Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zastosowanie cewnika Hickmana do długotrwałego dostępu naczyniowego w przedklinicznym modelu trzody chlewnej

6.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65221

⸱

31 marca 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Laboratory, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Molecular and Comparative Pathobiology, Research Animal Resources, Johns Hopkins University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Opisano niezawodne i powtarzalne podejście do wprowadzania i konserwacji tunelizowanego cewnika Hickmana do długoterminowego dostępu naczyniowego u świń. Umieszczenie centralnego cewnika żylnego pozwala na wygodne codzienne pobieranie próbek krwi pełnej od obudzonych zwierząt oraz dożylne podawanie leków i płynów.

Streszczenie

Cewniki do żył centralnych (CVC) są nieocenionymi urządzeniami w badaniach na dużych zwierzętach, ponieważ ułatwiają szeroki zakres zastosowań medycznych, w tym monitorowanie krwi i niezawodne dożylne podawanie płynów i leków. W szczególności tunelizowany wielokanałowy cewnik Hickmana (HC) jest powszechnie stosowany w modelach trzody chlewnej ze względu na mniejsze wskaźniki wydobycia i powikłań. Pomimo mniejszej liczby powikłań w porównaniu z innymi CVC, zachorowalność związana z HC stanowi poważne wyzwanie, ponieważ może znacznie opóźnić lub w inny sposób negatywnie wpłynąć na trwające badania. Prawidłowe wprowadzanie i utrzymywanie HC ma zasadnicze znaczenie w zapobieganiu tym powikłaniom, ale nie ma zgody co do najlepszych praktyk. Celem tego protokołu jest kompleksowe opisanie podejścia do wprowadzania i utrzymywania tunelizowanego HC u świń, które łagodzi powikłania i zachorowalność związane z HC. Zastosowanie tych technik u >100 świń zaowocowało wolnymi od powikłań liniami patentowymi do 8 miesięcy i brakiem śmiertelności związanej z cewnikiem lub infekcji brzusznego miejsca operowanego. Ten protokół oferuje metodę optymalizacji żywotności HC i wskazówki dotyczące zbliżających się problemów podczas użytkowania.

Wprowadzenie

Nieodzowna rola cewników do żył centralnych (CVC) w opiece nad pacjentem wynika z ich wygody, korzystnego profilu bezpieczeństwa i wszechstronności1. Funkcje CVC obejmują niezawodny dostęp do całkowitego żywienia pozajelitowego, przeszczep krwiotwórczych komórek macierzystych, plazmaferezę/aferezę oraz skuteczne podawanie płynów, krwi lub leków jednocześnie2. W medycynie weterynaryjnej CVC minimalizują również dyskomfort zwierząt poprzez szybkie rozcieńczanie leków drażniących i pobieranie próbek krwi bez wielokrotnego nakłucia żyły3. Pomimo ich szerokiego zastosowania, wykorzystanie CVC w badaniach na dużych zwierzętach nadal stanowi kilka poważnych wyzwań4.

Przezskórne umieszczenie CVC za pomocą prowadnika lub cewnika wprowadzającego może być trudne dla badaczy niebędących specjalistami weterynaryjnymi, szczególnie u zwierząt ze strukturami żył głębokich5. Niewłaściwa technika instalacji CVC może spowodować przypadkowe umieszczenie w pobliskich strukturach, co wymaga umieszczenia pod kontrolą ultradźwięków lub radiografii pozabiegowej pozycjonowania6. Jednak w porównaniu z salami operacyjnymi dla ludzi, ultradźwięki nie są łatwo dostępne w wielu dużych laboratoriach badawczych na zwierzętach. Co więcej, długotrwałe stosowanie cewników na stałe może prowadzić do załamania linii, przebicia, infekcji lub wydostania się zwierząt, co może spowodować zakłócenie szybkiego leczenia, monitorowania klinicznego i wyników badań4,7. Wymiana CVC wymaga dodatkowych zasobów, w tym zaopatrzenia w materiały, planowania operacji, czasu postu i dostępu do badań radiologicznych. Powikłania związane z CVC mogą zatem stwarzać znaczne bariery techniczne i finansowe lub zakłócać produktywne badania translacyjne, szczególnie w odniesieniu do trzody chlewnej. Zanieczyszczenie żywnością lub kałem, drapanie ścian klatki i kopanie miejsc podrażnień może zagrozić CVC, a ryzyko powikłań związanych z CVC jest zwiększone przez długotrwałe stosowanie. Tak więc bezpieczne i nieskomplikowane utrzymanie CVC u świń wymaga starannego rozważenia wyboru CVC, umieszczenia, zabezpieczenia, ochrony, warunków sanitarnych i nadzoru.

