Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nieinwazyjne uszkodzenie więzadła krzyżowego przedniego (ACL) wywołane kompresją i obrazowanie in vivo aktywności proteazy u myszy

1.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65249

⸱

29 września 2023

 , 
1Lawrence J. Ellison Musculoskeletal Research Center, Department of Orthopaedic Surgery, University of California Davis Health

W tym artykule

Podsumowanie

Nieinwazyjne uszkodzenie ACL jest niezawodną i klinicznie istotną metodą inicjowania pourazowej choroby zwyrodnieniowej stawów (PTOA) u myszy. Ta metoda uszkodzeń pozwala również na ilościowe określenie in vivo aktywności proteazy w stawie we wczesnych punktach po urazie przy użyciu aktywowanych proteazą sond bliskiej podczerwieni i fluorescencyjnego obrazowania odbicia.

Streszczenie

Urazowe urazy stawów, takie jak zerwanie więzadła krzyżowego przedniego (ACL) lub zerwanie łąkotki, często prowadzą do pourazowej choroby zwyrodnieniowej stawów (PTOA) w ciągu 10-20 lat po urazie. Zrozumienie wczesnych procesów biologicznych inicjowanych przez urazy stawów (np. zapalenie, metaloproteinazy macierzy (MMP), proteazy katepsynowe, resorpcja kości) jest kluczowe dla zrozumienia etiologii PTOA. Istnieje jednak niewiele możliwości pomiaru in vivo tych procesów biologicznych, a wczesne reakcje biologiczne mogą być zagmatwane, jeśli do zainicjowania choroby zwyrodnieniowej stawów stosuje się inwazyjne techniki chirurgiczne lub zastrzyki. W naszych badaniach PTOA użyliśmy dostępnych na rynku sond aktywowanych proteazą w bliskiej podczerwieni w połączeniu z obrazowaniem fluorescencyjnym (FRI) w celu ilościowego określenia aktywności proteazy in vivo po nieinwazyjnym uszkodzeniu ACL wywołanym kompresją u myszy. Ta nieinwazyjna metoda uszkodzenia ACL dokładnie podsumowuje klinicznie istotne stany urazu i jest całkowicie aseptyczna, ponieważ nie wiąże się z uszkodzeniem skóry ani torebki stawowej. Połączenie tych urazów i metod obrazowania pozwala nam badać przebieg czasowy aktywności proteazy w wielu punktach czasowych po urazowym urazie stawu.

Wprowadzenie

Choroba zwyrodnieniowa stawów jest powszechnym problemem zdrowotnym, który dotyka miliony ludzi w Stanach Zjednoczonych1. Pourazowa choroba zwyrodnieniowa stawów (PTOA) jest podzbiorem choroby zwyrodnieniowej stawów, która jest inicjowana przez uraz stawu, taki jak zerwanie więzadła krzyżowego przedniego (ACL), uszkodzenie łąkotki lub złamanie śródstawowe2. Odsetek objawowych pacjentów z chorobą zwyrodnieniową stawów, których można sklasyfikować jako PTOA, wynosi co najmniej 12%3, a ta etiologia zazwyczaj dotyczy młodszej populacji niż idiopatyczna choroba zwyrodnieniowa stawów4. Mysie modele choroby zwyrodnieniowej stawów są kluczowymi narzędziami do badania etiologii choroby i potencjalnych metod leczenia choroby zwyrodnieniowej stawów w znacznie krótszym czasie (4-12 tygodni w modelach mysich w porównaniu do 10-20 lat u ludzi). Jednak metody inicjacji choroby zwyrodnieniowej stawów u myszy zwykle obejmują inwazyjne techniki chirurgiczne, takie jak przecięcie ACL5,6, usunięcie lub destabilizacja łąkotki przyśrodkowej5,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16, lub kombinacja dwóch17,18,19, które nie odtwarzają klinicznie istotnych stanów urazu. Modele chirurgiczne zaostrzają również stan zapalny w stawie z powodu przerwania torebki stawowej, co może przyspieszyć postęp choroby zwyrodnieniowej stawów.

