Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przewlekła przerywana ekspozycja na opary etanolu w połączeniu z wyborem dwóch butelek w celu modelowania zaburzeń związanych z używaniem alkoholu

2.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65320

⸱

23 czerwca 2023

 ,  ,  ,  , 
1Department of Basic Medical Sciences, College of Veterinary Medicine, Purdue University, 2The Scripps Research Institute, 3Purdue Institute for Integrative Neuroscience, 4Weldon School of Biomedical Engineering, Purdue University, 5Purdue Institute of Inflammation, Immunology, and Infectious Disease

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentowany tutaj jest protokół dla modelu 2BC/CIE uzależnienia od alkoholu u myszy do badania zaburzeń związanych z używaniem alkoholu.

Streszczenie

Zaburzenie związane z używaniem alkoholu (AUD) to przewlekłe zaburzenie związane z alkoholem, które zazwyczaj objawia się niekontrolowanym piciem i zaabsorbowaniem alkoholem. Kluczowym elementem badań nad AUD jest wykorzystanie odpowiednich translacyjnie modeli przedklinicznych. W ciągu ostatnich kilku dekad do badania AUD wykorzystano różne modele zwierzęce. Jednym z wyróżniających się modeli AUD jest model przewlekłej przerywanej ekspozycji na opary etanolu (CIE), który jest dobrze ugruntowanym podejściem do wywoływania uzależnienia od alkoholu u gryzoni poprzez powtarzające się cykle ekspozycji na etanol przez wdychanie. Aby modelować AUD u myszy, ekspozycja na CIE jest łączona z dobrowolnym wyborem dwóch butelek (2BC) picia alkoholu i wody w celu zmierzenia eskalacji picia alkoholu. Procedura 2BC/CIE polega na naprzemiennym piciu 2BC i CIE, które powtarzają się aż do osiągnięcia eskalacji picia alkoholu. W niniejszym badaniu przedstawiamy procedury wykonywania 2BC / CIE, w tym codzienne korzystanie z komory parowej CIE, i podajemy przykład eskalacji picia alkoholu u myszy C57BL / 6J przy użyciu tego podejścia.

Wprowadzenie

1,2,3,4,5,6,7. Zaburzenia związane z używaniem alkoholu często występują w połączeniu z innymi wszechobecnymi, uporczywymi i upośledzającymi zaburzeniami psychicznymi8, takimi jak ADHD9, anxiety10 lub depresja11 i jest odpowiedzialne za około 88 000 zgonów rocznie w samych Stanach Zjednoczonych2. Nadmierne lub częste spożywanie alkoholu może wpływać na status zawodowy i relacje społeczne12 i może prowadzić do wzrostu przemocy13. Fizycznie, ostre odstawienie alkoholu może powodować niepokój, pobudzenie, drżenie, nadmierne pocenie się, zaburzenia świadomości i halucynacje14,15. Co więcej, ludzie mogą odczuwać objawy odstawienia podczas ograniczania lub zaprzestania picia i stawać się drażliwi lub marudni16. Dodatkowo, przewlekłe spożywanie alkoholu może powodować utratę pamięci17 i może powodować niedobór tiaminy, znany również jako zespół Wernickego-Korsakoffa (WKS), który znacząco przyczynia się do demencji wywołanej alkoholem18.

Aby dalej rozwijać badania nad AUD, konieczne jest posiadanie odpowiednich translacyjnie modeli zwierzęcych choroby. Najczęstszym modelem AUD u gryzoni jest przewlekła przerywana ekspozycja na opary etanolu (CIE), która jest dobrze ugruntowanym podejściem do wywoływania uzależnienia od alkoholu poprzez wielokrotne wdychanie oparów alkoholu4,19,20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30. Procedury CIE u gryzoni wywołują objawy odstawienia, takie jak drgawki wywołane obsługą31, nadpobudliwość, zachowanie podobne do drażliwości, zachowanie podobne do lęku i zaburzenia snu i powodują eskalację picia alkoholu22,32,33,34,35. Co więcej, CIE prowadzi do znacznej eskalacji dobrowolnego spożycia alkoholu, co odzwierciedla kompulsywne spożycie obserwowane u ludzi AUD36. Podczas faz zatrucia myszy wykazują objawy behawioralne i fizjologiczne zgodne z zatruciem alkoholowym u ludzi, w tym ataksję, uspokojenie i upośledzoną hipotermię37,38,39. Wyniki te podkreślają użyteczność modelu CIE w uchwyceniu zarówno neurobiologicznych, jak i behawioralnych aspektów uzależnienia od alkoholu, co czyni go cennym narzędziem do wyjaśniania mechanizmów AUD i testowania potencjalnych interwencji terapeutycznych. W przedklinicznych modelach AUD, takich jak przewlekła przerywana ekspozycja na opary etanolu (CIE), myszy wykazują objawy behawioralne i fizjologiczne, które odpowiadają zatruciu alkoholem i uzależnieniu od alkoholu. Podczas faz zatrucia myszy mogą wykazywać objawy, takie jak ataksja, uspokojenie, zmniejszone zachowanie eksploracyjne i upośledzony odruch prostowania. Biorąc pod uwagę te zagrożenia, zwierzęta były ściśle monitorowane w trakcie i po ekspozycji na opary etanolu w celu zidentyfikowania oznak ciężkiego zatrucia lub pogorszenia stanu zdrowia.

