 ± 54). Obejmowało to zarówno syte, jak i nienasycone stadia młodzieńcze (Rysunek 2; Tabela 1, 2). Wyniki te potwierdzają skuteczność pułapek świetlnych w odłowach izopodów z rodziny Gnathiidae w warunkach przeprowadzonego badania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Tradycyjne pułapki świetlne, takie jak te używane do zbierania larw ryb, są duże i zawieszone w słupie wody34. W przeciwieństwie do tego, opisywane tutaj pułapki świetlne są małe i rozmieszczone na dnie morskim. Pułapki te można łatwo transportować i szybko rozmieszczać. Mogą być umieszczane na płyciźnie (swobodnie) w płytkich miejscach (jak w tym badaniu) lub na nurkowaniu w głębszych miejscach i przyciągają zarówno karmione, jak i niekarmione
stadia młodociane.

W...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że nie ujawniają żadnych informacji.

Podziękowania

Finansowanie zostało zapewnione przez Narodową Fundację Nauki Stanów Zjednoczonych (NSF OCE 2023420 i DEB 2231250, P. Sikkel PI). Dziękujemy gminie Dumaguete City, Negros Oriental, Filipiny, za zgodę na przeprowadzenie tego badania. Dziękujemy również wielu wolontariuszom za ich pomoc w terenie oraz pracownikom i naszym kolegom z Instytutu Nauk o Środowisku i Morzu Uniwersytetu Silliman za ich wsparcie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wiadra, małe pojemniki naz narzędziami
LejkiNr dostawcy 2209-03Lejki: AMERICAN SCIENTIFIC LLC SE -  75 mm (3") https://us.vwr.com/store/product/8884369/plastic-funnels
Główny korpus syfonów świetlnych (wykonany z dostępnych na rynku rur sanitarnych z PVC)(SKU 145640) Rury sanitarne PCV Alasco Seria 1000 107mm/4' https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-pipe-series-1000/.  Markę tę można znaleźć na Filipinach. Można również stosować inne podobne marki
Plastelina Można go znaleźć w sklepach z zabawkami dla dziecii akcesoriów do uszczelniania lejka po odzyskaniu
Siatka planktonowa (50-100 &mikro; m)dowolna renomowana marka i źródłohttps://www.adkinstruments.in/products/plankton-nets-in-various-mesh-size-1633936883
Zakręcane pokrywki do pułapkiAlasco  Sanitarne   Czyszczenie  4"https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-clean-out/. Markę tę można znaleźć na Filipinach. Można również używać innych podobnych marek
nurkowania/snorkelingudowolnej renomowanej marki i źródła
StereomikroskopyDostawcy naukowi Podwodne
dotknięciaPrinceton Tec Ecoflare lub  Fantasea Nanospotter 6023
próbki sklep świetlnej Sprzęt do