Nieinwazyjne modele myszy po urazach kolana dają możliwość badania biologicznych i biomechanicznych zmian we wczesnych punktach po urazie i mogą przynieść bardziej istotne klinicznie wyniki20. Nasze laboratorium opracowało nieinwazyjny model urazu, który wykorzystuje pojedyncze zewnętrznie stosowane przeciążenie kompresyjne kości piszczelowej w celu wywołania zerwania więzadła krzyżowego przedniego (ACL) u myszy21,22,23,24. Ta nieinwazyjna metoda leczenia urazów jest w stanie spowodować aseptyczne uszkodzenie stawu bez naruszania skóry lub torebki stawowej.

Obrazowanie odbicia fluorescencji (FRI) to metoda obrazowania optycznego, która polega na wzbudzeniu celu światłem podczerwonym na określonej długości fali i ilościowym określeniu odbitego światła emitowanego na innej długości fali. Dostępne na rynku sondy specyficzne dla proteazy mogą być wstrzykiwane do modeli zwierzęcych, a FRI mogą być następnie wykorzystywane do ilościowego określania aktywności proteazy w określonych miejscach, takich jak staw kolanowy. Metoda ta jest szeroko stosowana do wykrywania in vivo aktywności biologicznej, takiej jak stan zapalny. Sondy używane do tego zastosowania są wygaszane fluorescencyjnie, dopóki nie napotkają odpowiednich proteaz. Proteazy te następnie przełamią miejsce rozszczepienia enzymu na sondach, po czym wytworzą sygnał fluorescencyjny w bliskiej podczerwieni. Te sondy i ta metoda obrazowania zostały szeroko zatwierdzone i wykorzystane w badaniach nad rakiem25,26,27,28 i miażdżyca29,30,31,32, a nasza grupa wykorzystała je do badań układu mięśniowo-szkieletowego w celu pomiaru markerów stanu zapalnego i degradacji macierzy23,24,33.

Razem, nieinwazyjne uszkodzenia stawów w połączeniu z in vivo FRI i sondami aktywowanymi proteazą zapewniają unikalną zdolność do śledzenia stanu zapalnego i aktywności proteazy po urazowym urazie stawu. Analizę tę można przeprowadzić już kilka godzin lub nawet minut po urazie, a to samo zwierzę może być oceniane wielokrotnie w celu zbadania przebiegu czasowego aktywności proteazy w stawie. Co ważne, ta metoda obrazowania może nie być wykonalna w połączeniu z chirurgicznymi modelami choroby zwyrodnieniowej stawów, ponieważ przerwanie skóry i torebki stawowej powoduje sygnał fluorescencyjny, który zakłóciłby sygnał z wnętrza stawu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Kalifornijskim w Davis. Do niniejszego badania wykorzystano 3-miesięczne samce myszy C57BL/6J.

1. Nieinwazyjne uszkodzenie ACL

UWAGA: Uraz ACL spowodowany zewnętrznie przyłożonym obciążeniem ściskającym jest prostą i powtarzalną metodą, która dokładnie odwzorowuje stany uszkodzenia ACL u ludzi. Protokół ten został napisany dla dostępnego na rynku instrumentu ramy obciążeniowej (patrz Tabela materiałów), ale może być dostosowany do podobnych systemów.