U szczurów model CIE często polega na operatywnym samodzielnym podawaniu alkoholu w celu zmierzenia eskalacji spożycia40,41,42, podczas gdy model mysi obejmuje CIE i wybór dwóch butelek (2BC) picie43,44. Przedkliniczne modele uzależnienia od alkoholu konsekwentnie wykazały, że zwierzęta zwiększają spożycie etanolu po długotrwałym narażeniu na opary etanolu23,45,46,47. W szczególności u myszy wykazano, że powtarzające się cykle CIE eskalują dobrowolne przyjmowanie etanolu3,21,48,49,50. Ogólnie rzecz biorąc, wcześniejsze badania pokazują, że model CIE jest wystarczający do zwiększenia zużycia etanolu i modelowania AUD u gryzoni.

To badanie ma na celu podkreślenie metody CIE do badania AUD, a dokładniej skupienie się na modelu myszy 2BC/CIE. Przechodzimy przez szczegółowy proces kroków niezbędnych do wykonania 2BC/CIE i przedstawiamy przykład eskalacji picia alkoholu po CIE.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Purdue. W niniejszym badaniu wykorzystano 8-tygodniowe myszy C57BL/6J. Grupa CIE miała 5 myszy (3 samce, 2 samice), a grupa powietrzna miała 10 myszy (5 samców i 5 samic). Zwierzęta pozyskano ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów) i umieszczono je w grupowym cyklu trwającym 12 godzin w ciemności i świetle, z dostępem do pożywienia. Masa ciała myszy była mierzona raz w tygodniu przez cały czas trwania eksperymentu.

1. Ogólny projekt eksperymentalny

UWAGA: Wybór dwóch butelek (2BC)/przewlekłe przerywane narażenie na opary etanolu (CIE) to przedkliniczny model myszy do zbadania zależności od etanolu51.

  1. W ciągu 2 tygodni BC upewnij się, że myszy mają dostęp do butelki zawierającej etanol (15% w/v) i butelki zawierającej wodę przez 2 godziny dziennie (od poniedziałku do piątku), rozpoczynając 2 godziny w cyklu ciemności.
  2. Na początku pozwól myszom na co najmniej 2 tygodnie wyjściowego picia 2BC, aż do osiągnięcia stabilnego poziomu spożycia etanolu. W zależności od potrzeb eksperymentalnych podziel myszy na dwie grupy (grupę CIE i grupę powietrzną) lub więcej, jeśli uwzględniono dodatkowe leczenie w oparciu o średnie wyjściowe spożycie etanolu.
  3. Po linii bazowej 2BC tygodnie wystawiaj myszy z grupy CIE na działanie oparów etanolu (CIE) przez cztery kolejne dni (od poniedziałku do czwartku) z 16 kolejnymi godzinami włączonej pary i 8 kolejnymi godzinami wyłączonej pary. Aby zapewnić stabilne i utrzymujące się stężenie etanolu we krwi przez cały okres ekspozycji, pirazol podawano jednocześnie jako inhibitor dehydrogenazy alkoholowej, zapobiegając w ten sposób szybkiemu metabolizmowi etanolu i promując stałe ogólnoustrojowe poziomy etanolu.
    UWAGA: Aby kontrolować potencjalne zmienne specyficzne dla komory, takie jak oświetlenie, wibracje, hałas i temperatura, myszy w grupie powietrznej trzymano w identycznej komorze w tych samych warunkach środowiskowych co grupa CIE, ale bez ekspozycji na opary alkoholu.
  4. Podczas tygodnia CIE/Air upewnij się, że nie występuje 2BC. Po 1 tygodniu CIE/Air wznów myszy na 2BC od poniedziałku do piątku.
  5. Pozwól myszom na naprzemienne tygodnie CIE/Air i 2BC przez pozostałą część procedury, aż dojdzie do eskalacji picia alkoholu u myszy CIE. Pobieraj krew od myszy co najmniej raz w tygodniu CIE, aby określić stężenie etanolu we krwi (BEC)52.

2. Przygotowanie eksperymentalne

  1. Przed rozpoczęciem badania należy zaopatrzyć się we wszystkie następujące materiały: myszy, klatki/metalowe blaty klatek, butelki do picia, które zmieszczą się po dwie w klatce obok siebie, ściółka, jedzenie, waga, przewlekła przerywana komora parowa i maszyna Analox lub inna metoda analizy BEC (patrz Tabela materiałów).
  2. Upewnij się, że wszystkie wymagane chemikalia są gotowe do eksperymentu: woda pitna, 95% etanol, pirazol, heparyna i sterylna sól fizjologiczna.

