Artykuł metodologiczny

Opracowanie systemu oznaczania żywienia do oceny owadobójczego wpływu fitochemikaliów na Helicoverpa armigera

DOI:

10.3791/65278

⸱

26 maja 2023

 ,  ,  , 
1Biochemical Sciences Division, CSIR-National Chemical Laboratory, 2Academy of Scientific and Innovative Research (AcSIR)

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje obowiązkowy test żywieniowy w celu oceny potencjalnie toksycznego wpływu substancji fitochemicznej na larwy owadów z rzędu Lepidoptera. Jest to wysoce skalowalny test biologiczny owadów, łatwy do optymalizacji dawki subletalnej i śmiertelnej, działania odstraszającego i efektu fizjologicznego. Można to wykorzystać do badań przesiewowych przyjaznych dla środowiska środków owadobójczych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Helicoverpa armigera, owad z rzędu Lepidoptera, to polifagiczny szkodnik o światowym zasięgu. Ten roślinożerny owad stanowi zagrożenie dla roślin i wydajności rolnictwa. W odpowiedzi rośliny wytwarzają kilka fitochemikaliów, które negatywnie wpływają na wzrost i przetrwanie owadów. Protokół ten demonstruje obowiązkową metodę oznaczania żywienia w celu oceny wpływu fitochemicznej (kwercetyny) na wzrost, rozwój i przeżycie owadów. W kontrolowanych warunkach noworodki były utrzymywane do drugiego stadium rozwoju na wcześniej zdefiniowanej sztucznej diecie. Larwy w drugim stadium rozwojowym mogły przez 10 dni żywić się sztuczną dietą kontrolną i zawierającą kwercetynę. Masę ciała owadów, stadium rozwoju, wagę i śmiertelność owadów rejestrowano co drugi dzień. Zmiana masy ciała, różnica we wzorcu żywienia i fenotypy rozwojowe były oceniane przez cały czas trwania testu. Opisany obowiązkowy test żywieniowy symuluje naturalny sposób przyjmowania i może być skalowany do dużej liczby owadów. Pozwala to na analizę wpływu fitochemikaliów na dynamikę wzrostu, przejście rozwojowe i ogólną sprawność H. armigera. Co więcej, ta konfiguracja może być również wykorzystana do oceny zmian parametrów żywieniowych i procesów fizjologii trawiennej. W tym artykule przedstawiono szczegółową metodologię systemów oznaczania żywienia, która może mieć zastosowanie w badaniach toksykologicznych, badaniach przesiewowych cząsteczek owadobójczych i zrozumieniu skutków chemicznych w interakcjach roślina-owad.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Czynniki biotyczne, które wpływają na wydajność upraw, to głównie czynniki chorobotwórcze i szkodniki. Niektóre szkodniki owadzie powodują od 15% do 35% strat w uprawach rolnych i wpływają na praktyki zrównoważonego rozwoju gospodarczego1. Owady należące do rzędów Coleoptera, Hemiptera i Lepidoptera to główne rzędy niszczycielskich szkodników. Wysoce adaptacyjny charakter środowiska przyniósł korzyści lepidopterom w ewolucji kilku mechanizmów przetrwania. Wśród owadów z rzędu Lepidoptera, Helicoverpa armigera (robak bawełniany) może żywić się około 180 różnymi roślinami uprawnymi i powodować znaczne uszkodzenia ich tkanek rozrodczych2. Na całym świecie inwazja H. armigera spowodowała straty w wysokości około 5 miliardów dolarów3. Bawełna, ciecierzyca, groszek gołębi, pomidory, słoneczniki i inne uprawy są żywicielami H. armigera. Kończy swój cykl życiowy na różnych częściach roślin żywicielskich. Jaja składane przez samice wykluwają się na liściach, a następnie żerują na tkankach wegetatywnych w stadiach larwalnych. Stadium larwalne jest najbardziej destrukcyjne ze względu na jego żarłoczną i wysoce adaptującą się naturę4,5. H. armigera wykazuje globalne rozprzestrzenianie się i wkraczanie na nowe terytoria ze względu na swoje niezwykłe cechy, takie jak polifagia, doskonałe zdolności migracyjne, wyższa płodność, silna diapauza i pojawienie się odporności na istniejące strategie zwalczania owadów6.