  1. Otwórz oprogramowanie kompatybilne z instrumentem ramy obciążeniowej (patrz Tabela materiałów) i wybierz istniejący plik kontrolny lub utwórz nowy plik.
  2. Włącz zasilanie siłownika.
  3. W menu kalibracji wytaruj odczyt siły ogniwa obciążnikowego i ustaw przemieszczenie siłownika na 0.
  4. Użyj 1%-4% wziewnego izofluranu w tlenie, aby znieczulić myszy i upewnić się, że zwierzęta są w pełni znieczulone przez szczypanie palców u nóg i/lub ogonów.
  5. Umieść mysz w pozycji leżącej na platformie. Umieść dolną nogę pionowo między dwoma mocowaniami załadowczymi (Rysunek 1) (patrz Tabela materiałów). Dopasuj stopę do wycięcia w górnym mocowaniu, a kolano w miseczkę dolnego uchwytu.
  6. Ręcznie wyreguluj wysokość dolnego uchwytu, aby zastosować napięcie wstępne 1-2 N (monitorowane w czasie rzeczywistym na ekranie komputera) i dokręć dociskową, aby utrzymać pozycję. Napięcie wstępne jest konieczne, aby utrzymać nogę we właściwej pozycji przed przyłożeniem obciążenia urazem.
  7. Przykładać pojedyncze obciążenie ściskające do siły docelowej (~12-15 N) lub przemieszczenia celu (~1,5-2,0 mm).
    UWAGA: Przyłożenie obciążenia z mniejszą szybkością obciążenia (~1 mm/s) zapewni większy poziom monitorowania i kontroli w czasie rzeczywistym, ale prawdopodobnie spowoduje awarię awulsyjną ACL. Zastosowanie szybszego tempa ładowania (~200 mm/s) będzie bardziej prawdopodobne, że spowoduje uszkodzenie ACL w środku substancji22. Jeśli zostanie stwierdzone, że doszło do złamania kości piszczelowej lub innego nadmiernego urazu, zwierzę należy poddać eutanazji przy użyciu metody zatwierdzonej przez IACUC, zanim zwierzę dojdzie do siebie po znieczuleniu.
    1. Ustaw szybkość obciążenia w pliku sterującym oprogramowania i potwierdź, korzystając z danych siła-przemieszczenie.
      UWAGA: Złamanie kości podczas obciążenia kompresyjnego kości piszczelowej zazwyczaj nie stanowi problemu, ponieważ siła złamania (~20 N) jest znacznie wyższa niż siła uszkodzenia ACL. Należy to jednak monitorować za pomocą badania palpacyjnego, a obrazowanie (tj. zdjęcie rentgenowskie) można wykorzystać do potwierdzenia, że nie doszło do złamań kości piszczelowej.
  8. Uraz jest zwykle sygnalizowany dźwiękiem ("kliknięcie" lub "chrupnięcie") i zwolnieniem siły, które można zidentyfikować na wykresach siła-przemieszczenie (Rysunek 1C). Jeśli stosowane jest wolniejsze tempo obciążenia, należy zatrzymać obciążenie ściskające natychmiast po urazie, aby zapobiec dalszemu obciążeniu i możliwemu uszkodzeniu innych tkanek stawowych.
    UWAGA: Uraz ACL zwykle występuje przy 8-15 N, w zależności od masy ciała34. Ważne jest, aby ustawić docelową siłę większą niż przewidywana siła uszkodzenia ACL.
  9. Potwierdź uraz ACL za pomocą testu przednio-tylnego szuflady35,36 lub porównywalnej oceny niestabilności stawu.
  10. Dawkę zależną od masy ciała zwierzęcia (np. 0,05-0,1 mg/kg s.c. lub IP buprenorfiny, patrz Tabela Materiałów) myszom po urazie, z czasem trwania i dawką zgodnie z zaleceniami i zatwierdzeniem przez instytucję macierzystą IACUC.
    UWAGA: NLPZ mogą zmieniać progresję PTOA po urazie, dlatego nie zaleca się stosowania NLPZ w leczeniu bólu w tym modelu urazu, chyba że jest to konkretny cel badania.

2. Przygotowanie zwierząt do obrazowania FRI

UWAGA: Dla obrazowania optycznego, futro zwierzęce (szczególnie ciemne) jest bardzo skuteczne w blokowaniu, pochłanianiu i rozpraszaniu światła, dlatego przed obrazowaniem należy usunąć jak najwięcej futra z obszaru wokół stawów kolanowych. Krem do depilacji jest zazwyczaj bardziej skuteczny w usuwaniu sierści niż maszynki do strzyżenia. Myszy nagie lub bezwłose nie wymagają usuwania sierści. Jednak usunięcie sierści jest konieczne w przypadku większości powszechnie stosowanych szczepów myszy (np. C57BL/6). Jeśli to możliwe, przed obrazowaniem nakarm myszy oczyszczonym pokarmem o niskiej fluorescencji. Standardowa karma dla myszy zawiera chlorofil, który ulega autofluorescencji o długości fali około 700 nm i może wpływać na zbieranie danych z systemu FRI w bliskiej podczerwieni.