3. Przyzwyczajenie zwierząt

  1. Jeśli myszy nie są jeszcze trzymane w tym samym miejscu, w którym przeprowadzane są eksperymenty, należy odczekać co najmniej 1 tydzień, aby przyzwyczaiły się do nowego środowiska.
    UWAGA: W tym okresie myszy powinny być również przyzwyczajone do delikatnego obchodzenia się z nimi, aby zminimalizować zakłócenia związane ze stresem i poprawić dobrostan zwierząt. Sesje obchodzenia się z nim prowadzono raz dziennie przez pięć kolejnych dni, z których każda trwała około 2–3 minuty na zwierzę. Myszy były obejmowane lub delikatnie wprowadzane w ręce eksperymentatora bez podnoszenia ogona, co pozwalało im dobrowolnie badać rękę przewodnika. Technika ta ułatwia rutynową interakcję, zmniejsza stres podczas kolejnych procedur eksperymentalnych i zapewnia bardziej wiarygodne dane behawioralne. Dodatkowo zwierzęta przenoszono na obszar eksperymentalny na 30 minut dziennie, aby jeszcze bardziej zaaklimatyzować je w środowisku testowym.
  2. Upewnij się, że myszy mają 1 tydzień wyboru dwóch butelek, przy czym obie butelki są wypełnione wodą, aby umożliwić im dostosowanie się do różnych ustawień klatki i umieszczenie ich w indywidualnej klatce do picia.

4. Wybór dwóch butelek z 15% w/v etanolu i wodą

  1. Przyzwyczajenie do wyboru dwóch butelek
    1. Paradygmat testowania wyboru dwóch butelek jest taki sam przez cały tydzień, przy czym wybór dwóch butelek z wodą i późniejsze testowanie jest z wodą i etanolem. Przenieś myszy trzymane w grupie do ich indywidualnych klatek do picia 30 minut przed wyłączeniem świateł, a następnie pozwól myszom pić przez 2 godziny.
    2. Zapisuj objętość każdej butelki do picia przed i po 2-godzinnym okresie picia. Każda grupa przechodzi 2BC przez 5 dni, od poniedziałku do piątku.
      UWAGA: Celem tygodnia przyzwyczajenia jest umożliwienie zwierzętom przyzwyczajenia się do dwóch butelek znajdujących się w klatce, aby zminimalizować wszelkie odchylenia spowodowane naturalnym bocznym położeniem pojedynczej butelki. W tym tygodniu obie butelki są napełniane wodą. Jeśli dostarczony metalowy zbiornik jest przeznaczony do przechowywania tylko jednej butelki, ostrożnie wykorzystaj przestrzeń między prętami przylegającymi do pierwszej butelki, aby zrobić miejsce na drugą butelkę. Butelki używane do eksperymentów z piciem są wykonane na zamówienie przy użyciu pipet o pojemności 10 ml i 25 ml z końcami ściętymi tak, aby umożliwić włożenie prostego łyka z łożyskiem kulkowym, z którego myszy mogą pić. Użycie klipsów do segregatorów do przypięcia butelek do drucianej pokrywy zapewni, że butelki nie będą się przesuwać w okresie picia (rysunek uzupełniający 1 i rysunek uzupełniający 2).
  2. Podstawowy wybór dwóch butelek
    1. Po przyzwyczajeniu pozwól myszom przejść co najmniej 2 tygodnie wyjściowego picia 2BC, aby ustalić stabilne spożycie etanolu. Podczas picia podstawowego testuj myszy przez 2 godziny dziennie i 5 dni w tygodniu (od poniedziałku do piątku) za pomocą jednej butelki wody i drugiej butelki z 15% w/v etanolem. Zapisuj objętość każdej butelki do picia przed i po 2-godzinnym okresie picia.
      UWAGA: Aby ustalić stabilny punkt wyjściowy spożycia etanolu, powtarzaj tygodnie 2BC, aż każda mysz będzie miała mniej niż 15% różnicy w spożyciu między dniami.
    2. Po tym, jak myszy osiągną stabilny poziom wyjściowy spożycia etanolu, równomiernie podziel myszy na podstawie spożycia etanolu na grupy niezależne od etanolu (leczenie powietrzem) i zależne od etanolu (leczenie CIE). Po ustaleniu wyjściowego spożycia etanolu myszy przechodzą CIE (lub ekspozycję na powietrze) w następnym tygodniu.
      UWAGA: Nie wszystkie eksperymenty wymagają włączenia grupy niezależnej i musi to być określone na podstawie celu badania. Na przykład myszy zależne od etanolu ze specyficznym leczeniem i bez niego mogą być bardziej odpowiednim porównaniem.
  3. Wybór dwóch butelek (2BC)
    1. Wznowić procedurę 2BC wykonywaną podczas picia wyjściowego po pierwszym tygodniu CIE.
      UWAGA: Formuła do picia dla myszy z dwiema butelkami to 15% w/v mieszanina etanolu (1 l): 95% etanolu (195 ml) i wody pitnej dla myszy (805 ml).

