Artykuł metodologiczny

Obrazowanie wapnia u myszy Superior Colliculus

DOI:

10.3791/65181

⸱

21 kwietnia 2023

 ,  , 
1Chinese Institute for Brain Research

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół szczegółowo opisuje procedurę obrazowania reakcji wapnia w górnym wzgórku (SC) obudzonych myszy, w tym obrazowanie aktywności pojedynczego neuronu za pomocą mikroskopii dwufotonowej przy jednoczesnym pozostawieniu nienaruszonej kory mózgowej u myszy typu dzikiego, oraz obrazowanie całego SC za pomocą mikroskopii szerokiego pola u myszy z mutacją częściowej kory

mózgowej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wzgórek górny (SC), ewolucyjnie zachowana struktura śródmózgowia u wszystkich kręgowców, jest najbardziej wyrafinowanym centrum wzrokowym przed pojawieniem się kory mózgowej. Otrzymuje bezpośrednie dane wejściowe z ~30 typów komórek zwojowych siatkówki (RGC), z których każda koduje określoną cechę wizualną. Pozostaje nieuchwytne, czy SC po prostu dziedziczy cechy siatkówki, czy też w SC dochodzi do dodatkowego i potencjalnie de novo przetwarzania. Aby ujawnić neuronalne kodowanie informacji wizualnych w SC, przedstawiamy tutaj szczegółowy protokół optycznego rejestrowania reakcji wizualnych za pomocą dwóch uzupełniających się metod u obudzonych myszy. Jedna metoda wykorzystuje mikroskopię dwufotonową do obrazowania aktywności wapnia w rozdzielczości pojedynczej komórki bez ablacji kory nakładającej, podczas gdy druga wykorzystuje mikroskopię szerokokątną do zobrazowania całego SC zmutowanej myszy, której kora jest w dużej mierze nierozwinięta. Protokół ten szczegółowo opisuje te dwie metody, w tym przygotowanie zwierząt, wstrzyknięcie wirusa, implantację płytki czołowej, implantację zatyczki, pozyskiwanie danych i analizę danych. Reprezentatywne wyniki pokazują, że dwufotonowe obrazowanie wapnia ujawnia wizualnie wywołane reakcje neuronalne w rozdzielczości pojedynczej komórki, a obrazowanie wapnia w szerokim polu ujawnia aktywność neuronalną w całym SC. Łącząc te dwie metody, można ujawnić kodowanie neuronalne w SC w różnych skalach, a taka kombinacja może być również zastosowana do innych obszarów mózgu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Górny wzgórek (SC) jest ważnym ośrodkiem wzrokowym u wszystkich kręgowców. U ssaków otrzymuje bezpośrednie dane wejściowe z siatkówki i kory wzrokowej1. Podczas gdy zapis optyczny jest szeroko stosowany w cortex2,3,4,5, jego zastosowanie w SC jest utrudnione przez słabe dostępy optyczne6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19. Celem tego protokołu jest dostarczenie szczegółowych informacji na temat dwóch uzupełniających się metod optycznego rejestrowania aktywności neuronalnej w SC.

SC znajduje się poniżej kory i zatoki poprzecznej, co ogranicza optyczny dostęp do neuronów obojczykowych. Jednym ze sposobów przezwyciężenia tego ograniczenia jest zassanie kory nakładającej i odsłonięcie przednio-bocznej SC7,9,10,13,14,19. Ponieważ jednak SC otrzymuje bodźce korowe, taka operacja może wpływać na to, jak neurony SC reagują na bodźce wzrokowe. Aby przezwyciężyć to ograniczenie, szczegółowo opisujemy tutaj alternatywny protokół obrazowania powierzchownej warstwy tylno-przyśrodkowej SC za pomocą wtyczki krzemowej, pozostawiając korę nienaruszoną8,11. W szczególności, aby osiągnąć rozdzielczość pojedynczej komórki, zastosowaliśmy mikroskopię dwufotonową do zobrazowania odpowiedzi wapnia w tylno-przyśrodkowym SC myszy typu dzikiego. Ponadto, aby uzyskać szeroki zasięg, zastosowaliśmy mikroskopię szerokokątną, aby zobrazować cały SC zmutowanej myszy, której tylna kora nie rozwinęła się20.

