Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Obrazowanie wapnia u myszy Superior Colliculus

4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65181

⸱

21 kwietnia 2023

 ,  , 
1Chinese Institute for Brain Research

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół szczegółowo opisuje procedurę obrazowania reakcji wapnia w górnym wzgórku (SC) obudzonych myszy, w tym obrazowanie aktywności pojedynczego neuronu za pomocą mikroskopii dwufotonowej przy jednoczesnym pozostawieniu nienaruszonej kory mózgowej u myszy typu dzikiego, oraz obrazowanie całego SC za pomocą mikroskopii szerokiego pola u myszy z mutacją częściowej kory

mózgowej.

Streszczenie

Wzgórek górny (SC), ewolucyjnie zachowana struktura śródmózgowia u wszystkich kręgowców, jest najbardziej wyrafinowanym centrum wzrokowym przed pojawieniem się kory mózgowej. Otrzymuje bezpośrednie dane wejściowe z ~30 typów komórek zwojowych siatkówki (RGC), z których każda koduje określoną cechę wizualną. Pozostaje nieuchwytne, czy SC po prostu dziedziczy cechy siatkówki, czy też w SC dochodzi do dodatkowego i potencjalnie de novo przetwarzania. Aby ujawnić neuronalne kodowanie informacji wizualnych w SC, przedstawiamy tutaj szczegółowy protokół optycznego rejestrowania reakcji wizualnych za pomocą dwóch uzupełniających się metod u obudzonych myszy. Jedna metoda wykorzystuje mikroskopię dwufotonową do obrazowania aktywności wapnia w rozdzielczości pojedynczej komórki bez ablacji kory nakładającej, podczas gdy druga wykorzystuje mikroskopię szerokokątną do zobrazowania całego SC zmutowanej myszy, której kora jest w dużej mierze nierozwinięta. Protokół ten szczegółowo opisuje te dwie metody, w tym przygotowanie zwierząt, wstrzyknięcie wirusa, implantację płytki czołowej, implantację zatyczki, pozyskiwanie danych i analizę danych. Reprezentatywne wyniki pokazują, że dwufotonowe obrazowanie wapnia ujawnia wizualnie wywołane reakcje neuronalne w rozdzielczości pojedynczej komórki, a obrazowanie wapnia w szerokim polu ujawnia aktywność neuronalną w całym SC. Łącząc te dwie metody, można ujawnić kodowanie neuronalne w SC w różnych skalach, a taka kombinacja może być również zastosowana do innych obszarów mózgu.

Wprowadzenie

Górny wzgórek (SC) jest ważnym ośrodkiem wzrokowym u wszystkich kręgowców. U ssaków otrzymuje bezpośrednie dane wejściowe z siatkówki i kory wzrokowej1. Podczas gdy zapis optyczny jest szeroko stosowany w cortex2,3,4,5, jego zastosowanie w SC jest utrudnione przez słabe dostępy optyczne6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19. Celem tego protokołu jest dostarczenie szczegółowych informacji na temat dwóch uzupełniających się metod optycznego rejestrowania aktywności neuronalnej w SC.

SC znajduje się poniżej kory i zatoki poprzecznej, co ogranicza optyczny dostęp do neuronów obojczykowych. Jednym ze sposobów przezwyciężenia tego ograniczenia jest zassanie kory nakładającej i odsłonięcie przednio-bocznej SC7,9,10,13,14,19. Ponieważ jednak SC otrzymuje bodźce korowe, taka operacja może wpływać na to, jak neurony SC reagują na bodźce wzrokowe. Aby przezwyciężyć to ograniczenie, szczegółowo opisujemy tutaj alternatywny protokół obrazowania powierzchownej warstwy tylno-przyśrodkowej SC za pomocą wtyczki krzemowej, pozostawiając korę nienaruszoną8,11. W szczególności, aby osiągnąć rozdzielczość pojedynczej komórki, zastosowaliśmy mikroskopię dwufotonową do zobrazowania odpowiedzi wapnia w tylno-przyśrodkowym SC myszy typu dzikiego. Ponadto, aby uzyskać szeroki zasięg, zastosowaliśmy mikroskopię szerokokątną, aby zobrazować cały SC zmutowanej myszy, której tylna kora nie rozwinęła się20.