5. Przewlekłe okresowe narażenie na opary etanolu (CIE)

  1. Ułóż następujące materiały: wykonane na zamówienie komory parowe CIE (rysunek uzupełniający 3), 95% etanol, roztwór etanolu i pirazolu (68,1 mg/kg pirazolu zmieszany z 20% etanolem), roztwór soli fizjologicznej i pirazolu (68,1 mg/kg pirazolu zmieszany z solą fizjologiczną), strzykawki (1 ml) i igły.
  2. Procedura przewlekłego przerywanego wydzielania par etanolu (CIE)
    1. Przed umieszczeniem w komorach parowych dla CIE, wstrzyknij myszom dootrzewnowo roztwór etanolu i pirazolu (0,0075 ml / g), który jest używany do wywołania początkowego zatrucia etanolem, zahamowania dehydrogenazy etanolu i zablokowania metabolizmu etanolu53.
    2. Wstrzyknąć wszystkie grupy kontrolne powietrza i inne grupy tą samą dawką pirazolu zmieszaną z solą fizjologiczną (0,0075 ml / g) zamiast etanolu. Zaleca się podawanie połowy dawki (0,00375 ml/g) roztworów pirazolu w pierwszym i ostatnim dniu CIE każdego tygodnia.
    3. Po wstrzyknięciach należy umieścić myszy powietrzne/kontrolne z powrotem w ich klatkach domowych i umieścić klatki dla grupy CIE w komorze parowej.
      UWAGA: Biorąc pod uwagę potencjalne zagrożenia dla zdrowia związane z przewlekłym narażeniem na opary etanolu, zwierzęta były ściśle monitorowane przez cały czas trwania protokołu, aby zapewnić ich dobrostan i wykryć wszelkie niepożądane skutki. Myszy ważono co najmniej dwa razy w tygodniu, a oceny stanu zdrowia obejmowały obserwację klinicznych objawów niepokoju. Zwierzęta wykazujące utratę masy ciała przekraczającą 20% w stosunku do wartości wyjściowej lub wykazujące takie objawy, jak zgarbiona postawa, letarg, piloerekcja lub zaniedbana sierść, zostały uznane za osiągnięte humanitarne punkty końcowe i zostały niezwłocznie usunięte z badania zgodnie z zatwierdzonymi instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami i ich wykorzystywania. Podczas CIE myszy są najbardziej podatne na złe wyniki zdrowotne pod koniec tygodnia, kiedy wchodzą w przedłużony okres odstawienia po ustaniu ekspozycji na etanol. Aby zminimalizować nasilenie odstawienia, w ostatnim dniu ekspozycji na parę podaje się połowę dawki pirazolu każdego tygodnia. Dodatkowo, połowa dawki jest podawana na początku każdego nowego cyklu CIE, aby ułatwić zwierzętom powrót do ekspozycji na etanol. Pirazol, inhibitor dehydrogenazy alkoholowej, jest stosowany do stabilizacji i przedłużania stężenia etanolu we krwi; Dawki zazwyczaj wahają się od 0,00375 ml/g do 0,0075 ml/g i mogą być dostosowywane w celu osiągnięcia pożądanego stężenia etanolu we krwi.
    4. Po umieszczeniu myszy w komorach parowych zablokuj drzwi i ustaw pompę na odpowiedni poziom pary (np. 1-3). Ustaw czas trwania eksperymentu. W niniejszym badaniu eksperyment rozpoczął się o godzinie 17:00 i zakończył o godzinie 09:00, a zastosowano ustawienie pompy 1-2 (używane przez cały czas).
    5. Następnie naciśnij przycisk Start na ekranie sterowania komorą parową CIE, aby rozpocząć eksperyment.
      UWAGA: Ten krok może się różnić w zależności od używanej komory i różnic w konfiguracji. Tutaj, po wstrzyknięciu wszystkich myszy i umieszczeniu ich w komorze etanolowej, komora powinna rozpocząć pompowanie 95% etanolu do szklanej kolby i podgrzać ciekły etanol do pary. Para przepływa przez komorę, w której myszy są przetrzymywane przez 16 godzin dziennie przez 4 dni (od poniedziałku wieczorem do piątku rano). Każdego dnia myszy doświadczają 8 godzin przerwy w upuszczaniu pary. Myszy są następnie usuwane z komory pod koniec czwartego dnia (piątek rano) i rozpoczynają 2 BC w następny poniedziałek. W zależności od konkretnego systemu i konfiguracji komory parowej, mogą wystąpić różnice w BEC spowodowane różnymi ustawieniami/poziomami pary. Mogą to powodować różne czynniki, takie jak niewielkie różnice w elementach systemu, przepływ powietrza, spaliny itp. Regulacja poziomu par etanolu zamiast dawki pirazolu jest odpowiednia do utrzymania BEC w docelowym zakresie. Wraz z rozwojem tolerancji BEC mogą być zbyt niskie, a poziom pary może wymagać regulacji. Jeśli gradient między poziomami pary jest zbyt duży, aby zwiększyć BEC, zaleca się odpowiednie dostosowanie dawki pirazolu w celu zmiany BEC.