  1. Znieczulenie myszy za pomocą 1%-4% wdychanego izofluranu w tlenie. Trzymaj myszy na poduszce grzewczej tak długo, jak to możliwe i nakładaj maść do oczu, aby zapobiec podrażnieniu oczu.
  2. Użyj bawełnianego wacika, aby nałożyć krem do depilacji (patrz Tabela materiałów) na przednią (czaszkową) część nóg myszy wokół stawu kolanowego.
  3. Odstaw krem na ~1 min, a następnie użyj chusteczek, aby usunąć krem i sierść z nogi. W razie potrzeby czynność powtórzyć.
  4. Gdy stawy kolanowe są całkowicie odsłonięte, a sierść nie pokrywa tego obszaru, wyczyść nogi chusteczkami nasączonymi alkoholem, aby usunąć resztki kremu do depilacji.
    UWAGA: Krem do depilacji może być stosowany na tych samych myszach wiele razy w trakcie badania, ale te aplikacje powinny być stosowane w odstępie co najmniej jednego tygodnia, aby zapobiec niepotrzebnemu podrażnieniu skóry.

3. Przygotowanie roztworu sondy

  1. W razie potrzeby rozcieńczyć sondę aktywowaną fluorescencją zgodnie z instrukcjami producenta w sterylnym roztworze soli fizjologicznej buforowanej 1x fosforanem (PBS). Jedna fiolka dostępnej na rynku sondy (patrz Tabela materiałów) zazwyczaj zawiera 20 nmol w 0,15 ml 1x PBS. Aby rozcieńczyć roztwór w fiolce, dodaj 1,35 ml 1x PBS, aby uzyskać 20 nmol w 1,5 ml 1x PBS.
    UWAGA: Po rozcieńczeniu jedna fiolka może być użyta do zobrazowania dziesięciu myszy po wstrzyknięciu 0,15 ml na mysz.
  2. Wirować roztwór z minimalną prędkością (~2000 obr./min) przez 30 sekund, aby upewnić się, że sonda jest rozpuszczona w roztworze, a następnie krótko odwirować, aby upewnić się, że cały płyn został usunięty z pokrywki.
    UWAGA: Roztwór można przechowywać w temperaturze 2-8 °C w miejscu chronionym przed światłem przez okres do 12 miesięcy.

4. Wtrysk retroorbitalny

UWAGA: Zapoznaj się z Yardeni et al. w sprawie szczegółów tej procedury37.

  1. Użyj 1% -4% wziewnego izofluranu w tlenie, aby znieczulić myszy i połóż mysz na boku z pyskiem w stożku nosowym.
  2. Użyj strzykawek insulinowych ~29 G do wstrzykiwania roztworu sondy (przygotowanego w kroku 3).
  3. Przed użyciem strzykawkę należy przykryć strzykawką, aby zapobiec ekspozycji na światło.
  4. Podczas wykonywania wstrzyknięcia:
    1. Wstrzyknąć po wewnętrznej stronie oka (caruncula łzowa) i upewnić się, że skos strzykawki jest ustawiony pod kątem w kierunku oka. Dla osób praworęcznych zaleca się wstrzykiwanie w prawe oko myszy przy zwierzęciu skierowanym w prawo.
    2. Ręką bez iniekcji delikatnie odciągnij skórę wokół oka, aby ustabilizować głowę i spowodować wysunięcie oka.
    3. Ustawić strzykawkę pod kątem równolegle do korpusu myszy.
    4. Delikatnie przesunąć strzykawkę obok oka, aż napotka sztywny opór; nie próbuj przekraczać tego punktu.
    5. Powoli wstrzyknąć roztwór sondy do zatoki zaoczodołowej, a następnie powoli wyciągnąć igłę z oczodołu. Jeśli z igłą nie wypłynie żaden roztwór, wstrzyknięcie kończy się sukcesem.
    6. Nałóż sól fizjologiczną lub maść do oczu na wstrzyknięte oko.
      UWAGA: Na podstawie dokumentacji dołączonej do sond obrazujących, optymalny czas obrazowania wynosi zwykle od 1 do 2 dni po wstrzyknięciu roztworu sondy. Jeśli to możliwe, zaleca się wykonanie wstępnego badania przesiewowego w celu określenia optymalnego czasu obrazowania dla każdego konkretnego zastosowania. Myszy metabolizują wstrzykniętą sondę w ciągu około 7 dni, po czym konieczne będzie wstrzyknięcie nowej dawki roztworu sondy, jeśli pożądane są dodatkowe punkty czasowe.