Dwie metody opisane w tym protokole wzajemnie się uzupełniają. Dwufotonowe obrazowanie wapnia bez ablacji kory mózgowej jest odpowiednie do rejestrowania aktywności neuronalnej w rozdzielczości pojedynczej komórki z nienaruszonymi danymi wejściowymi kory mózgowej. Obrazowanie wapnia w szerokim polu widzenia jest odpowiednie do rejestrowania aktywności neuronalnej w całym SC przy jednoczesnym poświęceniu rozdzielczości przestrzennej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt i zatwierdzone przez IACUC w Chińskim Instytucie Badań nad Mózgiem w Pekinie.

UWAGA: Harmonogram dla tego protokołu jest następujący: 1) zrób przyssawkę; 2) wstrzyknąć wirusa; 3) wszczepić płytę główną; 4) po 3 tygodniach wszczepić zatyczkę; 5) Po ~3 dniach rekonwalescencji i przyzwyczajeniu się na bieżni, wykonaj obrazowanie dwufotonowe/szerokokątne.

1. Przygotowanie przyssawki (Rysunek 1A)

  1. Umieść kroplę soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS, 1x) w akrylowym naczyniu i dotknij jej płaską igłą o sile 21 G, aby wypełnić końcówkę kapilarnością.
  2. Pokryj końcówkę igły półprzezroczystym klejem silikonowym i ustaw na około ~10 min.
  3. Przytnij klej silikonowy nożyczkami do dysku o średnicy ~2 mm.

2. Przygotowanie wtyczek (Rysunek 1B)

  1. Przygotuj podkładkę z tworzywa sztucznego o grubości 0,75 mm i wytnij kwadrat o wymiarach 1 cm x 1 cm pośrodku. Przygotuj dwa bloki akrylowe. Wyczyść podkładkę i bloki akrylowe alkoholem i przetrzyj je papierem do soczewek.
  2. Umieść podkładkę na jednym bloku akrylowym, umieść klej silikonowy na środku, aby wypełnić ~90% otworu (unikaj pęcherzyków), dodaj kolejny blok akrylowy i siłę ~1 kg i odczekaj 20 minut.
  3. Pod mikroskopem chirurgicznym przyciąć klej silikonowy skalpelem do trójkątnych pryzmatów o wysokości 1 mm i szerokości 1,5 mm nad kawałkiem papieru z nadrukowanymi na nim trójkątami.
  4. Usuń kurz z trójkątnych pryzmatów za pomocą plastikowej taśmy klejącej i połóż go na szklanym szkiełku nakrywkowym o średnicy 5 mm i grubości 0,15 mm.
  5. Umieść szkiełko nakrywkowe z trójkątnymi pryzmatami pod obróbką koronową, włącz szkiełko nakrywkowe i zbliż je do szkiełka nakrywkowego, aż pojawi się błyskawica. Przytrzymaj go w tej pozycji przez kilka minut, aż zostaną ze sobą połączone.
    UWAGA: Ten krok może być inny w przypadku innych zabiegów koronowych.
  6. Umieścić zatyczki na szalce Petriego i umieścić je na noc w inkubatorze w temperaturze 70 °C.