Cewnik Hickmana (HC) używany w tym protokole to tunelowany CVC z poliestrowym mankietem i jednym do trzech lumenów, który jest powszechnie używany do długotrwałego dostępu dożylnego u ludzi i zwierząt1,4,8,9. Podejście z cewnikiem tunelizowanym wiąże się z niższymi wskaźnikami powikłań i kosztami konserwacji w porównaniu z wariantami nietunelizowanymi10,11,12. Mankiet zmniejsza wydostanie się HC poprzez wbudowanie się w tkanki podskórne otaczające miejsce wyjścia skóry. Konstrukcja wielostrumieniowa umożliwia również oddzielenie podawania leków od pobierania krwi, minimalizując w ten sposób zanieczyszczenie i niedokładność próbki krwi. Mimo to korzystanie z HC nie jest pozbawione wyzwań, z których najczęstsze to złamania, migracja, okluzja i infekcje13,14,15,16. Właściwa instalacja i konserwacja HC są zatem niezbędnymi umiejętnościami, gdy są wykorzystywane w badaniach translacyjnych. Jednak obecna literatura zawiera niewiele wskazówek dotyczących najlepszych praktyk stosowania HC u trzody chlewnej podczas długoterminowych prób5,6,17.

Celem tego badania jest nakreślenie zoptymalizowanego podejścia do wprowadzania HC do żyły szyjnej wewnętrznej (IJV), zabezpieczenia skóry i trwałej ochrony, która minimalizuje długotrwałe powikłania związane z cewnikiem i dyskomfort u świń. Uwzględniono omówienie ważnych kwestii związanych ze stosowaniem HC, potencjalnych wyzwań, które można napotkać, oraz modyfikacji, które mogą poprawić jakość tego podejścia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z protokołem na zwierzętach zatwierdzonym przez Johns Hopkins University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Szczepy świń płci męskiej i żeńskiej poddawanych umieszczeniu HC obejmują świnie miniaturowe z kolonii świń Massachusetts General Hospital (MGH), świnie z Jukatanu i świnie skrzyżowane z Yorkshire od sprzedawcy rolnego (20-40 kg). Świnie były w wieku od 3 do 10 miesięcy, kiedy umieszczono HC. HC może być umieszczony w dowolnym momencie w związku z procedurą doświadczalną zwierzęcia. Zaleca się jednak umieszczenie go wcześniej, aby umożliwić pobranie podstawowych wartości krwi. Zaleca się również, aby dać świniom co najmniej 1-tygodniowy okres aklimatyzacji przed poddaniem ich jakiejkolwiek manipulacji doświadczalnej.

1. Planowanie przedoperacyjne

  1. Przed zabiegiem należy zlecić weterynarzowi przeprowadzenie dokładnej oceny klinicznej wszystkich zwierząt.
  2. Pościć zwierzęta (bez pokarmów stałych) co najmniej 12 godzin przed zabiegiem. Wodę należy zawsze dostarczać ad libitum. Zważ zwierzęta w celu kontrolowanego podawania leków.
  3. W dniu zabiegu należy uspokoić zwierzęta ketaminą (20-30 mg/kg) i ksylazyną (2-3 mg/kg domięśniowo [IM]) zmieszanymi w jednej strzykawce. W razie potrzeby powoli podawaj dożylnie środki uspokajające (ketaminę i ksylazynę). Użyj sterylnej maści okulistycznej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  4. Umieść cewnik dożylny w żyle brzeżnej ucha i podawaj płyn podtrzymujący w stężeniu 5-10 ml/(kg∙h) 0,9% soli fizjologicznej lub roztworu Ringera z mleczanami (LRS) przez cały czas trwania zabiegu.
  5. Gdy zwierzę znajduje się w pozycji grzbietowej, należy umieścić rurkę dotchawiczą o odpowiedniej wielkości, podłączyć ją do aparatu do znieczulenia i zapewnić wentylację ręczną (utrzymywaną na izofluranie na poziomie 0,5-3% przy 1-2 L O2/min).
  6. Zapobiegawczo należy podać środek przeciwbólowy (0,02 mg/kg buprenorfiny dożylnie); w razie potrzeby śródoperacyjnie podać dodatkowe dawki buprenorfiny. Antybiotyki należy podawać profilaktycznie (20-22 mg/kg cefazoliny dożylnie) 10 minut przed rozpoczęciem zabiegu i ponownie co 90 minut śródoperacyjnie. Protoniks (0,5-1,0 mg/kg dożylnie) i cytrynian maropitantu (1 mg/kg dożylnie) należy podać jednorazowo przed rozpoczęciem operacji.
  7. Ogolić szyję brzuszną i grzbietową, która posłuży jako miejsce umieszczenia centralnego cewnika żylnego. Wykonaj wstępne przygotowanie pola operacyjnego za pomocą peelingu chlorheksydynowego.
  8. Upewnij się, że świnia znajduje się w odpowiedniej płaszczyźnie znieczulenia chirurgicznego. Oceń głębokość znieczulenia, badając tonację powiekową i szczęki. W razie potrzeby zwiększ wziewny środek znieczulający lub powoli podawaj dodatkowe środki uspokajające (takie jak ketamina) dożylnie.
  9. Przenieś świnię na stół operacyjny.