5. Obrazowanie fluorescencyjne z odbiciem

UWAGA: Procedury opisane w tej sekcji są specyficzne dla dostępnego na rynku systemu obrazowania optycznego (patrz Tabela materiałów). Podobne obrazowanie można wykonać za pomocą porównywalnych systemów.

  1. Znieczulij myszy 1%-4% wdychanym izofluranem w tlenie i umieść zwierzę na wznak w systemie obrazowania z pyskiem w stożku nosowym.
  2. Ustaw mysz z wyprostowanymi dolnymi nogami tak, aby kolana były lekko skierowane w powietrze (może być konieczne przyklejenie stóp taśmą). Bardzo ważne jest, aby dla wszystkich zwierząt stosowane było spójne pozycjonowanie.
  3. Otwórz kompatybilne oprogramowanie (patrz Spis materiałów) na komputerze systemu obrazowania; pojawi się "Panel sterowania pobieraniem".
  4. Aby rozgrzać system, kliknij Inicjalizuj i poczekaj, aż kontrolka temperatury zmieni kolor na zielony.
  5. Kliknij Kreator obrazowania i upewnij się, że pojawi się okno "Kreator obrazowania".
  6. Kliknij Filter Pair (Parowanie filtrów) i upewnij się, że ustawienie jest włączone "Epi-Illumination", a następnie naciśnij Dalej.
  7. Aby wybrać prawidłowe ustawienia wzbudzenia/emisji, znajdź interesującą Cię sondę z listy rozwijanej. Jeśli nie możesz znaleźć właściwej sondy, znajdź nazwę "Input Ex/Em" i ręcznie wpisz wartość Ex, Ex, Peak, w oparciu o właściwość sondy, która ma być użyta (np. dla Excitation Peak wprowadź 675, a dla Emission Peak wprowadź 720). Kliknij Dalej.
  8. Wybierz Mysz dla "Obrazowania tematu". W sekcji "Parametry ekspozycji" upewnij się, że opcja Auto Settings (Ustawienia automatyczne) jest zaznaczona i wybrane są opcje Fluorescent (Świetlówka) i Photograph (Zdjęcie). Wybierz D-22.6 cm z listy kontrolnej "Pole widzenia". Naciśnij Dalej.
  9. Ustawienia obrazowania można zobaczyć i zmodyfikować w prawym panelu "Panelu sterowania akwizycją". Upewnij się, że wszystkie ustawienia są poprawne i naciśnij przycisk Nabierz sekwencję. Po wyświetleniu obrazu upewnij się, że obraz miał odpowiednią ekspozycję. Jeśli nie, zmień ustawienie czasu ekspozycji i ponownie kliknij Uzyskaj sekwencję.
  10. Aby przeanalizować obraz, umieść okrąg obszaru zainteresowania (ROI) o stałym rozmiarze nad każdym stawem kolanowym na czarno-białym obrazie (zapobiega to stronniczemu pozycjonowaniu na podstawie obszarów sygnału fluorescencyjnego).
  11. Oblicz całkowitą wydajność promieniowania i/lub średnią wydajność promieniowania dla każdego stawu kolanowego. Jeśli wydajność promieniowania jest obliczana również dla nóg przeciwnych, znormalizuj dane, dzieląc pomiar wydajności promieniowania dla uszkodzonej nogi przez pomiar wydajności promieniowania nogi przeciwnej.
    UWAGA: Jeśli obszar zainteresowania o stałym obszarze zostanie użyty dla wszystkich kolan, zarówno całkowita wydajność promieniowania, jak i średnia wydajność promieniowania dadzą podobne wyniki. Stosowanie średniej wydajności promieniowania jest zalecane, jeśli używane są obszary zainteresowania o różnych rozmiarach. Normalizacja danych dotyczących wydajności promieniowania z uszkodzonego stawu z danymi z nieuszkodzonego kolana przeciwległego zapewni wewnętrzną kontrolę w celu uwzględnienia wszelkich różnic w ilości wstrzykniętej sondy i wydajności dostarczania między różnymi zwierzętami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po przyłożeniu pojedynczej siły ściskającej (1 mm/s aż do momentu urazu) do tylnych kończyn samców myszy C57BL/6J w wieku 3 miesięcy, we wszystkich zwierzętach konsekwentnie wywołano uraz ACL. Średnia siła ściskająca w momencie urazu kolana wynosiła około 10 N (Rysunek 1).