Różnorodne cząsteczki chemiczne z terpenów, flawonoidów, alkaloidów, polifenoli, cyjanogennych glukozydów i wielu innych są szeroko stosowane do zwalczania inwazji H. armigera7. Jednak częste stosowanie cząsteczek chemicznych ma niekorzystny wpływ na środowisko i zdrowie ludzi ze względu na nabywanie ich pozostałości. Wykazują również szkodliwy wpływ na różne drapieżniki, powodując brak równowagi ekologicznej8,9. W związku z tym istnieje konieczność zbadania bezpiecznych i przyjaznych dla środowiska opcji chemicznych cząsteczek do zwalczania szkodników.

Naturalne cząsteczki owadobójcze wytwarzane przez rośliny (fitochemikalia) mogą być używane jako obiecująca alternatywa dla chemicznych pestycydów. Te fitochemikalia obejmują różne metabolity wtórne należące do klas alkaloidów, terpenoidów i fenoli7,10. Kwercetyna jest jednym z najobficiej występujących flawonoidów (związków fenolowych) obecnych w różnych ziarnach, warzywach, owocach i liściach. Wykazuje działanie odstraszające żerowanie i owadobójcze wobec owadów; Nie jest również szkodliwy dla naturalnych wrogów szkodników11,12. W związku z tym protokół ten demonstruje test żywieniowy przy użyciu kwercetyny w celu oceny jej toksycznego wpływu na H. armigera.

Opracowano różne metody testów biologicznych do oceny wpływu naturalnych i syntetycznych cząsteczek na odżywianie, wzrost, rozwój i wzorce zachowania owadów13. Powszechnie stosowane metody obejmują test krążka liściowego, test karmienia z wyboru, test podawania kropelkowego, test kontaktowy, test pokrywający dietę i test obowiązkowego karmienia13,14. Metody te są klasyfikowane na podstawie sposobu stosowania pestycydów na owady. Test obligatoryjnego żywienia jest jedną z najczęściej stosowanych, czułych, prostych i elastycznych metod testowania prawdopodobnych insektycydów i ich dawki śmiertelnej14. W obowiązkowym teście żywieniowym cząsteczka będąca przedmiotem zainteresowania jest mieszana ze sztuczną dietą. Zapewnia to spójność i kontrolę nad składem diety, generując solidne i powtarzalne wyniki. Ważnymi zmiennymi wpływającymi na testy żywieniowe są etap rozwoju owada, wybór środka owadobójczego, czynniki środowiskowe i wielkość próby. Czas trwania testu, odstęp między dwoma zapisami danych, częstotliwość i ilość podawanej diety, zdrowie owadów i umiejętności obsługi operatorów mogą również wpływać na wynik testów karmienia14,15.

To badanie ma na celu zademonstrowanie obowiązkowego testu żywieniowego w celu oceny wpływu kwercetyny na przeżywalność i sprawność H. armigera. Ocena różnych parametrów, takich jak masa ciała owadów, śmiertelność i wady rozwojowe, dostarczy informacji na temat owadobójczego działania kwercetyny. Tymczasem pomiar parametrów żywieniowych, w tym efektywności konwersji spożytego pokarmu (ECI), wydajności konwersji strawionego pokarmu (ECD) i przybliżonej strawności (AD), podkreśli przeciwwszęgowe atrybuty kwercetyny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Larwy H. armigera zostały pozyskane z ICAR-National Bureau of Agricultural Insect Resources (NBAIR), Bangalore, Indie. Do badań wykorzystano łącznie 21 larw drugiego stadium rozwojowego.

1. Przygotowanie sztucznej diety na bazie ciecierzycy

UWAGA: Lista składników potrzebnych do przygotowania sztucznej diety jest wymieniona w Tabeli 1.

  1. Zważyć wszystkie frakcje oddzielnie w zlewce, zgodnie z tabelą 1, i przygotować jednorodną mieszaninę za pomocą szpatułki/mieszadła magnetycznego.
  2. Frakcję C gotować w temperaturze około 100 °C w kuchence mikrofalowej przez 5 minut, dodać do frakcji A i dokładnie wymieszać.
  3. Po dokładnym wymieszaniu pozwól wymieszanej frakcji trochę ostygnąć przed dodaniem frakcji B (frakcja B zawiera składniki termolabilne).
  4. Wlać do przezroczystej, polistyrenowej szalki Petriego o wymiarach 150 mm x 150 mm.