    6. Mierz BEC (patrz krok 5.3) myszy co najmniej raz w tygodniu podczas CIE. Wykonaj pobieranie krwi 30 minut przed zatrzymaniem pary, aby upewnić się, że BEC nie zaczęły opadać.
      UWAGA: Poziom pary może wymagać regulacji podczas eksperymentu, ponieważ tolerancja etanolu narasta w ciągu kilku tygodni. BEC należy testować przed i po regulacji ustawień pary.
    7. Wróć myszy do testu 2BC w tygodniu następującym po CIE. Powtórz krok 4 i krok 5. Utrzymuj myszy na przemian między CIE i 2BC przez cztery do ośmiu cykli (8-16 tygodni), aż do znacznego wzrostu spożycia etanolu w porównaniu z ich wyjściową objętością picia.
  3. Pomiary krwi
    1. Ułóż następujące materiały: sprzęt do pomiaru BEC, taki jak system Analox, ostrze, probówka (0,2 ml), heparyna/EDTA i wirówka (patrz Tabela materiałów).
    2. Obetnij ogon myszy CIE raz w ciągu tygodnia CIE, 30 minut przed wyłączeniem systemu parowego, aby pobrać krew do określenia BEC. Pobranie krwi może być przeprowadzone przy użyciu kilku metod w zależności od preferencji lab54.
      UWAGA: Krew zbiera się do probówek o pojemności 0,5 ml pokrytych heparyną lub EDTA (patrz Tabela materiałów).
    3. Pobrane próbki krwi należy utrzymywać w temperaturze 4 °C do czasu ich przetworzenia.
    4. Aby przetworzyć próbki, należy najpierw odwirować osocze o sile 208 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C w celu oddzielenia osocza.
    5. Określić stężenie etanolu we krwi za pomocą analizatora dawki tlenu i etanolu (patrz tabela materiałów) lub innych systemów zdolnych do określania BEC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym reprezentatywnym badaniu spożycie etanolu (g/kg) podczas 2BC raportowano w okresie bazowym oraz po tygodniach CIE (po ekspozycji na opary). Krótko mówiąc, zgodnie z opisem w protokole, podczas 2BC myszy miały dostęp do dwóch butelek: jednej zawierającej wodę i drugiej zawierającej 15% (w/v) etanolu. Po ustaleniu spożycia bazowego osobniki podzielono i równomiernie przypisano do grupy CIE lub Air. Początkowe bazowe spożycie etanolu w okresie 3 tygodni ustabilizowało się na poziomie 2,00 g/kg ± 0,21 g/kg (n = ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zaburzenia związane z używaniem alkoholu stanowią globalny problem zdrowia publicznego, który jest bardzo rozpowszechniony i kosztowny dla społeczeństwa56. Aby zbadać AUD w przedklinicznych modelach zwierzęcych, powszechną metodą u myszy jest 2BC / CIE 20,34,43,44,51,57,58,59.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Maury Cole jest właścicielem i operatorem La Jolla Alcohol Research Inc.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty National Institutes of Health (NIH) AA027301 i AA029985.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
500 probówek EppendorfEppendorfL203896J
95% etanoluDecon laboratories2816
Maszyna AnaloxInstrumenty Analox WagaAnalox-AM1
ScientificSCL-4000
Spinacze do segregatorówOffice Depot560394
myszy C57BL / 6J Wirówka do000664
Eppendorf5418R
Przewlekła przerywana komora parowaLa Jolla Alcohol Research IncMateriały na zamówienie
Heparyna/EDTASagent PharmaceuticalsTS/DRUGS/2/2015
Pościel dla myszyBed-o' Cobs8Bwypełnij butelką
Materiały wykonane na zamówienie
PirazolSigma-Aldrichbccc6397
Teklad global 18% białka (pokarm dla myszy)Teklad globalEnvigo 2018
do ważenia zwierząt Kent laboratoryjnej Jackson do picia dla myszy o głębokości 1/8 cala