2. Monitorowanie śródoperacyjne

  1. W znieczuleniu podtrzymującym należy stale monitorować tętno i elektrokardiografię, nieinwazyjne ciśnienie krwi, pulsoksymetrię, kapnografię oraz temperaturę przełyku lub odbytu, rejestrując co najmniej co 15 minut.
    1. Nieinwazyjnie monitoruj ciśnienie krwi za pomocą mankietu do pomiaru ciśnienia krwi na kończynie lub ogonie.
    2. Użyj respiratora, aby dokładniej regulować oddychanie i podawanie znieczulenia wziewnego. W przypadku parametrów respiratora upewnij się, że objętość oddechowa mieści się w zakresie 5-10 ml/kg. Dostosuj częstość oddechów podczas całej procedury w odpowiedzi na głębokość znieczulenia zwierzęcia; ustaw maksymalny limit ciśnienia na 20 mmHg.
  2. Przez cały czas trwania operacji używaj koca lub podkładki z ciepłym powietrzem o regulowanej temperaturze, aby zapobiec hipotermii.

3. Przygotowanie chirurgiczne

  1. Wyznacz co najmniej dwie osoby do bezpłodności (chirurg i asystent) i co najmniej dwie osoby do niesterylności (krążnik i anestezjolog).
  2. W znieczuleniu ogólnym ułóż świnię w pozycji leżącej brzusznej na stole operacyjnym z nogami zabezpieczonymi w celu stabilizacji (Ryc. 1).
  3. Przygotować pole operacyjne w aseptyki za pomocą trzech naprzemiennych peelingów z chlorheksydyny i 70% etanolu, a następnie jonoforu na powierzchni skóry przez minimalny czas kontaktu wynoszący 10 minut. Przeprowadzić sterylne przygotowanie następujących dwóch obszarów:
    1. Po stronie brzusznej rozciągaj się od kąta żuchwy do środka mostka i rozciągaj się obustronnie do bocznej granicy mostka obojczykowo-sutkowego. Umieść sterylne ręczniki wzdłuż granic sterylnie przygotowanego obszaru.
    2. Po stronie grzbietowej przygotuj grzbietowo-boczną szyję ipsilateralnie do docelowego IJV. Umieść sterylne ręczniki pod szyją grzbietową i nad polem grzbietowym, aby zachować sterylność podczas pracy w polu brzusznym.
  4. Umieść sterylną serwetę na świni. Wytnij prostokątny obszar w serwetce, aby odsłonić pole brzuszne.
  5. Na osobnym, sterylnie udrapowanym stole podłącz HC o podwójnym prześwicie do długiego elementu wprowadzającego.
    1. Przykręć klarowce do adapterów luer lock na końcu każdej linii strumienia świetlnego (szeroka: czerwona; wąska: biała). Przepłucz czerwoną i białą linię 10 ml 0,9% soli fizjologicznej. Następnie zaciśnij obie linie.

4. Identyfikacja i przygotowanie żyły szyjnej wewnętrznej

  1. W polu brzusznym wykonaj 4-centymetrowe nacięcie między tchawicą a przyśrodkową granicą mostkowo-obojczykowo-sutkowego (Ryc. 2). Podziel platysmę i wypreparuj tkankę łączną, aby odsłonić IJV na bocznej granicy mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego.
  2. Odizoluj 3-4 cm IJV, dzieląc jego gałęzie za pomocą 4-0 powlekanych i plecionych niewchłanialnych opasek do szwów. Odciąć obwodowo od otaczającej tkanki łącznej. Utwórz dwie powlekane i plecione, niewchłanialne opaski szwowe, aby zawiesić i ustabilizować IJV podczas wprowadzania cewnika (Rysunek 3).
    1. Na czaszkowym końcu IJV przełóż dwukrotnie pod naczyniem powlekaną i plecioną, niewchłanialną opaskę do szwów, aby utworzyć wokół niej pętlę.
    2. Na ogonowym końcu IJV przełóż powlekaną i plecioną, niewchłanialną opaskę szwową raz pod naczyniem, aby utworzyć zawiesie.
  3. Zwolnij trakcję z opasek szwowych. Umieść sterylną gazę nasączoną solą fizjologiczną w polu operacyjnym, aby chronić naczynie i utrzymać miejsce wiązania.