3. Przygotowanie zwierząt i wstrzyknięcie konstruktu wirusowego

  1. Użyj C57BL/6J (typ dziki) i Emx1-Cre:Pals1flox/wt (partial-cortex)20 myszy obu płci w wieku 6 tygodni (9 tygodni w momencie obrazowania).
  2. Wysterylizuj wszystkie materiały i narzędzia używane do zabiegu chirurgicznego.
  3. Znieczulij mysz 5% izofluranem, a następnie utrzymuj izofluran na poziomie 1%-2% z natężeniem przepływu 1 l/min podczas operacji. Potwierdź poziom znieczulenia poprzez brak odruchu szczypania palców u stóp.
  4. Przymocuj mysz głową do stereotaktycznej ramy z nausznikami. Przez cały czas trwania zabiegu należy nakładać maść okulistyczną na oczy myszy, aby zapobiec wysuszeniu, i utrzymywać temperaturę ciała na poziomie 37 °C za pomocą termostatycznej poduszki grzewczej.
  5. Ogol sierść i wysterylizuj powierzchnię skóry jodoforem i 75% etanolem. Wstrzyknąć lidokainę (5 mg/kg, wstrzyknięcie podskórne [SQ]), tilidynę (2 mg/kg, SQ) i meloksykam (2 mg/kg, SQ).
    UWAGA: Procedura chirurgiczna sterylizacji, znieczulenia i znieczulenia miejscowego może się różnić w zależności od instytucji.
  6. Usuń skórę nad SC nożyczkami chirurgicznymi, aby odsłonić czaszkę. Oczyść czaszkę bawełnianym wacikiem.
  7. Dostosuj ramkę stereotaktyczną, aż powierzchnia czaszki będzie płaska. Wywierć otwór 0.5 mm bocznie i 0.42 mm przed lambdą, aż opona twarda zostanie odsłonięta.
  8. Wstrzyknąć wirusa związanego z adenowirusem (AAV) wykazującego ekspresję GCaMP6m (rAAV2/9-hsyn-GCaMP6m; 1 x10 13 GC/ml rozpuszczony w 1 x PBS) na głębokości 1 mm i 1,6 mm od lambdy za pomocą mikropipety szklanej ze ściętym skosem (końcówka jest ścięta pod kątem 25° o średnicy 40-50 μm).
  9. Na każdej głębokości wstrzyknąć 100 nL z prędkością 50 nL/min i odczekać 5 minut po każdym wstrzyknięciu. Po wykonaniu wstrzyknięcia należy powoli wyjąć wstrzykiwacz.

4. Implantacja płyty głównej

  1. Oczyść mięśnie i tkanki nad czaszką i podrap czaszkę ostrzem. Jeśli wystąpi krwawienie, zatamuj je pianką żelową i oczyść krew. Przymocuj nagłówek (Rysunek 1C) do czaszki za pomocą samoutwardzalnego cementu z żywicy adhezyjnej dentystycznej. W szczególności wymieszaj 3/4 łyżki polimeru, trzy krople monomeru i jedną kroplę katalizatora w ceramicznej misce na lodzie. Nałóż mieszaninę na głowę i czaszkę. Połącz je ze sobą i odczekaj 5 minut, aż klej stwardnieje.
  2. Wstrzyknąć antybiotyki (ceftiofur sód, 5 mg/kg, SQ) w celu zapobiegania zakażeniom. Wyjmij mysz z ramki stereotaktycznej i umieść ją na poduszce grzewczej w celu odzyskania. Zwróć go do klatki domowej po wyzdrowieniu ze znieczulenia. W celu leczenia bólu należy podawać myszom wodę pitną zawierającą ibuprofen (0,5 ml/50 ml) przez 3 dni po zabiegu.

5. Implantacja wtyczki (Rysunek 2)

  1. Wszczepić zatyczkę 3 tygodnie po wstrzyknięciu wirusa. Znieczulij i zamocuj mysz na ramce stereotaktycznej, zgodnie z opisem w krokach 3.2-3.5. Przygotuj piankę żelową nasączoną solą fizjologiczną, aby zatamować potencjalne krwawienie.
  2. Wywierć owal o wymiarach 3 mm x 2 mm za pomocą mikrowiertła wyśrodkowanego na 0,5 mm za lambdą. Rozcieńczyć granicę owalu, aż pęknie. Rozcieńczyć czaszkę przed owalnym okienkiem nagrywania, aby szkiełko nakrywkowe zbliżyło się do SC.
  3. Zdejmij płaty kostne za pomocą cienkich kleszczy. Wykonaj nacięcie na oponie twardej z tyłu zatoki poprzecznej i usuń kawałek opony twardej. W razie potrzeby dodaj sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (ACSF) do mózgu za pomocą strzykawki o pojemności 3 ml, aby zapobiec wysuszeniu. Osusz czaszkę i okienko nagrania pianką żelową i wacikami.
  4. Wlej kroplę kleju silikonowego do okienka nagrywania. Użyj przyssawki, aby przytrzymać wtyczkę z podciśnieniem. Użyj zmotoryzowanego mikromanipulatora, aby przesunąć przyssawkę i opuść zatyczkę do kleju silikonowego, aż szkiełko nakrywkowe dotknie czaszki. Następnie przesuń korek do przodu o ~1 mm, aby odepchnąć zatokę poprzeczną i odsłonić SC. Ten krok należy wykonać w ciągu 1-2 minut, zanim klej silikonowy stanie się lepki.
  5. Oczyść płytę główną i nałóż cyjanoakrylan butylu i cement żywiczny wokół granicy korka, aby przymocować go do płyty głównej.
    UWAGA: Zapewnij opiekę pooperacyjną, jak opisano w kroku 4.2.