Analiza FRI wykazała znacznie większą aktywność proteaz w uszkodzonych stawach myszy poddanych nieinwazyjnemu uszkodzeniu ACL w 7. dniu po urazie (Rycina 2). Analiz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten ustalił i rygorystycznie opisał powtarzalną, nieinwazyjną metodę wywoływania uszkodzenia ACL u myszy 20,21,24,33. Ta prosta i skuteczna metoda urazów może być wykonana w ciągu zaledwie kilku minut, co ułatwia wysokoprzepustowe badania PTOA. Ta metoda urazu również dokładnie podsumowuje stany urazu istotne dla urazu ACL u ludzi. Metody chirurgiczne stosowane do indukcji choroby zwyr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases, część National Institutes of Health, pod numerem nagrody R01 AR075013.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10x Buforowana fosforanami tkanka soliProtechPBS01-32Rlub równoważny
Anestezjologii PowietrznejParownik izofluranu z komorą indukcyjną i stożkiem nosowym
BuprenorfinaPrzeciwbólowy środek pourazowy 
Krem do depilacjiVeetB001KYPZ4Glub równoważny
OprawyWykonane na zamówienie mocowanie kolana, mocowanie kostki i platforma
IVIS SpectrumPerkin Elmer124262Może również korzystać z porównywalnego systemu obrazowania
optycznego KimwipesKimberly-Clark Corporation06-666lub równoważnego
oprogramowania Living Image Perkin Elmer
Systemy testowania materiałów TA InstrumentsElectroforce 3200 lub odpowiednik
ProSense680Perkin ElmerNEV10003Może również korzystać z innych sond, takich jak OsteoSense, MMPSense, Cat K, AngioSense itp.
Sterylna strzykawka z igłąSpectrum Chemical Mfg. Corp.550-82231-CSStrzykawka Covidien 1 ml TB z 28 G x 1/2 cala. Igłowa, sterylna lub równoważna
jednoosiowa komórka obciążnikowaTA Instrumentyo pojemności 20 N
Vortex-Genie 2Scientific Industries, Inc.SI-0236lub równoważne
oprogramowanie WinTest Przyrządykompatybilne z Electroforce 3200
System TA