5. Przygotowanie miejsca wyjścia cewnika

  1. Zmień pozycję świni poprzez boczne przechylenie w kierunku strony niechirurgicznej, aby odsłonić ipsilateralne grzbietowe pole chirurgiczne. Zabezpiecz kończyny (Rysunek 4).
  2. Za pomocą skalpela z ostrzem #10 wykonaj 0,5 cm nakłucie w skórze w żądanym miejscu wyjścia cewnika - 3 cm bocznie do kręgosłupa i 5 cm ogonowo do głowy (Ryc. 5).

6. Wprowadzenie i tunelowanie cewnika

  1. W polu brzusznym usuń mokrą gazę i ponownie zidentyfikuj izolowany segment IJV. Wybierz docelowe miejsce wprowadzenia, aby wprowadzić cewnik podskórnie. Upewnij się, że znajduje się na tej samej głębokości co IJV, głębiej niż mostkowo-obojczykowo-sutkowy i między dwoma powlekanymi i plecionymi niewchłanialnymi opaskami szwów (Rysunek 6).
    UWAGA: Wzory podskórne powinny mieć węzły szwów ukryte pod skórą. Ponieważ głębokie szwy skórne są kilkakrotnie wiązane, aby zapewnić stabilność i konserwację, czasami zajmują większą przestrzeń niż jest to pożądane i mogą być odsłonięte przez skórę. Ten mały obszar ekspozycji nie stanowi istotnego problemu, a skóra powinna się odpowiednio goić pomimo tego małego obszaru ekspozycji.
  2. Ustaw rękę dominującą w grzbietowym polu operacyjnym, a rękę niedominującą w brzusznym polu operacyjnym. Trzymaj wprowadzacz HC w grzbietowym polu operacyjnym. Zawieś pozostałą długość cewnika w powietrzu nad sterylnym polem.
  3. Włóż wprowadzacz do miejsca nakłucia wyjściowego ręką dominującą, kierując końcówkę urządzenia w stronę ręki niedominującej w polu brzusznym.
  4. Popchnij końcówkę wprowadzacza powierzchownie i przyśrodkowo, aby tunelować cewnik przez tkankę tłuszczową, wyczuwając pojawienie się końcówki ręką niedominującą. Gdy końcówka wyłoni się w docelowym miejscu wejścia, przeciągnij wprowadzacz i cewnik przez tunel podskórny, aż mankiet głównej linii znajdzie się tuż pod powierzchnią skóry w polu grzbietowym.
  5. Odetnij wprowadzający od linii. Wymień mokrą gazę w brzusznym polu operacyjnym
    6. .

7. Wprowadzenie cewnika

  1. Ułożyć świnię w pozycji leżącej. Zabezpiecz kończyny, załóż sterylne rękawiczki i usuń gazę z brzusznego pola operacyjnego.
  2. Zacisnąć końce niewchłanialnych szwów pokrytych czaszką i ogonem oraz plecionych. Oprzyj zaciski na zasłonach tak, aby segment IJV był lekko podniesiony.
  3. Przyciąć koniec cewnika do mniej więcej takiej długości, na jakiej sięgałby do 1/3 długości mostka świni.
    UWAGA: Zminimalizuj manipulację końcówką cewnika, przecinając końcówkę pojedynczym cięciem prostopadłym do linii, aby uniknąć fragmentacji lub zatkania linii. Po włożeniu, HC powinien leżeć w żyle głównej górnej, bezpośrednio czaszkowo do prawego przedsionka (Ryc. 7).
  4. Za pomocą kleszczy Adsona-Browna chwyć środek izolowanego segmentu IJV. W tym samym momencie wykonaj cięcie w połowie naczynia za pomocą zakrzywionych nożyczek Metzenbaum.
  5. Trzymając segment IJV za pomocą kleszczy Adsona-Browna, włóż szpikulec do żyły w segmencie ogonowym naczynia (Ryc. 6). Utrzymując napięcie na opasce szwu czaszkowego, włóż i wkręć koniec cewnika do naczynia doogonowo. Po całkowitym wprowadzeniu cewnika zawiąż raz węzeł szwu ogonowego, aby tymczasowo zabezpieczyć HC.
  6. Przetestuj drożność obu linii poza sterylnym polem poprzez pobieranie krwi i płukanie za pomocą 3-5 ml 0,9% soli fizjologicznej, a następnie 5 ml 100 jednostek USP / ml soli fizjologicznej heparynizowanej.
  7. Po potwierdzeniu drożności zawiąż węzeł szwu ogonowego jeden lub dwa razy więcej, aby zabezpieczyć dystalny segment IJV wokół cewnika dożylnego. Zawiąż raz węzeł szwu czaszkowego, aby zablokować przepływ krwi w segmencie IJV.
  8. Zamknij brzuszne miejsce operacyjne warstwami: proste szwy przerywane platysma z plecionym szwem wchłanialnym 3-0 oraz podskórne szwy biegnące z nici wchłanialnej 3-0
    9. .