Dwie metody opisane w tym protokole wzajemnie się uzupełniają. Dwufotonowe obrazowanie wapnia bez ablacji kory mózgowej jest odpowiednie do rejestrowania aktywności neuronalnej w rozdzielczości pojedynczej komórki z nienaruszonymi danymi wejściowymi kory mózgowej. Obrazowanie wapnia w szerokim polu widzenia jest odpowiednie do rejestrowania aktywności neuronalnej w całym SC przy jednoczesnym poświęceniu rozdzielczości przestrzennej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt i zatwierdzone przez IACUC w Chińskim Instytucie Badań nad Mózgiem w Pekinie.

UWAGA: Harmonogram tego protokołu przedstawia się następująco: 1) wykonanie przyssawki; 2) wstrzyknięcie wirusa; 3) implantacja płytki głownej; 4) po 3 tygodniach implantacja wtyczki; 5) po około 3-dniowej rekonwalescencji i habituacji na bieżni, wykonanie obrazowania dwufotonowego/szerokopolowego.

1. Przygotowanie przyssawki (Rysunek 1A)

  1. Nanieś kroplę soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS, 1x) na tackę akrylową i dotknij jej płaską igłą 21 G, aby wypełnić końcówkę poprzez kapilarność.
  2. Pokryj końcówkę igły półprzezroczystym klejem silikonowym i pozostaw do utrwalenia na około ~10 min.
  3. Wytnij nożyczkami z kleju silikonowego dysk o średnicy ~2 mm.

2. Przygotowanie kostek (Rycina 1B)

  1. Przygotuj plastikową podkładkę o grubości 0,75 mm i wytnij w jej centrum kwadrat o wymiarach 1 cm x 1 cm. Przygotuj dwa bloki akrylowe. Oczyść podkładkę oraz bloki akrylowe alkoholem i przetrzyj je papierem do soczewek.
  2. Umieść podkładkę dystansową na jednym bloku akrylowym, nanieś klej silikonowy na środek, wypełniając około 90% otworu (unikając pęcherzyków powietrza), dołóż drugi blok akrylowy i przyłóż siłę około 1 kg, a następnie odczekaj 20 min.
  3. Pod mikroskopem chirurgicznym, używając skalpela, wytnij z kleju silikonowego pryzmaty trójkątne o wysokości 1 mm i szerokości 1,5 mm, wykonując nacięcia nad arkuszem papieru z wydrukowanymi trójkątami.
  4. Usuń kurz z pryzmatów trójkątnych za pomocą plastikowej taśmy klejącej, a następnie umieść je na szkiełku nakrywkowym o średnicy 5 mm i grubości 0,15 mm.
  5. Umieść szkiełko przykrywowe z pryzmatami trójkątnymi pod urządzeniem do traktowania koronowego, włącz urządzenie i zbliż je do szkiełka, aż pojawi się wyładowanie. Utrzymaj tę pozycję przez kilka minut, aż zostaną one ze sobą połączone.
    UWAGA: Ten krok może różnić się w zależności od urządzenia do traktowania koronowego.
  6. Umieść krążki w szalce Petriego i włóż ją do inkubatora w temperaturze 70 °C przez noc.

3. Przygotowanie zwierząt i wstrzyknięcie konstruktu wirusowego

  1. Użyć myszy obu płci szczepów C57BL/6J (typ dziki) oraz Emx1-Cre:Pals1flox/wt (częściowa kora)20 w wieku 6 tygodni (9 tygodni w momencie obrazowania).
  2. Sterylizować wszystkie materiały i narzędzia wykorzystywane podczas procedury chirurgicznej.
  3. Zanestetyzować mysz 5% izofluranem, a następnie utrzymywać stężenie izofluranu na poziomie 1%-2% przy przepływie 1 L/min podczas operacji. Potwierdzić poziom znieczulenia brakiem odruchu na uciśnięcie palca u nogi.
  4. Ustabilizować głowę myszy w aparacie stereotaktycznym za pomocą prętów usznych. Przez cały czas trwania operacji nakładać maść oftalmiczną na oczy myszy, aby zapobiec ich wysychaniu, oraz utrzymywać temperaturę ciała na poziomie 37 °C za pomocą termostatycznej podgrzewaczki.
  5. Ogolić futro i zdezynfekować powierzchnię skóry jodoforem oraz 75% etanolem. Wstrzyknąć lidokainę (5 mg/kg, iniekcja podskórna [SQ]), tylidynę (2 mg/kg, SQ) i meloksykam (2 mg/kg, SQ).
    UWAGA: Procedura chirurgiczna dotycząca sterylizacji, analgezji i znieczulenia miejscowego może różnić się w zależności od instytucji.
  6. Usunąć skórę nad SC za pomocą nożyczek chirurgicznych, aby odsłonić czaszkę. Oczyścić czaszkę patyczkiem bawełnianym.
  7. Wyregulować aparat stereotaktyczny, aż powierzchnia czaszki będzie płaska. Wywiercić otwór 0,5 mm bocznie i 0,42 mm przednio od lambda, aż do odsłonięcia opony twardej.
  8. Wstrzyknąć wirusa adeno-zależnego (AAV) wykazującego ekspresję GCaMP6m (rAAV2/9-hsyn-GCaMP6m; 1 x 1013 GC/mL rozpuszczonego w 1x PBS) na głębokość 1 mm i 1,6 mm od lambda za pomocą szklanej mikropipety o ściętym końcu (koncówka ścięta pod kątem 25° o średnicy 40-50 µm).
  9. Na każdej głębokości wstrzyknąć 100 nL z prędkością 50 nL/min i odczekać 5 min po każdej iniekcji. Po wstrzyknięciu powoli wycofać injektor.