6. Obrazowanie dwufotonowe (Rysunek 3)

  1. Przymocuj głowę zwierzęcia na bieżni obrotowej za pomocą płyty czołowej. Umieść bieżnię pod mikroskopem dwufotonowym i ustaw wysokość w odpowiedniej pozycji. Umieść czarną aluminiową membranę między obiektywem a płytą główną, aby zapobiec zanieczyszczeniu światłem monitora w celu stymulacji wizualnej. Przyzwyczaj mysz przez ~15 min.
  2. Wykonaj obrazowanie dwufotonowe na mikroskopie z 16-krotnym powiększeniem, aperturą numeryczną 0,8 (NA) i obiektywem o odległości roboczej 3 mm (WD). Użyj lasera Ti:sapphire z techniką blokowania modów kontrolowaną przez dwa skanery galvo, aby wzbudzić GCaMP6m przy 920 nm. Dostosuj moc lasera na płaszczyźnie próbki w zakresie 20-80 mW.
  3. Skanuj pole widzenia 600 μm x 600 μm przy 4,8 Hz z rozdzielczością przestrzenną 2,4 μ m/piksel i obrazuj aktywność neuronalną na głębokości do 350 μ m.
    UWAGA: Częstotliwość próbkowania i rozdzielczość przestrzenna są przeznaczone dla skanerów galvo i powinny być dostosowane do skanerów rezonansowych.
  4. Zbierz wyemitowaną fluorescencję za pomocą lustra dichroicznego i wykryj ją za pomocą lampy fotopowielacza (PMT) po przepuszczeniu jej przez filtr pasmowoprzepustowy.
  5. Rejestruj ruch myszy na bieżni za pomocą enkodera obrotowego. Użyj aparatu z obiektywem 50 mm, aby zarejestrować rozmiar i położenie źrenicy. Zsynchronizuj te nagrania i akwizycje obrazów ze stymulacją wizualną, nagrywając wyzwalacze wysyłane przez komputer stymulacyjny.

7. Analiza odpowiedzi wapniowych mierzona za pomocą obrazowania dwufotonowego

  1. Koryguj ruchy mózgu podczas obrazowania za pomocą SIMA21 lub NoRMCorre22.
  2. Ręcznie narysuj obszar zainteresowania (ROI) za pomocą narzędzia Cell Magic Wand (ImageJ) i dopasuj go do elipsy w MATLAB. Wyodrębnij ślady fluorescencji każdego ROI po usunięciu zanieczyszczenia neuropilem:
    figure-protocol-1
    Ftrue i Fraw to odpowiednio skorygowane i surowe amplitudy fluorescencji ROI, Fneuropil to amplituda fluorescencji otaczającego neuropilu, a r to nieostry współczynnik zanieczyszczenia neuropilu (0,7 dla naszej konfiguracji). R jest szacowane przez pomiar sygnałów na naczyniu krwionośnym, dla których Ftrue = 0, jak opisano wcześniej23,24.
  3. Usuń powolne wahania linii bazowej, odejmując wartość ósmego percentyla z 15-sekundowego okna wyśrodkowanego na każdej klatce25.
  4. Zdefiniuj reakcje wzrokowe neuronu jako względną zmianę amplitudy fluorescencji w jego ROI w okresie bodźca:
    figure-protocol-2
    Pik F to amplituda piku śladu fluorescencji podczas stymulacji wzrokowej, a linia bazowa F to średnia amplituda w okresie 0,5 s przed stymulacją.