8. Zabezpieczenie cewnika

  1. Rozwiń świnię i ułóż ją w pozycji leżącej grzbietowej. Zabezpiecz kończyny.
  2. Przymocuj HC do skóry zwierzęcia w więcej niż trzech punktach, aby uniknąć oderwania cewnika (Rysunek 8).
    1. Ustaw HC tak, aby tworzył kształt litery "U".
    2. Zidentyfikuj punkty: upewnij się, że pierwszy punkt znajduje się w odległości nie większej niż 2 cm od miejsca wyjścia, drugi punkt znajduje się nad rozwidloną częścią cewnika, gdzie rozchodzą się czerwone i białe linie, a trzeci punkt znajduje się w górnej części litery "U" między pierwszymi dwoma punktami.
    3. W każdym punkcie umieść ~ 3 cm kawałek taśmy medycznej o średnicy 1 cala (cala) na cewniku, aby utworzyć skrzydło z każdej strony. Za pomocą syntetycznego, monofilamentowego, niewchłanialnego szwu polipropylenowego 0, przymocuj każde skrzydło do skóry za pomocą pojedynczego prostego przerywanego szwu. W drugim miejscu nad rozwidloną częścią dodaj pojedynczy przerywany szew przez szczelinę między dwiema liniami i upewnij się, że węzeł leży na wierzchu taśmy, aby zapobiec podrażnieniu.
      UWAGA: W zależności od wielkości miejsca nakłucia grzbietowej szyi można założyć prosty szew przerywany, aby zmniejszyć rozmiar i zminimalizować ryzyko niezamierzonego przemieszczenia cewnika poza skórę. Upewnij się, że mankiet wokół cewnika pozostaje podskórny.
    4. Przetestuj drożność zarówno białej, jak i czerwonej linii poza sterylnym polem poprzez pobieranie krwi i płukanie przy użyciu 10 ml 0,9% soli fizjologicznej i 10 ml soli fizjologicznej heparynizowanej.
  3. Utwórz obrożę ochronną.
    1. Owiń 4 w bawełnianą wyściółkę wokół szyi trzy lub cztery razy w następujący sposób:
      1. Zaczynając od szyi grzbietowej w lewym rogu czaszki, zawiń po przekątnej w kierunku prawego rogu ogonowego, przechodząc powyżej lub poniżej czerwonych i białych linii. Owiń pod szyją w kierunku lewego rogu ogonowego. Zawiń po przekątnej w kierunku prawego rogu czaszki, powyżej lub poniżej czerwonych i białych linii, a następnie zawiń do punktu początkowego w lewym rogu czaszki. Naprzemiennie przechodź powyżej i poniżej czerwonych i białych linii przy każdym kolejnym zawijaniu.
        UWAGA: Obroża powinna całkowicie zakrywać miejsca przyczepu skóry i główną linię HC. Tylko czerwona i biała linia powinny być pominięte i dostępne.
    2. Owiń 3 lub 4 elementy elastyczną taśmą klejącą wokół szyi trzy lub cztery razy w taki sam sposób, jak bawełnianą wyściółkę (krok 8.4.1). Jeśli bandaż zakrywa linie, utwórz szczelinę w bandażu, aby je pomieścić.
      UWAGA: Uważaj, aby nie owinąć tej warstwy zbyt ciasno - palec powinien być łatwy do wsunięcia pod kołnierz ochronny na obwodzie.
    3. Za pomocą syntetycznego, monofilamentowego, niewchłanialnego szwu polipropylenowego 0, zszyj każdy róg na końcu bandaża do leżących poniżej warstw, aby utrzymać jego pozycję.
    4. Za pomocą syntetycznego, monofilamentowego, niewchłanialnego szwu polipropylenowego 0 przymocuj kołnierz do skóry, przywiązując poziomy szew materaca bocznie do kręgosłupa zarówno po stronie czaszki, jak i ogona. Upewnij się, że węzły leżą na wierzchu bandaża.
    5. Utwórz woreczek na cewnik, aby chronić i przechowywać czerwone i białe linie (Rysunek 9).
      1. Wytnij kawałek elastycznej taśmy klejącej o wymiarach ~100 cm długości i ~7,5 cm szerokości.
      2. Zmierz odcinek taśmy o długości ~16 cm. Złóż taśmę na siebie tak, aby strony kleju były skierowane do siebie, aby utworzyć 16-centymetrową klapkę z dwiema warstwami taśmy. Z pozostałą taśmą powtórz ten proces jeszcze dwa razy, aby utworzyć trzy klapki o równej długości w kształcie litery "W" (Rysunek 10).
      3. Złóż pozostały ogon taśmy przez krawędź trzech klap. Z ogonem skierowanym na górze, ponumeruj klapy 1-3 od góry do dołu. Ponumeruj boki od 1 do 4, zaczynając od krawędzi ogona i przesuwając się zgodnie z ruchem wskazówek zegara.
      4. Na stronie 4 usuń podłużny pasek z klapy 2, z wyłączeniem 1 cm na każdym końcu. Upewnij się, że szerokość taśmy wynosi ~1 cm.
      5. Używając powlekanego i plecionego szwu niewchłanialnego 0 do wykonywania szwów bieżących: zszyj płaty 1 i 3 razem po stronie 4, płaty 1, 2 i 3 razem po stronie 3 i płaty 1 i 2 razem po stronie 2. Wytnij otwór o średnicy 2 cm w środku klapy 1.
    6. Z klapką 1 skierowaną w dół, wyrównaj otwór z punktem, w którym linki wychodzą z kołnierza, i ustaw worek tak, aby otwór był ogoniasty. Upewnij się, że worek znajduje się na linii środkowej lub nieco z boku szyi grzbietowej.
    7. Przeciągnij czerwoną i białą linię przez otwór w klapie 1. Upewnij się, że linie leżą płasko między klapami 1 i 2, z klapą 3 skierowaną do góry (Rysunek 8).
    8. Używając syntetycznego, monofilamentowego, niewchłanialnego szwu polipropylenowego 0, przymocuj worek do obroży za pomocą prostego przerywanego szwu w każdym rogu i w połowie każdej krawędzi. Nie zszywać przez skórę.