4. Implantacja płytki głownej

  1. Oczyścić mięśnie i tkanki nad czaszką, a następnie delikatnie zeskrobać powierzchnię czaszki ostrzem skalpela. W przypadku wystąpienia krwawienia zatamować je za pomocą gąbki żelatynowej i usunąć krew. Przymocować płytkę głowową (Rysunek 1C>) do czaszki, używając samoutwardzalnego kompozytu dentystycznego. W szczególności wymieszać 3/4 łyżeczki polimeru, trzy krople monomeru i jedną kroplę katalizatora w ceramicznej miseczce umieszczonej w lodzie. Nanieść mieszankę na płytkę głowową oraz czaszkę. Połączyć oba elementy i odczekać 5 min do zastygnięcia spoiwa.
  2. Wstrzyknąć antybiotyk (ceftiofur sodowy, 5 mg/kg, podskórnie), aby zapobiec infekcjom. Wyjąć mysz z ramy stereotaksycznej i umieścić ją na macie grzewczej do czasu wybudzenia. Po ustąpieniu działania anestezji oddać zwierzę do klatki domowej. W celu łagodzenia bólu podawać myszy wodę pitną zawierającą ibuprofen (0,5 mL/50 mL) przez 3 dni po zabiegu.

5. Implantacja zatyczki (Rysunek 2)

  1. Zaimplantuj zatyczkę 3 tygodnie po wstrzyknięciu wirusa. Znieczul mysz i unieruchom ją w aparacie stereotaksycznym, zgodnie z opisem w krokach 3.2-3.5. Przygotuj gąbkę żelatynową nasączoną solą fizjologiczną w celu zatamowania ewentualnych krwawień.
  2. Za pomocą mikrotrepanu wywierć otwór owalny o wymiarach 3 mm x 2 mm, którego środek znajduje się 0,5 mm za punktem lambda. Ścień krawędzie owalu, aż do pęknięcia kostnej barierki. Ścień czaszkę przed oknem rejestracyjnym, aby szkiełko nakrywowe znajdowało się jak najbliżej SC.
  3. Usuń płaty kostne za pomocą precyzyjnej pęsety. Wykonaj nacięcie opony twardej za zatoką poprzeczną i usuń fragment opony. W razie potrzeby, aby zapobiec wysychaniu, podaj do mózgu sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (ACSF) za pomocą strzykawki 3 mL. Osusz czaszkę i okno rejestracyjne gąbką żelatynową oraz patyczkami bawełnianymi.
  4. Nanieś kroplę kleju silikonowego do okna rejestracyjnego. Użyj przyssawki, aby utrzymać zatyczkę pod wpływem podciśnienia. Za pomocą zmotoryzowanego mikromanipulatora przesuń przyssawkę i opuść zatyczkę do kleju silikonowego, aż szkiełko nakrywowe dotknie czaszki. Następnie przesuń zatyczkę do przodu o ok. 1 mm, aby odsunąć zatokę poprzeczną i odsłonić SC. Krok ten należy wykonać w ciągu 1-2 min, zanim klej silikonowy stanie się lepki.
  5. Oczyść płytkę głowy, a następnie nałóż butylcyanoakrylan i cement żywiczny wokół krawędzi zatyczki, aby przymocować ją do płytki głowy.
    UWAGA: Zapewnij opiekę pooperacyjną zgodnie z opisem w kroku 4.2.