2. Przygotowanie sztucznej diety zawierającej kwercetynę

  1. Zważyć odpowiednią ilość (1 000 ppm) hydratu kwercetyny (patrz tabela materiałów) i odpowiednio rozpuścić ją w minimalnej objętości rozpuszczalników organicznych, takich jak etanol (2 mg/ml), dimetylosulfotlenek (DMSO; 30 mg/ml) lub dimetyloformamid (DMF). Tutaj DMSO służy do rozpuszczania kwercetyny.
  2. Dodaj rozpuszczoną kwercetynę do frakcji B, a następnie dodaj do mieszaniny frakcji A i C (objętość wody zmniejszona z frakcji B jest równa objętości dodanego DMSO).
  3. Dodać równą objętość rozpuszczalnika organicznego użytego do rozpuszczenia kwercetyny do diety kontrolnej.
    UWAGA: Rysunek 1 przedstawia schematyczne przedstawienie przygotowania diet sztucznych i zawierających kwercetynę.

3. Hodowla i utrzymanie kultury H. armigera

UWAGA: Używaj odpowiednio oczyszczonych i wysterylizowanych materiałów do hodowli i konserwacji owadów. Z owadami należy obchodzić się ostrożnie, przestrzegając wszystkich standardowych praktyk operacyjnych związanych ze sterylnością i bezpieczeństwem16,17,18.

  1. Jaja H. armigera należy przechowywać w komorze hodowlanej (plastikowy słoik pokryty muślinową szmatką) w warunkach utrzymanych, jak opisano w kroku 3.3. Następnie delikatnie przenieś nowo narodzone noworodki za pomocą cienkiego pędzla na świeżo przygotowaną sztuczną dietę na bazie ciecierzycy.
  2. Stosuj sztuczną dietę do hodowli larw i 20% (w/v) roztwór sacharozy z 1% (w/v) multiwitaminą (patrz Tabela Materiałów) dla dorosłych ciem19,20.
    UWAGA: Ponieważ larwy H. armigera w trzecim i starszym stadium rozwojowym wykazują skłonność do kanibalizmu, konieczne jest hodowanie każdej larwy w osobnej fiolce.
  3. Utrzymuj temperaturę na poziomie 25 ± 1 °C i wilgotność względną na poziomie 70% w pomieszczeniu do hodowli owadów, przy 16 godzinach światła: 8 godzin ciemnego fotoperiodu21.
  4. Wyhoduj jedno pokolenie owadów w laboratorium w celu uzyskania jednorodności, a następnie użyj go do testu karmienia.
  5. Opcjonalnie należy zwiększyć temperaturę w pomieszczeniu do hodowli owadów do 28 °C, aby przyspieszyć wzrost larw i poczwarek22.

4. Konfiguracja do oznaczania karmienia

  1. Zbierz 21 larw drugiego stadium rozwojowego dla każdego zestawu (kontrola i leczenie) i trzymaj je z dala od diety przez około 1-3 godziny.
  2. Pokrój dietę kontrolną i zawierającą kwercetynę na małe kawałki, zapisz wagę podanej diety i ciało owada, a następnie ostrożnie przenieś owady do fiolek z kulturą. Pozwól owadom żywić się odpowiednią dietą.
    UWAGA: Należy to uznać za dzień 0 testu żywienia.
  3. Zapisz masę ciała owada, podaną dietę, niezjedzoną dietę i frass co drugi dzień (dni 2, 4, 6, 8 i 10) do 10 dnia testu.
  4. Po 10 dniu utrzymuj je na odpowiedniej diecie, aby obserwować dalsze zmiany rozwojowe i morfologiczne.
    UWAGA: Zmiany rozwojowe za pomocą: (1) produktów pośrednich larwalno-poczwarkowych, takich jak tylna połowa poczwarki z łatami naskórka larw, torebka na głowę i nogi piersiowe; (2) przedplecze z całkowicie poczerniałym ciałem; (3) niewymiarowe poczwarki ze skurczem ciała; (4) Poczwarko-pośrednie-ze starą skórą poczwarki. Zmiany morfologiczne obejmują zniekształcone dorosłe osobniki z nieprawidłowymi ciałami, skręconymi skrzydłami i stawowymi nogami. Zmiany te są następnie porównywane z owadami karmionymi dietą kontrolną.
  5. Zamrozić owady w 10 dniu, jeśli badanie wad rozwojowych i morfologicznych nie jest wymagane.
    UWAGA: Przed zamrożeniem larw należy je trzymać pozbawione diety przez co najmniej 3 godziny w celu usunięcia resztek diety z przewodu pokarmowego.