9. Opieka pooperacyjna

  1. Po wyzdrowieniu ze znieczulenia należy umieścić świnię z powrotem w klatce domowej. Ze względu na żujący charakter świń, należy upewnić się, że świnia jest trzymana pojedynczo, aby zapobiec usunięciu cewnika przez świnię tego samego gatunku. W przypadku trzymania obok innych świń należy umieścić barierę, aby zapobiec żuciu cewnika między klatkami.
  2. W bezpośrednim okresie pooperacyjnym należy monitorować zwierzę co najmniej raz dziennie pod kątem oznak bólu, infekcji i gojenia. Częstość oddechów, tętno, temperatura, energia, apetyt i spożycie wody są dobrymi wskaźnikami zdrowotnymi w tym czasie. Należy podać dodatkowe dawki leku przeciwbólowego (np. 0,12 mg/kg mc. buprenorfiny o przedłużonym uwalnianiu [SR] LAB co 48 godzin), jeśli pojawią się objawy bólu. Wykonuj konserwację cewnika (krok 10) i oględziny miejsca operacji codziennie, począwszy od dnia pooperacyjnego (POD) 1,
    UWAGA: Naukowcy, którzy zdecydują się na zastosowanie tej techniki wprowadzania cewnika Hickmana, mogą zmodyfikować tę procedurę za pomocą analgezji multimodalnej; jednak NLPZ mogą zmieniać wyniki badania w zależności od innych elementów projektu eksperymentalnego. Należy to wziąć pod uwagę przed zaplanowaniem schematu leczenia przeciwbólowego.
  3. Po zagojeniu się miejsca operacji cewnika należy przeprowadzić kontrole monitorujące konserwację zwierzęcia: wykonuj cotygodniowe pomiary masy ciała i przeprowadzaj kontrole wizualne podczas codziennej konserwacji cewnika. Skonsultuj się z weterynarzem, jeśli pojawią się objawy infekcji, takie jak zmniejszony apetyt lub zmniejszona energia. Jeśli potrzebna jest pełna morfologia krwi, pobierz krew z czerwonej linii.
    UWAGA: Leukocytoza charakteryzująca się neutrofilią jest często obserwowana u zwierząt z infekcją.