6. Obrazowanie dwufotonowe (Rysunek 3)

  1. Unieruchom głowę zwierzęcia na obrotowej bieżni za pomocą płytki nagłownej. Umieść bieżnię pod mikroskopem dwufotonowym i dostosuj wysokość do odpowiedniej pozycji. Umieść czarny aluminiowy stożek między obiektywem a płytką nagłowną, aby zapobiec zanieczyszczeniu światłem z monitora służącego do stymulacji wizualnej. Pozwól myszy na aklimatyzację przez ok. 15 min.
  2. Przeprowadź obrazowanie dwufotonowe na mikroskopie z obiektywem o powiększeniu 16x, aperturze numerycznej (NA) 0,8 i odległości roboczej (WD) 3 mm. Użyj lasera Ti:szafir z techniką blokady modów, sterowanego przez dwa skanery galwanometryczne, aby wzbudzić GCaMP6m przy 920 nm. Dostosuj moc lasera w płaszczyźnie próbki do zakresu 20-80 mW.
  3. Skanuj pole widzenia 600 µm x 600 µm z częstotliwością 4,8 Hz i rozdzielczością przestrzenną 2,4 µm/pixel, obrazując aktywność neuronalną na głębokości do 350 µm.
    UWAGA: Częstotliwość próbkowania i rozdzielczość przestrzenna dotyczą skanerów galwanometrycznych i powinny zostać dostosowane w przypadku skanerów rezonansowych.
  4. Zbierz emitowaną fluorescencję za pomocą lustra dichroicznego i wykryj ją za pomocą lampy fotopowielaczowej (PMT) po przepuszczeniu przez filtr pasmowy.
  5. Rejestruj lokomocję myszy na bieżni za pomocą enkodera obrotowego. Użyj kamery z obiektywem 50 mm do zapisu wielkości i pozycji źrenicy. Zsynchronizuj te zapisy oraz akwizycję obrazów ze stymulacją wizualną, rejestrując triggery wysyłane przez komputer sterujący stymulacją.

7. Analiza odpowiedzi wapniowych mierzonych za pomocą obrazowania dwufotonowego

  1. Skoryguj ruchy mózgu podczas obrazowania, korzystając z narzędzi SIMA21 lub NoRMCorre22.
  2. Ręcznie wyznacz obszar zainteresowania (ROI) za pomocą narzędzia Cell Magic Wand (ImageJ), a następnie dopasuj do niego elipsę w programie MATLAB. Wyekstrahuj przebiegi fluorescencji dla każdego ROI po usunięciu zanieczyszczeń neuropilem:
    Wzór na obliczanie rzeczywistej fluorescencji, Ftrue=Fraw−r×Fneuropil.
    Ftrue oraz Fraw to odpowiednio skorygowana i surowa amplituda fluorescencji ROI, Fneuropil to amplituda fluorescencji otaczającego neuropila, a r to współczynnik zanieczyszczenia neuropilem poza ogniskiem (0,7 dla naszej konfiguracji). Wartość r szacuje się poprzez pomiar sygnałów na naczyniu krwionośnym, dla którego Ftrue = 0, zgodnie z wcześniejszymi opisami23,24.
  3. Usuń powolne fluktuacje linii bazowej poprzez odjęcie wartości ósmego percentyla z 15 s okna wyśrodkowanego na każdej klatce25.
  4. Zdefiniuj odpowiedzi wzrokowe neuronu jako względną zmianę amplitudy fluorescencji w jego ROI podczas okresu stymulacji:
    Wzór na stosunek \( R = (F_{peak} - F_{baseline}) / F_{baseline} \); równanie do analizy danych.
    Fpeak  to maksymalna amplituda przebiegu fluorescencji podczas stymulacji wzrokowej, a Fbaseline to średnia amplituda w okresie 0,5 s przed stymulacją.