Bibliografia

  1. Koob, G. F., Volkow, N. D. Neurobiology of addiction: A neurocircuitry analysis. Lancet Psychiatry. 3 (8), 760-773 (2016).
  2. Witkiewitz, K., Litten, R. Z., Leggio, L. Advances in the science and treatment of alcohol use disorder. Science Advances. 5 (9), 4043(2019).
  3. Becker, H. C. Alcohol dependence, withdrawal, and relapse. Alcohol Research and Health. 31 (4), 348-361 (2008).
  4. Becker, H. C. Effects of alcohol dependence and withdrawal on stress responsiveness and alcohol consumption. Alcohol Research. 34 (4), 448-458 (2012).
  5. Erickson, E. K., Grantham, E. K., Warden, A. S., Harris, R. A. Neuroimmune signaling in alcohol use disorder. Pharmacology, Biochemistry, and Behavior. 177, 34-60 (2019).
  6. Aalsma, M., et al. Adolescent suicide assessment and management in primary care. BMC Pediatrics. 22 (1), 389(2022).
  7. Grant, B. F., et al. Epidemiology of DSM-5 alcohol use disorder: Results from the National Epidemiologic Survey on Alcohol and Related Conditions III. JAMA Psychiatry. 72 (8), 757-766 (2015).
  8. Helle, A. C., Watts, A. L., Trull, T. J., Sher, K. J. Alcohol use disorder and antisocial and borderline personality disorders. Alcohol Research. 40 (1), (2019).
  9. Luderer, M., Ramos Quiroga, J. A., Faraone, S. V., Zhang James, Y., Reif, A. Alcohol use disorders and ADHD. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 128, 648-660 (2021).
  10. Ribadier, A., Varescon, I. Anxiety and depression in alcohol use disorder individuals: The role of personality and coping strategies. Substance Use and Misuse. 54 (9), 1475-1484 (2019).
  11. McHugh, R. K., Weiss, R. D. Alcohol use disorder and depressive disorders. Alcohol Research. 40 (1), (2019).
  12. Le Berre, A. P. Emotional processing and social cognition in alcohol use disorder. Neuropsychology. 33 (6), 808-821 (2019).
  13. Sontate, K. V., et al. Alcohol, aggression, and violence: From public health to neuroscience. Frontiers in Psychology. 12, 699726(2021).
  14. Prescrire International. Alcohol withdrawal syndrome: how to predict, prevent, diagnose and treat it. Prescrire International. 16 (87), 24-31 (2007).
  15. Mendelson, J. H. The effect of Alcohol on the nervous system. Alcohol Health and Research World. 19 (1), 28-29 (1995).
  16. Murray, T. D., Berger, A. Alcohol withdrawal. Virginia Medical Quarterly. 124 (3), 184-187 (1997).
  17. Fama, R., et al. Memory impairment in alcohol use disorder is associated with regional frontal brain volumes. Drug and Alcohol Dependence. 228, 109058(2021).
  18. Kopelman, M. D. The Korsakoff syndrome. British Journal of Psychiatry. 166 (2), 154-173 (1995).
  19. Griffin, W. C. Alcohol dependence and free-choice drinking in mice. Alcohol. 48 (3), 287-293 (2014).
  20. Griffin, W. C., Lopez, M. F., Yanke, A. B., Middaugh, L. D., Becker, H. C. Repeated cycles of chronic intermittent ethanol exposure in mice increases voluntary ethanol drinking and ethanol concentrations in the nucleus accumbens. Psychopharmacology. 201 (4), 569-580 (2009).
  21. Kimbrough, A., et al. CRF(1) receptor-dependent increases in irritability-like behavior during abstinence from chronic intermittent ethanol vapor exposure. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 41 (11), 1886-1895 (2017).
  22. Kimbrough, A., et al. Brain-wide functional architecture remodeling by alcohol dependence and abstinence. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (4), 2149-2159 (2020).
  23. O'Dell, L. E., Roberts, A. J., Smith, R. T., Koob, G. F. Enhanced alcohol self-administration after intermittent versus continuous alcohol vapor exposure. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 28 (11), 1676-1682 (2004).
  24. Pleil, K. E., et al. Effects of chronic ethanol exposure on neuronal function in the prefrontal cortex and extended amygdala. Neuropharmacology. 99, 735-749 (2015).
  25. Warden, A. S., et al. Microglia control escalation of drinking in alcohol-dependent mice: Genomic and synaptic drivers. Biological Psychiatry. 88 (12), 910-921 (2020).
  26. Gilpin, N. W., Koob, G. F. Neurobiology of alcohol dependence: Focus on motivational mechanisms. Alcohol Research and Health. 31 (3), 185-195 (2008).
  27. Kreifeldt, M., et al. Central amygdala corticotropin-releasing factor neurons promote hyponeophagia but do not control alcohol drinking in mice. Molecular Psychiatry. 27 (5), 2502-2513 (2022).
  28. Sidhu, H., Kreifeldt, M., Contet, C. Affective disturbances during withdrawal from chronic intermittent ethanol inhalation in C57BL/6J and DBA/2J male mice. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 42 (7), 1281-1290 (2018).
  29. Kononoff, J., et al. Systemic and intra-habenular activation of the orphan G protein-coupled receptor GPR139 decreases compulsive-like alcohol drinking and hyperalgesia in alcohol-dependent rats. eNeuro. 5 (3), (2018).
  30. Avegno, E. M., et al. Central amygdala circuits mediate hyperalgesia in alcohol-dependent rats. Journal of Neuroscience. 38 (36), 7761-7773 (2018).
  31. de Guglielmo, G., et al. Recruitment of a neuronal ensemble in the central nucleus of the amygdala is required for alcohol dependence. Journal of Neuroscience. 36 (36), 9446-9453 (2016).