8. Obrazowanie szerokokątne i analiza danych (Rysunek 4)

  1. Zbuduj makroskop szerokokątny z obiektywem tandemowym4 (Rysunek 4A). Makroskop z tandemem to dwa obiektywy kamery (50 mm i 105 mm) połączone za pomocą adaptera, a powiększenie wynosi ~2x.
  2. Przygotuj myszy ze mutantem częściowej kory mózgowej zgodnie z opisem w krokach 3.2-3.5. Wstrzyknąć 100 nL AAV wyrażającego GCaMP6m na głębokości 200 μm w środku każdej strony SC.
  3. Po ~3 tygodniach wszczepić szkiełko nakrywkowe o średnicy 5 mm na SC. Wykonaj owalną kraniotomię o wymiarach 4 mm x 3 mm wyśrodkowaną w SC i rozrzedź kość wokół niej. Następnie dociśnij szkiełko nakrywkowe bezpośrednio do SC i przymocuj je cementem żywicznym.
  4. Excite GCaMP6m za pomocą diody elektroluminescencyjnej (LED) o niebieskim świetle z filtrem wzbudzenia (469 nm ± 35 nm). Rejestruj obrazy za pomocą kamery z komplementarnym półprzewodnikiem tlenku metalu (CMOS) po przejściu przez filtr emisyjny (525 nm ± 39 nm) przy 10 Hz. Kamera obejmuje obszar o wymiarach 5,36 mm x 2,85 mm przy rozdzielczości przestrzennej 2,63 μm/piksel.
  5. Połącz każdy uzyskany obraz ze znormalizowanym filtrem polowym i zmniejsz jego próbkowanie do 1/4 oryginalnego rozmiaru. Dla każdego piksela na obrazie zdefiniuj odpowiedź zgodnie z opisem w kroku 7.4.
    UWAGA: Zapewnij opiekę pooperacyjną, jak opisano w kroku 4.2.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunki 1A,B pokazują, jak zrobić odpowiednio przyssawkę i wtyczki. Rysunek 2 pokazuje, jak skutecznie wszczepić wtyczkę. Po wszczepieniu zatyczki odsłania się tylno-przyśrodkowe SC, jak pokazano na rysunku Rysunek 2D. Rysunek 3 pokazuje reakcje wapniowe neuronów SC z przykładowej myszy typu dzikiego, zobrazowane za pomocą mikroskopii dwufotonowej. Trójkątny pryzmat, który można łatwo u...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krytyczne kroki w protokole
Najbardziej krytycznym krokiem jest kraniotomia w krokach 5.2 i 5.3. Po pierwsze, kość znajdująca się 0,5 mm za lambdą jest gruba i ma w środku naczynia krwionośne, które mogą powodować krwawienie podczas wiercenia. Należy przygotować odpowiednią piankę żelową, aby zatamować krwawienie. Po drugie, istnieje duża szansa na krwotoczność naczynioruchową podczas usuwania kości tuż nad zatoką poprzeczną. W celu rozwiązania problemu jednym z alternatywnych podejść jest rozrzedze...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca jest wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (32271060). Y.-t.L. zaprojektował badania, przeprowadził eksperyment, przeanalizował dane i napisał manuskrypt. Z.L. i R.W. przeprowadzili doświadczenie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
16-krotny obiektywNikon
50-mmobiektyw ComputarM5018-MP2
5-mm szkiełko nakrywkoweWarner instrumentsCS-5R filtr
pasmowo-przepustowyChroma TechnologyHQ575/250 m-2p
cyjanoakrylan butyluVetbond, World Precision Instruments
kamera do monitorowania źrenicyKamera FLIRBFS-U3-04S2M-CS
do obrazowania szerokokątnegoBasleracA2000-165 i mikro; m
obróbka koronowaElectro-Technic ProductsBD-20AC
dichroicznyChroma TechnologyT600/200dcrb 
galwanometryCambridge Technology
sterylizator kulek szklanychRWDRS1502
mikrowiertłoRWD78001
mikromanipulatorSutter InstrumentsLampa
HamamatsuR3896
USdigitalMA3-A10-125-N
Samoutwardzalny cement z żywicy adhezyjnej do zębów SuperBond C& B, Sun Medical Co, Ltd. Moriyama, Japonia
termostatyczna poduszka grzewcza RWD69020
Ti:Szafirowy laserSpectra-PhysicsMai Tai HP DeepSee
półprzezroczysty klej silikonowy Kwik-Sil, bieżnia World Precision Instruments
Xinglin Biology
Szczepy wirusa
rAAV2/9-hsyn-Gcamp6mVector Core w Chińskim Instytucie Badań nad Mózgiem, Pekin
Animals
C57BL/6J typdzikiCentrum Zasobów Laboratoryjnych dla Zwierząt w Chińskim Instytucie Badań nad Mózgiem, Pekin
EMX1-CRELaboratorium Jacksona 5628
Pals1flox/wtChristopher A. Walsh Lab
Software
ImageJNIH Image
LabviewNational Instruments
MATLABMathworks
fotopowielacza QUAD Koder rotory