10. Konserwacja cewnika

  1. Wyznacz szerszą czerwoną linię wyłącznie do pobierania krwi, a węższą białą linię wyłącznie do podawania leków. Z cewnikiem należy zawsze obchodzić się w rękawiczkach.
    UWAGA: Role te mogą się różnić w zależności od projektu badania.
  2. Codziennie przepłukuj czerwoną linię (wyznaczoną do pobierania krwi), aby ocenić drożność i zapobiec krzepnięciu w następujący sposób:
    1. Stosuj technikę aseptyczną: Przetrzyj końcówkę strzykawki i strzykawkę wacikiem nasączonym alkoholem pomiędzy każdym krokiem. Jeśli klaweczka lub strzykawka staną się niesterylne, wymień skażony materiał przed kontynuowaniem.
    2. Przepłukać 1 ml 0,9% soli fizjologicznej do linii. Upewnij się, że płyn jest w stanie spłukiwać się bez nadmiernej siły, aby zapobiec wypychaniu skrzepów z przewodu do zwierzęcia.
    3. Odciągnij 2 ml płynu. Potwierdź drożność linii, obserwując, że cofnięty płyn jest ciemnoczerwoną krwią.
    4. Jeśli konieczne jest pobranie krwi, należy podłączyć pustą strzykawkę, aby pobrać odpowiednią ilość krwi.
      UWAGA: Jeśli zostanie pobrana nadmiar krwi, krew może zostać zwrócona zwierzęciu, przepychając ją z powrotem przez linię, aby zmniejszyć utratę krwi. Należy to zrobić tylko wtedy, gdy strzykawka zawierająca krew była nadal obsługiwana w sposób aseptyczny. Nie wlewaj zanieczyszczonej krwi z powrotem do linii centralnej.
    5. Przepłukać linię 5 ml 100 USP/ml heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej lub ilością niezbędną do przepłukania całej linii. Zacisnąć linkę. Włóż żyłkę z powrotem do woreczka ochronnego, uważając, aby nie zagiąć ani nie zawiązać linki.
  3. Codziennie przepłukuj białą linię (przeznaczoną do podawania leków), aby ocenić drożność i zapobiec krzepnięciu w następujący sposób:
    1. Stosuj technikę aseptyczną: przetrzyj końcówkę strzykawki i strzykawkę wacikiem nasączonym alkoholem pomiędzy każdym krokiem. Jeśli klaweczka lub strzykawka staną się niesterylne, wymień skażony materiał przed kontynuowaniem.
    2. Przepłukać 1 ml 0,9% soli fizjologicznej do linii. Upewnij się, że płyn jest w stanie spłukiwać się bez nadmiernej siły, aby zapobiec wypychaniu skrzepów z przewodu do zwierzęcia.
    3. Podawaj leki za pomocą tej linii z prędkością i rozcieńczeniem specyficznym dla leku. Przepłucz linię 1-3 ml 0,9% soli fizjologicznej między lekami.
    4. Przepłukać linię 5 ml 100 USP/ml heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej lub ilością niezbędną do przepłukania całej linii. Zacisnąć linkę. Włóż żyłkę z powrotem do woreczka ochronnego, uważając, aby nie zagiąć ani nie zawiązać linki.
  4. Codziennie sprawdzaj pod kątem oznak dysfunkcji, pęknięcia lub jawnego zanieczyszczenia krwią, jedzeniem lub kałem. Jeśli tak, natychmiast wymień clave. Codziennie sprawdzaj wzrokowo worek Hickmana i kołnierz ochronny, aby upewnić się, że szwy umieszczone w krokach 8.2 i 8.3 pozostają nienaruszone.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W naszym laboratorium pomyślnie przeprowadzono implantację HC u ponad 100 świń. HC może zostać bezpiecznie i prawidłowo umieszczone oraz zabezpieczone w czasie krótszym niż 1 h przez zespół składający się z chirurga, asystenta, osoby odpowiedzialnej za obieg instrumentów oraz anestezjologa. Wykonanie kieszeni na cewnik zajmuje około 15-20 min. Technika ta jest prosta, łatwa do nauki i była wykonywana przez lekarzy weterynarii, rezydentów chirurgii oraz studentów medycyny pod nadzorem instruktora.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Podczas gdy CVC pełnią szereg funkcji w badaniach na dużych zwierzętach, w obecnej literaturze brakuje jednomyślnego podejścia do bezpiecznego i zrównoważonego stosowania w długoterminowych badaniach trwających ponad 30 dni. Wieloetapowa procedura wprowadzania HC, zabezpieczania skóry i przechowywania w ręcznie robionym woreczku w tym protokole została poddana znaczącym korektom w celu poprawy jakości. W związku z tym protokół ten przedstawia technikę stosowania HC, która umożliwia wydajny i skuteczny dostęp dożylny, zap...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Żaden z autorów nie ma interesu finansowego w żadnym z produktów, urządzeń lub leków wymienionych w tym manuskrypcie.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować za wsparcie Wojsk Lądowych, Marynarki Wojennej, NIH, Sił Powietrznych, VA i Spraw Zdrowia w odniesieniu do inicjatywy AFIRM II w ramach programu CTA05: W81XWH-13-2-0052 i CTA06: W81XWH-13-2-0053. U.S. Army Medical Research Acquisition Activity, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, jest biurem przyznającym i zarządzającym akwizycją. Opinie, interpretacje, wnioski i zalecenia są opiniami autora i niekoniecznie są zatwierdzone przez Departament Obrony. Ponadto chcielibyśmy podziękować za wsparcie ze strony Departamentu Obrony w ramach Programów Badań Medycznych Kierowanych przez Kongres (CDMRP), Programu Badań nad Przeszczepami Rekonstrukcyjnymi (RTRP), poprzez nagrody W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 i W81XWH18-1-0795. Chcielibyśmy również podziękować Wydziałowi Chirurgii Plastycznej i Rekonstrukcyjnej oraz Johns Hopkins University School of Medicine. Dodatkowo chcielibyśmy podziękować całemu personelowi weterynaryjnemu, w tym Melanie Adams, Karen Goss, Haley Smoot, Kayli Schonvisky i Victorii Manahan.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#10 ostrzeMedlineMDS15110