Bibliografia

  1. Deshpande, B. R., et al. Number of persons with symptomatic knee osteoarthritis in the us: impact of race and ethnicity, age, sex, and obesity. Arthritis Care & Research (Hoboken. 68 (12), 1743-1750 (2016).
  2. Carbone, A., Rodeo, S. Review of current understanding of post-traumatic osteoarthritis resulting from sports injuries. Journal of Orthopaedic Research. 35 (3), 397-405 (2017).
  3. Thomas, A. C., Hubbard-Turner, T., Wikstrom, E. A., Palmieri-Smith, R. M. Epidemiology of posttraumatic osteoarthritis. Journal of Athletic Training. 52 (6), 491-496 (2017).
  4. Wang, L. J., Zeng, N., Yan, Z. P., Li, J. T., Ni, G. X. Post-traumatic osteoarthritis following ACL injury. Arthritis Research & Therapy. 22 (1), 57(2020).
  5. Glasson, S. S., Blanchet, T. J., Morris, E. A. The surgical destabilization of the medial meniscus (DMM) model of osteoarthritis in the 129/SvEv mouse. Osteoarthritis Cartilage. 15 (9), 1061-1069 (2007).
  6. Kamekura, S. Osteoarthritis development in novel experimental mouse models induced by knee joint instability. Osteoarthritis Cartilage. 13 (7), 632-641 (2005).
  7. Ma, H. L., et al. Osteoarthritis severity is sex dependent in a surgical mouse model. Osteoarthritis Cartilage. 15 (6), 695-700 (2007).
  8. Malfait, A. M., et al. ADAMTS-5 deficient mice do not develop mechanical allodynia associated with osteoarthritis following medial meniscal destabilization. Osteoarthritis Cartilage. 18 (4), 572-580 (2010).
  9. Yang, S., et al. Hypoxia-inducible factor-2alpha is a catabolic regulator of osteoarthritic cartilage destruction. Nature Medicine. 16 (6), 687-693 (2010).
  10. Moodie, J. P., Stok, K. S., Muller, R., Vincent, T. L., Shefelbine, S. J. Multimodal imaging demonstrates concomitant changes in bone and cartilage after destabilisation of the medial meniscus and increased joint laxity. Osteoarthritis Cartilage. 19 (2), 163-170 (2011).
  11. Li, J., et al. Knockout of ADAMTS5 does not eliminate cartilage aggrecanase activity but abrogates joint fibrosis and promotes cartilage aggrecan deposition in murine osteoarthritis models. Journal of Orthopaedic Research. 29 (4), 516-522 (2011).
  12. Shapiro, F., Glimcher, M. J. Induction of osteoarthrosis in the rabbit knee joint. Clinical Orthopaedics and Related Research. 147, 287-295 (1980).
  13. Meacock, S. C., Bodmer, J. L., Billingham, M. E. Experimental osteoarthritis in guinea-pigs. Journal of Experimental Pathology (Oxford). 71 (2), 279-293 (1990).
  14. Armstrong, S. J., Read, R. A., Ghosh, P., Wilson, D. M. Moderate exercise exacerbates the osteoarthritic lesions produced in cartilage by meniscectomy: a morphological study. Osteoarthritis Cartilage. 1 (2), 89-96 (1993).
  15. Pastoureau, P., Leduc, S., Chomel, A., De Ceuninck, F. Quantitative assessment of articular cartilage and subchondral bone histology in the meniscectomized guinea pig model of osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 11 (6), 412-423 (2003).
  16. Wancket, L. M., et al. Anatomical localization of cartilage degradation markers in a surgically induced rat osteoarthritis model. Toxicologic Pathology. 33 (4), 484-489 (2005).
  17. Karahan, S., Kincaid, S. A., Kammermann, J. R., Wright, J. C. Evaluation of the rat stifle joint after transection of the cranial cruciate ligament and partial medial meniscectomy. Comparative Medicine. 51 (6), 504-512 (2001).
  18. Kamekura, S., et al. Osteoarthritis development in novel experimental mouse models induced by knee joint instability. Osteoarthritis and cartilage / OARS, Osteoarthritis Research Society. 13 (7), 632-641 (2005).
  19. Jones, M. D., et al. In vivo microfocal computed tomography and micro-magnetic resonance imaging evaluation of antiresorptive and antiinflammatory drugs as preventive treatments of osteoarthritis in the rat. Arthritis & Rheumatology. 62 (9), 2726-2735 (2010).
  20. Christiansen, B. A., et al. Non-invasive mouse models of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 23 (10), 1627-1638 (2015).