5. Rejestracja i analiza danych

  1. W oprogramowaniu GraphPad Prism (patrz Tabela materiałów) wybierz tabelę danych XY z okna dialogowego "Witamy lub Nowa tabela" i wprowadź w niej liczbę owadów, które replikują wartości obok siebie w podkolumnach. Następnie nadaj nazwę tytułu osi X jako liczbę dni, a w grupach A i B podaj nazwę tytułu odpowiednio jako kontrolę i leczenie kwercetyną. Umieść masę ciała każdego owada pod kontrolą i poddaj leczeniu, aby wygenerować wykres masy ciała.
    UWAGA: Analiza w GraphPad może się różnić w zależności od wielkości próby i liczby zabiegów.
  2. Porównaj masę ciała owadów między grupą kontrolną a grupą badaną za pomocą testu t-Studenta (α = 0,05).
  3. Policz żywe i martwe larwy i poczwarki w dniu 10, aby wykreślić krzywą Kaplana-Meiera dla procentu przeżycia za pomocą oprogramowania do tworzenia wykresów.
  4. Policz liczbę poczwarek i oblicz procent przepoczwarzenia, korzystając z podanego wzoru:
  5. Procent przepoczwarzenia (%) = (liczba utworzonych poczwarek/całkowita liczba larw) x 100
  6. Porównaj rozwój larw pod względem wskaźników żywieniowych23, korzystając z następujących wzorów: ECI (%) = (przyrost masy ciała larw/masa zjedzonej paszy) x 100
    ECD (%) = (przyrost masy ciała larw/[masa zjedzonej paszy - masa frass]) x 100
    AD (%) = ([waga zjedzonej paszy - waga frass]/waga zjedzonej paszy) x 100

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Larwy owadów karmione dietą zawierającą 1,000 ppm kwercetyny wykazały znaczny spadek masy ciała o ~57% w porównaniu z grupą kontrolną (Rysunek 2A). Zmniejszenie masy ciała spowodowało zmniejszenie rozmiaru ciała larw leczonych kwercetyną (Ryc. 2B). Zaobserwowano znaczne zmniejszenie dawki pokarmu larw karmionych kwercetyną w porównaniu z grupą kontrolną (Ryc. 2C).

Ponadto, larwy żywione kwercetyną wykazywały sp...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Laboratoryjne testy biologiczne są przydatne do przewidywania wyników i generowania porównawczych danych dotyczących toksyczności kilku związków w krótkim czasie przy rozsądnych kosztach. Test biologiczny karmienia pomaga zinterpretować interakcje między insektycydami owad i insektycydami owady-rośliny. Jest to skuteczna metoda pomiaru toksyczności różnych substancji, która znacznie upraszcza proces ustalania dawki śmiertelnej 50 (LD50), stężenia śmiertelnego 50 (LC50) lub dowolnego innego stężenia ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy zadeklarowali brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

SM, YP i VN potwierdzają przyznanie stypendium przez Komisję ds. Grantów Uniwersyteckich, Rząd Indii, New Delhi. RJ dziękuje Radzie Badań Naukowych i Przemysłowych (CSIR) w Indiach oraz CSIR-Narodowemu Laboratorium Chemicznemu w Pune w Indiach za wsparcie finansowe w ramach projektów o kodach MLP036626, MLP101526 i YSA000826.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Agar AgarHimediaRM666Środek zestalający
Kwas askorbinowyHimediaCMS1014Źródło witaminy C
Bengal GramNANAŹródło białka i węglowodanów
KazeinaSigmaC-5890Źródło białka
CholesterolSisco Research Laboratories34811Źródło
Chlorek cholinyHimediaGRM6824Sól amonowa
DMSOSigma67-68-5Rozpuszczalnik
GraphPad Prism v8.0https://www.graphpad.com/guides/prism/latest/user-guide/using_choosing_an_analysis.htm
Methyl ParabenHimediaGRM1291Środek przeciwgrzybiczy
Kapsułka multiwitaminowaGalaxoSmithKlineNAŹródło witamin
KwercetynaSigmaQ4951-10GFitochemiczny
kwas sorbowyHimediaM1880Środek przeciwbakubowy
StreptomycynaHimediaCMS220Antybiotyk
Witamina E w kapsułceNukind HealthcareNAŹródło witaminy E
Ekstrakt z drożdżyHimediaRM027Źródło aminokwasów
kwasów tłuszczowych