  32. Liang, J., et al. Chronic intermittent ethanol-induced switch of ethanol actions from extrasynaptic to synaptic hippocampal GABAA receptors. Journal of Neuroscience. 26 (6), 1749-1758 (2006).
  33. Becker, H. C. Animal models of alcohol withdrawal. Alcohol Research and Health. 24 (2), 105-113 (2000).
  34. Kimbrough, A., Kim, S., Cole, M., Brennan, M., George, O. Intermittent access to ethanol drinking facilitates the transition to excessive drinking after chronic intermittent ethanol vapor exposure. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 41 (8), 1502-1509 (2017).
  35. Koob, G. F., Colrain, I. M. Alcohol use disorder and sleep disturbances: A feed-forward allostatic framework. Neuropsychopharmacology. 45 (1), 141-165 (2020).
  36. Becker, H. C., Lopez, M. F. An animal model of alcohol dependence to screen medications for treating alcoholism. International review of neurobiology. 126, 157-177 (2016).
  37. Sharpe, A. L., Tsivkovskaia, N. O., Ryabinin, A. E. Ataxia and c-Fos Expression in Mice Drinking Ethanol in a Limited Access Session. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 29, 1419-1426 (2005).
  38. Koob, G. F. Alcoholism: allostasis and beyond. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 27 (2), 232-243 (2003).
  39. Chen, Y. C., Holmes, A. Effects of Topiramate and Other Anti-Glutamatergic Drugs on the Acute Intoxicating Actions of Ethanol in Mice: Modulation by Genetic Strain and Stress. Neuropsychopharmacol. 34, 1454-1466 (2009).
  40. Risher, M. L., et al. Long-term effects of chronic intermittent ethanol exposure in adolescent and adult rats: Radial-arm maze performance and operant food reinforced responding. PLoS One. 8 (5), e62940(2013).
  41. Van Skike, C. E., Novier, A., Diaz-Granados, J. L., Matthews, D. B. The effect of chronic intermittent ethanol exposure on spatial memory in adolescent rats: The dissociation of metabolic and cognitive tolerances. Brain Research. 1453, 34-39 (2012).
  42. Ho, A. M., et al. Chronic intermittent ethanol exposure alters behavioral flexibility in aged rats compared to adult rats and modifies protein and protein pathways related to Alzheimer's disease. ACS Omega. 7 (50), 46260-46276 (2022).
  43. Piggott, V. M., Lloyd, S. C., Perrine, S. A., Conti, A. C. Chronic intermittent ethanol exposure increases ethanol consumption following traumatic stress exposure in mice. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 14, 114(2020).
  44. Quijano Carde, N. A., De Biasi, M. Behavioral characterization of withdrawal following chronic voluntary ethanol consumption via intermittent two-bottle choice points to different susceptibility categories. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 46 (4), 614-627 (2022).
  45. Rimondini, R., Arlinde, C., Sommer, W., Heilig, M. Long-lasting increase in voluntary ethanol consumption and transcriptional regulation in the rat brain after intermittent exposure to alcohol. FASEB Journal. 16 (1), 27-35 (2002).
  46. Becker, H. C. Influence of stress associated with chronic alcohol exposure on drinking. Neuropharmacology. 122, 115-126 (2017).
  47. Zhao, Y., Weiss, F., Zorrilla, E. P. Remission and resurgence of anxiety-like behavior across protracted withdrawal stages in ethanol-dependent rats. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 31 (9), 1505-1515 (2007).
  48. Becker, H. C., Lopez, M. F. Increased ethanol drinking after repeated chronic ethanol exposure and withdrawal experience in C57BL/6 mice. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 28 (12), 1829-1838 (2004).
  49. Kreifeldt, M., Le, D., Treistman, S. N., Koob, G. F., Contet, C. BK channel beta1 and beta4 auxiliary subunits exert opposite influences on escalated ethanol drinking in dependent mice. Frontiers in Integrative Neuroscience. 7, 105(2013).
  50. Pringuey, D., et al. Comorbidity of affective disorders and alcohol use disorder. Encephale. 40, S3-S7 (2014).
  51. Okhuarobo, A., et al. A novel mouse model for vulnerability to alcohol dependence induced by early-life adversity. Neurobiology of Stress. 13, 100269(2020).
  52. Dilley, J. E., Nicholson, E. R., Fischer, S. M., Zimmer, R., Froehlich, J. C. Alcohol drinking and blood alcohol concentration revisited. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 42 (2), 260-269 (2018).
  53. Feierman, D. E., Cederbaum, A. I. Oxidation of the alcohol dehydrogenase inhibitor pyrazole to 4-hydroxypyrazole by microsomes. Effect of cytochrome P-450 inducing agents. Drug Metabolism and Disposition. 15 (5), 634-639 (1987).
  54. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
  55. Armstrong, R. A. When to use the Bonferroni correction. Ophthalmic and Physiological Optics. 34 (5), 502-508 (2014).
  56. Rehm, J., et al. Alcohol use disorders in primary health care: What do we know and where do we go. Alcohol and Alcoholism. 51 (4), 422-427 (2016).
  57. Gorini, G., Roberts, A. J., Mayfield, R. D. Neurobiological signatures of alcohol dependence revealed by protein profiling. PLoS One. 8 (12), e82656(2013).
  58. Frie, J. A., Khokhar, J. Y. An open source automated two-bottle choice test apparatus for rats. HardwareX. 5, 00061(2019).