8. Obrazowanie w szerokim polu i analiza danych (Rysunek 4)

  1. Budowa makroskopu szerokopolowego z soczewką tandemową4 (Rysunek 4A). Makroskop z soczewkami tandemowymi składa się z dwóch obiektywów aparatów fotograficznych (50 mm i 105 mm) połączonych ze sobą poprzez adapter, a powiększenie wynosi ok. 2x.
  2. Przygotować myszy z mutantem części kory mózgowej zgodnie z opisem w krokach 3.2-3.5. Wstrzyknąć 100 nL AAV wykazującego ekspresję GCaMP6m na głębokość 200 µm na środku każdego boku SC.
  3. Po około 3 tygodniach wszczepia się szkiełko nakrywkowe o średnicy 5 mm nad korą wzgórza górnego (SC). Wykonuje się owalną kraniotomię o wymiarach 4 mm x 3 mm z centrum w miejscu SC i ścieńcza kość wokół niej. Następnie szkiełko nakrywkowe dociska się bezpośrednio do SC i utrwala cementem żywicznym.
  4. Wzbudź GCaMP6m za pomocą niebieskiej diody emitującej światło (LED) z filtrem wzbudzenia (469 nm ± 35 nm). Nabywaj obrazy przy użyciu kamery CMOS (complementary metal oxide semiconductor) po przejściu przez filtr emisyjny (525 nm ± 39 nm) z częstotliwością 10 Hz. Kamera obejmuje obszar o wymiarach 5,36 mm x 2,85 mm przy rozdzielczości przestrzennej wynoszącej 2.63 µm/pixel.
  5. Każdy pozyskany obraz należy poddać splotowi z znormalizowanym filtrem prostokątnym i przeskalować go w dół do 1/4 oryginalnego rozmiaru. Dla każdego piksela w obrazie należy zdefiniować odpowiedź, zgodnie z opisem w kroku 7.4.
    UWAGA: Zapewnić opiekę pooperacyjną zgodnie z opisem w kroku 4.2.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunki 1A,B przedstawiają odpowiednio sposób wykonania przyssawki oraz korków. Rysunek 2 pokazuje, jak pomyślnie zaimplantować korek. Po implantacji korka odsłonięta zostaje tylno-przyśrodkowa część SC, co przedstawiono na Rysunku 2D. Rysunek 3 przedstawia odpowiedzi wapniowe neuronów SC u przykładowej myszy typu dzikiego, obrazowane za pomocą mikroskopii dwufotonowej. Pryzmat trójkątn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Krytyczne kroki w protokole
Najbardziej krytycznym krokiem jest kraniotomia w krokach 5.2 i 5.3. Po pierwsze, kość znajdująca się 0,5 mm za lambdą jest gruba i ma w środku naczynia krwionośne, które mogą powodować krwawienie podczas wiercenia. Należy przygotować odpowiednią piankę żelową, aby zatamować krwawienie. Po drugie, istnieje duża szansa na krwotoczność naczynioruchową podczas usuwania kości tuż nad zatoką poprzeczną. W celu rozwiązania problemu jednym z alternatywnych podejść jest rozrzedze...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca jest wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (32271060). Y.-t.L. zaprojektował badania, przeprowadził eksperyment, przeanalizował dane i napisał manuskrypt. Z.L. i R.W. przeprowadzili doświadczenie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
16-krotny obiektywNikon
50-mmobiektyw ComputarM5018-MP2
5-mm szkiełko nakrywkoweWarner instrumentsCS-5R filtr
pasmowo-przepustowyChroma TechnologyHQ575/250 m-2p
cyjanoakrylan butyluVetbond, World Precision Instruments
kamera do monitorowania źrenicyKamera FLIRBFS-U3-04S2M-CS
do obrazowania szerokokątnegoBasleracA2000-165 i mikro; m
obróbka koronowaElectro-Technic ProductsBD-20AC
dichroicznyChroma TechnologyT600/200dcrb 
galwanometryCambridge Technology
sterylizator kulek szklanychRWDRS1502
mikrowiertłoRWD78001
mikromanipulatorSutter InstrumentsLampa
HamamatsuR3896
USdigitalMA3-A10-125-N
Samoutwardzalny cement z żywicy adhezyjnej do zębów SuperBond C& B, Sun Medical Co, Ltd. Moriyama, Japonia
termostatyczna poduszka grzewcza RWD69020
Ti:Szafirowy laserSpectra-PhysicsMai Tai HP DeepSee
półprzezroczysty klej silikonowy Kwik-Sil, bieżnia World Precision Instruments
Xinglin Biology
Szczepy wirusa
rAAV2/9-hsyn-Gcamp6mVector Core w Chińskim Instytucie Badań nad Mózgiem, Pekin
Animals
C57BL/6J typdzikiCentrum Zasobów Laboratoryjnych dla Zwierząt w Chińskim Instytucie Badań nad Mózgiem, Pekin
EMX1-CRELaboratorium Jacksona 5628
Pals1flox/wtChristopher A. Walsh Lab
Software
ImageJNIH Image
LabviewNational Instruments
MATLABMathworks
fotopowielacza QUAD Koder rotory