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Popp, J., Pető, K., Nagy, J. Pesticide productivity and food security. A review. Agronomy for Sustainable Development. 33 (1), 243-255 (2013).
  2. da Silva, F. R., et al. Comparative toxicity of Helicoverpa armigera and Helicoverpa zea (Lepidoptera: Noctuidae) to selected insecticides. Insects. 11 (7), 431(2020).
  3. Usman, A., Ali, M. I., Shah, M., e Amin, F., Sarwar, J. Comparative efficacy of indigenous plant extracts and a synthetic insecticide for the management of tomato fruit worm (Helicoverpa armigera Hub.) and their effect on natural enemies in tomato crop. Pure and Applied Biology. 7 (3), 1014-1020 (2018).
  4. Honnakerappa, S. B., Udikeri, S. S. Abundance of Helicoverpa armigera (Hubner) on different host crops. Journal of Farm Science. 31, 436-439 (2018).
  5. Edosa, T. T. Review on bio-intensive management of African bollworm, Helicoverpa armigera (Hub.): Botanicals and semiochemicals perspectives. African Journal of Agricultural Research. 14 (1), 1-9 (2019).
  6. Zhou, Y., et al. Migratory Helicoverpa armigera (Lepidoptera: Noctuidae) exhibits marked seasonal variation in morphology and fitness. Environmental Entomology. 48 (3), 755-763 (2019).
  7. Souto, A. L., et al. Plant-derived pesticides as an alternative to pest management and sustainable agricultural production: Prospects, applications and challenges. Molecules. 26 (16), 4835(2021).
  8. Özkara, A., Akyıl, D., Konuk, M. Pesticides, environmental pollution, and health. Environmental Health Risk-Hazardous Factors to Living Species. , (2016).
  9. Alengebawy, A., Abdelkhalek, S. T., Qureshi, S. R., Wang, M. -Q. Heavy metals and pesticides toxicity in agricultural soil and plants: Ecological risks and human health implications. Toxics. 9 (3), 42(2021).
  10. Tlak Gajger, I., Dar, S. A. Plant allelochemicals as sources of insecticides. Insects. 12 (3), 189(2021).
  11. Riddick, E. W. Potential of quercetin to reduce herbivory without disrupting natural enemies and pollinators. Agriculture. 11 (6), 476(2021).
  12. Gao, Y. -L., et al. The effect of quercetin on the growth, development, nutrition utilization, and detoxification enzymes in Hyphantria cunea Drury (Lepidoptera: Arctiidae). Forests. 13 (11), 1945(2022).
  13. Durmuşoğlu, E., Hatipoğlu, A., Gürkan, M. O., Moores, G. Comparison of different bioassay methods for determining insecticide resistance in European Grapevine Moth, Lobesia botrana (Denis & Schiffermüller) (Lepidoptera: Tortricidae). Turkish Journal of Entomology. 39 (3), 271-276 (2015).
  14. Paramasivam, M., Selvi, C. Laboratory bioassay methods to assess the insecticide toxicity against insect pests-A review. Journal of Entomology and Zoology Studies. 5 (3), 1441-1445 (2017).
  15. Clark, E. L., Isitt, R., Plettner, E., Fields, P. G., Huber, D. P. W. An inexpensive feeding bioassay technique for stored-product insects. Journal of Economic Entomology. 107 (1), 455-461 (2014).
  16. Waldbauer, G. P., Cohen, R. W., Friedman, S. An improved procedure for laboratory rearing of the corn earworm, Heliothis zea (Lepidoptera: Noctuidae). The Great Lakes Entomologist. 17 (2), 10(2017).
  17. Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. Laboratory rearing of stable flies and other muscoid Diptera. JoVE. (138), e57341(2018).
  18. Zheng, M. -L., Zhang, D. -J., Damiens, D. D., Lees, R. S., Gilles, J. R. L. Standard operating procedures for standardized mass rearing of the dengue and chikungunya vectors Aedes aegypti and Aedes albopictus (Diptera: Culicidae)-II-Egg storage and hatching. Parasites & Vectors. 8, 1-7 (2015).