Bibliografia

  1. Sikkel, P. C., Welicky, R. L. The ecological significance of parasitic crustaceans. Parasitic Crustacea. 17 (17), Springer. Cham. 421-477 (2019).
  2. Svavarsson, J., Bruce, N. L. New gnathiid isopod crustaceans (Cymothoida) from Heron Island and Wistari Reef, southern Great Barrier Reef. Zootaxa. 4609 (1), 4609(2019).
  3. Shodipo, M. O., Sikkel, P. C., Smit, N. J., Hadfield, K. A. First record and molecular characterisation of two Gnathia species (Crustacea, Isopoda, Gnathiidae) from Philippine coral reefs, including a summary of all Central-Indo Pacific Gnathia species. International Journal for Parasitology: Parasites and Wildlife. 14, 355-367 (2021).
  4. Losey, G. S. Jr Cleaning symbiosis in Puerto Rico with comparison to the tropical Pacific. 4 (4), 960-970 (1974).
  5. Grutter, A. S., et al. Parasite infestation increases on coral reefs without cleaner fish. Coral Reefs. 37, 15-24 (2018).
  6. Smit, N. J., Davies, A. J. The curious life-style of the parasitic stages of gnathiid isopods. Advances in Parasitology. 58. , 289-391 (2004).
  7. Tanaka, K. Life history of gnathiid isopods-current knowledge and future directions. Plankton and Benthos Research. 2 (1), 1-11 (2007).
  8. Sikkel, P. C., Schaumburg, C. S., Mathenia, J. K. Diel infestation dynamics of gnathiid isopod larvae parasitic on Caribbean reef fish. Coral Reefs. 25, 683-689 (2006).
  9. Santos, T. R. N., Sikkel, P. C. Habitat associations of fish-parasitic gnathiid isopods in a shallow reef system in the central Philippines. Marine Biodiversity. 4, 83-96 (2019).
  10. Nagel, L. The role of vision in host-finding behaviour of the ectoparasite Gnathia falcipenis (Crustacea). Isopoda). Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 42 (1), 31-42 (2009).
  11. Sikkel, P. C., Sears, W. T., Weldon, B., Tuttle, B. C. An experimental field test of host-finding mechanisms in a Caribbean gnathiid isopod. Marine Biology. 158, 1075-1083 (2011).
  12. Vondriska, C., Dixson, D. L., Packard, A. J., Sikkel, P. C. Differentially susceptible host fishes exhibit similar chemo-attractiveness to a common coral reef ectoparasite. Symbiosis. 81 (3), 247-253 (2020).
  13. Grutter, A. S. Parasite infection rather than tactile stimulation is the proximate cause of cleaning behaviour in reef fish. Proceedings of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences. 268 (1474), 1361-1365 (2001).
  14. Sikkel, P. C., Cheney, K. L., Côté, I. M. In situ evidence for ectoparasites as a proximate cause of cleaning interactions in reef fish. Animal Behaviour. 68 (2), 241-247 (2004).
  15. Sikkel, P. C., Herzlieb, S. E., Kramer, D. L. Compensatory cleaner-seeking behavior following spawning in female yellowtail damselfish. Marine Ecology Progress Series. , 1-11 (2005).
  16. Triki, Z., Grutter, A. S., Bshary, R., Ros, A. F. Effects of short-term exposure to ectoparasites on fish cortisol and hematocrit levels. Marine Biology. 163, 1-6 (2016).
  17. Hayes, P. M., Smit, N. J., Grutter, A. S., Davies, A. J. Unexpected response of a captive blackeye thicklip, Hemigymnus melapterus (Bloch), from Lizard Island, Australia, exposed to juvenile isopods Gnathia aureamaculosa Ferreira & Smit. Journal of Fish Diseases. 34 (7), 563-566 (2011).
  18. Grutter, A. S., Pickering, J. L., McCallum, H., McCormick, M. I. Impact of micropredatory gnathiid isopods on young coral reef fishes. Coral Reefs. 27 (3), 655-661 (2008).
  19. Artim, J. M., Sellers, J. C., Sikkel, P. C. Micropredation by gnathiid isopods on settlement-stage reef fish in the eastern Caribbean Sea. Bulletin of Marine Science. 91 (4), 479-487 (2015).
  20. Sellers, J. C., Holstein, D. M., Botha, T. L., Sikkel, P. C. Lethal and sublethal impacts of a micropredator on post-settlement Caribbean reef fishes. Oecologia. 189, 293-305 (2019).
  21. Allan, B. J., et al. Parasite infection directly impacts escape response and stress levels in fish. Journal of Experimental Biology. 223 (16), (2020).
  22. Spitzer, C. A., Anderson, T. W., Sikkel, P. C. Habitat associations and impacts on a juvenile fish host by a temperate gnathiid isopod. International Journal for Parasitology: Parasites and Wildlife. 17, 65-73 (2022).
  23. Sikkel, P. C., et al. Nocturnal migration reduces exposure to micropredation in a coral reef fish. Bulletin of Marine Science. 93 (2), 475-489 (2017).
  24. Artim, J. M., Hook, A., Grippo, R. S., Sikkel, P. C. Predation on parasitic gnathiid isopods on coral reefs: a comparison of Caribbean cleaning gobies with non-cleaning microcarnivores. Coral Reefs. 36, 1213-1223 (2017).
  25. Artim, J. M., Sikkel, P. C. Live coral repels a common reef fish ectoparasite. Coral Reefs. 32, 487-494 (2013).
  26. Paula, J. R., et al. The role of corals on the abundance of a fish ectoparasite in the Great Barrier Reef. Coral Reefs. 40, 535-542 (2021).
  27. Sikkel, P. C., et al. Changes in abundance of fish-parasitic gnathiid isopods associated with warm-water bleaching events on the northern Great Barrier Reef. Coral Reefs. 38 (4), 721-730 (2019).
  28. Shodipo, M. O., Duong, B., Graba-Landry, A., Grutter, A. S., Sikkel, P. C. Effect of acute seawater temperature increase on the survival of a fish ectoparasite. In Oceans. 1 (4), (2020).
  29. Artim, J. M., Nicholson, M. D., Hendrick, G. C., Brandt, M., Smith, T. B., Sikkel, P. C. Abundance of a cryptic generalist parasite reflects degradation of an ecosystem. Ecosphere. 11 (10), (2020).
  30. Richardson, A. J., et al. Using continuous plankton recorder data. Progress in Oceanography. 68 (1), 27-74 (2006).
  31. McLeod, L. E., Costello, M. J. Light traps for sampling marine biodiversity. Helgoland Marine Research. 71 (1), 1-8 (2017).
  32. Artim, J. M., Sikkel, P. C. Comparison of sampling methodologies and estimation of population parameters for a temporary fish ectoparasite. International Journal for Parasitology: Parasites and Wildlife. 5 (2), 145-157 (2016).
  33. Pagán, J. A., Veríssimo, A., Sikkel, P. C., Xavier, R. Hurricane-induced disturbance increases genetic diversity and population admixture of the direct-brooding isopod, Gnathia marleyi. Scientific reports. 10 (1), (2020).
  34. Doherty, P. J. Light-traps: selective but useful devices for quantifying the distributions and abundances of larval fishes. Bulletin of Marine Science. 41, 423-431 (1987).
  35. Jones, C. M., Nagel, L., Hughes, G. L., Cribb, T. H., Grutter, A. S. Host specificity of two species of Gnathia (Isopoda) determined by DNA sequencing blood meals. International Journal for Parasitology. 37 (8-9), 927-935 (2007).
  36. Hendrick, G. C., Dolan, M. C., McKay, T., Sikkel, P. C. Host DNA integrity within blood meals of hematophagous larval gnathiid isopods (Crustacea). Isopoda, Gnathiidae). Parasites & Vectors. 12 (1), 1-9 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

izopody z rodziny Gnathiidaepasożyty morskieekologia ryb rafowychpróbkowanie nocnepobieranie próbek podwodnychfiltracja siatką planktonowąobróbka laboratoryjnapróbkowanie raf koralowych
Zbieranie pasożytów morskich gnathiidae isopodów za pomocą pułapek świetlnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.