0,9% sterylny chlorek soduBaxter 2F7123
0-0 Powlekany i pleciony szew niewchłanialnyCovidienS-196
0-0 Syntetyczny, monofilamentowy, niewchłanialny szew polipropylenowyEthicon8690H
1-calowa taśma medyczna3M1548S-1
10 jednostek USP / ml Heparyny do płukaniaBecton, Dickinson and Company306424
3-0 Pleciony szew wchłanialnyCovidienSL-636 (igła do cięcia), GL-122 (igła stożkowa)
3-0 Monofilamentowy szew wchłanialnyCovidienSM-922 (igła do cięcia), CM-882 (igła stożkowa)
4-0 Powlekane i plecione niewchłanialne opaski do szwówEthiconA303H
70% etanoluVedcoVINV-IPA7
Kleszczyki do tkanek AdsonMPM Zaopatrzenie medyczne132-508
Kleszcze Adson-BrownMPM Zaopatrzenie medyczne106-2572
Koc i podkładka ocieplająca powietrze3M Bair HuggerZacisk do ręczników UPC 00608223595770
BackhausZaopatrzenie medyczne MPM117-5508
Brązowy uchwyt na igłyMPM Zaopatrzenie medyczne110-1513
BuprenorfinaPAR Farmaceutyczny3003408B
CefazolinHikma Farmacuetica (Portugalia)PLB 133-WES/1
ChlorheksydynaVet One501027
ClaveBaxter7N8399
Bawełniana wyściółkaMedlineNON6027
Debakey kleszczeMPM Medical Supply106-5015
Elastyczna samoprzylepna taśma bandażowa3M
Kleszczyki do komarów HalsteadZaopatrzenie medyczne MPM115-4612
Systemy dostępucewnika Hickmana603710
Zestaw naprawczy cewnika Hickmana, 7Fr, złącza czerwone i białe Systemydostępu Bard0601690 (czerwony), 0601680 (biały), 502017
Kleszcze hemostatyczne KellyZaopatrzenie medyczne MPM115-7014
KetaminaVet One383010-03
Dzwonki z mleczanamiBaxter2B2324X
Cytrynian maropitanuNożyczki Zoetis106
MayoZaopatrzenie medyczne MPM103-5014
Nożyczki MetzenbaumZaopatrzenie medyczne MPM132-711
PantoprazolJH AptekaNDC 0143-9284-10
Rękojeść ostrza skalpelaMedlineMDS10801
Vein PickSAI Technologie infuzyjneVP-10
Weterynaryjna maść okulistycznaDechraIS4398
KsylazynaVet One510004
XH002016489 do

Bibliografia

  1. Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
  2. Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M. Central Venous Catheter. StatPearls. , StatPearls Publishing. (2022).
  3. Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
  4. Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
  5. Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
  6. Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
  7. Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224(2020).
  8. Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
  9. Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
  10. Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
  11. Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
  12. Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
  13. da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385(2021).
  14. Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
  15. Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
  16. Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
  17. Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886(2021).
  18. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR Journal. 47 (4), 358-363 (2006).
  19. Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  20. Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
  21. Svendsen, O. The minipig in toxicology. Experimental and Toxicologic Pathology. 57 (5-6), 335-339 (2006).
  22. Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
  23. Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
  24. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475(2013).
  25. Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
  26. Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
  27. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  28. Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238(2017).
  29. Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Centralny cewnik żylnywprowadzanie cewnikapielęgnacja cewnikadostęp do żyły szyjnejpowikłania związane z cewnikiembadania na dużych zwierzętachdrożność cewnika
Zastosowanie cewnika Hickmana do długotrwałego dostępu naczyniowego w przedklinicznym modelu trzody chlewnej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.