  59. Smith, R. J., et al. Dynamic c-Fos changes in mouse brain during acute and protracted withdrawal from chronic intermittent ethanol exposure and relapse drinking. Addiction Biology. 25 (6), e12804(2020).
  60. Sachdeva, A., Choudhary, M., Chandra, M. Alcohol withdrawal syndrome: Benzodiazepines and beyond. Journal of Clinical and Diagnostic Research. 9 (9), (2015).
  61. Huitron-Resendiz, S., et al. Effects of withdrawal from chronic intermittent ethanol exposure on sleep characteristics of female and male mice. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 42 (3), 540-550 (2018).
  62. Gatch, M. B., Lal, H. Effects of ethanol and ethanol withdrawal on nociception in rats. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 23 (2), 328-333 (1999).
  63. Saitz, R. Introduction to alcohol withdrawal. Alcohol Health and Research World. 22 (1), 5-12 (1998).
  64. Emmerson, R. Y., Dustman, R. E., Shearer, D. E., Chamberlin, H. M. EEG, visually evoked and event related potentials in young abstinent alcoholics. Alcohol. 4 (4), 241-248 (1987).
  65. Gauvin, D. V., Youngblood, B. D., Holloway, F. A. The discriminative stimulus properties of acute ethanol withdrawal (hangover) in rats. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 16 (2), 336-341 (1992).
  66. George, O., Le Moal, M., Koob, G. F. Allostasis and addiction: Role of the dopamine and corticotropin-releasing factor systems. Physiology and Behavior. 106 (1), 58-64 (2012).
  67. Koob, G. F., Le Moal, M. Addiction and the brain antireward system. Annual Review of Psychology. 59, 29-53 (2008).
  68. Koob, G. F., Le Moal, M. Drug addiction, dysregulation of reward, and allostasis. Neuropsychopharmacology. 24 (2), 97-129 (2001).
  69. Nieto, S. J., Grodin, E. N., Aguirre, C. G., Izquierdo, A., Ray, L. A. Translational opportunities in animal and human models to study alcohol use disorder. Translational Psychiatry. 11 (1), 496(2021).
  70. Kuhns, L., Kroon, E., Lesscher, H., Mies, G., Cousijn, J. Age-related differences in the effect of chronic alcohol on cognition and the brain: A systematic review. Translational Psychiatry. 12 (1), 345(2022).
  71. Becker, H. C., Mulholland, P. J. Neurochemical mechanisms of alcohol withdrawal. Handbook of Clinical Neurology. 125, 133-156 (2014).
  72. Chen, M. M., et al. Intoxication by intraperitoneal injection or oral gavage equally potentiates postburn organ damage and inflammation. Mediators of Inflammation. , 971481(2013).
  73. Livy, D. J., Parnell, S. E., West, J. R. Blood ethanol concentration profiles: A comparison between rats and mice. Alcohol. 29 (3), 165-171 (2003).
  74. Jin, L., Batra, S., Jeyaseelan, S. Diminished neutrophil extracellular trap (NET) formation is a novel innate immune deficiency induced by acute ethanol exposure in polymicrobial sepsis, which can be rescued by CXCL1. PLoS Pathogens. 13 (9), e1006637(2017).
  75. Crabbe, J. C., Harris, R. A., Koob, G. F. Preclinical studies of alcohol binge drinking. Annals of the New York Academy of Sciences. 1216, 24-40 (2011).
  76. Blomstrand, R., et al. Pyrazoles as inhibitors of alcohol oxidation and as important tools in alcohol research: An approach to therapy against methanol poisoning. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 76 (7), 3499-3503 (1979).
  77. Domi, A., Stopponi, S., Domi, E., Ciccocioppo, R., Cannella, N. Sub-dimensions of alcohol use disorder in alcohol preferring and non-preferring rats, a comparative study. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 13, 3(2019).
  78. de Guglielmo, G., et al. Voluntary and forced exposure to ethanol vapor produces similar escalation of alcohol drinking but differential recruitment of brain regions related to stress, habit, and reward in male rats. Neuropharmacology. 222, 109309(2023).
  79. Haggerty, D. L., et al. The role of anterior insular cortex inputs to dorsolateral striatum in binge alcohol drinking. Elife. 11, 77411(2022).
  80. Slivicki, R. A., et al. Oral oxycodone self-administration leads to features of opioid misuse in male and female mice. Addiction Biology. 28 (1), e13253(2023).
  81. Godynyuk, E., Bluitt, M. N., Tooley, J. R., Kravitz, A. V., Creed, M. C. An open-source, automated home-cage sipper device for monitoring liquid ingestive behavior in rodents. eNeuro. 6 (5), (2019).
  82. Simpson, S., et al. The hidden brain: Uncovering previously overlooked brain regions by employing novel preclinical unbiased network approaches. Frontiers in Systems Neuroscience. 15, 595507(2021).
  83. Smith, L. C., Kimbrough, A. Leveraging neural networks in preclinical alcohol research. Brain Sciences. 10 (9), 578(2020).
  84. Hwa, L., Besheer, J., Kash, T. Glutamate plasticity woven through the progression to alcohol use disorder: A multi-circuit perspective. F1000Research. 6, 298(2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model zale no ci od alkoholuparadygmat CIEzachowanie myszy podczas piciast enie etanolu we krwiobjawy odstawienneprzedkliniczny model AUDkomora parowa
Przewlekła przerywana ekspozycja na opary etanolu w połączeniu z wyborem dwóch butelek w celu modelowania zaburzeń związanych z używaniem alkoholu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.