Bibliografia

  1. May, P. J. The mammalian superior colliculus: laminar structure and connections. Progress in Brain Research. 151, 321-378 (2006).
  2. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
  3. Ohki, K., Chung, S., Ch'ng, Y. H., Kara, P., Reid, R. C. Functional imaging with cellular resolution reveals precise micro-architecture in visual cortex. Nature. 433 (7026), 597-603 (2005).
  4. Ratzlaff, E. H., Grinvald, A. A tandem-lens epifluorescence macroscope: Hundred-fold brightness advantage for wide-field imaging. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2-3), 127-137 (1991).
  5. de Vries, S. E. J., et al. A large-scale standardized physiological survey reveals functional organization of the mouse visual cortex. Nature Neuroscience. 23 (1), 138-151 (2020).
  6. Mrsic-Flogel, T. D., et al. Altered map of visual space in the superior colliculus of mice lacking early retinal waves. The Journal of Neuroscience. 25 (29), 6921-6928 (2005).
  7. Cang, J., Wang, L., Stryker, M. P., Feldheim, D. A. Roles of ephrin-as and structured activity in the development of functional maps in the superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 28 (43), 11015-11023 (2008).
  8. Feinberg, E. H., Meister, M. Orientation columns in the mouse superior colliculus. Nature. 519 (7542), 229-232 (2015).
  9. Ahmadlou, M., Heimel, J. A. Preference for concentric orientations in the mouse superior colliculus. Nature Communications. 6, 6773(2015).
  10. de Malmazet, D., Kühn, N. K., Farrow, K. Retinotopic separation of nasal and temporal motion selectivity in the mouse superior colliculus. Current Biology. 28 (18), 2961-2969 (2018).
  11. Li, Y. T., Turan, Z., Meister, M. Functional architecture of motion direction in the mouse superior colliculus. Current Biology. 30 (17), 3304-3315 (2020).
  12. Gribizis, A., et al. Visual cortex gains independence from peripheral drive before eye opening. Neuron. 104 (4), 711-723 (2019).
  13. Inayat, S., et al. Neurons in the most superficial lamina of the mouse superior colliculus are highly selective for stimulus direction. The Journal of Neuroscience. 35 (20), 7992-8003 (2015).
  14. Barchini, J., Shi, X., Chen, H., Cang, J. Bidirectional encoding of motion contrast in the mouse superior colliculus. eLife. 7, 35261(2018).
  15. Savier, E. L., Chen, H., Cang, J. Effects of locomotion on visual responses in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 39 (47), 9360-9368 (2019).
  16. Schröder, S., et al. Arousal modulates retinal output. Neuron. 107 (3), 487-495 (2020).
  17. Ge, X., et al. Retinal waves prime visual motion detection by simulating future optic flow. Science. 373 (6553), (2021).
  18. Chen, H., Savier, E. L., DePiero, V. J., Cang, J. Lack of evidence for stereotypical direction columns in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 41 (3), 461-473 (2021).
  19. Kasai, M., Isa, T. Effects of light isoflurane anesthesia on organization of direction and orientation selectivity in the superficial layer of the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 42 (4), 619-630 (2022).
  20. Kim, S., et al. The apical complex couples cell fate and cell survival to cerebral cortical development. Neuron. 66 (1), 69-84 (2010).
  21. Kaifosh, P., Zaremba, J. D., Danielson, N. B., Losonczy, A. S. I. M. A. Python software for analysis of dynamic fluorescence imaging data. Frontiers in Neuroinformatics. 8, 80(2014).
  22. Pnevmatikakis, E. A., Giovannucci, A. NoRMCorre: An online algorithm for piecewise rigid motion correction of calcium imaging data. Journal of Neuroscience Methods. 291, 83-94 (2017).
  23. Kerlin, A. M., Andermann, M. L., Berezovskii, V. K., Reid, R. C. Broadly tuned response properties of diverse inhibitory neuron subtypes in mouse visual cortex. Neuron. 67 (5), 858-871 (2010).
  24. Göbel, W., Helmchen, F. In vivo calcium imaging of neural network function. Physiology. 22 (6), 358-365 (2007).
  25. Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
  26. Evans, D. A., et al. A synaptic threshold mechanism for computing escape decisions. Nature. 558 (7711), 590-594 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mikroskopia dwufotonowamikroskopia szerokopolowakodowanie neuronalneprzetwarzanie wizualnekom rki zwojowe siatk wkiimplantacja p ytki g ownejiniekcja wirusowaobrazowanie m zgu myszy
Obrazowanie wapnia u myszy Superior Colliculus
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.