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. May, P. J. The mammalian superior colliculus: laminar structure and connections. Progress in Brain Research. 151, 321-378 (2006).
  2. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
  3. Ohki, K., Chung, S., Ch'ng, Y. H., Kara, P., Reid, R. C. Functional imaging with cellular resolution reveals precise micro-architecture in visual cortex. Nature. 433 (7026), 597-603 (2005).
  4. Ratzlaff, E. H., Grinvald, A. A tandem-lens epifluorescence macroscope: Hundred-fold brightness advantage for wide-field imaging. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2-3), 127-137 (1991).
  5. de Vries, S. E. J., et al. A large-scale standardized physiological survey reveals functional organization of the mouse visual cortex. Nature Neuroscience. 23 (1), 138-151 (2020).
  6. Mrsic-Flogel, T. D., et al. Altered map of visual space in the superior colliculus of mice lacking early retinal waves. The Journal of Neuroscience. 25 (29), 6921-6928 (2005).
  7. Cang, J., Wang, L., Stryker, M. P., Feldheim, D. A. Roles of ephrin-as and structured activity in the development of functional maps in the superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 28 (43), 11015-11023 (2008).
  8. Feinberg, E. H., Meister, M. Orientation columns in the mouse superior colliculus. Nature. 519 (7542), 229-232 (2015).
  9. Ahmadlou, M., Heimel, J. A. Preference for concentric orientations in the mouse superior colliculus. Nature Communications. 6, 6773(2015).
  10. de Malmazet, D., Kühn, N. K., Farrow, K. Retinotopic separation of nasal and temporal motion selectivity in the mouse superior colliculus. Current Biology. 28 (18), 2961-2969 (2018).
  11. Li, Y. T., Turan, Z., Meister, M. Functional architecture of motion direction in the mouse superior colliculus. Current Biology. 30 (17), 3304-3315 (2020).
  12. Gribizis, A., et al. Visual cortex gains independence from peripheral drive before eye opening. Neuron. 104 (4), 711-723 (2019).
  13. Inayat, S., et al. Neurons in the most superficial lamina of the mouse superior colliculus are highly selective for stimulus direction. The Journal of Neuroscience. 35 (20), 7992-8003 (2015).
  14. Barchini, J., Shi, X., Chen, H., Cang, J. Bidirectional encoding of motion contrast in the mouse superior colliculus. eLife. 7, 35261(2018).
  15. Savier, E. L., Chen, H., Cang, J. Effects of locomotion on visual responses in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 39 (47), 9360-9368 (2019).
  16. Schröder, S., et al. Arousal modulates retinal output. Neuron. 107 (3), 487-495 (2020).
  17. Ge, X., et al. Retinal waves prime visual motion detection by simulating future optic flow. Science. 373 (6553), (2021).
  18. Chen, H., Savier, E. L., DePiero, V. J., Cang, J. Lack of evidence for stereotypical direction columns in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 41 (3), 461-473 (2021).
  19. Kasai, M., Isa, T. Effects of light isoflurane anesthesia on organization of direction and orientation selectivity in the superficial layer of the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 42 (4), 619-630 (2022).
  20. Kim, S., et al. The apical complex couples cell fate and cell survival to cerebral cortical development. Neuron. 66 (1), 69-84 (2010).
  21. Kaifosh, P., Zaremba, J. D., Danielson, N. B., Losonczy, A. S. I. M. A. Python software for analysis of dynamic fluorescence imaging data. Frontiers in Neuroinformatics. 8, 80(2014).
  22. Pnevmatikakis, E. A., Giovannucci, A. NoRMCorre: An online algorithm for piecewise rigid motion correction of calcium imaging data. Journal of Neuroscience Methods. 291, 83-94 (2017).
  23. Kerlin, A. M., Andermann, M. L., Berezovskii, V. K., Reid, R. C. Broadly tuned response properties of diverse inhibitory neuron subtypes in mouse visual cortex. Neuron. 67 (5), 858-871 (2010).
  24. Göbel, W., Helmchen, F. In vivo calcium imaging of neural network function. Physiology. 22 (6), 358-365 (2007).
  25. Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
  26. Evans, D. A., et al. A synaptic threshold mechanism for computing escape decisions. Nature. 558 (7711), 590-594 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Two Photon MicroscopyWidefield MicroscopyNeural CodingVisual ProcessingRetinal Ganglion CellsHeadplate ImplantationViral InjectionMouse Brain Imaging

Powiązane artykuły