  19. Nagarkatti, S., Prakash, S. Rearing Heliothis armigera (Hubn.) on an artificial diet. Technical Bulletin Commonwealth Institute of Biological Control. , (1974).
  20. Adhav, A. S., Kokane, S. R., Joshi, R. S. Functional characterization of Helicoverpa armigera trehalase and investigation of physiological effects caused due to its inhibition by Validamycin A formulation. International Journal of Biological Macromolecules. 112, 638-647 (2018).
  21. Abbasi, B. H., et al. Rearing the cotton bollworm, Helicoverpa armigera, on a tapioca-based artificial diet. Journal of Insect Science. 7 (1), 35(2007).
  22. Armes, N. J., Jadhav, D. R., Bond, G. S., King, A. B. S. Insecticide resistance in Helicoverpa armigera in South India. Pesticide Science. 34 (4), 355-364 (1992).
  23. Waldbauer, G. P. The consumption and utilization of food by insects. Advances in Insect Physiology. 5, Academic Press. 229-288 (1968).
  24. Carpinella, M. C., Defago, M. T., Valladares, G., Palacios, S. M. Antifeedant and insecticide properties of a limonoid from Melia azedarach (Meliaceae) with potential use for pest management. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 51 (2), 369-374 (2003).
  25. Diaz Napal, G. N., Palacios, S. M. Bioinsecticidal effect of the flavonoids pinocembrin and quercetin against Spodoptera frugiperda. Journal of Pest Science. 88, 629-635 (2015).
  26. ffrench-Constant, R. H., Roush, R. T. Resistance detection and documentation: the relative roles of pesticidal and biochemical assays. Pesticide Resistance in Arthropods. , 4-38 (1990).
  27. Gikonyo, N. K., Mwangi, R. W., Midiwo, J. O. Toxicity and growth-inhibitory activity of Polygonum senegalense (Meissn.) surface exudate against Aedes aegypti larvae. International Journal of Tropical Insect Science. 18 (3), 229-234 (1998).
  28. Sharma, R., Sohal, S. K. Bioefficacy of quercetin against melon fruit fly. Bulletin of Insectology. 66 (1), 79-83 (2013).
  29. Després, L., David, J. -P., Gallet, C. The evolutionary ecology of insect resistance to plant chemicals. Trends in Ecology & Evolution. 22 (6), 298-307 (2007).
  30. Shi, G., Kang, Z., Ren, F., Zhou, Y., Guo, P. Effects of quercetin on the growth and expression of immune-pathway-related genes in silkworm (Lepidoptera: Bombycidae). Journal of Insect Science. 20 (6), 23(2020).
  31. Selin-Rani, S., et al. Toxicity and physiological effect of quercetin on generalist herbivore, Spodoptera litura Fab. and a non-target earthworm Eisenia fetida Savigny. Chemosphere. 165, 257-267 (2016).
  32. Ateyyat, M., Abu-Romman, S., Abu-Darwish, M., Ghabeish, I. Impact of flavonoids against woolly apple aphid, Eriosoma lanigerum (Hausmann) and its sole parasitoid, Aphelinus mali (Hald). Journal of Agricultural Science. 4 (2), 227(2012).
  33. Brito-Sierra, C. A., Kaur, J., Hill, C. A. Protocols for testing the toxicity of novel insecticidal chemistries to mosquitoes. JoVE. (144), e57768(2019).
  34. Mitchell, C., Brennan, R. M., Graham, J., Karley, A. J. Plant defense against herbivorous pests: exploiting resistance and tolerance traits for sustainable crop protection. Frontiers in Plant Science. 7, 1132(2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Feeding AssayHelicoverpa ArmigeraPhytochemical InsecticidesArtificial DietQuercetin TreatmentInsect GrowthLarval DevelopmentNutritional IndicesSurvival AnalysisPest Management

Powiązane artykuły