  21. Christiansen, B. A., et al. Musculoskeletal changes following non-invasive knee injury using a novel mouse model of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 20 (7), 773-782 (2012).
  22. Lockwood, K. A., Chu, B. T., Anderson, M. J., Haudenschild, D. R., Christiansen, B. A. Comparison of loading rate-dependent injury modes in a murine model of post-traumatic osteoarthritis. Journal of Orthopaedic Research. 32 (1), 79-88 (2014).
  23. Satkunananthan, P. B., et al. In vivo fluorescence reflectance imaging of protease activity in a mouse model of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 22 (10), 1461-1469 (2014).
  24. Hsia, A. W., et al. Post-traumatic osteoarthritis progression is diminished by early mechanical unloading and anti-inflammatory treatment in mice. Osteoarthritis Cartilage. 29 (12), 1709-1719 (2021).
  25. Zhang, H., et al. Biochromoendoscopy: molecular imaging with capsule endoscopy for detection of adenomas of the GI tract. Gastrointestinal Endoscopy. 68 (3), 520-527 (2008).
  26. Gounaris, E., et al. Live imaging of cysteine-cathepsin activity reveals dynamics of focal inflammation, angiogenesis, and polyp growth. PLoS One. 3 (8), e2916(2008).
  27. Sheth, R. A., Mahmood, U. Optical molecular imaging and its emerging role in colorectal cancer. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 299 (4), G807-G820 (2010).
  28. Clapper, M. L., et al. Detection of colorectal adenomas using a bioactivatable probe specific for matrix metalloproteinase activity. Neoplasia. 13 (8), 685-691 (2011).
  29. Nahrendorf, M., et al. Dual channel optical tomographic imaging of leukocyte recruitment and protease activity in the healing myocardial infarct. Circulation Research. 100 (8), 1218-1225 (2007).
  30. Jaffer, F. A., et al. Optical visualization of cathepsin K activity in atherosclerosis with a novel, protease-activatable fluorescence sensor. Circulation. 115 (17), 2292-2298 (2007).
  31. Jaffer, F. A., Libby, P., Weissleder, R. Optical and multimodality molecular imaging: insights into atherosclerosis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 29 (7), 1017-1024 (2009).
  32. Razansky, D., et al. Multispectral optoacoustic tomography of matrix metalloproteinase activity in vulnerable human carotid plaques. Molecular Imaging and Biology. 14 (3), 277-285 (2012).
  33. Hsia, A. W., et al. Osteophytes and fracture calluses share developmental milestones and are diminished by unloading. Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 699-710 (2018).
  34. Blaker, C. L., Little, C. B., Clarke, E. C. Joint loads resulting in ACL rupture: Effects of age, sex, and body mass on injury load and mode of failure in a mouse model. Journal of Orthopaedic Research. 35 (8), 1754-1763 (2017).
  35. Murata, K., et al. Controlling joint instability delays the degeneration of articular cartilage in a rat model. Osteoarthritis Cartilage. 25 (2), 297-308 (2017).
  36. Murata, K., et al. Controlling Abnormal joint movement inhibits response of osteophyte formation. Cartilage. 9 (4), 391-401 (2018).
  37. Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retro-orbital injections in mice. Laboratory Animals (NY). 40 (5), 155-160 (2011).
  38. Kokubun, T., et al. Effect of changing the joint kinematics of knees with a ruptured anterior cruciate ligament on the molecular biological responses and spontaneous healing in a rat model. The American Journal of Sports Medicine. 44 (11), 2900-2910 (2016).
  39. Bhatti, F. U., et al. Characterization of non-invasively induced post-traumatic osteoarthritis in mice. Antioxidants (Basel). 11 (9), 1783(2022).
  40. Steel, C. D., Stephens, A. L., Hahto, S. M., Singletary, S. J., Ciavarra, R. P. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Laboratory Animals (NY). 37 (1), 26-32 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Nienazywalna kompresjapourazowa choroba zwyrodnieniowa staw wobrazowanie fluorescencyjne z odbiciemmodel mysizapalenie staw wmetaloproteinazy macierzyproteazy katepsynowe
Nieinwazyjne uszkodzenie więzadła krzyżowego przedniego (ACL) wywołane kompresją i obrazowanie in vivo aktywności proteazy u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.